Video-EEG-ECG simultaneo monitoraggio per identificare la disfunzione Neurocardiac in modelli murini di epilessia

Riepilogo

Qui, presentiamo un protocollo per registrare il cervello e cuore bio segnali nei topi utilizzando il video simultanei, l'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiografia (ECG). Descriviamo anche metodi per analizzare le registrazioni di EEG-ECG risultante per i grippaggi, potenza spettrale EEG, funzione cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca.

Abstract

Nell'epilessia, convulsioni possono evocare disturbi del ritmo cardiaco come cambiamenti di frequenza cardiaca, blocchi di conduzione, Asistolie e aritmie, che possono potenzialmente aumentare il rischio della morte inattesa improvvisa nell'epilessia (SUDEP). L'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiogramma (ECG) sono ampiamente usati strumenti diagnostici clinici per il monitoraggio cerebrale anormale e ritmi cardiaci nei pazienti. Qui, una tecnica per registrare simultaneamente video, ECG e EEG nei topi per comportamento di misurazione, cervello e attività cardiaca, rispettivamente, è descritta. La tecnica descritta nel presente documento utilizza un tethered (cioè, cablato) configurazione di registrazione in cui l'elettrodo impiantato sulla testa del mouse è hard-wired all'apparecchio di controllo. Rispetto ai sistemi di registrazione di telemetria wireless, la disposizione tethered possiede diversi vantaggi tecnici come ad esempio un maggior numero possibile di canali per la registrazione EEG o altri biopotentials; minori costi di elettrodo; e una maggiore frequenza di banda (cioè, frequenza di campionamento) delle registrazioni. Le basi di questa tecnica possono anche essere facilmente modificate per ospitare la registrazione altri BCI, ad esempio l'elettromiografia (EMG) o pletismografia per la valutazione del muscolo e l'attività respiratoria, rispettivamente. Oltre a descrivere come eseguire le registrazioni di EEG-ECG, dettagliamo anche metodi per quantificare i dati risultanti per i grippaggi, potenza spettrale EEG, funzione cardiaca e variabilità della frequenza cardiaca, che dimostriamo in un esperimento di esempio utilizzando un mouse con epilessia a causa di omissione del gene Kcna1 . Video-EEG-ECG monitoraggio in modelli murini di epilessia o altre malattie neurologiche fornisce un potente strumento per identificare la disfunzione a livello del cervello, cuore o interazioni cervello-cuore.

Introduzione

L'elettroencefalografia (EEG) ed elettrocardiogramma (ECG) sono tecniche potenti e ampiamente utilizzati per la valutazione in vivo del cervello e funzione cardiaca, rispettivamente. EEG è la registrazione dell'attività elettrica cerebrale collegando gli elettrodi al cuoio capelluto¹. Il segnale registrato con EEG non invasiva rappresenta le fluttuazioni di tensione derivanti da potenziali postsinaptici eccitatori ed inibitori compiuti generati principalmente da neuroni piramidali corticali^1,2. EEG è la prova più comune neurodiagnostic per valutazione e gestione dei pazienti con epilessia^3,4. È particolarmente utile quando i grippaggi epilettici si verificano senza evidenti manifestazioni comportamentali convulsive, quali i grippaggi di assenza o stato non-convulsivo epilettico^5,6. Al contrario, l'epilessia non correlate a condizioni che portano a episodi convulsivi o perdita di coscienza possono essere mal diagnosticate come crisi epilettiche senza monitoraggio video-EEG⁷. Oltre alla sua utilità nel campo dell'epilessia, EEG è anche ampiamente usato per rilevare l'attività anormale del cervello associate a disturbi del sonno, encefalopatie e disturbi della memoria, come pure per integrare l'anestesia generale durante interventi chirurgici^{2 , 8 , 9}.

A differenza di EEG, ECG (o EKG come esso è a volte abbreviato) è la registrazione dell'attività elettrica del cuore¹⁰. Gli ECG sono di solito eseguiti collegando gli elettrodi alle estremità degli arti e della parete toracica, che consente di rilevare i cambiamenti di tensione generati dal miocardio durante ogni ciclo cardiaco di contrazione e rilassamento^10,11. I componenti principali di forma d'onda ECG di un normale ciclo cardiaco includono l'onda P, complesso QRS e l'onda T, che corrisponde alla depolarizzazione atriale, ventricolare depolarizzazione e ripolarizzazione ventricolare, rispettivamente^{10, 11}. monitoraggio ECG è usata ordinariamente per identificare le aritmia cardiache e difetti del sistema cardiaco di conduzione¹². Fra i pazienti di epilessia, l'importanza dell'utilizzo di ECG per identificare potenzialmente life-threatening aritmia è amplificato dal momento che sono al rischio significativamente aumentato di arresto cardiaco improvviso, come pure la morte inattesa improvvisa nell'epilessia^{13, 14,15}.

