Bewertung der akuten Wundheilung mit den dorsalen subkutanen Polyvinylalkoholschwammimplantation und Exzisional Tail Skin Wound Models.

Zusammenfassung

Hier werden zwei murine Wundheilungsmodelle beschrieben, eines zur Beurteilung der zellulären und zytokinen Wundheilungsreaktionen und das andere zur Quantifizierung der Rate des Wundverschlusses. Diese Methoden können mit komplexen Krankheitsmodellen wie Diabetes verwendet werden, um Mechanismen verschiedener Aspekte der schlechten Wundheilung zu bestimmen.

Zusammenfassung

Wundheilung ist ein komplexer Prozess, der das geordnete Fortschreiten von Entzündungen, Granulationsgewebebildung, Fibrose und Auflösung erfordert. Murine Modelle bieten wertvolle mechanistische Einblicke in diese Prozesse; Kein einziges Modell berücksichtigt jedoch alle Aspekte der Wundheilungsreaktion vollständig. Stattdessen ist es ideal, mehrere Modelle zu verwenden, um die verschiedenen Aspekte der Wundheilung anzusprechen. Hier werden zwei verschiedene Methoden beschrieben, die verschiedene Aspekte der Wundheilungsreaktion behandeln. Im ersten Modell werden Polyvinylalkoholschwämme subkutan entlang des Mausdorsums implantiert. Nach dem Abruf von Schwämmen können Zellen durch mechanische Störungen isoliert werden, und Flüssigkeiten können durch Zentrifugation extrahiert werden, was eine detaillierte Charakterisierung der zellulären und zytokinen Reaktionen in der akuten Wundumgebung ermöglicht. Eine Einschränkung dieses Modells ist die Unfähigkeit, die Rate des Wundverschlusses zu beurteilen. Dazu wird ein Schwanzhautexzisionsmodell verwendet. Bei diesem Modell wird ein 10 mm x 3 mm rechteckiges Stück Schwanzhaut entlang der rückenden Oberfläche, in der Nähe der Basis des Schwanzes, ausgeschnitten. Dieses Modell kann leicht für die planimetrische Analyse fotografiert werden, um Heilungsraten zu bestimmen, und kann für histologische Analysen ausgeschnitten werden. Beide beschriebenen Methoden können in genetisch veränderten Mausstämmen oder in Verbindung mit Modellen von komorbiden Erkrankungen wie Diabetes, Alterung oder Sekundärinfektionen eingesetzt werden, um Wundheilungsmechanismen aufzuklären.

Einleitung

Es gibt viele murine Modellsysteme zur Verfügung, um Wundheilungsprozesse zu untersuchen, die jeweils spezifische Vorteile und Einschränkungen^{besitzen 1,2}. Die folgenden Methoden stellen zwei murine Wundmodelle dar, von denen jedes einen bestimmten Aspekt der Wundheilungsreaktion behandelt und die verwendet werden können, um Ursache und Wirkung von Störungen in der Reaktion auf Verletzungen zu identifizieren. Der Prozess der Wundheilung findet in verschiedenen Phasen statt. Die erste Phase ist entzündlich, gekennzeichnet durch den schnellen Zustrom von Thrombozyten, Neutrophilen und Monozyten/Makrophagen, sowie die Produktion von proinflammatorischen Zytokinen und Chemokinen. Nach der Auflösung der Entzündung übergeht die Umgebung in einen reparativen Zustand mit der Induktion von profibrotischen und proangiogenen Zytokinen und Wachstumsfaktoren. Granulationsgewebe wird abgelagert und Neogefäße bilden sich mit der Migration von Myofibroblasten, Fibroblasten, Epithelzellen und Endothelzellen. In den letzten Stadien wird die provisorische extrazelluläre Matrix umgebaut, und Narbenbildung und Wundverschluss gehen^{weiter 2,3,4,5,6,7,8}.

