Rattenmodell der Leber Partition zuordnen und Pfortader Ligation inszenierten Hepatektomie (ALPPS) Verfahren

Zusammenfassung

Induktion schnelle Leber Hypertrophie mit Leber-Partition zuordnen und Pfortader Ligatur für eine Hepatektomie bereitgestellt wurde (ALPPS) für die Resektion von borderline entfernbaren Lebertumoren vorgeschlagen. Dieses Modell kann schnelle Hypertrophie Mechanismen aufzuklären und ermöglicht die Prüfung von Betäubungsmitteln, die fördern oder blockieren die Beschleunigung der Regeneration.

Zusammenfassung

Aktuelle klinische Daten unterstützen ein aggressives chirurgisches Vorgehen zu primären und metastatischen Tumoren der Leber. Für einige Indikationen wie kolorektalen Lebermetastasen die Menge des Lebergewebes zurückgelassen, nachdem Leber Resektion der wichtigste begrenzende Faktor Resectability der große oder mehrere Tumoren der Leber geworden ist. Eine minimale Menge an Funktionsgewebe ist erforderlich, um zu vermeiden, die schwere Komplikation des Post-Hepatektomie Leberversagen, die hohe Morbidität und Mortalität hat. Induktion Leber Wachstum des zukünftigen Überrestes vor Resektion hat mehr in der Leberchirurgie, entweder in Form der Pfortader Embolisation von interventionellen Radiologen oder in Form von Pfortader Ligatur mehrere Wochen vor der Resektion etabliert. Vor kurzem zeigte sich, dass die Leberregeneration ist umfangreicher und schneller, wenn die parenchymatösen Durchtrennung Pfortader Ligatur in einem ersten Schritt, und dann, nach nur einer Woche des Wartens, Resektion durchgeführt in einer zweiten Phase (Zuordnen von Leber Partition hinzugefügt wird und Pfortader Ligatur für bereitgestellt Hepatektomie = ALPPS). ALPPS ist schnell auf der ganzen Welt populär geworden, aber seine hohe Perioperative Mortalität kritisiert worden. Der Mechanismus der beschleunigten und umfangreiche Wachstum induziert durch dieses Verfahren ist nicht gut verstanden worden. Tiermodelle wurden entwickelt, um die physiologischen und molekularen Mechanismen der beschleunigten Leberregeneration in ALPPS zu erkunden. Dieses Protokoll stellt eine Rattenmodell, die mechanistische Erforschung der beschleunigte Regeneration ermöglicht.

Einleitung

Es begrenzt die Größe der Leber Überrest der Resectability von Tumoren der Leber. ¹ im Allgemeinen, wenn weniger als 25 % Leber Gewebe zurückbleibt, der Patient ist erhöhtes Risiko für Tod durch akutes Leberversagen aufgrund des Fehlens der metabolischen Funktion für den gesamten Organismus ("zu klein für die Größe-Syndrom"). ² diese Post-Hepatektomie Leberversagen ist die verheerendsten Komplikation nach der Leber Resektion. Daher haben Ärzte versucht, Leberregeneration vor der Resektion der Leber durch die Manipulation des Fluss der die Pfortader zu induzieren. ³ es wurde festgestellt, dass sobald die Pfortader verdeckt ist, der restliche Teil mit Pfortader Fluss beginnt mit einer langsamen Rate wachsen, und bis zu 60 % in der Größe dadurch kann. ⁴ chirurgische Ligatur⁵ oder interventionelle Pfortader Okklusion haben beide klinisch nachgewiesen. ⁴ die Zunahme Volumen und Funktion der Leber ist zuverlässig, aber die Wachstumsrate der Leber nach Portal Okklusion nur etwa ein Fünftel ist im Vergleich zum Wachstum der Leber Überrest nach teilweise Hepatektomie. ⁶