Oltre alle loro applicazioni cliniche, registrazioni ECG e di EEG sono diventati uno strumento indispensabile per l'identificazione di disfunzione del cervello e cuore in modelli murini di malattia. Anche se tradizionalmente queste registrazioni sono state eseguite separatamente, qui descriviamo una tecnica per ECG, EEG e registrare video contemporaneamente in topi. Il metodo simultaneo di video-EEG-ECG dettagliato qui utilizza una configurazione di registrazione legato in cui l'elettrodo impiantato sulla testa del mouse è hard-wired all'apparecchio di controllo. Storicamente, questo legato, o cablato, configurazione è stato lo standard e più estesamente usato metodo per le registrazioni di EEG nei topi; Tuttavia, sistemi di telemetria wireless EEG sono stati sviluppati recentemente e stanno guadagnando nella popolarità¹⁶.

Rispetto ai sistemi wireless di EEG, la disposizione tethered possiede diversi vantaggi tecnici che possono rendere preferibile a seconda dell'applicazione desiderata. Tali vantaggi includono un numero maggiore di canali per la registrazione EEG o altri biopotentials; minori costi di elettrodo; disponibilità di elettrodo; meno suscettibilità per segnalare la perdita; e una maggiore larghezza di banda di frequenza (cioè., frequenza di campionamento) di registrazioni¹⁷. Fatto correttamente, il metodo di registrazione legato qui descritto è in grado di fornire alta qualità, priva di artefatti, ECG e di EEG dati contemporaneamente, insieme al video corrispondente per il monitoraggio del comportamento. Questi dati ECG e di EEG quindi possono essere estratta per identificare neurali, cardiache, o neurocardiac le anomalie quali i grippaggi, cambiamenti nel EEG di potenza dello spettro, blocchi di conduzione cardiaca (cioè., saltato battiti cardiaci) e cambiamenti nella variabilità di frequenza cardiaca. Per illustrare l'applicazione di questi metodi quantitativi di EEG-ECG, presentiamo un esperimento di esempio utilizzando un knockout Kcna1 (- / -) del mouse. Kcna1 topi ^{- / -} mancano tensione-gated KV 1.1 subunità α e di conseguenza presentano crisi epilettiche spontanee, disfunzione cardiaca e morte prematura, che li rende un modello ideale per la valutazione simultanea di EEG-ECG di deleteri associata a epilessia disfunzione neurocardiac.

Protocollo

Tutte le procedure sperimentali devono avvenire conformemente agli orientamenti di istituti nazionali di salute (NIH), come approvato dal vostro ente istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC). I principali strumenti chirurgici necessari per questo protocollo sono mostrati nella Figura 1.

1. preparazione dell'elettrodo per l'impianto

1. Posizionare il 10-presa femmina nanoconnector (cioè, l'elettrodo; Figura 2A) in una morsa da tavolo con 10 fili rivolto verso l'alto e il filo nero nella parte anteriore. Utilizzando una pinzetta, piegare verso il basso il primo filo (nero) a destra e il secondo filo (tan) a sinistra. Poi piegare verso il basso il rosso, fili di arancione, blu e viola alternando destra e sinistra (Figura 2B). Tagliare i fili gialli, verdi, bianchi e grigi alla base del loro attaccamento.
2. Per preparare i cavi ECG, è necessario utilizzare un pennarello indelebile per fare segni sul filo viola a ~3.2 cm e ~3.5 cm dalla base dell'elettrodo e il filo blu al ~2.2 cm e ~2.5 cm (Figura 2). Togliere l'elettrodo dalla morsa ed esporre i filamenti d'argento tra le aree contrassegnate mettendo a nudo l'isolamento su un lato del filo con un bisturi (Figura 2D).
   Nota: Raschiare i fili dovrebbe essere fatto sotto il microscopio. Deve essere usata cautela affinché che i filamenti d'argento non siano danneggiati come l'isolamento è raschiato via.
3. Posizionare l'elettrodo torna nella morsa. Apporre un pezzo di nastro biadesivo montaggio, pretagliato per la lunghezza e la larghezza dell'elettrodo, alla parte superiore dei cavi utilizzando un sottile strato di colla.
   Nota: Prima di aderire il nastro, essere sicuri che i fili sono trovandosi pianamente, sporgenti ai lati e non attorcigliate uno sopra l'altro.
4. Tagliare i fili da utilizzare per EEG con un angolo leggermente a forma di V per una lunghezza di circa 7-9 mm, con l'abbronzatura e fili neri tagliati il più breve. Non tagliare i fili da utilizzare per ECG (Figura 2E).
5. Pacchetto e sterilizzare l'elettrodo per un uso successivo.

