JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier wird ein optimiertes Protokoll zur Isolierung, Kultivierung, Transfekung und Unterscheidung menschlicher Primärmonozyten von HIV-infizierten Personen und gesunden Kontrollen vorgestellt.

Zusammenfassung

Trotz der Einführung einer kombinierten antiretroviralen Therapie (cART) Mitte der 1990er Jahre ist das Humanimmundefizienzvirus (HIV) nach wie vor ein großes Gesundheitsproblem. Während die antiretrovirale Therapie die systemische Viruslast effizient senkt und die normale CD4+ T-Zellzahl wiederherstellt, stellt sie kein vollständig funktionierendes Immunsystem wieder her. Ein dysfunktionales Immunsystem bei HIV-infizierten Personen, die sich cART unterziehen, kann durch Immunaktivierung, frühe Alterung von Immunzellen oder anhaltende Entzündungen gekennzeichnet sein. Diese Bedingungen, zusammen mit komorbiden Faktoren im Zusammenhang mit HIV-Infektion, erhöhen die Komplexität der Krankheit, die nicht leicht in Zell- und Tiermodellen reproduziert werden kann. Um die molekularen Ereignisse zu untersuchen, die der Immunfunktionsstörung bei diesen Patienten zugrunde liegen, wird hier ein System zur Kultur und Manipulation menschlicher Primärmonozyten in vitro vorgestellt. Insbesondere ermöglicht das Protokoll die Kultur und Transfektion von primären CD14+ Monozyten, die von HIV-infizierten Personen, die sich cART unterziehen, sowie von HIV-negativen Kontrollen erhalten werden. Die Methode umfasst Isolation, Kultur und Transfektion von Monozyten und monozytenabgeleiteten Makrophagen. Während handelsübliche Kits und Reagenzien eingesetzt werden, bietet das Protokoll wichtige Tipps und optimierte Bedingungen für die erfolgreiche Haftung und Transfektion von Monozyten mit miRNA-Mimik und Inhibitoren sowie mit siRNAs.

Einleitung

Eine Infektion mit dem Humanimmundefizienzvirus-1 (HIV-1) verursacht eine schwere Immunfunktionsstörung, die zu opportunistischen Infektionen und erworbenen Immunschwächesyndromen (AIDS) führen kann. Obwohl HIV-infizierte Patienten, die sich cART unterziehen, durch geringe Viruslasten und normale CD4+ T-Zellzahlen gekennzeichnet sind, kann die Funktion des Immunsystems bei diesen Personen beeinträchtigt werden, was zu einer dysfunktionalen Immunantwort führt, die mit einem erhöhten Risiko für die Entwicklung von Krebs verbunden ist1. Die Mechanismen der Immunfunktionsstörung bei HIV-Patienten auf cART bleiben weitgehend unbekannt. Daher ist die Charakterisierung von immunbasierten Immunzellen durch Patienten und die Untersuchung ihrer Biologie und Funktion ein kritischer Bestandteil der aktuellen HIV-Forschung.

Monozyten und Makrophagen sind wichtige Regulatoren von Immunantworten und spielen eine grundlegende Rolle bei der HIV-Infektion2,3,4,5. Heterogen und plastisch können Makrophagen grob in klassisch aktiviert (M1) oder alternativ aktiviert (M2) klassifiziert werden. Während diese allgemeine Klassifizierung bei der Einrichtung experimenteller Bedingungen notwendig ist, kann der Polarisationsstatus von Makrophagen durch eine Vielzahl von Zytokinen6,7,8,9umgekehrt werden. Obwohl mehrere Studien die Auswirkungen einer HIV-Infektion auf Monozyten und dendritische Zellen untersucht haben, sind molekulare Details von monozytenvermittelten Reaktionen weitgehend unbekannt6,7,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Unter den Faktoren, die an der Immunzellregulation und -funktion beteiligt sind, haben sich gezeigt, dass microRNAs (miRNAs), kurze nicht-kodierende RNAs, die die Genexpression posttranscriptativ regulieren, eine wichtige Rolle im Kontext wichtiger zellulärer Pfade spielen (d. h. Wachstum, Differenzierung, Entwicklung und Apoptose)20. Diese Moleküle wurden als wichtige Regulatoren von Transkriptionsfaktoren beschrieben, die für die Diktat der funktionellen Polarisation von Makrophagen21unerlässlich sind. Die potenzielle Rolle von miRNAs bei Monozyten von HIV-infizierten Personen, die sich cART unterziehen, wurde untersucht, aber Fortschritte auf diesem Gebiet erfordern viel mehr Arbeit22,23,24,25,26. In diesem Beitrag wird eine optimierte Methode zur Transfektion von miRNAs und siRNAs in primäre menschliche Monozyten von HIV-infizierten Patienten und Kontrollen behandelt.

