Gleichzeitige Video-EEG-EKG Monitoring Neurocardiac Dysfunktion in Mausmodellen der Epilepsie zu identifizieren

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Erfassung von Gehirn und Herz Bio-Signale bei Mäusen mit gleichzeitiger Video Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG). Wir beschreiben auch Methoden, um die daraus resultierende EEG-EKG-Aufnahmen für Anfälle, spektrale EEG, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität zu analysieren.

Zusammenfassung

Bei Epilepsie können Anfälle hervorrufen, Herzrhythmus-Störungen wie zum Beispiel Veränderungen der Herzfrequenz, Wärmeleitung Blöcke, Asystoles und Behandlung von Herzrhythmusstörungen, die potenziell plötzlicher unerwarteter Tod bei Epilepsie (bereits) erhöhen können. Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG) sind weit verbreitete klinische Diagnose-Tools für abnormale Gehirn und Herz Rhythmen bei Patienten zu überwachen. Hier ist eine Technik, um gleichzeitig, EEG und EKG bei Mäusen zu Maßnahme Verhalten, Gehirn und Herz Aktivitäten bzw. Videoaufnahmen beschrieben. Die hier beschriebene Technik nutzt ein tethered (d.h.verkabelt) Aufnahmekonfiguration in denen die implantierte Elektrode auf den Kopf der Maus fest verdrahtet, dem Kontrollgerät ist. Im Vergleich zu drahtlosen Telemetrie Aufzeichnungssysteme, besitzt die gefesselte Anordnung mehrere technische Vorteile wie eine größere mögliche Anzahl von Kanälen zur Aufnahme von EEG oder anderen Biopotentials; untere Elektrode Kosten; und größere Frequenzbandbreite (d.h., Sampling-Rate) Aufnahmen. Die Grundlagen dieser Technik können auch leicht angepasst werden bzw. andere Biosignalen wie Elektromyographie (EMG) oder Plethysmographie zur Beurteilung von Muskel und Atmungsaktivität, Aufnahme. Neben der Beschreibung der EEG-EKG-Aufnahmen durchführen, zeigen wir auch Methoden zur Quantifizierung der Ergebnisdaten für Anfälle, EEG-spektrale, Herzfunktion und Herzfrequenz-Variabilität, die wir zeigen an einem Beispiel-Experiment mit einer Maus mit Epilepsie durch Kcna1 gen löschen. Video-EEG-EKG-Überwachung in Mausmodellen der Epilepsie oder einer anderen neurologischen Erkrankung ist ein leistungsstarkes Tool um Dysfunktion auf der Ebene von Gehirn, Herz oder Gehirn-Herz Interaktionen zu identifizieren.

Einleitung

Elektroenzephalographie (EEG) und Elektrokardiographie (EKG) sind leistungsfähige und am weitesten verbreiteten Techniken zur Bewertung von in Vivo Gehirn und Herzfunktion, beziehungsweise. EEG ist die Aufzeichnung der elektrischen Hirnaktivität durch das Anbringen der Elektroden auf der Kopfhaut¹. Das Signal aufgezeichnet mit nicht-invasive EEG steht für Spannungsschwankungen aus aufintegrierten exzitatorischen und inhibitorischen postsynaptischen Potenziale vor allem durch kortikale pyramidale Neuronen^1,2erzeugt. EEG ist der am häufigsten verwendeten neurodiagnostische-Test zur Beurteilung und Behandlung von Patienten mit Epilepsie^3,4. Es ist besonders nützlich, wenn epileptische Anfälle, ohne offensichtliche krampfhaft Verhaltens Manifestationen, z. B. Abwesenheit Ergreifungen oder nicht-konvulsiver Status Epilepticus^{5,6 auftreten}. Umgekehrt, nicht-Epilepsie zusammenhängende Bedingungen, die zu krampfartigen Episoden oder Verlust des Bewusstseins führen als epileptische Anfälle ohne Video-EEG Überwachung⁷diagnostiziert werden können. Neben seiner Nützlichkeit auf dem Gebiet der Epilepsie ist EEG auch abnormale Gehirnaktivität im Zusammenhang mit Schlafstörungen, Enzephalopathien und Gedächtnisstörungen zu erkennen sowie allgemeinen Anästhesie bei Operationen² ergänzen weit verbreitet ^{, 8 , 9}.

