Die Messung der Antikörper Auswirkungen auf zelluläre Funktion von isolierten Kardiomyozyten

Lars G. Eckerle; Stephan B. Felix; Lars R. Herda

doi:10.3791/4237

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In diesem Artikel

Zusammenfassung
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Zusammenfassung

Die vorgestellte Methode bietet eine Möglichkeit, funktionelle wirksame kardiotropen Autoantikörpern im Plasma von Patienten mit dilatativer Kardiomyopathie erfassen, unabhängig von dem spezifischen Antigen, durch Analyse der Auswirkung der isolierten Immunglobulin Patienten auf zelluläre Backfett und intrazellulärem Calcium in isolierter Transienten Rattenkardiomyozyten.

Zusammenfassung

Die dilatative Kardiomyopathie (DCM) ist eine der Hauptursachen für Herzinsuffizienz bei jüngeren Erwachsenen ^1. Obwohl genetische Disposition und Exposition gegenüber toxischen Substanzen Ursachen für diese Erkrankung in etwa einem Drittel der Patienten bekannt sind, bleibt der Ursprung der DCM weitgehend unklar. In einer beträchtlichen Anzahl dieser Patienten haben Autoantikörper gegen kardiale Epitope erkannt und stehen im Verdacht, eine entscheidende Rolle bei der Entstehung und Progression der Erkrankung ^2,3 spielen. Die Bedeutung der kardialen Autoantikörper wird durch eine hämodynamische Verbesserung DCM-Patienten nach der Eliminierung von Autoantikörpern durch Immunadsorption ^3-5 beobachtet unterstrichen. Eine Vielzahl von spezifischen Antigenen wurden bereits identifiziert und ^2,3 Antikörper gegen diese Ziele können durch Immunoassays nachgewiesen werden. Allerdings können diese Assays nicht zwischen Stimulierung (und daher funktionell wirksame) und Blockieren Autoantikörpern diskriminieren. Es gibt immer mehr evidence, dass diese Unterscheidung wichtig ^6,7 ist. Es kann auch angenommen werden, dass die Ziele für eine Reihe von Antikörpern kardiotropen noch unidentifizierten und daher nicht durch Immunoassays nachgewiesen werden können. Daher haben wir ein Verfahren zum Nachweis von funktionell aktiven Antikörpern kardiotropen, unabhängig von ihrer jeweiligen Antigen. Der Hintergrund für das Verfahren ist die hohe Homologie der Regel für funktionelle Bereiche der kardialen Proteinen in Säugern zwischen ^8,9 beobachtet. Dies deutet darauf hin, dass Antikörper gegen menschliches Herz-Antigene gerichtet wird mit nicht-humanen Zielzellen, die Prüfung von IgG aus DCM ermöglicht Patienten an adulten Rattenkardiomyozyten kreuzreagieren. Unsere Methode besteht aus 3 Schritten: Zunächst IgG aus Patientenplasma mit Sepharose gekoppelten anti-IgG-Antikörper aus Immunadsorption Spalten (PlasmaSelect, Teterow, Deutschland) isoliert. Zweitens adulten Kardiomyozyten durch Kollagenase Perfusion in einem Langendorff Perfusionsapparatur mit ap isoliertROTOKOLLS aus früheren Werken ^10,11 modifiziert. Die erhaltenen Kardiomyozyten an Laminin beschichteten Deckgläsern gekammerten befestigt und gefärbt mit Fura-2, ein Calcium-selektiven Fluoreszenzfarbstoff, der leicht in die Zelle gebracht werden kann, um die intrazelluläre Calcium beobachten (Ca ^{2 +)-Inhalt 12.} Im letzten Schritt wird die Wirkung der Patient auf dem IgG Zellverkürzung und Ca ^{2 +} Transienten Feld stimuliert Kardiomyozyten wird online unter Verwendung eines kommerziellen Myozyten Calcium und Kontraktilität Überwachungssystem (IonOptix, Milton, MA, USA), die mit einer Standard-inversen fluoreszierenden überwachten Mikroskop.