Dieses Protokoll stützt sich auf handelsübliche Reagenzien und Kits, da die Kontinuität des technischen Verfahrens dazu beiträgt, unnötige experimentelle Variablen bei der Arbeit mit klinischen Proben zu vermeiden. Nichtsdestotrotz gibt die Methode wichtige Tipps (d.h. die Anzahl der zellenbeschichteten oder kurzen Inkubation mit serumfreien Medien, um die Haftung der Zellen an der Platte zu fördern). Zusätzlich werden die in diesem Protokoll verwendeten Polarisationsbedingungen aus veröffentlichten Arbeitenabgeleitet 27,28,29.

Protokoll

Alle unten beschriebenen Methoden wurden vom Louisiana State University Health Sciences Center New Orleans Institutional Review Board genehmigt. Das gesamte Blut wurde nach Einholung der Einwilligung in Kenntnis der Sachlage entnommen.

HINWEIS: Das gesamte Verfahren wird unter sterilen Bedingungen in einer Biosicherheitseinrichtung der Stufe 2 (BSL2) durchgeführt, so dass beim Umgang mit biologischen Materialien Vorsicht geboten ist. Insbesondere wird jeder Schritt mit sterilen Techniken unter einem Biosicherheitsschrank durchgeführt. Nach jedem Schritt mit Blut, Blutprodukten, Zellen oder ZellproduktPipettierung ist es wichtig, das gesamte Kunststoffmaterial (d. h. serologische Pipetten, Pipettenspitzen und Tuben) vor der ordnungsgemäßen Entsorgung mit 10% Bleichmittel aus einem Abfallbehälter in der Haube zu spülen.