Im Gegensatz zum EEG, ECG (oder EKG als es manchmal abgekürzt) ist die Aufzeichnung der elektrischen Aktivität des Herzens¹⁰. EKGs erfolgt in der Regel durch das Anbringen von Elektroden auf die Extremität Extremitäten und Brustwand, die ermöglicht die Erkennung von Spannungsänderungen, die vom Herzmuskel während jedes Herzzyklus Kontraktion und Entspannung^10,11erzeugt. Die ECG Wellenform Hauptkomponenten einer normalen Herzzyklus gehören die P-Welle, QRS-Komplexes und der T-Welle, die Vorhofflimmern Depolarisation, ventrikulären Depolarisation und ventrikuläre Repolarisation, bzw.^10, entsprechen ¹¹. EKG-monitoring wird routinemäßig verwendet, um Herzrhythmusstörungen und Mängel der kardialen Wärmeleitung System¹²zu identifizieren. Bei Epilepsie-Patienten ist die Bedeutung des Einsatzes von ECG, um potenziell lebensbedrohliche Arrhythmien zu identifizieren verstärkt, da sie deutlich erhöhtes Risiko für plötzlichen Herztod, sowie plötzliche unerwartete Todesfälle bei Epilepsie^{13sind, 14,15}.

Neben ihrer klinischen Anwendungen sind EEG und EKG-Aufnahmen ein unverzichtbares Instrument zur Identifizierung von Hirn und Herz Dysfunktion in Mausmodellen der Krankheit geworden. Obwohl traditionell diese Aufnahmen separat durchgeführt worden sind, beschreiben hier wir eine Technik, um Videos aufzunehmen, EEG und EKG gleichzeitig bei Mäusen. Die gleichzeitige Video-EEG-EKG-Methode hier nutzt eine gefesselte Aufnahmekonfiguration in denen die implantierte Elektrode auf den Kopf der Maus dem Kontrollgerät fest verdrahtet ist. In der Vergangenheit das angebunden oder verdrahtet, Konfiguration der Standard und wurde am häufigsten verwendete Methode für EEG-Ableitungen bei Mäusen; Allerdings drahtlose EEG-Telemetrie-Systeme haben auch vor kurzem entwickelt worden und gewinnt an Popularität¹⁶.

Im Vergleich zu EEG-Funksysteme, besitzt die gefesselte Anordnung einige technische Vorteile, die es, abhängig von der gewünschten Anwendung vorzuziehen machen können. Diese Vorteile sind eine größere Anzahl von Kanälen zur Aufnahme von EEG oder anderen Biopotentials; untere Elektrode Kosten; Elektrode Verfügbarkeit; weniger Anfälligkeit für signal-Verlust; und größere Frequenzbandbreite (i.e., Sampling-Rate) von Aufnahmen¹⁷. Richtig gemacht, die hier beschriebene tethered Aufnahmemethode ist in der Lage qualitativ hochwertige, artefaktfrei EEG und EKG Daten gleichzeitig, zusammen mit dem entsprechenden Video zur Überwachung von Verhalten. Diese EEG und EKG-Daten können dann abgebaut werden, um neuronale, kardiale zu identifizieren, oder Neurocardiac Anomalien wie Krampfanfälle, Veränderungen im EEG power-Spektrum, kardiale Wärmeleitung Blöcke (i.e., Herzschläge übersprungen), und Veränderungen in der Herzfrequenz-Variabilität. Um die Anwendung dieser EEG-EKG quantitative Methoden zu demonstrieren, präsentieren wir ein Beispiel-Experiment mit einem Kcna1 -Ko (- / -) Maus. Kcna1 ^{- / -} Mäusen fehlt Spannung gated Kv1.1 α-Untereinheiten und folglich weisen eine spontane Anfälle, kardialer Dysfunktion und vorzeitigen Tod, so dass sie ein ideales Modell für simultane EEG-EKG-Auswertung von schädlichen Epilepsie-assoziierten Neurocardiac Dysfunktion.

Protokoll

Alle experimentelle Verfahren sollte im Einklang mit den Leitlinien des National Institute of Health (NIH), durchgeführt, da von Ihrer Einrichtung institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) genehmigt. Die wichtigsten chirurgischen Instrumente benötigt für dieses Protokoll sind in Abbildung 1dargestellt.

1. Vorbereitung der Elektrode für die Implantation

1. Legen Sie die 10-Sockel weibliche Nanoconnector (dh, die Elektrode; Abbildung 2A) in einem Tabletop Schraubstock mit 10 Drähte nach oben und das schwarze Kabel in der Front. Mit feinen Pinzette, Klappen Sie die erste (schwarz) Draht nach rechts und die zweite (tan) auf der linken Seite. Als nächstes Falten Sie nach unten rot, Orange, blau und lila Adern abwechselnd rechts und links (Abb. 2 b). Schneiden Sie die gelb, grün, weiß und grau Drähte an der Basis ihrer Anlage.
2. Zur Vorbereitung der ECG-Drähte verwenden Sie eine dauerhafte Markierung um Markierungen auf die violette Leitung bei ~3.2 bis ~3.5 cm von der Basis der Elektrode und das blaue Kabel am ~2.2 bis ~2.5 cm (Abbildung 2). Entfernen Sie die Elektrode aus dem Schraubstock und setzen Sie die silbernen Fäden zwischen den markierten Bereichen durch Entfernen der Isolierung auf der einen Seite des Kabels mit einer Skalpellklinge (Abb. 2D).
   Hinweis: Schaben die Drähte sollten unter dem Mikroskop erfolgen. Vorsicht sollte verwendet werden, um sicherzustellen, dass die silbernen Fäden nicht beschädigt werden, da die Isolierung entfernt abgekratzt ist.
3. Legen Sie die Elektrode wieder in den Schraubstock. Befestigen Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband, vorgeschnitten, die Länge und Breite der Elektrode an die Spitze der Drähte mit einer dünnen Schicht von Sekundenkleber.
   Hinweis: Bevor das Band festhalten, werden Sie sicher, dass die Drähte, gerade herausragen, an den Seiten flach sind und nicht verdreht übereinander.
4. Schneiden Sie die Drähte mit der Tan und schwarzen Kabel schneiden die kürzeste für EEG in einem leicht v-förmige Winkel auf eine Länge von ca. 7-9 mm, verwendet werden. Schneiden Sie nicht die Drähte für EKG (Abb. 2E) verwendet werden.
5. Verpacken und Sterilisieren der Elektrode für die spätere Verwendung.