Die notwendige Zeit für die Leber zu wachsen ist Wochen bis Monate, obwohl die Leber mit einer viel schnelleren Rate nach der Resektion regenerieren kann. Die Leber ist das einzige Organ, das wächst wieder auf den normalen Betrieb nach Entfernen eines Teils davon. ⁷ eines neuartigen Verfahrens induzierende Leberregeneration in einem ähnlichen Tempo wie nach teilweiser Hepactectomy entwickelt wurde von einer Gruppe von Chirurgen, die entdeckt, dass das Hinzufügen einer Durchtrennung zwischen den verschlossenen und nicht verdeckt Teil der Leber Leber induziert auf die gleiche Wachstumsrate als Hypertrophie, nach der Resektion der Leber, aber vor der Resektion. ⁹ das Verfahren leitet schnelle Hypertrophie von 80 % innerhalb von einer Woche in Zukunft Leber Überrest, wodurch die Resektion des umfangreichen, primär inoperablen, Leber-Tumoren innerhalb einer Woche. Die Prozedur aufgerufen wurde "Associating Partition Leber und Pfortader Ligatur für bereitgestellt Hepatektomie = ALPPS" und wurde schnell populär in der ganzen Welt. ¹⁰ mehrere Berichte unterstützt eine Erweiterung der Resectability von borderline entfernbaren Lebertumoren erreicht durch die neue Technik,¹¹ während der komplexen chirurgische Eingriff auch für seine hohe Komplikationsrate kritisiert wurde. ^{12 , 13}

Die Entwicklung von einem Nagetier und auch große Tiermodellen der langsamen und schnellen Hypertrophie hat seit der Veröffentlichung des ALPPS 2012 erlauben eine bessere histologische Charakterisierung und Verständnis der Mechanismen und Drogenwirkungen auf Test versucht wurde die unterschiedliche Wachstumsraten des Lebergewebes bei Tieren. Die erste Tiermodell entwickelt wurde einem Rattenmodell. In diesem Modell schnelle Hypertrophie nach parenchymatösen Durchtrennung zwischen dem rechten und den linken Teil der mittlere Lappen beschleunigt Regeneration des Rechts mittlere Lappens. ¹⁴ ein anderes Modell wurde später in der Maus eingeführt. In diesem Modell wurde der linke seitliche Lappen reseziert und die Pfortader Zweige zu jeder Leberlappen mit Ausnahme der linke mittlere Lappen gebunden waren. ¹⁵ In der Zwischenzeit wurden große Tiermodellen der ALPPS bei Schweinen sowie beschrieben. ¹⁶

Für die Untersuchung der physiologischen Mechanismen wie Veränderungen der Strömung und Druck in der Pfortader, Durchblutung und Sauerstoffversorgung des Lebergewebes ist der Rattenmodell überlegen, das Modell der ALPPS bei Mäusen. Ein weiterer Vorteil der Ratte über das Mausmodell ist, dass in der Rattenmodell gibt es keine Notwendigkeit für eine Resektion des linken seitlichen Lappens,¹⁵ , die die Auswirkungen der Leber Resektion mit denen der ALPPS verunreinigen kann. Die Rattenmodell im Gegensatz verringert nicht die Leber Zellmasse. Ein Schwein-Modell nutzt den rechten hinteren Lappen als des wachsenden Lappens, aber die Schwein Leber ist stark gelappt. Daher ist es schwierig, eine Durchtrennung Flugzeug in die bereits dünne Gewebe-Brücke zwischen den rechten hinteren und der rechten vorderen Lappen zu erstellen. Im Gegensatz dazu der mittlere Lappen bei Ratten bestehen aus zwei Teilen, die separat durch eine Pfortader versorgt werden und ein Parenchym Durchtrennung Flugzeug kann einfach zwischen den beiden mit mikrochirurgischen Techniken erstellt werden. Die Verfügbarkeit/kleine Tier Computertomographie (CT) oder Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT) ermöglicht die sehr genaue Quantifizierung der volumetrischen Wachstum zwischen Pfortader Ligatur allein und Pfortader Ligatur und die zusätzliche Durchtrennung, was wichtig ist für die Validierung von irgendwelchen schnellen Leber Hypertrophie.

Die hier vorgestellten Protokoll beschreibt die Operationstechnik und Verfahren für die volumetrische Validierung und physiologische Charakterisierung des Modells der langsamen und schnellen Hypertrophie nach Unterbindung der Pfortader und Pfortader Ligatur mit Durchtrennung, bzw. bei Ratten.