2. preparare il Mouse per chirurgia

1. Pesare il mouse. Iniettare una dose di 5 mg/kg di Carprofen per via sottocutanea (s.c.). Anestetizzare l'animale con un'iniezione intraperitoneale (i.p.) di Mouse anestetico Cocktail contenenti ketamina (80 mg/kg), xilazina (10 mg/kg) e acepromazina (1 mg/kg).
2. Una volta che il mouse diventa anestetizzato, applicare una linea sottile di pomata oftalmica veterinaria per ogni occhio. Utilizzando un trimmer elettrico, Rasatura due piccole aree (~ 2 cm²) su entrambi i lati del tronco del mouse, corrispondente a dove i cavi ECG sarà impiantato (Figura 3A).
   Nota: La zona rasata sul lato destro dovrebbe trovarsi in una posizione circa dorsolateral appena dietro il diritto "ascella" dell'animale. Sul lato sinistro, zona rasata dovrebbe trovarsi in un orientamento più ventrolateral lungo il lato dell'animale, ma circa 1 cm più posteriore rispetto all'area rasata sul lato destro (Figura 3A).
3. Rimuovere i capelli tagliati e pulire entrambe le aree rasate con una soluzione di clorexidina.

3. fissaggio dell'elettrodo al cranio

1. Posizionare il mouse nella posizione incline sul palco del microscopio per dissezione e confermare la profondità adeguata dell'anestesia per l'assenza del riflesso del toe-pizzico.
   Nota: Passaggi 3.2 a 5,6 dovrebbero essere fatto con l'aiuto di un microscopio.
2. Tenendo la testa costante tra il pollice e l'indice, parte la pelliccia giù il centro della testa tra le orecchie appena dietro gli occhi con un batuffolo di cotone imbevuto di alcool (Figura 3B).
   Nota: Sebbene questo intervento dovrebbe essere fatto con una tecnica asettica, non è una procedura sterile poiché il cuoio capelluto non può essere rasato e il mouse deve essere manipolato durante l'intervento chirurgico.
3. Usando un bisturi, fare un'incisione del midline ~ 1 cm attraverso il cuoio capelluto tra la pelliccia parted da solo davanti alle orecchie solo tra gli occhi (Figura 3, D).
   1. Utilizzando il lato del bisturi o un applicatore con punta di cotone, raschiare delicatamente la membrana del muco sulla cima del cranio fino a quando l'osso appare asciutto.
   2. Cogliere la pelliccia intorno al perimetro dell'incisione formando un sottile bordo di pelle calvo. Rimuovere con cura qualsiasi pelliccia che potrebbe essere caduto nel campo chirurgico con un paio di pinze. Asciugare la superficie del cranio con un applicatore sterile con punta in cotone, applicando leggera pressione per alcuni secondi, se necessario.
4. Fare quattro segni sul cranio con un pennarello indelebile sterilizzato presso i siti dove i fori della bava sarà forato (Figura 3E). Posizionare due marchi, uno su ogni lato della sutura sagittale anteriore al bregma, anteriore di circa 4 mm e 5 mm laterale al bregma (sopra corteccia frontale), per i fili di riferimento e terra. Posto un altro due marchi, uno su ogni lato della sutura sagittale posteriore di bregma, posteriore di circa 2 mm e 7 mm laterale al bregma (sopra corteccia parietotemporal), per i due fili di registrazione EEG.
   Nota: Non si tratta di una chirurgia stereotassica e le distanze di cui sono approssimazioni che varieranno a seconda delle dimensioni del mouse. Accertarsi che i fori siano posizionati abbastanza lontano lateralmente per accogliere comodamente alla base dell'impianto di elettrodi che dovrà essere apposta al midline lungo la sutura sagittale (Figura 3F).
5. Utilizzando una micro punta sterile, fare piccoli fori alle ogni contrassegno con una punta di diametro 0,8 mm.
   1. Applicare una leggera pressione mentre foratura per creare piccole nicchie a ciascuno contrassegnato spot. Forare il cranio di pulsare la punta del trapano, come il foro si avvicina al completamento, facendo attenzione a non esercitare troppa pressione, che potrebbe portare a penetrare e danneggiare il tessuto cerebrale sottostante.
   2. Dopo che tutti i fori, pulire la zona con un applicatore con punta di cotone.
6. Per aderire l'elettrodo alla parte superiore del cranio, rimuovere la protezione dal nastro biadesivo montaggio sull'elettrodo di carta. Applicare un sottile strato di colla sul nastro. Utilizzando un paio di pinze, togliere l'elettrodo dalla morsa. Orientatela tale che, quando posizionate lungo la sutura sagittale, i fili più brevi di EEG sono rostrali e i più lunghi fili di ECG sono caudali.
   1. Rispettare l'elettrodo al cranio sopra la sutura sagittale tra i fori (Figura 3F).
      Nota: Il cranio deve essere completamente asciutto per la colla sull'elettrodo a bastone. Essere sicuri di non occludere i fori della bava nel cranio con l'elettrodo o la colla.
   2. Brevemente, tenere l'elettrodo in posizione per garantire adesione al cranio e quindi consentire la colla si asciughi per 5-10 min.