2. Vorbereitung der Maus für die Chirurgie

1. Wiegen Sie die Maus. Eine Dosis von 5 mg/kg von Carprofen subkutan zu injizieren (s.c.). Betäuben Sie das Tier mit einer intraperitonealen (i.p.) Injektion Maus Narkose Cocktail mit Ketamin (80 mg/kg), Xylazin (10 mg/kg) und Acepromazine (1 mg/kg).
2. Sobald die Maus betäubt wird, gelten Sie eine dünne Linie von veterinärmedizinischen Augenheilkunde Salbe für jedes Auge. Mit einem Elektro-Trimmer Rasur zwei kleine Bereiche (~ 2 cm²) auf beiden Seiten des Rumpfes der Maus, implantiert, wo die ECG-Drähte werden entspricht (Abbildung 3A).
   Hinweis: Der rasierte Bereich auf der rechten Seite sollte in etwa dorsolateralen Position direkt hinter das Recht "Achsel" des Tieres befinden. Auf der linken Seite sollte der rasierte Bereich in einer mehr ventrolateralen Ausrichtung entlang der Seite des Tieres, aber ca. 1 cm mehr posterior als den rasierten Bereich auf der rechten Seite (Abbildung 3A) befinden.
3. Entfernen Sie abgeschnittene Haare und reinigen Sie beide rasiert Bereiche mit einer Chlorhexidin-Lösung.

3. befestigen die Elektrode an den Schädel

1. Platzieren Sie den Mauszeiger in die Bauchlage auf der Bühne des sezierenden Mikroskops und bestätigen Sie die ausreichende Tiefe der Narkose durch das Fehlen der Reflex-Zeh-Prise.
   Hinweis: Die Schritte 3.2 bis 5.6 sollte mit Hilfe eines Mikroskops durchgeführt werden.
2. Halten Sie die Kopf stabil zwischen Daumen und Zeigefinger, Teil das Fell in der Mitte des Kopfes zwischen den Ohren, hinter den Augen mit einem Wattestäbchen nur in Alkohol (Abb. 3 b) getränkt.
   Hinweis: Obwohl diese Operation mit aseptischen erfolgen sollte, ist es keine sterile Verfahren da die Kopfhaut kann nicht rasiert werden und die Maus während der Operation manipuliert werden muss.
3. Mit einem Skalpell, einen ~ 1 cm Mittellinie Einschnitt durch die Kopfhaut zwischen trennten sich Fell aus direkt vor den Ohren zwischen den Augen (Abbildung 3, D) einfach machen.
   1. Kratzen Sie mit entweder Seite des Skalpells oder ein Baumwolle-gespitzten Applikator, sanft die Schleimhaut auf der Oberseite des Schädels, bis der Knochen trocken erscheint.
   2. Zupfen Sie das Fell um den Umkreis des Schnittes bildet einen dünnen Rahmen der kahlen Haut. Entfernen Sie vorsichtig alle Fell, das in das OP-Feld mit einer Zange gefallen sein. Trocknen Sie die Oberfläche des Schädels mit einer sterilen Baumwolle Spitze Applikator, sanften Druck für einige Sekunden, wenn nötig.
4. Bilden Sie vier Markierungen auf den Schädel mit einem sterilisierten permanent-Marker an den Standorten, wo der Grat Löcher werden, gebohrt (Abbildung 3E). Zwei Marken, eine auf jeder Seite die sagittale Naht anterior Bregma, vorderen ca. 4 mm und 5 mm seitlich, Bregma (über dem frontalen Kortex), für die Referenz und Boden Drähte zu platzieren. Legen Sie noch einmal zwei Mark, eine auf jeder Seite die sagittale Naht nach Bregma, hintere ca. 2 mm und 7 mm seitlich, Bregma (über Parietotemporal Kortex), für die zwei Drähte des EEG-Aufzeichnung.
   Hinweis: Dies ist keine stereotaktische Chirurgie und die Abstände gegeben sind Näherungswerte, die abhängig von der Größe der Maus unterschiedlich sind. Stellen Sie sicher, dass die Löcher liegen weit genug seitlich an die Basis des das Implantat Elektrode problemlos die an der Mittellinie entlang die sagittale Naht (Abbildung 3F) angebracht werden.
5. Machen Sie mit einem sterilen Mikro Bohrer, kleinen Grat Löcher auf jede Marke mit einem Durchmesser von 0,8-mm-Bohrer.
   1. Üben Sie sanften Druck, während Bohrungen erstellen kleine Aussparungen an jeder Stelle gekennzeichnet. Bohren Sie durch den Schädel durch die Bohrkrone zu pulsieren, als das Loch nähert sich Fertigstellung, dass auf jeden Fall nicht zuviel Druck könnte zu durchdringen und das darunter liegende Gehirngewebe zu beschädigen.
   2. Nachdem alle Löcher gebohrt sind, wischen Sie die Fläche mit einem Baumwoll-gespitzten Applikator reinigen.
6. Um die Elektrode an der Spitze des Schädels einhalten, entfernen Sie das Schutzpapier von doppelseitigen Klebebandes auf die Elektrode. Dünn auftragen von Sekundenkleber auf das Band. Mit einer Zange, entfernen Sie die Elektrode von der Schraubstock. Richten Sie es so, dass wenn entlang die sagittale Naht positioniert, die kürzere EEG-Drähte rostral sind und die längere ECG Drähte kaudalen.
   1. Halten Sie die Elektrode an den Schädel über die sagittale Naht zwischen den Löchern (Abbildung 3F).
      Hinweis: Der Schädel muss für den Kleber auf die Elektrode Stick vollständig trocken sein. Achten Sie darauf, nicht die Grat-Löcher in den Schädel mit der Elektrode oder Kleber zu verdecken.
   2. Halten Sie kurz, die Elektrode zur Adhäsion an den Schädel zu gewährleisten und dann lassen Sie den Kleber ca. 5-10 min trocknen lassen.