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Protokoll

Alle Experimente in diesem Protokoll wurden genehmigt durch die Veterinärbehörden des Kantons Zürich, Schweiz (Nr. 60/2014). Darüber hinaus wurden alle experimentellen Schritte in strikter Übereinstimmung mit den Leitlinien für Experimente mit Tieren von der Schweizerischen Akademie der medizinischen Wissenschaften (SAMW) und Richtlinien von der Föderation der Europäischen Labor Tier Wissenschaft Verbände (FELASA) durchgeführt. .

1. Tierhaltung, OP-Geräte und Instrumente, Anästhesie

1. Halten Sie männliche Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 250-300 g in belüfteten Käfigen unter Standardbedingungen Pathogen-freies in einem 12/12 h hell/dunkel-Zyklus. Den Tieren freien Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser bei einer Umgebungstemperatur von 22 ± 1 ° C.
2. Induzieren Anästhesie in einer Box, wo Isofluran, mit 5 Vol-% für 30 geleert wird s (Abbildung 1A), gefolgt von einer Isofluran-Konzentration von 3 vol%, bis das Tier Tiefe Narkose ist. Bestätigen Sie das Niveau der Anästhesie reflexartig die Zehen-Prise.
3. Bieten Sie Analgesie subkutan mit Buprenorphin (0,01 mg/kg) während des chirurgischen Eingriffs, gefolgt von 0,02 mg/kg alle 12 Std. in der postoperativen Phase für 48 h angewendet.
4. Übertragen Sie das Tier zum Arbeitsplatz, wo sie spontan atmen sind, ein Gasgemisch aus 1,0-2,5 Vol % Isofluran in Sauerstoff ausgesetzt (Flow: 600 mL/min).
5. Schließen Sie die Augen des Tieres und verwenden Sie eine Salbe, um die Augen zu schützen. 5 mL Kochsalzlösung subkutan zu injizieren, die Hälfte davon auf jeder Seite des Bauches, gefolgt von 0,1 mg Atropin.
6. Operieren Sie mit einem Operationsmikroskop in einem Raum der Mikrochirurgie.
7. Halten Sie das Tier in volatilen Betäubung mit Hilfe einer Lüftung-Maske, bestehend aus einem Latex Membran (Abbildung 1 b), wodurch die Ratte Schnauze geschoben wird. Befestigen Sie die Enden mit Klebeband (Abbildung 1 b).
8. Legen Sie die chirurgischen Instrumente in sterilen Mode auf einem Beistelltisch: Kochsalzlösung und Betadine getränkte Schwämme (Abbildung 2A), abdominale Wand Retraktoren (Abb. 2 b) sowie 3-0 Nahtmaterial für das Einfahren der Bauchwand und Xiphoid, Schere, Adson Zangen, feinen Spitzen Mikrozangen gerade und gebogen und vorgeschnitten Seidenkrawatten 6-0 für die Ligatur Verfahren (Abbildung 2).
9. Verwenden Sie nicht kleben bipolare Mikrozangen für Durchtrennung der hepatischen Parenchym. Schließen Sie die Bauchdecke und Haut mit 3: 0 Seide Nähte mit SH-1 Nadeln und 5-0 Maxon (Abb. 2D). Verwenden Sie eine bipolaren Pinzetten für Blutstillung.

2. Beginn der Operation

1. Rasieren Sie den Bauch des Tieres mit einer kleinen Tier Haarschneider aus dem Xiphoid an den Genitalien mit einer 2-cm-Bereich seitlich der Mittellinie. Das Haar gründlich zu entfernen.
2. Diesem Bereich 3 Mal mit Betadine getränkte Schwämme zu desinfizieren.
3. Führen Sie eine Mittellinie Inzision mit einem Skalpell für die Haut, und verwenden Sie chirurgische Scheren, um den Bauch zu öffnen.
4. Zurückziehen der rechten und linken Bauchwand und Xiphoid mit 3: 0 seidenen Fäden (Abbildung 3A).
5. Zurückziehen Sie, Magen, Dickdarm und Dünndarm aus das Hepatoduodenal Ligament der Ratte mit selbstgebauten kleinen Draht Retraktoren (Abb. 3 b).