4. l'impianto i cavi per ECG

1. Ruotare il mouse leggermente sul suo lato destro, mantenendo la testa dritta. Prendere il lungo filo di ECG sul lato sinistro e si estende lungo il lato del mouse per zona rasata sul lato sinistro. Visualizzare dove sarà posizionato il filo esposto una volta esso è tunneled sotto la pelle.
   Nota: Per riferimento, può essere fatto un piccolo segno sulla pelle con un pennarello indelebile.
2. Usando un bisturi, praticare un'incisione di ~ 1 cm nella pelle in corrispondenza della posizione dove verrà posizionato il filo esposto. Tenendo l'incisione aperta con forcipe Adson, utilizzare forcipe Dumont per allentare la pelle intorno l'incisione dal tessuto connettivo sottostante per formare una tasca per il filo. All'inizio il sito di incisione sul lato dell'animale, tunnel per via sottocutanea con un pezzo di tubo in polietilene sterile (che è stato preparato tagliandolo a ~ 6 cm di lunghezza con bordo smussato) fino a quando il bordo smussato si chiude l'incisione fatta sulla testa (< C0 > figura 4A, B).
3. Alimentare il filo di ECG attraverso il tubo usando il forcipe Dumont (Figura 4). Durante la rimozione del tubo, è possibile afferrare il filo elettrodo con Adson da come esce l'incisione laterale. Tirare il filo teso (Figura 4).
4. Fissare il cavo ECG suturando esso al tessuto sotto la pelle con Nylon 6-0 (Figura 4E). Con pinze e porta aghi Olsen-Hegar, applicare una sutura sopra i filamenti esposti e un'altra sutura prima o dopo la parte esposta.
5. Tagliare il filo elettrodo circa 2-3 mm oltre l'ultima sutura e infilare l'estremità nella tasca di pelle formato precedentemente. Tirare insieme i due lati dell'incisione e chiudere con una clip di ferita applicato utilizzando porta aghi Crile-Wood (Figura 4F).
6. Girare il mouse in modo che il naso è rivolta in direzione opposta. Con la testa ancora in posizione prona in posizione verticale, ruotare il mouse leggermente sul suo lato sinistro.
7. Ripetere i passaggi precedenti per posizionare il filo di ECG controlaterale.
   Nota: Per approssimare un piombo Configurazione registrazione di ECG II, l'ECG destra filo deve essere posizionato leggermente più dorsale ed anteriore di cavo del cavo ECG sinistra, che dovrebbe essere leggermente più ventrale e posteriore.