Kein einziges murines Modell bietet ein System, um alle Stadien der Wundheilung zu studieren². Hier werden zwei chirurgische Wundmodelle beschrieben: Eines erläutert akute zelluläre und zytokine Wundheilungsreaktionen, das andere ermöglicht die Beurteilung des Wundverschlusses sowie histologische Analysen. Diese beiden Methoden können komplementär eingesetzt werden, um die Auswirkungen einer Störung oder Komorbidität auf verschiedene Aspekte der Wundheilungsreaktion zu bewerten. Die dorsale subkutane Implantation von Polyvinylalkoholschwämmen (PVA) ist ein System, das seit Jahrzehnten in Nagetiermodellen verwendet wird, um zahlreiche Aspekte der zellulären und Granulationsgewebereaktionen^{9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20 ,21,22,23,24}. Dieser Ansatz ermöglicht die Rückgewinnung von zytokinreichen Wundflüssigkeiten und zellulären Infiltraten. Bei diesem Modell werden 1 cm x 1 cm x 0,5 cm PVA-Schwammstücke durch einen 2 cm Schnitt an der hinteren dorsalen Mittellinie in subkutane Taschen gelegt. Der Schnitt wird mit chirurgischen Clips geschlossen, und die Schwämme können zu späteren Zeitpunkten für die Zell- und Flüssigkeitsisolierung abgerufen werden. Das zelluläre und zytokinische Milieu isolierter Schwämme spiegelt die normalen Stadien der akuten Wundheilung bis etwa 14 Tage nach der Implantation wider. Zu späteren Zeitpunkten ist das Modell vorteilhafter für die Untersuchung der Granulationsgewebebildung und der Fremdkörperreaktion¹. Mit diesem System ist es möglich, >10⁶ Zellen zu isolieren, was einen deutlichen Vorteil für phänotypische und funktionelle Assays und RNA-Isolierung bietet, gegenüber der Isolierung von Zellen von anderen biopsiebasierten Methoden^{1,22,23,25,26}.

Die Rate des Wundverschlusses wird anhand des Schwanzhautexzessionsmodells bestimmt. In diesem Modell, wie ursprünglich von Falanga et al. beschrieben und von anderen berichtet^27,28,29,30, wird ein 1 cm x 0,3 cm voller Dicke Abschnitt der Schwanzhaut in der Nähe der Basis des Schwanzes entfernt. Der Wundbereich ist leicht zu visualisieren und kann im Laufe der Zeit gemessen werden. Alternativ kann Schwanzgewebe für die histologische Analyse isoliert werden. Dieser Ansatz kann als Alternative zur oder in Verbindung mit der etablierten Dorsal-Punch-Biopsiemethode verwendet werden. Die primären Unterscheidungen zwischen diesen beiden Modellen sind die Rate des Wundverschlusses, das Vorhandensein oder Fehlen von Fell und die Hautstruktur^2,31,32. Schwanzhautwunden bieten einen längeren Zeitrahmen, um den Wundverschluss zu beurteilen, da es etwa 21 Tage dauert, bis eine Vollsperrung auftritt. Dies steht im Gegensatz zu unplinierten dorsalen Punschbiopsien, die viel schneller heilen (ca. 7–10 Tage), vor allem durch Kontraktion aufgrund der Wirkung des Panniculus carnosus. Splinted dorsal Punch Biopsien heilen langsamer und verringern die Auswirkungen der kontraktilen Heilung, aber verlassen Sie sich auf die Anwesenheit eines Fremdkörpers, kontraktile-basierte Mechanismen zu beschränken^{1,2,27,30,31,33}.

Die beschriebenen Wundmodelle sind informativ, um normale Wundheilungsprozesse ohne Störung zu verstehen. Während sich die Heilung der Nagetierhaut in sehr signifikanter Weise von der menschlichen Haut unterscheidet, einschließlich loser Struktur, Abhängigkeit von kontraktiler Heilung und anderen anatomischen Unterschieden, bietet das murine System bestimmte Vorteile für mechanistische und Screening-Studien. Dazu gehören vor allem die Verfügbarkeit von inzuchtierten Stämmen und genetischen Mutanten, genetische Traktionsfähigkeit und niedrigere Kosten. Mechanistische Erkenntnisse aus murinen Studien können in komplexe Tiermodelle übersetzt werden, die die Heilung menschlicher Haut stärker nachahmen, wie das Schweinesystem^2,31.