1. Isolierung primärer menschlicher Monozyten durch immunmagnetische Negativselektion

  1. Sammeln Sie 40 ml frisches, menschliches Vollblut (entweder von einem HIV+ Patienten oder einer gesunden Kontrolle) in vier 10 ml Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) Vakuumröhren (10 ml Blut pro Tube). Übertragen Sie alle 40 ml Blut mit sterilen Techniken unter einem Biosicherheitsschrank in ein 50 ml konisches Propylenrohr.
  2. Nach dem Herstellerprotokoll für das ausgewählte menschliche Monozyten-Isolationskit (Tabelle der Materialien) fügen Sie 2 ml Monozyten-Isolationscocktail, im Kit vorgesehen, in die Blutröhre ein. Vortex magnetische Perlen, auch im Kit vorgesehen, für 30 s, und fügen Sie 2 ml, um die Röhre des Blutes.
    1. Wenn weniger als 40 ml Blut zur Verfügung stehen, verkleinern Sie die zugesetzten Reagenzien. Um die Lösung zu mischen, Pipette nach oben und unten mit einer 25 ml serologischen Kunststoffpipette und inkubieren für 5 min bei Raumtemperatur (RT).
  3. Trennen Sie das Blutgemisch gleichmäßig in vier 50 ml-Röhrchen und fügen Sie 30 ml sterile Phosphat-gepufferte Saline (PBS) mit 1 mM EDTA in jedes Röhrchen. Mischen Sie durch Pipettieren nach oben und unten mit einer 25 ml serologischen Pipette aus Kunststoff.
  4. Legen Sie die Rohre 10 min in Magnethalter, um die antikörperkonjugierten Magnetperlen zu entfernen. Verwenden Sie vier Magnethalter gleichzeitig, einen für jede Röhre, um konsistente Inkubations- und Isolationszeiten für jede Blutprobe zu ermöglichen.
  5. Zeichnen Sie den Inhalt aus der Mitte jedes Rohres mit einer Pipette, während sie sich noch in den Magnethaltern befinden. Achten Sie darauf, keine roten Blutkörperchen (nicht mehr als 10 % des 10 ml Startvolumens) zu erstellen und den Inhalt in eine von vier neuen 50 ml-Röhren zu legen.
  6. Fügen Sie jedem 50 ml-Rohr 500 l wirbelnde Magnetperlen hinzu. Pipette rauf und runter mit einer 25 ml Pipette und inkubieren bei RT für 5 min. Legen Sie die Rohre dann 5 min in Magnethalter.
  7. Übertragen Sie den Inhalt vorsichtig aus der Mitte jedes Rohres, während Sie noch in Magnethaltern in einem von vier neuen 50 ml-Rohren sind. Legen Sie jedes neue 50 ml Rohr für 5 min direkt in die Magnethalter.
  8. Übertragen Sie den Inhalt vorsichtig von der Mitte jedes Rohres in eines von vier neuen 50 ml-Rohren. Drehen Sie alle neuen 50 ml-Rohre bei 300 x g für 5 min. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie alle vier Zellpellets in insgesamt 10 ml sterilem PBS wieder auf.
  9. Zählen Sie Zellen nach Trypanblauausschluss mit einem Hämozytometer.
    HINWEIS: 8-20 x 106 Zellen werden in der Regel aus 40 ml Vollblut gewonnen.

2. Kultivieren von primären menschlichen Monozyten

  1. Mit einem 37 °C Wasserbad, warme serumfreie RPMI 1640 Medien ergänzt mit 1% Penicillin-Streptomycin (Pen/Strep) und (während weiterhin sterile Techniken unter einem Biosicherheitsschrank verwenden) setzen die isolierten Monozyten in diesem Medium in einer Konzentration von 1 x 106 Zellen/ml.
  2. Fügen Sie 1 ml resuspendierte Zellen zu jedem Brunnen einer 6-Well-Platte oder in eine 35-mm-Schale (die endgültige Anzahl der Zellen sollte 1 x 106 Zellen/Platte) und legen Sie in einem 37 °C Inkubator mit 5%CO2. Warten Sie 0,5-1,0 h, bis zellenhaft sind.
  3. Mit einem 37 °C Wasserbad, warm wärmeinaktiviert (HI) fetales Rinderserum (FBS). Fügen Sie jeder Platte 100 l (10 % Endkonzentration) von FBS hinzu. Fügen Sie den Zellen Wachstumsfaktoren hinzu, um die Makrophagendifferenzierung zu fördern.
    1. Prime-Makrophagen für einen M1-ähnlichen Phänotyp durch Zugabe von 25 ng/ml Granulozyt-Makrophagen-Kolonie-stimulierenden Faktor (GM-CSF) zu Medien. Prime-Makrophagen für einen M2-ähnlichen Phänotyp durch Zugabe von 50 ng/ml Makrophagenkolonie-stimulierenden Faktor (M-CSF) zu Medien28.
      HINWEIS: Sowohl GM-CSF als auch M-CSF ermöglichen eine Monozytendifferenzierung zu einem allgemeinen Makrophagen-Phänotyp (M0) während der Grundierung von Zellen für M1 bzw. M2 bzw.7,28,30.