5. impiantare i fili per EEG

1. Per impiantare i fili per EEG, posizionare il mouse Appartamento in posizione prona e tenere l'incisione di cuoio capelluto aperta con il pollice e l'indice della mano non dominante.
2. Con una pinza, rimuovere qualsiasi pelliccia che stato tirato sotto la pelle della tubatura di. Se necessario, asciugare di nuovo il cranio con un applicatore con punta di cotone. Usando il forcipe Dumont, attentamente scoop e rimuovere eventuali detriti o coaguli di sangue che possono essere raccolte nei fori della bava.
3. A partire con il foro più anteriore su un lato, piegate il filo che è più vicino a quel buco in modo che esso è posizionato direttamente sopra il foro ma non ancora inserita. Afferrare l'estremità inferiore del filo e alimentarlo più orizzontale possibile nel foro fino a ~ 2-3 mm del filo è sotto il cranio (Figura 5A).
   Nota: I cavi devono giacere orizzontalmente tra il cranio e la superficie del cervello. I fili non dovrebbero impalare il cervello.
4. Con la fine del filo sicuro nel foro, delicatamente piegare verso il basso la parte rimanente del filo affinché si trova piatto contro il cranio.
5. Continuare nello stesso modo con il filo posteriore sullo stesso lato. Ripetere per i cavi anteriori e posteriori sul lato opposto (figura 5B).
   Nota: La configurazione di filo è illustrata nella Figura 5.

6. chiudere l'incisione di testa con cemento dentale

1. Due misurini di polvere policarbossilato con ~ 5 gocce di liquido policarbossilato. Mescolare il composto con uno stuzzicadenti per fare una pasta con la viscosità desiderata.
   Nota: I passaggi successivi 6.2-6.4 devono essere fatta rapidamente quanto il cemento dentale si asciuga entro 1 min dopo la miscelazione.
2. Pick up una grande goccia di pasta di cemento con lo stuzzicadenti e applicarlo intorno alla base dell'elettrodo inizio caudalmente (Figura 6A). Continuare intorno all'elettrodo consentendo al cemento a gocciolare sopra i fili formando un tappo attorno all'impianto (Figura 6B).
3. Usando il forcipe Dumont, tirare la pelliccia ai bordi dell'incisione su sopra il tappo di cemento e premere insieme, facendo attenzione a non disturbare i fili impiantati sotto. Premere il tasto la pelliccia nel cemento per aiutare con chiusura.
4. Sigillare l'incisione tra gli occhi da incollaggio la pelliccia con il cemento dentale (Figura 6).

7. favorire il recupero post-chirurgico

1. Posizionare il mouse in una gabbia vuota su un pad termico circolanti. Monitorare il mouse finché riprende conoscenza e può mantenere il decubito sternale.
2. Cappetta, casa del mouse singolarmente in una gabbia con gel idratante e palline dell'alimento posto al piano della gabbia. Home page la gabbia con un coperchio di micro-isolatore.
3. Alla post-chirurgia 24h, iniettare (s.c.) il mouse con 5 mg/kg Carprofen.
4. Consentire ≥ 48h di recupero post-chirurgico prima della registrazione.

8. registrazione EEG-ECG segnali da un Mouse Tethered

1. A seguito del recupero, trasferire il mouse impiantato una camera di registrazione con pareti trasparenti per facilitare il controllo dei video. A tether (cioè, "plug in") il mouse (figura 7A), delicatamente ma con fermezza tenere il mouse in una mano mentre con l'altra mano per inserire il nanoconnector di 10 pin (maschio) con guida post nelle prese dell'impianto di elettrodi di EEG-ECG (femmina) sulla testa del mouse.
2. Fissare il cablaggio sopra la camera attraverso un'asta di supporto, garantire c'è sufficiente margine di flessibilità nel filo per consentire il mouse per muoversi liberamente ma non così tanto che il cablaggio trascina al piano della camera.
3. Collegare il cablaggio dalla nanoconnector a 10 pin per un'unità di interfaccia di acquisizione segnale computer connesso con video sincronizzato registrazione come raffigurato in figura 7B.
4. Impostare le frequenze di campionamento per la registrazione deve essere ≥ 2 KHz per ECG e ≥ 500 Hz per EEG (cioè, almeno due volte la frequenza che si è interessata a studiare).
5. Per una visione ottimale delle tracce segnale, applicare i seguenti filtri come fatto in precedenza¹⁸: un filtro notch di 60 Hz per tutti i dati, un filtro passa-alto banda basso e 0.3 Hz-75Hz per EEG e un filtro passa-alto 3-Hz per ECG.
6. Registrare video simultanei ed EEG-ECG (Figura 7) e salvare i dati digitalizzati per analisi non in linea con software di elaborazione del segnale.
7. Una volta completate le registrazioni, attentamente sganciare il mouse e restituirlo alla sua gabbia a casa.

9. analizzare le registrazioni di EEG

1. Eseguire l'analisi di quantificazione del sequestro.
   1. Ispezionare visivamente l'intera registrazione EEG per identificare manualmente gli episodi di sequestro, definiti in questo modello come alto-ampiezza (almeno due volte la linea di base), scarichi elettrografici ritmici della durata superiore a 5 s (Figura 8A). Esaminare il video che corrisponde ai grippaggi elettrografici per identificare comportamenti associati a sequestro.
   2. Per calcolare la frequenza di sequestro (convulsioni/h), dividere il numero dei sequestri per il numero totale di ore di registrazione.
   3. Per calcolare la durata del sequestro, è possibile misurare il tempo trascorso dall'inizio della crisi elettrografica fino alla cessazione di spiking (Figura 8A).
   4. Per calcolare l'onere di sequestro, definito come il tempo trascorso, cogliendo ogni ora, somma delle durate di sequestro e dividere per le ore di registrazione complessiva.
2. Eseguire l'analisi spettrale di pre- e post-ictal EEG.
   1. Selezionare un 30 min (o qualsiasi altra durata di tempo desiderato) segmento di peri-ictal EEG dati da meravigliarsi se l'episodio di sequestro deve essere esaminato. Esportare i dati grezzi (con le impostazioni di filtro rimosse) come un file di dati ASCII o alcuni altri file tipo compatibili con il software di spettro di potenza.
   2. Convertire il file ASCII in un file di testo utilizzando un'applicazione di editor di testo semplice.
   3. Aprire il file di testo risultante del segmento EEG nel potere spettro software e specificare le seguenti impostazioni: "Ignora linee non numerici"; "virgola come delimitatore di dati"; e 1000 Hz frequenza di campionamento predefinita.
   4. Una volta che il segnale EEG apparirà nel software di spettro di potenza nel suo rispettivo canale, fare clic sul menu a discesa canale e selezionare "filtro digitale." Applicare filtri passa-banda digitale corrispondente all'intervallo di frequenza desiderata per essere analizzati.
   5. Aprire "Vista spettro" dal pannello dei menu, selezionare l'apposito canale di visualizzazione EEG da analizzare e quindi fare clic su "Impostazioni". Sotto "Impostazioni", specificare i seguenti parametri per lo spettrogramma e fare clic su "Chiudi" per generare lo spettrogramma (Figura 8): dimensione FFT: 8192, finestra dati: Welch, sovrapposizione di finestra: 93,75%, modalità di visualizzazione: densità di potenza, spettrogramma colori: arcobaleno, Lol di colori: 64, con una media di PSD: 1, componente di frequenza Rimuovi zero: controllato come "on".
   6. Regolare la scala colorimetrica per una visualizzazione ottimale di spettrogramma.
   7. Aprire "Analysis Manager" dal menu pannello. Fare clic su "+ nuova analisi" per creare due analisi (analisi 1 e analisi 2), che corrisponderanno ai segmenti pre- e post-ictal EEG per essere analizzati. Specificare i segmenti desiderati di pre- e post-convulsiva su spettrogramma e associarli con analisi 1 e analisi 2, rispettivamente.
      Nota: Solo i dati EEG senza rumore e artefatti dovrebbero essere considerati e periodi delle registrazioni EEG con manufatti significativi dovrebbero essere rimossa dall'analisi.
   8. Una volta creati i segmenti di analisi, è possibile aprire "Visualizzazione dati Pad" dal menu del pannello. Fare clic sul relativo canale EEG per aprire il menu "Dati Pad colonna Setup" per quel canale.
   9. In "Installazione di colonna di Data Pad", selezionare l'opzione per "Spettro" e poi selezionare "Percentuale totale potenza."
   10. In "Dati Pad colonna Setup", fare clic su "Opzioni" e specificare l'intervallo di frequenza da esaminare. Fare clic su "OK" in "Opzioni di rilievo dati spettro" e nel "Dati Pad colonna Setup", e il potere di percentuale (%) per la banda di frequenza specificata verrà visualizzati nella visualizzazione dati Pad per il segmento di analisi selezionata (cioè, analisi 1 o 2 analisi) come specificato nella " Analysis Manager. "
       Nota: La % di potenza, o potere relativo, di ogni banda è espresso come percentuale della potenza spettrale totale all'interno della gamma di frequenza specificata.
   11. Ripetere il passaggio precedente per ogni banda di frequenza da analizzare.
       Nota: Spesso utilizzato gamme per le cinque bande di frequenza EEG principali includono¹⁸: δ-banda = 0,5-3 Hz, - band = 3,5-7 Hz, α-banda = 8-12 Hz, β-banda = 13-20 Hz e γ-band = 21-50 Hz.

10. analizzando le registrazioni ECG

1. Quantificare i battiti cardiaci saltato.
   1. Ispezionare visivamente l'intera registrazione ECG per identificare manualmente i battiti cardiaci saltato, definiti come un prolungamento dell'intervallo RR pari intervallo ≥ 1,5 volte il precedente R-R, che è associata spesso con un indicativo di onda P non condotta di atrioventricolare blocchetto di conduzione (Figura 9A).
   2. Per calcolare la frequenza dei battiti cardiaci saltato all'ora, dividere il numero totale di battiti saltati durante la sessione di registrazione per la durata totale di ore di registrazione.
2. Eseguire analisi di variabilità (HRV) di frequenza cardiaca.
   1. Nel software di acquisizione dati, è necessario modificare le impostazioni di registrazione per 1 epoca per il canale di ECG. Generare i segmenti di parser per le registrazioni ECG: un ECG 5-min segmento ogni 3 ore durante il periodo di luce-fase di 12 ore, per un totale di 4 segmenti.
      Nota: Le registrazioni ECG selezionate per l'analisi dovrebbero essere durante i periodi quando l'animale è fermo e i dati sono liberi di artefatti di movimento.
   2. Generare un foglio di calcolo dei valori di intervallo di R-R da ECG analizzato selezionato segmenti facendo clic su "Salva dati analizzati derivati". Esaminare il foglio di calcolo per eventuali dati mancanti o dati danneggiati e rimuovere tutti gli altri valori numerici, ad eccezione di dati di intervallo di R-R. Salvare questo foglio di lavoro modificato come un file di testo selezionando l'opzione per "delimitato da tabulazione."
   3. Aprire il file di testo come un file ASCII personalizzato nel software HRV, specificare le seguente opzioni: numero di righe di intestazione: 0, separatore di colonna: scheda / spazio, tipo di dati: RR, colonna di dati: 1, unità di dati: ms e la colonna di indice di tempo: nessuno.
   4. Nella sezione preferenze del menu, impostare le opzioni come descritto di seguito.
      1. Impostare le opzioni di analisi come accennato. Intervallo di R-R detrending, detrending metodo: smoothn priori, lisciatura parametro: 500, HRV frequenza bande¹⁹, frequenza molto bassa: 0-0,15 Hz, bassa frequenza: 0.15-1.5 Hz e ad alta frequenza: 1.5-5 Hz
      2. Configurare le impostazioni avanzate come accennato. Opzioni di stima dello spettro, interpolazione di RR serie: 20Hz, punti nel dominio della frequenza: 500 punti/Hz, spettro FFT utilizzando metodi di Welchs periodogramma, Larghezza finestra: 32s e sovrapposizione di finestra: 50%
   5. Eseguite l'analisi HRV per generare valori di analisi del dominio di tempo per dire RR, RR STD (cioè, SDNN), i valori di analisi dominio RMSSD e frequenza per potenza HF, LF potenza e il rapporto di potenza LF/HF. Se lo si desidera, è possibile salvare i risultati come file PDF.

Risultati

Per illustrare come analizzare i dati di registrazioni di EEG-ECG per identificare le anomalie neurocardiac, i risultati vengono visualizzati per una registrazione EEG-ECG 24-h di un Kcna1^–del mouse^/– (2 mesi). Questi animali mutanti, che sono progettati per mancanza tensione-gated KV 1.1 α-subunità codificata dal gene Kcna1 , sono frequentemente usato modello genetico di epilessia, poiché esibiscono inizio attività affidabile e f...