Zusätzlich zur Untersuchung der Wundheilungsreaktionen im stationären Zustand können diese Modelle mit komorbiden Bedingungen kombiniert werden, um die Grundlage von Wundheilungsdefekten auf Zell-, Zytokin- und Bruttogewebeebene zu verstehen. In diesem speziellen Umfeld können die beiden Modelle gemeinsam verwendet werden, um die Auswirkungen einer bestimmten komorbiden Erkrankung, wie z. B. einer postoperativen Lungenentzündung, sowohl auf die akute zelluläre Wundheilungsreaktion als auch auf die Rate des Wundverschlusses³⁰zu bewerten.

Protokoll

Alle hier beschriebenen Tierstudien wurden vom Brown University Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt und in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Tieren der National Institutes of Health durchgeführt.  HINWEIS: Im Video wurde der chirurgische Vorhang zu Demonstrationszwecken weggelassen.

1. Subkutane Implantation von PVA-Schwämmen

1. Verwenden Sie Scheren, um Blätter aus PVA-Schwamm in 8 mm x 8 mm x 4 mm Stücke zu schneiden. Rehydrieren Sie die Stücke des PVA-Schwamms, indem Sie sie in sterile 1x PBS in einem Becher untertauchen.
2. Autoclavdiedie Schwämme in 1x PBS zu sterilisieren, und vollständig abkühlen. Autoklavierte Schwämme in sterilen 1x PBS bei 4 °C lagern.
3. Vor der chirurgischen Implantation, aliquot die notwendige Anzahl von Schwämmen in eine sterile Kulturschale unter sterilen Bedingungen in einer laminaren Strömungshaube. Bewahren Sie die zusätzlichen Schwämme in sterilen 1x PBS bei 4 °C für die zukünftige Verwendung auf. Stellen Sie sicher, dass die Schwämme nach der Rehydrierung auf 1 cm x 1 cm x 0,5 cm anschwellen. Ein Bild von dehydrierten PVA-Schwämmen ist in Abbildung 1Adargestellt.
   HINWEIS: Um die Sterilität der chirurgischen Stelle zu erhalten, erfordert das PVA-Schwammimplantationsverfahren eine Person, um die Maus zu behandeln und die chirurgische Stelle vorzubereiten, und eine zweite Person, um die Implantation durchzuführen.
4. Anästhetisieren Sie eine 8-12 Wochen alte männliche C57BL/6J Maus durch intraperitoneale Injektion von 80 mg/kg Ketamin. 40 mg/kg Xylazin intraperitoneal zur Analgesie verabreichen.  Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch den Verlust eines Pedalreflexes. Bereiten Sie die chirurgische Stelle vor, indem Sie das Haar entlang des Dorsums mit Clippern entfernen. Mit steriler Gaze, Povidon-Jod-Lösung auf den Rasierbereich 2x auftragen, gefolgt von 70% Ethanol.
5. Legen Sie die Maus auf sterile chirurgische Vorhänge. Legen Sie ein beheiztes Pad unter die chirurgischen Vorhänge, um die Kerntemperatur der Maus zu halten.
6. Tragen Sie sterile chirurgische Handschuhe für die Durchführung der Operation. Ziehen Sie die dorsale Haut mit Zangen vom darunter liegenden Gewebe weg und machen Sie mit einer sterilen chirurgischen Schere einen 2 cm großen Schnitt entlang der dorsalen Mittellinie ca. 2 cm vordere Richtung zur Basis des Schwanzes. Während Sie den Schnitt mit steriler Zange offen halten, verwenden Sie eine sterile gekrümmte, stumpfe chirurgische Schere, um eine subkutane Tasche entlang des Dorsums in einer der in Abbildung 1Bangegebenen Positionen zu bilden.
7. Verwenden Sie weiterhin Zangen, um die Haut vom darunter liegenden Gewebe wegzuheben. Mit steriler chirurgischer Schere, drücken Sie vorsichtig einen PVA-Schwamm in der Kulturschale, um überschüssige PBS zu entfernen. Nehmen Sie den PVA-Schwamm um eine Ecke mit einer sterilen chirurgischen Schere und legen Sie den Schwamm mit der Ecke, die von der Schere gehalten wird, in die in Schritt 1.4 gebildete subkutane Tasche.
8. Wiederholen Sie diesen Vorgang 5x und legen Sie insgesamt sechs Schwämme in subkutane Taschen, wie in Abbildung 1Bdargestellt.
9. Kneifen Sie die eingeschnittene Rückenhaut mit steriler Zange zusammen und schließen Sie den Schnitt mit zwei Edelstahl-Wundclips.
10. Verwenden Sie einen neuen Satz steriler chirurgischer Instrumente für jede Maus. Alternativ können Sie einen Perlensterilisator verwenden, um Instrumente zwischen Mäusen zu sterilisieren.