4. Implantation die Kabel für EKG

1. Drehen Sie die Maus leicht auf der rechten Seite, während den Kopf aufrecht zu halten. Nehmen Sie den langen ECG-Draht auf der linken Seite und auf der Seite der Maus auf den rasierten Bereich auf der linken Seite zu erweitern. Visualisieren Sie, wo die freiliegende Draht positioniert wird, sobald es unter der Haut getunnelt ist.
   Hinweis: Als Referenz, kann ein kleiner Fleck auf der Haut mit einem wasserfesten Stift erfolgen.
2. Mit einem Skalpell, machen Sie einen ~ 1 cm Schnitt in der Haut an der Stelle, wo der exponierten Draht positioniert wird. Halten Sie den Schnitt mit Adson Pinzette geöffnet, verwenden Sie Dumont Pinzetten, um die Haut um den Schnitt aus dem zugrunde liegenden Bindegewebe bilden eine Tasche für den Draht zu lösen. Beginnend bei der Schnitt-Website auf der Seite des Tieres, mit einem Stück sterile Polyethylen-Rohre (das vorbereitet hat, indem es ~ 6 cm in der Länge mit der Vorderkante abgeschrägt) subkutan tunnel bis die abgeschrägte Kante beendet der Schnitt auf dem Kopf wird (< C0 > Abbildung 4A, B).
3. Feed des ECG-Drahtes durch die Schläuche mit Dumont Pinzette (Abbildung 4). Fassen Sie beim Entfernen der Schläuche die Elektrode Leitung mit Adson Pinzette, wie es den seitlichen Schnitt beendet. Ziehen Sie den Draht straff (Abbildung 4).
4. Fixieren des ECG-Drahts durch Vernähen es auf das Gewebe unter der Haut mit 6-0 Nylon (Abb. 4E). Mit Zange und Olsen-Hegar Nadelhalter, gelten Sie eine Naht über die freiliegenden Fäden und eine weitere Naht, entweder vor oder nach der freigelegten Teil.
5. Schneiden Sie den Draht Elektrode ca. 2-3 mm hinter die letzte Naht und stecken Sie das Ende in die Tasche der Haut vorher gebildet. Ziehen Sie die zwei Seiten des Schnittes zusammen und schließen mit einer Wunde-Clip mit Crile-Wood Nadelhalter (Abb. 4F) angewendet.
6. Schalten Sie die Maus, so dass die Nase in die entgegengesetzte Richtung zeigt. Drehen Sie mit dem Kopf noch in der aufrechten Bauchlage die Maus leicht auf der linken Seite.
7. Wiederholen Sie die obigen Schritte um den kontralateralen ECG-Draht zu platzieren.
   Hinweis: Ungefähren Leine II EKG Aufnahmekonfiguration, das richtige EKG sollte Draht platziert werden, etwas mehr Rücken- und vorderen als der linken ECG-Draht, der etwas mehr ventralen und posterior sein sollte.