3. Transfizierung primärer menschlicher Monozyten in der Kultur

  1. Transfekte Monozyten mit miRNA-Mimik oder Inhibitoren oder siRNA mit einem Kit, das ein polymerbasiertes Transfektionsreagenz (Materialtabelle )enthält.
    1. Nach dem Herstellerprotokoll für das Transfektionskit (und der weiteren Verwendung steriler Techniken unter einem Biosicherheitsschrank) verdünnen Sie zunächst die ausgewählten miRNA-Mimiks/Inhibitoren oder siRNAs im Puffer auf eine Endkonzentration von 1,83 m. Bereiten Sie 10 l verdünnte Mimik/Inhibitor pro Transfektion von 1 x 106 Zellen vor.
  2. Bereiten Sie das Transfektionsreagenz vor, indem Sie einem frischen 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr 1 l des mitgelieferten Polymers zufügen, gefolgt von sofortiger Zeit durch Zugabe von 90 l des bereitgestellten Puffers (für insgesamt 91 l Reagenz pro Transfektion). Wirbel für 3-5 s.
  3. Pipette 90 l Transfektionslösung in die Röhre mit 10 l verdünnter miRNA-Mimik/-Inhibitor oder siRNA. Mischen Sie durch sanftePipettierung und inkubieren für 15 min bei RT.
  4. Fügen Sie 100 l Transfektionskomplex zu einem Brunnen (oder einer Schale) von 1 x 106 vergoldeten Monozyten hinzu. Inkubieren Sie Zellen für 4 h bei 37 °C, dann ersetzen Sie das Medium durch 3 ml komplette Medien (RPMI 1640 ergänzt durch 1% Penicillin-Streptomycin und 10% hitzeinaktiviertes FBS), das entweder GM-CSF oder M-CSF enthält.

4. M1/M2 Differenzierung und Aktivierung

  1. Monozyten beginnen sofort, sich nach der Beschichtung in der Kultur auf breite M0-Makrophagen zu differenzieren. Am dritten Tag nach der Beschichtung die Verwendung steriler Techniken unter einem Biosicherheitsschrank fortsetzen und Medien durch 3 ml frische RMPI 1640-Medien ersetzen (ergänzt durch 1% Penicillin-Streptomycin, 10% hitzeaktiviertes FBS und entweder 25 ng/mL GM-CSF zur Förderung der M1-ähnlichen Polarisation oder 50 ng/ml M-CSF zur Förderung der M2-ähnlichen Polarisation). Kultur die Zellen unter diesen Bedingungen für insgesamt 6 Tage von der Erstbeschichtung in einem Inkubator bei 37 °C, 5%CO2.
  2. Um die Polarisation der grundierten Zellen zum M1-Makrophagen-Phänotyp voranzutreiben, aktivieren Sie die Zellen am 6. Tag der Inkubation, indem Sie Zellmedien durch neue Medien ersetzen, die 5% wärmeinaktiviertes FBS, 1% Pen/Strep, 100 ng/mL E.coli-abgeleitetes Lipopolysaccharid (LPS) und 20 ng/ml Interferon-Gamma (IFN-) enthalten.
  3. Um die Polarisation der grundierten Zellen zum M2-Makrophagen-Phänotyp voranzutreiben, aktivieren Sie die Zellen am 6. Tag der Inkubation, indem Sie Zellmedien durch neue Medien ersetzen, die 5% wärmeinaktiviertes FBS, 1% Pen/Strep, 10 ng/mL M-CSF und 20 ng/mL Interleukin 4 (IL-4) enthalten.
  4. Nach 24 h ernten Sie die Zellen für RNA-, Protein- oder Durchflusszytometrie-Analysen.
    1. Wenn Zellen zur Sammlung bereit sind, waschen Sie Zellen in der Schale 2x mit PBS (bei RT für RNA-Extraktion oder gekühlt auf Eis für die Proteinextraktion). Da die differenzierten Makrophagen nun fest an den Platten befestigt sind, lysieren Sie die Zellen in Platten direkt, um Material für RNA- und Proteinanalysen zu erhalten.
    2. Zur Sammlung von Material für die Durchflusszytometrie PBS mit 2 mM EDTA in die Schale geben, die Zellen 10 min bei 37 °C inkubieren, die Zellen vorsichtig aus der Schale kratzen und den Inhalt in einem 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr sammeln, bevor Sie mit Standardprotokollen fortfahren.