2. Isolierung von Flüssigkeiten aus PVA-Schwämmen

1. Um das akute Zytokinmilieu zu bewerten, isolieren Sie Schwämme zwischen 1 und 14 Tagen nach der Implantation.
2. Bereiten Sie ein Flüssigkeitssammelrohr vor, indem Sie den Lauf einer 5 ml Spritze in ein 16 ml Kulturrohr verschachteln.
3. Euthanisieren Sie eine Maus mit implantierten PVA-Schwämmen durch CO2-Erstickung, gefolgt von zervikaler Dislokation.
4. Entfernen Sie die chirurgischen Klammern und öffnen Sie den Schnitt mit zahngezahnten Zangen. Verwenden Sie eine Schere, um den Schnitt entlang der dorsalen Mittellinie zu verlängern.
5. Mit Zangen einen Schwamm aus seiner subkutanen Tasche extrahieren und in den vorbereiteten Spritzenfass geben, wobei darauf geachtet wird, den Druck auf den Schwamm zu minimieren. Entkortieren Sie alle Bindegewebe, das an der Oberfläche des Schwamms haftet. Verwenden Sie eine Schere, um den Schwamm aus dem umgebenden Gewebe zu sezieren, wenn nötig. Wiederholen Sie den Schwammentfernungsprozess mit den restlichen Schwämmen. Legen Sie das Rohr mit den Schwämmen auf Eis.
6. Um die Wundflüssigkeit zu isolieren, zentrieren Sie das Kulturrohr, das die 5 ml Spritze enthält, mit den Schwämmen bei 700 x g für 10 min.
7. Nach der Zentrifugation die Spritze und die Schwämme entsorgen. Die Wundflüssigkeit wird sich in der 16 ml Kulturröhre gesammelt haben. Ein repräsentatives Bild der Flüssigkeit, die aus einer Wunde am Tag 7 gesammelt wurde, ist in Abbildung 1Ddargestellt. Übertragen Sie die Wundflüssigkeit zur Langzeitlagerung bei -80 °C in ein Sauberes Rohr.

3. Isolierung von Zellen aus PVA-Schwämmen

1. Um das akute wundheilende Zellmilieu zu bewerten, sammeln Sie Schwämme zwischen 1–14 Tagen nach der Implantation. Schwämme, die 7 Tage nach der Implantation aus einer Wunde gewonnen wurden, sind in Abbildung 1Edargestellt.
2. Bereiten Sie Sammelmedium mit 1x HBSS (+Calcium/+Magnesium/-Phenol rot) vor, das mit 1% FBS, 1% HEPES und 1% Penicillin-Streptomycin ergänzt wird.
3. Aliquot 5 ml HBSS-Sammelmedium in ein 15 ml konisches Rohr.
4. Extrahieren Sie die PVA-Schwämme von eingeschläferten Mäusen, wie in 2.2–2.4 beschrieben. Legen Sie die Schwämme in das konische Rohr mit 5 ml HBSS-Sammelmedium.
5. Übertragen Sie die Schwämme und das HBSS-Sammelmedium in einen 80 ml Mixerbeutel durch Gießen. Hängen Sie den Mixerbeutel aus der Luke des Paddelmixers, so dass die Paddel die Schwämme und Medien treffen. Passen Sie die Einstellungen des Paddelmixers so an, dass er 60 s hoch läuft. Drücken Sie den Start.
6. Übertragen Sie die Medien aus dem Mixerbeutel mit einer Pipette zurück auf das 15 ml konische Rohr und lassen Sie die Schwämme im Beutel zurück. Drücken Sie die Schwämme, um die Medien gründlich freizugeben. Passen Sie die Einstellungen des Paddelmixers so an, dass er 30 s hoch läuft. Fügen Sie 5 ml Medien in den Mixerbeutel und wiederholen Sie den Magenprozess 2x für insgesamt drei Schwammwasachten.
7. Zentrifugieren Sie das konische Rohr bei 250 x g für 5 min. Ein rotes Pellet aus Zellen und roten Blutkörperchen wird nach der Zentrifugation am Boden des konischen Röhrchens sichtbar sein.
8. Entsorgen Sie den Überstand und führen Sie eine rote Blutzelllyse durch: Fügen Sie 900 l dH₂O in das Zellpellet und die Pipette ein, um sie zu mischen. Neutralisieren Sie mit 100 l mit 10x PBS. Fügen Sie 4 ml 1x PBS in das Rohr, um die Lyse vollständig zu neutralisieren, dann Zentrifuge bei 250 x g für 5 min.
   HINWEIS: Der Lyseschritt sollte kurz sein; Das Wasser mehr als 3-5 s in Kontakt mit den Zellen zu lassen, kann zu einer Lyse nicht-roter Blutkörperchen führen.
9. Nach der Zentrifugation wird ein weißes Zellpellet mit Wundzellen ohne rote Blutkörperchen am Boden des konischen Röhrchens vorhanden sein. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie das Zellpellet im gewünschten Medium für nachgeschaltete Analysen wieder aus.