5. Implantation die Drähte für EEG

1. Um die Drähte für EEG-Implantat, platzieren Sie den Mauszeiger in die Bauchlage und halten Sie die Kopfhaut Einschnitt mit Daumen und Zeigefinger der nichtdominanten Hand offen zu.
2. Entfernen Sie mit der Pinzette alle Fell, das unter der Haut durch den Schlauch gezogen worden kann. Falls erforderlich, trocknen Sie den Schädel wieder mit einem Baumwoll-Kreissägeblätter-Applikator. Mit Dumont Pinzette, sorgfältig aushöhlen Sie und entfernen Sie alle Ablagerungen oder Blutgerinnsel, die möglicherweise in den Grat Löchern gesammelt haben.
3. Beginnend mit dem am vorderen Loch auf der einen Seite, biegen Sie den Draht, der am nächsten an das Loch ist, so dass es direkt über dem Loch positioniert ist, aber noch nicht eingefügt. Fassen Sie das untere Ende des Drahtes und füttern sie möglichst waagerecht in das Loch bis ~ 2-3 mm des Drahtes ist unter dem Schädel (Abb. 5A).
   Hinweis: Die Drähte sollten horizontal liegen zwischen dem Schädel und der Oberfläche des Gehirns. Die Kabel sollten nicht das Gehirn aufspießen.
4. Mit dem Ende des Drahtes in das Loch sicher sanft Umklappen des restlichen Teils des Drahtes so dass es flach auf dem Schädel liegt.
5. Weiter auf die gleiche Weise mit den hinteren Draht auf der gleichen Seite. Wiederholen Sie für die vordere und hintere Kabel auf der anderen Seite (Abb. 5 b).
   Hinweis: Die Draht-Konfiguration ist in Abbildung 5zusammengefasst.

6. schließen die Kopf-Schnitt mit Dental Zement

1. Mischen Sie zwei Kugeln Polycarboxylatether Pulver mit ~ 5 Tropfen Polycarboxylatether. Rühren Sie die Mischung mit einem Zahnstocher zu einer Paste mit der gewünschten Viskosität.
   Hinweis: Nachfolgende Schritte 6,2 bis 6,4 müssen schnell durchgeführt werden, da der dental Zement innerhalb von 1 min nach dem Mischen trocknet.
2. Nehmen Sie einen großen Tropfen von Zementleim mit dem Zahnstocher und wenden Sie an, um die Basis der Elektrode kaudal ab (Abb. 6A). Weiter um die Elektrode, so dass des Zements über die Drähte bilden eine Kappe um das Implantat (Abb. 6 b) abtropfen.
3. Mit Dumont Pinzette, hochziehen Sie das Fell an den Kanten des Schnittes über die Zement-Kappe und Zusammendrücken Sie, wobei Sie darauf achten, nicht zu stören die Drähte unter implantiert. Drücken Sie das Fell in den Zement, mit Verschluss zu helfen.
4. Versiegeln Sie den Einschnitt zwischen den Augen durch Verkleben das Fell mit dem dental Zement (Abbildung 6).

7. Beihilfe postoperative Erholung

1. Platzieren Sie den Mauszeiger in einem leeren Käfig auf einem umlaufenden Wärmekissen. Überwachen Sie die Maus, bis es Bewusstsein gewinnt und sternalen liegen pflegen.
2. Postoperativ, Haus der Maus einzeln in einem Käfig mit Essen Pellets und feuchtigkeitsspendende Gel auf den Boden des Käfigs gelegt. Oben den Käfig mit einem Mikro-Isolator-Deckel.
3. Bei 24 h nach der Operation Injektion (s.c.) die Maus mit 5 mg/kg Carprofen.
4. ≥ 48 h der postoperativen Erholung vor der Aufnahme zu ermöglichen.