5. Durchflusszytometrie

  1. Spülen Sie Zellen in PBS, um das Kultivierungsmedium zu entfernen. Drehen Sie 100.000 Zellen (pro Durchflusszytometriezustand) und setzen Sie das Pellet in 100 l PBS wieder auf, die 2 L HuFcR-Bindungsinhibitor enthalten. 15 min bei RT inkubieren.
  2. Fügen Sie 50 L Färbepuffer und die gewünschten Antikörper (hier wurden CD80, CD83, CD163 und CD209 verwendet) in den empfohlenen Mengen hinzu.
  3. Sanft mischen und bei 4 °C im Dunkeln 30 min inkubieren.
  4. 2x mit PBS waschen und die gefärbten Zellen in 150 l PBS wieder aufsetzen, bevor die Probe auf einem Zytofluorimeter ausgeführt wird.

Ergebnisse

Mit dem beschriebenen Verfahren wurden primäre menschliche Monozyten von HIV-infizierten Personen und gesunden Spendern isoliert. Alle hier vorgestellten Daten stammen von HIV+ Probanden, die sich mit niedrigen (<20 Kopien/ml) oder nicht nachweisbaren Viruslasten und normalen CD4+ T-Zellzahlen unter cART befinden. Unmittelbar nach der Isolierung wurden Zellen befleckt und die Durchflusszytometrie durchgeführt, um die Reinheit der Zellpopulationen zu bestätigen. Di...

Diskussion

Das vorgestellte Protokoll zeigt die Verwendung von Primärzellen von HIV-infizierten Probanden als Modell für die Untersuchung von Monozyten und Makrophagen. HIV+ Patienten, die sich mit cART unterziehen, leben mehrere Jahre mit einer Infektion und können auch andere Co-Infektionen haben, die mit einem geschwächten Immunsystem zusammenhängen. Um die Immunmodulation in Gegenwart einer chronischen HIV-Infektion zu untersuchen, wurden Zellen direkt von Patienten geerntet. Da sich gezeigt hat, dass miRNAs ein...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Die Autoren danken dem HIV Clinical/Tumor Biorepository Core für die Bereitstellung von Patientenproben und dem Cellular Immunology Metabolism Core für die Bereitstellung von Durchflusszytometrieanalysen. Dieses Projekt wurde von NIH P20GM121288 und P30GM114732 finanziert.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
0.5M EDTAInvitrogenAM9260G
BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tubes with K2EDTABD Biosciences366643
Brilliant Stain BufferBD Horizon563794Flow cytometry
CD14 PerCPInvitrogen46-0149-42Flow cytometry- conjugated antibody
CD163 BV711BD Horizon563889Flow cytometry- conjugated antibody
CD209 BV421BD Horizon564127Flow cytometry- conjugated antibody
CD80 FITCBD Horizon557226Flow cytometry- conjugated antibody
CD83 APCBD Horizon551073Flow cytometry- conjugated antibody
Easy 50 EasySep MagnetStemCell Technologies18002
Easy Sep Direct Human Monocyte Isolation KitStemCell Technologies19669
EIF4EBP1 mAbCell Signaling9644Monoclonal antibody for Western blot
EIF4EBP1 siRNASanta Cruzsc-29594
Fetal Bovin Serum Defined Heat InactivatedHycloneSH30070.03HI
Gallios Flow CytometerBeckman CoulterB43618
GAPDH mAbSanta CruzSC-47724Monoclonal antibody for Western blot
HuFcR Binding InhibitoreBiosciences14-9161-73Flow cytometry- blocking buffer
Kaluza Analysis SoftwareBeckman CoulterB16406Software to analyze flow cytometry data
Lipopolysaccharides from Escherichia coli O55:B5SigmaL4524
miRCURY LNA microRNA Mimic hsa-miR-146a-5pQiagenYM00472124
MISSION miRNA Negative ControlSigmaHMC0002Scrambled miRNA conjugated with a near infrared dye
Nunc 35mm Cell Culture DishThermo Scientific150318
PBSGibco20012027
Penicillin-StreptomycinGibco15140122
Recombinant Human GM-CSFR&D Systems215-GM-050
Recombinant Human IFN-γR&D Systems285-IF-100
Recombinant Human IL-4R&D Systems204-IL-010
Recombinant Human M-CSFR&D Systems216-MC-025
RPMI 1640 with L-GlutamineCorning10040CVMP
Scrambled Control siRNASanta Cruzsc-37007
Viromer Blue Transfection Reagent KitLipocalyxVB-01LB-01
WST-1 Cell Proliferation ReagentRoche5015944001Colorimetric assay to assess cell viability

