移植模型是免疫学研究的宝贵工具，往往需要外科专业知识。在这里，我们提出了一个可行的方法，在大鼠的异位心和心脏肌肉细胞移植。通过突出和简化我们模型的所有关键步骤，没有手术背景的研究人员应该能够在合理的时间内掌握这个模型。
这两种移植模型都提供了对耐受和排斥机制的宝贵见解，并可应用于各种物种。我们有很多经验，教这个模型给个人没有事先的手术培训。在学习了关键步骤后，我们建议对死去的动物保持耐心和足够的练习。
对于供体心脏外植，在确认对麻醉7至22周大大鼠供体动物踏板反射缺乏反应后，应用眼部润滑剂，使用机械剪子去除腹部和胸毛。将大鼠放在加热基座上的上点位置，用弹性带固定操作台底部的四肢。用70%乙醇对裸露的皮肤进行消毒，并进行中位腹腔切除术。
将缩回器插入切口，并使用灭菌棉签将肠子调动到捐赠者左侧，以暴露劣质的维纳卡瓦。接下来，穿刺劣质的维纳卡瓦，允许静脉注射500国际单位的肝素溶解在一毫升的冰冷同位素盐水溶液中。使用棉签用轻压缩针缩回针头后，停止被刺穿地点的出血。
将隔膜化，对捐赠者的两侧进行侧胸切除术，并固定胸壁。使用两个微针架钝制备，去除心绞痛和虚神经。对于排泄，将腹部血管转开，将探针的钝枝插入横向心缘鼻窦中。
使用压缩解剖上升的主动脉和肺动脉尽可能在心脏的光冠牵引下。将单个 5-0 连结字围绕上优和劣质的静脉和肺静脉，并尽可能用多处拧紧连结步骤。将组织后向连结分离并提取心脏。
要使被移植的心脏被移植，使用静脉导管中的18个量表管冲洗30毫升的冰冷，同位素盐水溶液，辅以1000国际单位的肝素通过上升主动脉和肺动脉，然后将心脏放在15毫升的盐水溶液在冰上。在准备了10至14周大的接受大鼠刚刚演示后，将肠道动员到接收者左上角，进行温暖、湿润的压缩。并调整手术显微镜或足够的替代方案。
在调动十二指肠和近角后，分别使用五至七个全放大倍率，使用棉签和钝解剖来暴露腹主动脉和劣质的维纳卡瓦。使用两个微型针架提升腹部血管而不损伤腰椎静脉，将 Cooley 血管夹放在血管上。使用 30 至 45 度拱形 27 量表管刺穿腹部血管。
并使用波茨剪刀将穿刺部位放大成与捐赠血管流明大小相匹配的纵向切口。为了去除血块和防止术后血栓形成，用盐水将血管渗透，并放入坐点。使用两个简单的中断 8 - 0单丝不可松吸的缝合线，将供体提升主动脉固定到纵向切口的颅角和骨角的接受者腹主动脉。
用接受者的腹部主动脉对捐赠者的上主动脉进行原子化，在以8-0运行进行前半部分的阿托莫病时，将移植物放在接受者血管的右侧单丝缝合线。然后将移植物放在接受者血管的左侧，并进行下半部分的阿托莫病。以类似的方式将供体肺动脉固定到劣质的静脉道，在颅角和颅角有两个角结。
在每个角落固定有结的捐赠血管后，从容器的外侧到容器内侧缝一针，以运行动脉瘤的上半部分的宫内结。在绑下缝合线之前，先从内部到外面再缝一针。为了防止在完成下半部分的结后外周栓塞，在紧固下半部分的结之前用盐水冲洗动脉瘤。
在两个麻醉剂周围放置止血纱布，并小心释放 Cooley 血管夹，以便进行移植再灌注。用轻压缩和消毒棉签管理任何出血。大约60秒后，心脏应该开始跳动。
小心地更换肠道，用单独的连续 3-0 多丝线线缝合线关闭腹部筋膜和皮肤。在适当的实验时间点，收获一个捐赠的老鼠心脏，如证明，并使用无菌手术刀或无菌剪刀粉碎心脏成三由三毫米碎片。在37摄氏度下，每毫升胶原酶补充0.5毫克，在37摄氏度下消化20毫升培养基的片段，30分钟。
在消化结束时，将组织添加到大孔筛中，同时去除培养培养。加入5至10毫升的同位素盐水溶液，通过筛子对组织浆料进行应变。离心两次细胞悬浮液后，通过40微米细胞滤株过滤。
用5至10毫升的同位素盐水溶液冲洗过滤器，收集任何剩余的细胞。离心后，以每毫升5倍10的浓度将分离的大鼠心脏细胞重新在盐水溶液中，再增。用细胞溶液加载一毫升注射器，将麻醉受援动物放在侧向位置，目标耳朵朝上。
用手指和双面胶带固定耳朵，并使用 27 量表管皮下将 20 微升的心脏肌肉细胞溶液注射到视觉毛细血管附近到接受者的耳朵中。经过适当的实验观察期，提取排空的颈椎淋巴结，进行适当的下游兴趣分析。合成移植存活长达100天，没有移植失败的迹象。
特定的供体-接受者组合可能导致异位心脏移植排斥速度的不同。被排斥心脏的低温分段显示免疫效应细胞的渗透增加，而合成移植物基本上没有免疫细胞。子宫颈淋巴切除术和口服心肌细胞注射后排出淋巴结细胞的再刺激测定揭示了异位性心脏组织在异位移植接受者中独特的菌株特异性免疫反应，值得进一步免疫学分析，如细胞因子分析。
插入和提取针头时，请小心处理容器。不要太注意缝合线，以防止狭窄。不要为每次动脉瘤缝针太多。