4. Optionale Durchflusszytometrie-Analyse von angeborenen Leukozyten, die aus PVA-Schwammwunden isoliert sind

1. 0,5–1 x 10⁶ Wundzellen in 25 l einer 2x-Lösung von blockierendem Antikörper, der 10 g/ml Anti-CD16/CD32 FCR-II/III-Antikörper enthält, in 1x PBS + 1% BSA verdünnt.
   HINWEIS: Alle Antikörper sollten titriert werden, um optimale Konzentrationen für die Durchflusszytometrieanalyse zu bestimmen.
2. Inkubieren Sie die Zellen mit blockierendem Antikörper für 10 min auf Eis.
3. Machen Sie einen 2x Master-Mix von Antikörpern, die 2,5 mg/ml PerCP-eFluor710-Ly6G, 5 mg/ml FITC-Ly6C, APC-Fire750-CD45.2, APC-R700-Siglec-F und 10 mg/ml eFluor660-F4-80 in 1x PBS + 1% BSA verdünnt enthalten. Fügen Sie den Zellen, die in blockendem Antikörper brüten, direkt 25 l des Antikörpercocktails hinzu.
4. Inkubieren Sie die Zellen für 20 min auf Eis, vor Licht geschützt.
5. Waschen Sie die Zellen 2x mit 1x PBS.
6. Machen Sie eine Master-Mischung aus amin-reaktive fixierbare Lebensfähigkeit Farbstoff-eFluor506 verdünnt 1:1.000 in 1x PBS. Setzen Sie das Zellpellet in 50 l der Lebensfähigkeitsfarbstofflösung wieder auf.
   HINWEIS: Serum muss von der fixierbaren Lebensfähigkeitsstufe ausgeschlossen werden, da es die Bindung des Farbstoffs an endogene Proteine verhindert. Inkubieren Sie die Zellen für 20 min auf Eis, vor Licht geschützt.
7. Waschen Sie die Zellen 2x mit 1x PBS. Setzen Sie das Zellpellet in 50 l mit 1% Paraformaldehyd aus.
8. Inkubieren Sie die Zellen mit 1% Paraformaldehyd für 15 min auf Eis, geschützt vor Licht.
9. Waschen Sie die Zellen 1x mit 1x PBS und setzen Sie das Pellet in 1x PBS für die zytometrische Durchflussanalyse wieder auf.