(3) Pfortader Ligation (PVL)

1. Zugriff auf die Pfortader und seine Äste durch seitliche Retraktion des Magens und des Dünndarms (Abb. 3 b).
2. Die Pfortader unverblümt durch das Bauchfell mit den Mikrozangen aufnehmen und langsam schälen es medial zu sezieren.
3. Sezieren die Pfortader Zweige (Abb. 3) in der folgenden Reihenfolge: (1) Recht posterior, (2) links lateral und linke mittlere Zweig zusammen, und (3) caudatus Zweig.
   1. Zuerst ziehen Sie das Bauchfell mit kleinen, nicht zu energischen Bewegungen zu vermeiden, reißen die kleinen arterielle Zweige, die Leber Lappen, die direkt unter die peritoneale Deckung ausgeführt.
   2. Sobald die wichtigsten Pfortader entblößt ist, umschließen die Zweige mit langsam nach vorne schieben und ausladenden Bewegungen und ziehen Sie 1 cm Stück 6-0 Seide um den jeweiligen Pfortader Ast binden und verbinden es.
4. Verbinden Sie den rechten hinteren Lappen Zweig. (Abbildung 3) Die technische Schwierigkeit des rechten hinteren Ast besteht in der Tatsache, die die Arterie an der rechten hinteren Lappen in der rechten hinteren Pfortader-Zweig ausgeführt wird.
   1. Ziehen Sie die Arterie cranially zusammen mit das Peritoneum, den rechten Pfortader Zweig mit der gebogenen Mikrozangen verfügbar zu machen.
   2. Verbinden Sie dem rechten hinteren Lappen Zweig mit der Pre-Cut 6-0 Seidenkrawatte. Der rechten hintere Lappen wird sichtlich blass, sobald die Pfortader ligiert ist.
   3. Vermeiden Sie Druck gegen Widerstand in den Kreisen um zu verhindern, reißen die Arterie oder der Pfortader. Im Falle von Blutungen, Druck für mindestens eine Minute mit einem sterilen Wattestäbchen und dann neu zu bewerten. Wenn Blutung nicht aufhört, das Tier zu opfern.
5. Verbinden Sie den linken seitlichen (LLL) und linke mittlere Lappen (LML) Niederlassungen. Diese Zweige haben einen gemeinsamen Stamm. (Abbildung 3). Die linke mittlere Lappen Filiale ergibt sich aus der Pfortader in das Parenchym der LLL.
   1. Verbinden Sie die Pfortader führt sowohl LLL, wie auch die Liebe mein Leben-Zweig zusammen mit der Pre-Cut 6-0 Seidenkrawatte.
   2. Vermeiden Sie Verletzungen der Arterien führt zu LLL und Liebe mein Leben, läuft innerhalb der peritonealen Schicht. Solange das Bauchfell wieder sorgfältig geschält ist, bleiben sie intakt. Die LLL und Liebe mein Leben drehen sichtbar blass sobald die Zweige ligiert werden.
6. Verbinden Sie den Lobus caudatus Zweig (Abbildung 3). Die Pfortader führt zu einer etwas separate caudatus Lappen bei Ratten startet von der Hauptader Portal nach distal und medial auf die Abnahme des Ortsverbandes rechten Lappen von der Hauptader Portal (nicht streng inferior bei Menschen oder größere Tiere wie).
   1. Sezieren Sie, und umschließen Sie es durch das Peritoneum plus Gallengang und Arterien von der Hauptader Portal anheben.
   2. Umschließen Sie caudatus Pfortader Zweig mit einem gebogenen Mikrozangen seitlich aus. Die zwei caudatus Lappen erbleichen sichtbar, sobald der Lobus caudatus Zweig mit 6-0 Seide ligiert ist.
7. Binden diese drei Zweige der Pfortader führt zu exklusiven Pfortader Durchblutung des Rechts mittlere Lappens (RML), die durch eine deutliche Trennlinie zwischen der rechten und linken mittleren Lappen sichtbar ist.

(4) Pfortader Ligation mit Durchtrennung (PVL + T)

1. Führen Sie die Durchtrennung entlang der Demarkationslinie zwischen RML und Liebe mein Leben nach PVL (Abbildung 3D).
2. Verwenden Sie eine nicht kleben bipolar silberne Zange mit einer sehr feinen neurochirurgischen Spitze, um das Lebergewebe erstellen einen 1 mm Kauterisation Streifen entlang der Demarkationslinie precauterize.
3. Mit einer Schere schneiden Sie vorsichtig das precauterized Gewebe. Es ist ziemlich schwierig, die Tiefe der die Durchtrennung richtig einschätzen zu können. Das Ziel ist es, so nah wie möglich, die untere Hohlvene verlaufenden intrahepatically in Ratten. Verletzung der Vena Cava wird durch umfangreiche Blutungen begleitet, kann in der Regel nicht gestoppt werden.
4. Im Falle einer Verletzung üben Sie sanften Druck mit einem Wattestäbchen, aber wenn die Blutung nicht innerhalb von ca. 3-4 min aufhört, Opfern Sie das Tier zu. Versuche an der Reparatur der Vena Cava mit Fäden sind in der Regel erfolglos gewesen. Ratten sind sehr empfindlich auf Luft-Embolie, die gelegentlich auftreten und zum Herzstillstand führen kann.

5. intraoperative Messung der Pfortader Druck und Volumenstrom

1. Bewerten Sie Pfortader Druck durch direkte Kanülierung mit einer G30-Nadel mit einem Druckwächter (Abbildung 4A) verbunden.
2. Verwendung die 2 mm Volumen-Durchfluss-Sonde seitlich platziert an der Flow-Gerät für die Direktmessung des Portals Volumenstrom über 2 min (Abbildung 4 b) angeschlossen. Nur Daten mit stabilen Messqualität wie auf dem Computer-Display angezeigt.
3. Bewerten Sie Pfortader Durchfluss und Druck separat nach der Gruppe von Schritten, die das jeweilige Verfahren, d.h. das Binden von drei Äste der Pfortader oder die aus den drei Niederlassungen der Pfortader binden plus durchführen die parenchymatösen Durchtrennung definieren zwischen der RML und die Liebe meines Lebens.

6. die letzten Schritte der Operation

1. Stellen Sie sicher, dass der Dünndarm in der Bauchhöhle vor Schließung richtig platziert ist.
2. Schließen Sie das Bauchfell und Bauchwand mit 3: 0 Seide Nähte mit SH-1 Nadeln.
3. Schließlich Naht der Haut mit Maxon 5-0.
4. Desinfizieren Sie die Haut wieder.
5. Wenden Sie erneut 5 mL Kochsalzlösung subkutan in das subkutane Gewebe seitlich auf den Bauch.

(7) Leber Volumetrie bei Ratten mit kleinen Tier CT

1. 24 h vor der ersten CT-Bildgebung injizieren 200 μL des Kontrastmittels in die Vene der Rute durch eine G26 intravenöse Katheter.
2. Verwenden Sie eine Mikro-CT, um die Ratten zu scannen. Legen Sie das Tier in eine Plexiglasbox induzieren Vollnarkose (zuerst Spülen mit 5 Vol-% für 30 s, gefolgt von einer Isofluran Konzentration von 2-3 vol%, bis das Tier in Narkose und in der gesamten Scannen über ein Schlauchsystem zu erhalten). Für optimale Bildqualität synchronisieren der CT-Scan mit der Atmung des Tieres.
3. Exportieren Sie die digitale Bildverarbeitung und Kommunikation in der Medizin (DICOM) Dateien und analysieren sie mit Hilfe der Public Domain imaging Plattform OsiriX 8.0. Verwenden Sie das Tool "geschlossenes Polygon" zeichnen die Lappen Grenzen basierend auf der Radiodensitiy der Nanopartikel Kontrast in der Leber und die Region of Interest (ROI) Menü verwenden, um Leber Teilvolumina berechnen (siehe Abb. 2A in Schadde Et al. ( ¹⁷)
4. Lassen Sie in der Standardausführung die Leber zu wachsen über 3 Tage und erhalten täglich CT-Scans zur Volumenzunahme Beurteilung zu

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Ergebnisse

Zwei verschiedene chirurgische Eingriffe Pfortader Ligatur (PVL) und PVL mit Durchtrennung (PVL + T) führen zu unterschiedlichen Wachstum Kinetik. PVL induziert moderate Anstieg innerhalb von 3 Tagen, während in PVL + T ein viel größerer rechts mittlere Lobus (RML) werden kann (Abbildung 5) zu sehen. Dies kann durch tägliche Volumetrie überprüft werden. Das Volumen der RML verdoppelt sich etwa innerhalb von 3 Tagen in PVL, während es in PVL + T.

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Diskussion

Dieses Protokoll stellt einem Tiermodell der ALPPS mit seiner schnellen Hypertrophie induziert durch PVL + T, die Volumenzunahme innerhalb von 3 Tagen im Vergleich zu PVL allein etwa verdoppelt. ¹⁷ der rechten mittlere Leber-Lappen als ein Modell für die wachsende Leber Lappen verwendet, da der mittlere hepatische Lappen eine zusammenhängende Parenchym Masse geliefert von zwei separaten Portal Adern auf der linken Seite und auf der rechten Seite ist, wie in Abbildung 1

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Isoflurane, 250 mL bottles	Attane, Piramal, Mumbai, India	LDNI 22098	Standard vet. equipment
Tec-3 Isofluorane Vaporizer	Ohmeda, GE-Healthcare, Chicago, IL	not available anymore	Standard vet. equipment
Buprenorphine (Temgesic)	Indivior, Baar, Switzerland	7680419310353	GTIN-number
Vitamine A ointment	Bausch&Lomp, Zug, Switzerland	7680223980247	GTIN-number
Atropine sulfate 0.5 mg/mL	Sintetica SA, Mendrisio, Switzerland	7680565330045	GTIN-number
Microsurgery microscope	Olympus, Tokio, Japan	SZX10	Standard vet. equipment
Betadine	Mundipharma, Basel, Switzerland	7680342821377	GTIN-number
Sponges	Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany	NK83.1	Mini-sponges
Abdominal Wall retractors	N/A	N/A	Self-made from paper clips and Q-Tips
3-0 silk	Ethicon, Sommerville, NJ	K872H	Standard surgical
Scissors	World precision instruments (WPI), Sarasota, FL	503371	Standard microsurgical
Adson forceps	World precision instruments (WPI), Sarasota, FL	501244-G	Standard microsurgical
Fine tips microforceps	World precision instruments (WPI), Sarasota, FL	501976	Tips need to be polished regularly
Curved fine tips microforceps	World precision instruments (WPI), Sarasota, FL	504513	Essential to go around the portal vein branches
6-0 LOOK black braided silk	Surgical Specalities Corporation, Wyomissing, PA	SP114	Spool, precut prior to the procedure
2-0 silk sutures	Ethicon, Sommerville, NJ	K833	Standard surgical
5-0 maxon sutures	Covidien, Dublin, Ireland	6608-21	Standard surgical
Bipolar microforceps	Sutter, Freiburg, Germany	780148SGS	Essential for parenchymal transection
Q-tips small	Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany	EH11.1	Standard surgical
Q-tips big	Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Germany	XL54.1	Standard surgical
G30 needle	Terumo, Tokyo, Japan	NN-3013R	Standard anesthesia equipment
2 mm volume flow probe	Transonic Systems, Ithaca, NY	MA-2PS	Smallest available probe for HAT-311 flow meter
Transonic flow meter	Transonic Systems, Ithaca, NY	HAT-311 Transsonic flow QC meter	One of the  first generation flow flow meters for surgery
ExiTron nano 12,000	Miltenyi Biotech, Bergisch Gladbach, Germany	130-095-698	Nanomoloecular contrast medium that opacifies liver and spleen
G26 intravenous catheter	Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ	391349	Standard anesthesia equipment
Quantum FX MicroCT	Perkin Elmer, Waltham, MA	N/A	Standard small animal CT scanner at the institute of physiology, University of Zürich
OsiriX 8.0	Pixmeo Sarl, Geneva, Switzerland	N/A	Public domain software : www.pixmeo.com