Protokoll

Ein. IgG Isolation aus Patientenproben

Bereiten Mini-Immunadsorption Spalten, indem 3 ml anti-IgG-Sepharose pro 2 ml Patienten EDTA-Plasma in ein leeres Econo Pac Spalte. IgG Isolation erfordert mindestens 2 ml Patientenplasma.
Legen Sie einen Filter auf der Anti-IgG Sepharose, schnitt den unteren Spitze der Kolonne und drücken Sie die Filter, um eine Flussrate von ca. 1 Tropfen / sec erreichen. Lassen Sie die Konservierungslösung aus der Säule laufen.
Die Säule wird mit 3 Volumen 0,9% NaCl pro Volumen des Plasmas.
Pipettieren das Plasma auf der Säule. Wenn das Plasma vollständig in der anti-IgG Sepharose eingetaucht, mit dem gleichen Volumen 0.9% NaCl waschen.
Pipette ein Plasma-Volumen von 0,2 M Glycin-HCl, pH 2,8 auf der Säule und lassen eintauchen in die Sepharose. Hinzufügen Volumen von Glycin-HCl auf die Säule. Sammeln des Durchflusses durch in einem 15 ml Röhrchen und den pH auf 7,3 mit 0,5 M Tris-HCl, pH 8,0.
Um die Säule zu regenerieren, Mit 3 Plasmavolumen Glycin-HCl waschen. Nach einer letzten Waschung mit 2 Volumina 0,9% NaCl, kann die Säule für die nächste Plasmaprobe verwendet werden. Alternativ kann die Säule mit Konservierungslösung gefüllt werden und bei 4 - 8 ° C für bis zu 4 Wochen.
Für den Einsatz auf Kardiomyozyten hat die gesammelten IgG-Fraktion gegen experimentelle Puffer (EB) dialysiert werden. Für die Herstellung von EB, fügen Sie 117 mM NaCl, 2,8 mM KCl, 0,6 mM MgCl _2, 1,2 mM KH ₂ PO _4, 1,2 mM CaCl _2, 10 mM HEPES und 20 mM Glucose in 1 L destilliertem Wasser auf einem Magnetrührer und pH-Wert bis 7,3.
Füllen die IgG-Fraktion zu einem Celluloseester Dialysemembran Rohr mit einem Molekulargewichtsausschluß von 100 kDa geschnitten. Legen Sie den Schlauch in 1 L EB und rühren langsam mit einem Magnetrührer bei 4 ° C. Nach 8 Stunden, übertragen Sie den Dialyseschlauch in 3 L von frischem EB und Dialyse für weitere 20 h bei 4 ° C.
Nach Dialyse, Hitze die Probe 30 min bei 57 ° C in einem Wasserbad auf inaktivierte Komplementfaktoren. Bestimmen Gesamt-IgG-Konzentration und bereiten Aliquots mit 330 ug IgG jeder. Beim Hinzufügen der Probe auf Kardiomyozyten für die Messung (Schritt 4,3), füllen die Aliquots zu 1 ml mit EB. Das unverwässerte Aliquots bei -20 ° C bis zur weiteren Verwendung gelagert werden.

2. Isolierung von Rattenkardiomyozyten

Zur Herstellung von Ca ^{2 +-freiem} Puffer Isolierung (IB), add 110 mM NaCl, 2,6 mM KCl, 1,2 mM MgSO _4, 1,2 mM KH ₂ PO _4, 20 mM HEPES und 11 mM Glucose zu 1 l destilliertem Wasser mit Hilfe eines Magnetrührers Rührer. Der pH-Wert auf 7,4 bei Raumtemperatur und durch ein 0,2 um Flasche Top-Filter für die Sterilisation.
Füllen Sie 80 ml des IB in der oberen Reservoir einer thermostatisierten Langendorff-Perfusion System. Passen Thermostateinstellungen, um einen Puffer von 37 ° C zu halten und zu belüften Puffer mit 95% O _2/5% CO ₂ für 30 min.
Wiegen etwa 10.000 - 12.000 U collagenase Typ II, 175 mg fettsäurefrei BSA und in 20 ml IB mit 22,5 ul einer 100 mM CaCl ₂ Stammlösung aufzulösen. Steuerung des pH-Wertes des Puffers Isolierung in das obere Reservoir und bei Bedarf justieren.
Betäuben eine Wistarratten von 175 - 200 g mit 375 ug / kg Körpergewicht Thiopental. Fügen 2500 IU Heparin Thiopental Lösung. Nach Thorakotomie, Verbrauchssteuern Herzen vorsichtig mit einer intakten Aortenbogen und übertragen sie in eiskalter 0,9% NaCl. Reinigen des Herzens aus Blut und umgebendem Gewebe und Transfer zum frischen 0,9% NaCl. Setzen Sie die Aorta, öffnen Sie das Flow Reduzierer des Langendorff System ein Fallenlassen Geschwindigkeit 2-3/sec zu erhalten und befestigen Sie das Herz der Kanüle.
Perfundieren das Herz für bis zu 3 Minuten mit einer Flussrate von 1 Tropfen / sec auszuwaschen restlichen Blut. Start, um die IB in der Langendorff System zirkulieren. Entfernen 20 ml Puffer vom oberen Reservoir, in dem Kollagenaselösung und Nachfüllung soviel Puffer als erforderlich, um 80 ml zu erreichen füllen. Circulate die c ollagenase Lösung für weitere 27 min. Durchfluss sollte regelmäßig kontrolliert werden und bei 1 Tropfen / sec mit dem Flow Reduzierer gepflegt.
Lösen Sie das Herz aus der Kanüle, sauber von Atrien und Aorta und hacken in kleine Stücke schneiden. Lassen Sie die Kollagenaselösung in das untere Reservoir laufen, verringern Sie die Lautstärke auf ein Maximum von 40 ml und weitere verdauen die gehackten Ventrikel für 10 - 15 min unter ständiger Belüftung mit 95% O _2/5% CO _2. Anschließend filtern die Zellsuspension durch ein 200 um Maschenweite Gaze in ein 50 ml-Röhrchen.
Wiederherstellen der Ca ^{2 +-Gehalt} der Zellen in 3 Schritten: zentrifugieren Zellsuspension bei 43 xg für 2 min bei Raumtemperatur und resuspendieren Zellen in 10 ml IB mit 200 uM CaCl _2. Zentrifugieren und resuspendieren Zellen in 10 ml IB mit 500 uM CaCl _2. Nach einer letzten Zentrifugation resuspendieren Kardiomyozyten in sterilfiltriert EB (siehe 1.8) bis zu einer Dichte von 50.000 Zellen / ml.