8. Aufnahme EEG-EKG-Signale von einer kabelgebundenen Maus

1. Übertragen Sie nach Erholung die implantierte Maus zu einer Aufnahme-Kammer mit transparenten Wänden, video-Überwachung zu erleichtern. An der Leine (d. h. "einstecken") die Maus (Abb. 7A), sanft, aber bestimmt halten Sie die Maus in der einen Hand während Sie mit der anderen Hand den 10-poligen (männlichen) Nanoconnector mit Guide Post in die Fassungen des EEG-EKG Elektroden Implantates (weiblich) auf der Maus Kopf einfügen.
2. Die Verkabelung über die Kammer mit einer Haltestange zu sichern, stellen Sie sicher, gibt es genügend Spielraum in den Draht um die Maus, um frei zu bewegen, aber nicht so viel, dass die Verkabelung der Boden der Kammer zieht zu ermöglichen.
3. Anschließen Sie die Verkabelung von der 10-poligen Nanoconnector an einer Aufnahmeeinheit Schnittstelle Signal Computer verbunden mit synchronisierten Video-Aufzeichnung, wie in Abbildung 7dargestellt.
4. Legen Sie die Sampling-Raten für die Aufzeichnung zu ≥ 2 KHz für EKG und ≥ 500 Hz für EEG (d. h. mindestens zweimal die Häufigkeit, dass man interessiert sich studieren).
5. Für eine optimale Darstellung der Signal-Spuren, gelten die folgenden Filter wie bisher¹⁸: 60-Hz-Notch-Filter für alle Daten, 75 Hz Low und 0,3 Hz Hochpass-Band Filter für EEG und eine 3-Hz High-Pass-Filter für EKG.
6. Zeichnen Sie gleichzeitige Video und EEG-EKG (Abbildung 7 auf) und speichern Sie die digitalisierten Daten für offline-Analysen mit Signal-Processing-Software.
7. Sobald die Aufnahmen abgeschlossen sind, sorgfältig die Maus aushängen und an seinem Hause Käfig zurück.

9. Analyse der EEG-Ableitungen

1. Quantifizierung der Beschlagnahme analysieren.
   1. Überprüfen Sie die gesamte EEG-Aufzeichnung manuell identifizieren Beschlagnahme Episoden, definiert in diesem Modell als hoher Amplitude (mindestens zwei Mal die Baseline), rhythmische elektrographischen Entladungen größer als 5 s (Abb. 8A). Untersuchen Sie das Video, das entspricht die elektrographischen Anfälle, Beschlagnahme verbundenen Verhaltensweisen zu identifizieren.
   2. Um Beschlagnahme Frequenz (Anfälle/h) zu berechnen, teilen Sie die Anzahl der Anfälle durch die Gesamtzahl der Aufnahmezeit.
   3. Zum Berechnen der Dauer der Beschlagnahme messen Sie die verstrichene Zeit von Beginn der elektrographischen Beschlagnahme bis zur Einstellung der spiking (Abb. 8A).
   4. Zur Berechnung der Beschlagnahme Belastung, definiert als die Zeit, pro Stunde, Beschlagnahme Summe der Dauer der Beschlagnahme und dividieren Sie durch die gesamte Aufnahmezeit.
2. Durchführen Sie spektrale Analyse von Pre- und Post-iktalen EEG.
   1. Wählen Sie ein 30-min (oder jede andere gewünschte Zeitdauer) Segment des Peri-iktalen EEG-Daten zentriert um die Beschlagnahme Episode untersucht werden. Exportieren Sie die raw-Daten (mit Filtereinstellungen entfernt), als eine ASCII-Datei oder eine andere Datei Typ kompatibel mit Power-Spektrum-Software.
   2. Konvertieren Sie die ASCII-Datei in eine Text-Datei mit einem einfachen Text-Editor-Anwendung.
   3. Öffnen Sie die resultierende Textdatei des Segments EEG in Power-Spektrum-Software und geben Sie die folgenden Einstellungen: "ignorieren Sie numerische Linien"; "Komma als Trennzeichen Daten"; und 1000 Hz Standard Sampling-Rate.
   4. Sobald das EEG-Signal in der Power-Spektrum-Software in seinem jeweiligen Kanal angezeigt wird, klicken Sie auf die Kanal-Drop-Down-Menü und wählen Sie "digitale Filter." Wenden Sie digitale Bandpass-Filter entsprechend den gewünschten Frequenzbereich analysiert werden.
   5. Öffnen Sie "Spektrumansicht" aus der Menüleiste zu, wählen Sie den entsprechenden EEG-Anzeige-Kanal analysiert werden, und klicken Sie dann auf "Einstellungen". Unter "Einstellungen" geben Sie die folgenden Parameter für das Spektrogramm und klicken Sie auf "Schließen", um das Spektrogramm (Abbildung 8) zu generieren: FFT-Größe: 8192, Datenfenster: Welch, Fenster überlappen: 93,75 %, Anzeigemodus: Leistungsdichte, Spektrogramm Farben: Regenbogen, Nein. Farben: 64, PSD Mittelung: 1, entfernen Sie Null Frequenzkomponente: als "on" aktiviert.
   6. Bedarf für optimale Visualisierung das Spektrogramm passen Sie die kolorimetrischen Skala an.
   7. Öffnen Sie "Analysis-Manager" aus der Menüleiste. Klicken Sie auf "+ neue Analyse" zwei Analysen (Analysis 1 und 2 Analyse), erstellen die Pre- und Post-iktalen EEG-Segmente zu analysierenden entsprechen wird. Geben Sie die gewünschte Pre- und Post-iktalen Segmente auf das Spektrogramm und verbinden sie mit Analysis 1 und Analyse 2, beziehungsweise.
      Hinweis: Nur EEG-Daten ohne Rauschen und Artefakte betrachtet werden und Perioden von der EEG-Ableitungen mit bedeutende Artefakte aus der Analyse entfernt werden sollte.
   8. Nachdem die Analyse Segmente erstellt wurden, öffnen Sie "Pad Datenansicht" aus der Menüleiste. Klicken Sie auf den entsprechenden EEG-Kanal öffnen Sie das Menü "Daten Pad Spalte Setup" für diesen Kanal.
   9. Wählen Sie im "Daten-Pad-Spalte Setup" die Option "Spektrum" und wählen Sie dann "Prozentsatz Gesamtleistung."
   10. Klicken Sie im "Daten-Pad Spalte-Setup" auf "Optionen" und geben Sie den Frequenzbereich untersucht werden. Klicken Sie auf "OK" in der "Spektrum Pad Datenoptionen" und im "Daten-Pad Spalte Setup", und die Prozentsatz (%) macht für den angegebenen Frequenzbereich erscheint in der Datenansicht Pad für das ausgewählte Analyse-Segment (z. B. Analysis 1 oder Analyse 2) gemäß der " Analysis-Manager. "
       Hinweis: Die % macht, oder relative macht, jedes Band wird als Prozentsatz der spektralen Gesamtleistung innerhalb der spezifizierten Frequenzbereich ausgedrückt.
   11. Wiederholen Sie die vorherigen Schritt für jedes Frequenzband analysiert werden.
       Hinweis: Häufig verwendete Bereiche für die fünf wichtigsten EEG-Frequenzbänder¹⁸gehören: δ-Band = 0,5-3 Hz, -Band = 3,5-7 Hz, α-Band = 8-12 Hz, β-Band = 13-20 Hz und γ-Band = 21-50 Hz.

10. analysieren EKG-Aufzeichnungen

1. Übersprungenen Herzschläge zu quantifizieren.
   1. Überprüfen Sie die gesamte EKG-Aufzeichnung manuell identifizieren übersprungenen Herzschläge, definiert als eine Verlängerung der RR-Intervall entspricht ≥ 1,5 Mal die vorherigen R-R Intervall, die oft mit der ventrikulären ein nicht durchgeführt P-Welle hinweisendes verbunden ist Conduction Block (Abbildung 9A).
   2. Um die Häufigkeit der übersprungenen Herzschläge pro Stunde zu berechnen, teilen Sie die Gesamtzahl der übersprungene Schläge während der Aufnahme-Session durch die Gesamtdauer der Aufnahme Stunden.
2. Durchführen Sie Herzfrequenz-Variabilität (HRV)-Analyse.
   1. Ändern Sie in der Datenerfassungs-Software die Protokollierungseinstellungen in 1 Epoche für den ECG-Kanal. Parser-Segmente für die ECG-Aufnahmen zu erzeugen: ein 5-min-ECG segment alle 3 Stunden während der 12 Stunden Licht-Phase, für eine Gesamtmenge von 4 Segmente.
      Hinweis: Die ECG-Aufnahmen für die Analyse ausgewählten sollte in Zeiten als das Tier ist stationär und die Daten sind frei von Bewegungsartefakten.
   2. Erzeugen einer Tabelle der R-R Intervallwerte vom ausgewählten analysierte EKG Segmente durch Klicken auf "analysierte abgeleiteten Daten retten." Überprüfen Sie die Kalkulationstabelle für fehlende oder fehlerhafte Daten und entfernen Sie alle anderen numerischen Werte mit Ausnahme von R-R Intervalldaten. Speichern Sie diese modifizierte Arbeitsblatt als Text-Datei mit der Option "Registerkarte" getrennt."
   3. Öffnen Sie die Textdatei als benutzerdefinierte ASCII-Datei in der HRV-Software die folgende Optionen: Anzahl der Header-Zeilen angeben: 0, Spaltentrennzeichen: Tab / Raum, Datentyp: RR, Spalte Daten: 1, Data-Einheiten: ms und Zeit Indexspalte: keiner.
   4. Legen Sie die Optionen im Abschnitt "Einstellungen" des Menüs wie unten aufgeführt.
      1. Festlegen Sie Analyse-Optionen, wie bereits erwähnt. R-R Intervall detrending, detrending Methode: Smoothn Prioren, Glättung Parameter: 500, HRV Frequenz Bänder¹⁹, sehr niedrige Frequenz: 0-0,15 Hz, Niederfrequenz: 0,15-1,5 Hz und Hochfrequenz: 1,5-5 Hz
      2. Festlegen Sie erweiterte Einstellungen, wie bereits erwähnt. Spektrum-Schätzung-Optionen, Interpolation der RR-Serie: 20Hz, weist im Frequenzbereich: 500 Punkte/Hz, FFT-Spektrum mit Welchs Periodogramm Methoden, Fensterbreite: 32 s und Fenster überlappen: 50 %
   5. Führen Sie die HRV-Analyse um Domain Analyse Zeitwerte für meine RR, STD RR (d. h. SDNN), RMSSD und Frequenz-Domäne Analysewerte für HF-Leistung, LF macht und das Verhältnis von LF/HF-Leistung zu generieren. Falls gewünscht, werden speichern Sie die Ergebnisse als PDF-Datei.