5. Schwanzhautexzision

1. Anästhetisieren Sie eine 8-12 Wochen alte männliche C57BL/6J Maus durch intraperitoneale Injektion von 80 mg/kg Ketamin. 40 mg/kg Xylazin intraperitoneal zur Analgesie verabreichen. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch den Verlust eines Pedalreflexes.
2. Bereiten Sie die chirurgische Stelle am Schwanz der anästhesierten Maus vor, indem Sie sterile Gaze verwenden, um Povidon-Jod-Lösung 2x aufzutragen, gefolgt von einer Anwendung von 70% Ethanol.
3. Definieren Sie einen 10 mm x 3 mm Abschnitt auf der dorsalen Oberfläche des Schwanzes, 10 mm von der Basis des Schwanzes (Abbildung 1C) mit einem permanenten Marker, um von einer vorgefertigten Schablone zu verfolgen.
4. Legen Sie die anästhesierte Maus auf sterile chirurgische Vorhänge.
5. Tragen Sie sterile chirurgische Handschuhe, um die chirurgischen Eingriffe durchzuführen. Mit einer sterilen Skalpellklinge, machen Sie einen vollen Dicke Schnitt entlang der rechten, unteren und linken Ränder des Wundbereichs.
6. Mit sterilen Zangen, schälen Sie die ausgeschnittene Haut weg vom Schwanz, und verwenden Sie sterile chirurgische Schere, um den oberen Rand des Wundbereichs zu schneiden.
7. Drücken Sie mit steriler Gaze, um die Blutung zu stoppen.
8. Tragen Sie einen Sprühbarrierefilm auf das Wundbett auf.
9. Fotografieren Sie die Wunden in regelmäßigen Zeitabständen aus einem festen Abstand. Analysieren Sie Fotos durch planimetrische Analyse, um Wundbereichsmessungen zu bestimmen. Alternativ können Sie Sättel verwenden, um Wundlängen- und Breitenmessungen zu erhalten.

Ergebnisse

Systemische Entzündungsreaktion nach PVA-Schwammimplantation
Die PVA-Schwammimplantationschirurgie erzeugte eine systemische Entzündungsreaktion, wie die Induktion von IL-6 im Plasma 1 Tag nach der Wundwunde zeigte (Abbildung 2A). Andere proinflammatorische Zytokine, einschließlich TNF-A und IL-1, sowie eine Reihe von Chemokinen einschließlich CCL2 und CXCL1 wurden in den ersten 7 Tagen nach der PVA-Schwammimplantation systemisch induziert und an anderer Stelle beschr...

Diskussion

Dieser Artikel beschreibt zwei traktierbare murine Wundmodelle, die die Beurteilung der akuten Wundheilungsreaktion ermöglichen. Die erste Methode beinhaltet die chirurgische Implantation von PVA-Schwämmen im dorsalen subkutanen Raum. Dieser Ansatz bietet einen deutlichen Vorteil gegenüber biopsiebasierten Wundmodellen für die Untersuchung der zellulären Wundheilungsreaktion aufgrund der großen Anzahl von Zellen und der Menge an Wundflüssigkeiten, die aus den isolierten Schwämmen gewonnen werden. Für die erfolgr...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
10x Phosphate Buffered Saline	Fisher Scientific	BP3991
15 mL centrifuge tubes, Olympus	Genesee	28-103
1x HBSS (+Calcium, +Magnesium, –Phenol Red)	ThermoFisher Scientific	14025076
5ml Syringe	BD	309646
Anti-mouse CD45.2-APC Fire750	BioLegend	109852	Clone 104
Anti-mouse F4/80-eFluor660	ThermoFisher Scientific	50-4801-82	Clone BM8
Anti-mouse Ly6C-FITC	BD Biosciences	553104	Clone AL-21
Anti-mouse Ly6G-PerCP-eFluor710	ThermoFisher Scientific	46-9668-82	Clone 1A8-Ly6g
Anti-mouse Siglec-F-APC-R700	BD Biosciences	565183	Clone E50-2440
Autoclip Stainless Steel Wound Clip Applier	Braintree Scientific	NC9021392
Autoclip Stainless Steel Wound Clips, 9mm	Braintree Scientific	NC9334081
Blender Bag, 80mL	Fisher Scientific	14258201
Culture Tube, 16mL, 17x100	Genesee Scientific	21-130
Fetal Bovine Serum - Standard	ThermoFisher Scientific	10437028
Fixable Viability Dye eFluor506	ThermoFisher Scientific	65-0866-14
Hepes Solution, 1M	Genesee Scientific	25-534
ImageJ Software	NIH
Penicillin-Streptomycin (5000 U/mL)	ThermoFisher Scientific	15070-063
Polyvinyl alcohol sponge - large pore size	Ivalon/PVA Unlimited		www.sponge-pva.com
Povidone-iodine solution, 10%	Fisher Scientific	3955-16
Spray barrier film, Cavilon	3M	3346E
Stomacher 80 Biomaster, 110V	Seward	0080/000/AJ