e_title "> 3. Fura-2 Färbung von Kardiomyozyten

Coat a 4 gut gekammert Deckglas mit 10 ug Laminin pro Vertiefung und warten, bis sie vollständig getrocknet ist.
Füllen 1 ml der Suspension in Kardiomyozyten jeder Vertiefung unter Verwendung einer Mikropipette mit einem Schnitt Spitze. Damit die Zellen für 1 Stunde bei Raumtemperatur zu halten.
Verdünnen Sie 10 ul der 1 mg / ml Fura-2 AM Stammlösung in 5 ml EB. Halten Sie die Färbelösung im Dunkeln.
Take off Puffer und ungebundene Zellen aus dem Deckglas und Pipette 0,5 ml der Färbelösung in jedes Well. Inkubieren Sie die Zellen für 10 min unter mäßigem Schütteln. Anschließend nehmen Sie die Färbelösung, waschen Sie die Zellen einmal mit 1 ml EB und schließlich füllen 0,5 ml EB in jedes Well. Vermeiden Sie direktes Licht während der Färbung und immer die gefärbten Zellen im Dunkeln.

4. Recording of Cell Verkürzung und Ca ^{2 +} Transienten

Setzen Sie den Kammern Deckglas auf einem inversen Fluoreszenzmikroskop microscope einem Myozyten Calcium und Kontraktilität Aufzeichnungssystem verbunden. Positionieren Sie eine maßgeschneiderte Elektrode mit einem Zustrom und Abfluss Rohr in die erste Vertiefung. Superfuse Kardiomyozyten mit 1 ml / min EB und starten Sie die elektrische Stimulation (20 V, 1 Hz, 5 ms Dauer). Damit die Zellen auf die Stimulation für ca. 2 min anzupassen.
Wählen Sie eine intakte stabförmigen Kardiomyozyten mit klaren Streifenbildung und ständige Kontraktion. Positionieren Sie die Zelle in der Mitte des Gesichtsfeldes und öffnen Sie die Kamera-Kanal. Orientieren Sie die Zelle horizontal im Video-Bereich durch Drehen der Zelle Framing-Adapter und das Bewegen des Mikroskops.
Passen Sie die Kantenerkennung Bedienelemente des Video-Bereich (Abbildung 2), öffnen Sie das fluoreszierende Kanal und Aufnahme von 10 bis 15 Kontraktionen, um die anfängliche Zellverkürzung und Ca ^{2 +} transiente erhalten.
Schließen Sie das Mikroskop Lichtkanal zu vermeiden Bleichen der Fluoreszenz Fleck. Schalten Sie den Strom durch von EB auf die ProbeBypass mit einem 3-Wege-Ventil und superfuse Kardiomyozyten mit 1 ml Patienten IgG. Stoppen Sie die Pumpe kurz vor Luft die auch erreicht.
Öffnen Sie den Lichtkanal und aufzeichnen weitere 10 bis 15 Kontraktionen der akuten Zell-Antwort zu erhalten. Die Aufnahme zu unterbrechen und schließen Sie den Lichtkanal wieder. Wiederholen Sie die Aufnahme nach 2 und 5 min.
Nehmen Sie die Elektrode aus dem Brunnen. Reinigen Sie die Rohre gründlich mit EB und fahren Sie mit der nächsten Vertiefung der Kammern Deckglas.
Analysieren Sie die Zellverkürzung und Ca ^{2 +} transient mit dem IonWizard Software mit dem "Edge-Length/Length" und die "Fura 2-Numeric abgezogen / Ratio"-Fenster sind. Berechnen der prozentualen Änderung von dem anfänglichen Zellverkürzung und Ca ^{2 +} Transienten der Peakhöhe bezogen auf den Ausgangswert (bl% Spitze h) für die akute, die 2 min und 5 min der Reaktion.