Ergebnisse

Zur Demonstration, wie die Datenanalyse aus EEG-EKG-Aufzeichnungen, Neurocardiac Anomalien zu identifizieren, die Ergebnisse werden angezeigt für eine 24-h-EEG-EKG-Aufzeichnung von einem Kcna1^–/– Maus (2 Monate alt). Diese mutierte Tiere, die an Spannung-gated Kv1.1 α-Untereinheiten, die durch das Kcna1 -Gen codiert konstruiert sind, sind ein häufig verwendete genetische Modell von Epilepsie, da sie zuverlässig und häufige genera...

Diskussion

EEG-EKG Aufnahmen in hoher Qualität zu erhalten, die frei von Artefakten sind, sollten alle Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden, um Abbau oder Lockerung von implantierten Elektrode und Leitungen zu verhindern. Ein EEG Kopf Implantat locker wird, werden der Draht Kontakte mit dem Gehirn führt zu verminderter Signal Amplituden beeinträchtigen. Lockere Implantate oder schlechten Draht Kontakte kann auch Verzerrung der elektrischen Signale, Einführung von Bewegungsartefakten und Hintergrundgeräusche zu den Aufnahmen. U...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
VistaVision stereozoom dissecting microscope	VWR
Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light	VWR	MI-150RL
CS Series scale	Ohaus	CS200	for weighing animal
T/Pump professional	Stryker		recirculating water heat pad system
Ideal Micro Drill	Roboz Surgical Instruments	RS-6300
Ideal Micro Drill Burr Set	Cell Point Scientific	60-1000	only need the 0.8-mm size
electric trimmer	Wahl	9962	mini clipper
tabletop vise	Eclipse Tools	PD-372	PD-372 Mini-tabletop suction vise
fine scissors	Fine Science Tools	14058-11	ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm
Crile-Wood needle holder	Fine Science Tools	12003-15	Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips
Dumont #7 forceps	Fine Science Tools	11297-00	Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm
Adson forceps	Fine Science Tools	11006-12	Serrated, Straight, 12 cm
Olsen-Hegar needle holder with suture cutter	Fine Science Tools	12002-12	Straight, Serrated, 12 cm, with lock
scalpel handle #3	Fine Science Tools	10003-12
surgical blades #15	Havel's	FHS15
6-0 surgical suture	Unify	S-N618R13	non-absorbable, monofilament, black
gauze sponges	Coviden	2346	12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm
cotton-tipped swabs	Constix	SC-9	15.2-cm total length
super glue	Loctite	LOC1364076	gel control
Michel wound clips, 7.5mm	Kent Scientific	INS700750
polycarboxylate dental cement kit	Prime-dent	010-036	Type 1 fine grain
tuberculin syringe	BD	309623
polyethylene tubing	Intramedic	427431	PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD)
chlorhexidine	Sigma-Aldrich	C9394
ethanol	Sigma-Aldrich	E7023-500ML
Puralube vet ointment	Dechra Veterinary Products		opthalamic eye ointment
mouse anesthetic cocktail			Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg)
carprofen			Rimadyl (trade name)
HydroGel	ClearH20	70-01-5022	hydrating gel; 56-g cups
Ponemah  software	Data Sciences International		data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module
7700 Digital Signal conditioner	Data Sciences International
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International
fish tank	Topfin		for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H)
Digital Communication Module (DCOM)	Data Sciences International	13-7715-70
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International	12-7770-BIO12
serial link cable	Data Sciences International	J03557-20	connects DCOM to bio-potential pod
Acquisition Interface (ACQ-7700USB)	Data Sciences International	PNM-P3P-7002
network video camera	Axis Communications		P1343, day/night capability
8-Port Gigabit Smart Switch	Cisco	SG200-08	8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series)
10-pin male nanoconnector with guide post hole	Omnetics	NPS-10-WD-30.0-C-G	electrode for implantation on the mouse head
10-socket female nanoconnector with guide post	Omnetics	NSS-10-WD-2.0-C-G	connector for electrode implant
1.5-mm female touchproof connector cables	PlasticsOne	441	1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod
soldering iron	Weller	WESD51 BUNDLE	digital soldering station
solder	Bernzomatic	327797	lead free, silver bearing, acid flux core solder
heat shrink tubing	URBEST		collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters
heat gun	Dewalt	D26960
mounting tape (double-sided)	3M Scotch	MMM114	114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m
desktop computer	Dell		recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS
permanent marker	Sharpie	37001	black color, ultra fine point
toothpicks			for mixing and applying the polycarboxylate dental cement
LabChart Pro software	ADInstruments		power spectrum software; version 8.1.3 or greater
Kubios HRV software	Univ. of Eastern Finland		HRV analysis software; version 2.2
Notepad	Microsoft		simple text editor software