Referenzen

  1. Slim, J., Saling, C. F. A Review of Management of Inflammation in the HIV Population. Biomedical Research International. 2016, 3420638 (2016).
  2. Herskovitz, J., Gendelman, H. E. HIV and the Macrophage: From Cell Reservoirs to Drug Delivery to Viral Eradication. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 14 (1), 52-67 (2019).
  3. Machado Andrade, V., Stevenson, M. Host and Viral Factors Influencing Interplay between the Macrophage and HIV-1. Journal of Neuroimmune Pharmacology. 14 (1), 33-43 (2019).
  4. Merino, K. M., Allers, C., Didier, E. S., Kuroda, M. J. Role of Monocyte/Macrophages during HIV/SIV Infection in Adult and Pediatric Acquired Immune Deficiency Syndrome. Frontiers in Immunology. 8, 1693 (2017).
  5. Wacleche, V. S., Tremblay, C. L., Routy, J. P., Ancuta, P. The Biology of Monocytes and Dendritic Cells: Contribution to HIV Pathogenesis. Viruses. 10 (2), (2018).
  6. Davis, M. J., et al. Macrophage M1/M2 polarization dynamically adapts to changes in cytokine microenvironments in Cryptococcus neoformans infection. MBio. 4 (3), e00264 (2013).
  7. Raggi, F., et al. Regulation of Human Macrophage M1-M2 Polarization Balance by Hypoxia and the Triggering Receptor Expressed on Myeloid Cells-1. Frontiers in Immunology. 8, 1097 (2017).
  8. Van Overmeire, E., et al. M-CSF and GM-CSF Receptor Signaling Differentially Regulate Monocyte Maturation and Macrophage Polarization in the Tumor Microenvironment. Cancer Research. 76 (1), 35-42 (2016).
  9. Vogel, D. Y., et al. Human macrophage polarization in vitro: maturation and activation methods compared. Immunobiology. 219 (9), 695-703 (2014).
  10. Almeida, M., Cordero, M., Almeida, J., Orfao, A. Different subsets of peripheral blood dendritic cells show distinct phenotypic and functional abnormalities in HIV-1 infection. AIDS. 19 (3), 261-271 (2005).
  11. Ciesek, S., et al. Impaired TRAIL-dependent cytotoxicity of CD1c-positive dendritic cells in chronic hepatitis C virus infection. Journal of Viral Hepatitis. 15 (3), 200-211 (2008).
  12. Granelli-Piperno, A., Golebiowska, A., Trumpfheller, C., Siegal, F. P., Steinman, R. M. HIV-1-infected monocyte-derived dendritic cells do not undergo maturation but can elicit IL-10 production and T cell regulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (20), 7669-7674 (2004).
  13. Hearps, A. C., et al. HIV infection induces age-related changes to monocytes and innate immune activation in young men that persist despite combination antiretroviral therapy. AIDS. 26 (7), 843-853 (2012).
  14. Heggelund, L., et al. Stimulation of toll-like receptor 2 in mononuclear cells from HIV-infected patients induces chemokine responses: possible pathogenic consequences. Clinical and Experimental Immunology. 138 (1), 116-121 (2004).
  15. Hernandez, J. C., et al. Up-regulation of TLR2 and TLR4 in dendritic cells in response to HIV type 1 and coinfection with opportunistic pathogens. AIDS Research and Human Retroviruses. 27 (10), 1099-1109 (2011).
  16. Hernandez, J. C., Latz, E., Urcuqui-Inchima, S. HIV-1 induces the first signal to activate the NLRP3 inflammasome in monocyte-derived macrophages. Intervirology. 57 (1), 36-42 (2014).