Discussione

Per ottenere registrazioni di EEG-ECG di alta qualità che sia esente da artefatti, dovrebbero essere prese tutte le precauzioni per prevenire la degradazione o allentamento dell'elettrodo impiantato e fili. Come un impianto per testa del EEG si allenta, dei contatti dei fili con il cervello si degrada leader per le ampiezze in diminuzione del segnale. Gli impianti allentati o povero filo contatti possono anche causare distorsione dei segnali elettrici, introducendo artefatti di movimento e rumore di fondo per le registr...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
VistaVision stereozoom dissecting microscope	VWR
Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light	VWR	MI-150RL
CS Series scale	Ohaus	CS200	for weighing animal
T/Pump professional	Stryker		recirculating water heat pad system
Ideal Micro Drill	Roboz Surgical Instruments	RS-6300
Ideal Micro Drill Burr Set	Cell Point Scientific	60-1000	only need the 0.8-mm size
electric trimmer	Wahl	9962	mini clipper
tabletop vise	Eclipse Tools	PD-372	PD-372 Mini-tabletop suction vise
fine scissors	Fine Science Tools	14058-11	ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm
Crile-Wood needle holder	Fine Science Tools	12003-15	Straight, Serrated, 15 cm, with lock - For applying wound clips
Dumont #7 forceps	Fine Science Tools	11297-00	Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm
Adson forceps	Fine Science Tools	11006-12	Serrated, Straight, 12 cm
Olsen-Hegar needle holder with suture cutter	Fine Science Tools	12002-12	Straight, Serrated, 12 cm, with lock
scalpel handle #3	Fine Science Tools	10003-12
surgical blades #15	Havel's	FHS15
6-0 surgical suture	Unify	S-N618R13	non-absorbable, monofilament, black
gauze sponges	Coviden	2346	12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm
cotton-tipped swabs	Constix	SC-9	15.2-cm total length
super glue	Loctite	LOC1364076	gel control
Michel wound clips, 7.5mm	Kent Scientific	INS700750
polycarboxylate dental cement kit	Prime-dent	010-036	Type 1 fine grain
tuberculin syringe	BD	309623
polyethylene tubing	Intramedic	427431	PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD)
chlorhexidine	Sigma-Aldrich	C9394
ethanol	Sigma-Aldrich	E7023-500ML
Puralube vet ointment	Dechra Veterinary Products		opthalamic eye ointment
mouse anesthetic cocktail			Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg)
carprofen			Rimadyl (trade name)
HydroGel	ClearH20	70-01-5022	hydrating gel; 56-g cups
Ponemah  software	Data Sciences International		data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module
7700 Digital Signal conditioner	Data Sciences International
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International
fish tank	Topfin		for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H)
Digital Communication Module (DCOM)	Data Sciences International	13-7715-70
12 Channel Isolated Bio-potential Pod	Data Sciences International	12-7770-BIO12
serial link cable	Data Sciences International	J03557-20	connects DCOM to bio-potential pod
Acquisition Interface (ACQ-7700USB)	Data Sciences International	PNM-P3P-7002
network video camera	Axis Communications		P1343, day/night capability
8-Port Gigabit Smart Switch	Cisco	SG200-08	8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series)
10-pin male nanoconnector with guide post hole	Omnetics	NPS-10-WD-30.0-C-G	electrode for implantation on the mouse head
10-socket female nanoconnector with guide post	Omnetics	NSS-10-WD-2.0-C-G	connector for electrode implant
1.5-mm female touchproof connector cables	PlasticsOne	441	1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod
soldering iron	Weller	WESD51 BUNDLE	digital soldering station
solder	Bernzomatic	327797	lead free, silver bearing, acid flux core solder
heat shrink tubing	URBEST		collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters
heat gun	Dewalt	D26960
mounting tape (double-sided)	3M Scotch	MMM114	114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m
desktop computer	Dell		recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS
permanent marker	Sharpie	37001	black color, ultra fine point
toothpicks			for mixing and applying the polycarboxylate dental cement
LabChart Pro software	ADInstruments		power spectrum software; version 8.1.3 or greater
Kubios HRV software	Univ. of Eastern Finland		HRV analysis software; version 2.2
Notepad	Microsoft		simple text editor software