  17. Low, H. Z., et al. TLR8 regulation of LILRA3 in monocytes is abrogated in human immunodeficiency virus infection and correlates to CD4 counts and virus loads. Retrovirology. 13, 15 (2016).
  18. Sachdeva, M., Sharma, A., Arora, S. K. Functional Impairment of Myeloid Dendritic Cells during Advanced Stage of HIV-1 Infection: Role of Factors Regulating Cytokine Signaling. PLoS ONE. 10 (10), e0140852 (2015).
  19. Sachdeva, M., Sharma, A., Arora, S. K. Increased expression of negative regulators of cytokine signaling during chronic HIV disease cause functionally exhausted state of dendritic cells. Cytokine. 91, 118-123 (2017).
  20. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  21. Li, H., Jiang, T., Li, M. Q., Zheng, X. L., Zhao, G. J. Transcriptional Regulation of Macrophages Polarization by MicroRNAs. Frontiers in Immunology. 9, 1175 (2018).
  22. Hu, X., et al. Genome-Wide Analyses of MicroRNA Profiling in Interleukin-27 Treated Monocyte-Derived Human Dendritic Cells Using Deep Sequencing: A Pilot Study. International Journal of Molecular Sciences. 18 (5), (2017).
  23. Huang, J., et al. MicroRNA miR-126-5p Enhances the Inflammatory Responses of Monocytes to Lipopolysaccharide Stimulation by Suppressing Cylindromatosis in Chronic HIV-1 Infection. Journal of Virology. 91 (10), (2017).
  24. Lodge, R., et al. Host MicroRNAs-221 and -222 Inhibit HIV-1 Entry in Macrophages by Targeting the CD4 Viral Receptor. Cell Reports. 21 (1), 141-153 (2017).
  25. Ma, L., Shen, C. J., Cohen, E. A., Xiong, S. D., Wang, J. H. miRNA-1236 inhibits HIV-1 infection of monocytes by repressing translation of cellular factor VprBP. PLoS ONE. 9 (6), e99535 (2014).
  26. Riess, M., et al. Interferons Induce Expression of SAMHD1 in Monocytes through Down-regulation of miR-181a and miR-30a. Journal of Biological Chemistry. 292 (1), 264-277 (2017).
  27. Buchacher, T., Ohradanova-Repic, A., Stockinger, H., Fischer, M. B., Weber, V. M2 Polarization of Human Macrophages Favors Survival of the Intracellular Pathogen Chlamydia pneumoniae. PLoS ONE. 10 (11), e0143593 (2015).
  28. Jaguin, M., Houlbert, N., Fardel, O., Lecureur, V. Polarization profiles of human M-CSF-generated macrophages and comparison of M1-markers in classically activated macrophages from GM-CSF and M-CSF origin. Cellular Immunology. 281 (1), 51-61 (2013).
  29. Lacey, D. C., et al. Defining GM-CSF- and macrophage-CSF-dependent macrophage responses by in vitro models. Journal of Immunology. 188 (11), 5752-5765 (2012).
  30. Tarique, A. A., et al. Phenotypic, functional, and plasticity features of classical and alternatively activated human macrophages. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 53 (5), 676-688 (2015).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

Immunologie und InfektionAusgabe 154prim re Monozytenmenschliche MonozytenMonozytenisolationMonozytentransfektionMonozytenkulturMonozytendifferenzierungHIV infizierte MonozytenHIV Patientenproben

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten