JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Здесь описаны две модели заживления ран, одна из которой предназначена для оценки клеточных и цитокинов реакций заживления ран, а другая - для количественной оценки скорости замыкания ран. Эти методы могут быть использованы со сложными моделями заболеваний, таких как диабет для определения механизмов различных аспектов плохого заживления ран.

Аннотация

Заживление ран является сложным процессом, который требует упорядоченного прогрессирования воспаления, формирования гранулированной ткани, фиброза и разрешения. Модели Murine обеспечивают ценное механистическое понимание этих процессов; однако, ни одна модель полностью не рассматривает все аспекты реакции заживления ран. Вместо этого, идеально использовать несколько моделей для решения различных аспектов заживления ран. Здесь описаны два различных метода, которые затрагивают различные аспекты реакции заживления ран. В первой модели поливиниловые спиртовые губки подкожно имплантируются вдоль мышечной сум. После поиска губки, клетки могут быть изолированы механические нарушения, и жидкости могут быть извлечены путем центрифугации, что позволяет подробную характеристику клеточных и цитокинов реакции в острой среде раны. Ограничением этой модели является неспособность оценить скорость закрытия ран. Для этого используется модель иссечения хвостовой кожи. В этой модели, 10 мм х 3 мм прямоугольный кусок хвостовой кожи иссесывается вдоль поверхности доза, вблизи основания хвоста. Эту модель можно легко сфотографировать для планиметрического анализа для определения показателей заживления и можно усвоить для гистологического анализа. Оба описанных метода могут быть использованы в генетически измененных штаммов мыши, или в сочетании с моделями сопутствующих заболеваний, таких как диабет, старение или вторичная инфекция, для того, чтобы выяснить механизмы заживления ран.

Введение

Есть много систем модели мурин доступны для изучения процессов заживления ран, каждый из которых обладает конкретными преимуществами и ограничениями1,2. Следующие методы представляют две модели мурин раны, каждая из которых рассматривает конкретный аспект реакции заживления ран, и которые могут быть использованы для определения причины и следствия возмущений в ответ на травму. Процесс заживления ран происходит в различных фазах. Первая фаза является воспалительной, характеризующейся быстрым притоком тромбоцитов, нейтрофилов и моноцитов/макрофагов, а также производством провоспалительных цитокинов и хемокин. После разрешения воспаления, окружающая среда переходит в более репаративное состояние с индукцией профибротических и проангиогенных цитокинов и факторов роста. Гранулированная ткань откладывается и неососы образуются с миграцией миофибробластов, фибробластов, эпителиальных клеток и эндотелиальных клеток. На заключительных стадиях перестраивается предварительная внеклеточная матрица, а образование рубцов и замыкание раны происходит2,,33,44,5,66,7,,8.

Ни одна модель мурина не обеспечивает систему для изучения всех стадий заживления ран2. Здесь описаны две хирургические модели ран: одна проясняет острые клеточные и цитокины заживление ран, а другая позволяет оценить закрытие раны, а также гистологические анализы. Эти два метода могут быть использованы в дополнительной форме для оценки последствий возмущения или сопутствующих мер на различные аспекты реакции заживления ран. В розницу подкожной имплантации поливинилового спирта (PVA) губки представляет собой систему, которая была использована в моделях грызунов на протяжении десятилетий, чтобы прояснить многочисленные аспекты клеточной и гранулирующей ткани ответы9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20 ,21,22,23,24. Такой подход позволяет извлекать богатые цитокиновыми раневыми жидкостями и клеточные инфильтраты. В этой модели, 1 см х 1 см х 0,5 см куски pVA губки помещаются в подкожные карманы через 2 см разрез, сделанный на задней дорсальной средней линии. Разрез закрывается хирургическими зажимами, и губки могут быть извлечены в более поздние временные точки для изоляции клеток и жидкости. Клеточная и цитокинская среда изолированных губок отражает нормальные стадии заживления острых ран до 14 дней послеимплантации. В более поздние моменты указывает модель является более выгодным для изучения формирования гранулирования ткани и инородного тела ответ1. С помощью этой системы, можно изолировать йgt;106 клеток, который предлагает явное преимущество для фенотипических и функциональных анализов и ИЗОЛЯЦИи РНК, более изоляции клеток из других методов на основе биопсии1,22,23,25,26.

Скорость замыкания раны определяется с помощью модели иссечения хвостовой кожи. В этой модели, как первоначально описано Falanga et al. и сообщили другие27,28,29,30, 1 см х 0,3 см полная толщина секции хвостовой кожи удаляется вблизи основания хвоста. Область раны легко визуализирована и может быть измерена с течением времени. Кроме того, хвостовая ткань может быть выделена для гистологического анализа. Этот подход может быть использован в качестве альтернативы или в сочетании с устоявшимся методом биопсии пневматического пунша. Основными различиями между этими двумя моделями являются скорость закрытия ран, наличие или отсутствие меха, и структура кожи2,,31,32. Хвост овешки раны предлагают более длительные сроки, в которых для оценки закрытия раны, как это занимает около 21 дней для полного закрытия произойти. Это противопоставляется непорочным кисло-пунш биопсии, которые заживают гораздо быстрее (7-10 дней), в первую очередь за счет сокращения из-за действия panniculus карнос. Splinted dorsal пунша биопсии исцелить медленнее и уменьшить последствия сократительного исцеления, но полагаться на наличие инородного тела, чтобы ограничить сократительных механизмов1,2,27,30,31,33.

Описанные модели ран информативны для понимания нормальных процессов заживления ран при отсутствии возмущения. В то время как заживление кожи грызунов отличается очень значительными способами от кожи человека, включая рыхлую структуру, зависимость от сократительного заживления и другие анатомические различия, муринсистема предлагает определенные преимущества для механистических и скрининговых исследований. На первом месте среди них является наличие инбредных штаммов и генетических мутантов, генетическая усваиваемость и более низкая стоимость. Механистические понимание, полученное из мурин исследований могут быть переведены на сложные модели животных, которые более тесно имитировать заживление кожи человека, таких как свиная система2,31.

В дополнение к изучению реакции заживления ран в устойчивом состоянии, эти модели могут быть объединены с сопутствующими условиями, чтобы понять основу дефектов заживления ран на клеточной, цитокинов, и валового уровня ткани. Именно в этой конкретной обстановке, что две модели могут быть использованы в согласии для оценки последствий конкретного сопутствующих состояний, таких как послеоперационная пневмония, как на острой клеточной реакции заживления рании и скорость закрытияраны 30.

протокол

Все исследования на животных, описанные здесь, были одобрены Комитетом по институциональному уходу и использованию животных Университета Брауна и проведены в соответствии с Руководством по уходу и использованию животных Национальных институтов здравоохранения.  ПРИМЕЧАНИЕ: в видео, хирургическая драпировка была опущена для демонстрационных целей.

1. Подкожная имплантация губок ПВА

  1. Используйте ножницы, чтобы разрезать листы губки PVA на 8 мм х 8 мм х 4 мм штук. Rehydrate куски губки ПВА, погрузив их в стерильные 1x PBS в стакан.
  2. Автоклав губки в 1x PBS стерилизовать, и охладить полностью. Храните автоматически ватированные губки в стерильных 1x PBS при 4 градусах Цельсия.
  3. Перед выполнением хирургической имплантации, aliquot необходимое количество губок в стерильной культуры блюдо в стерильных условиях в ламинарной капоты потока. Храните дополнительные губки в стерильных 1x PBS при 4 градусах по Цельсию для использования в будущем. Убедитесь, что губки набухают до 1 см х 1 см х 0,5 см после регидратации. Изображение обезвоженных губок ПВА показано на рисунке 1A.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для поддержания стерильности хирургического участка, процедура имплантации губки PVA требует, чтобы один человек обработал мышь и подготовил хирургическое место, и второй человек для выполнения имплантации.
  4. Анестезия 8-12 недельный мужчина C57BL/6J мыши интраперитонеальной инъекции 80 мг/кг кетамина. Администрирование 40 мг/кг ксилазина интраперитонена для обезболивания.  Подтвердите глубину анестезии потерей педали рефлекса. Подготовка хирургического сайта, удалив волосы вдоль стропы с клиперами. Используя стерильную марлю, нанесите повидон-йодный раствор на область бритья 2x, а затем 70% этанола.
  5. Поместите мышь на стерильные хирургические шторы. Поместите подогрев под хирургические шторы для поддержания температуры ядра мыши.
  6. Носите стерильные хирургические перчатки для выполнения операции. Вытяните сонную кожу от основной ткани с помощью щипц, и с помощью стерильных хирургических ножниц, сделать 2 см разрез вдоль дорсальной средней линии примерно 2 см передней к основанию хвоста. При проведении разреза открытым и стерильных щипцы, использовать стерильные изогнутые, тупой наконечником хирургические ножницы, чтобы сформировать подкожный карман вдоль сницы в одном из позиций, указанных в Рисунке 1B.
  7. Продолжайте использовать щипки, чтобы поднять кожу от основной ткани. Используя стерильные хирургические ножницы, аккуратно сжать одну губку ПВА в культуре блюдо, чтобы удалить избыток PBS. Возьмите губку PVA на один угол, используя стерильные хирургические ножницы и, ведя с углу, удерживаемым ножницами, поместите губку в подкожный карман, сформированный в шаге 1.4.
  8. Повторите этот процесс 5x, поместив в общей сложности шесть губок в подкожные карманы, как показано на рисунке 1B.
  9. Pinch incised сонной кожи вместе с стерильными щипками и закрыть разрез с двумя зажимами из нержавеющей стали раны.
  10. Используйте новый набор стерильных хирургических инструментов для каждой мыши. Кроме того, используйте стерилизатор из биса для стерилизации инструментов между мышами.

2. Изоляция жидкостей от губок ПВА

  1. Для оценки острой раны цитокинов среды, изолировать губки между 1-14 дней послеимплантации.
  2. Подготовьте трубку для сбора жидкости, прививая ствол шприца 5 мл в культурную трубку длиной 16 мл.
  3. Эвтанизировать мышь с имплантированными губками PVA с помощью CO2 асфиксии с последующим вывихом шейки матки.
  4. Удалить хирургические скобы и открыть разрез с зубчатыми щипками. Используйте ножницы, чтобы продлить разрез вдоль дорсала средней линии.
  5. Используя щипцы, извлеките одну губку из подкожного кармана и перенесите ее в подготовленный шприц-бочку, стараясь свести к минимуму давление на губку. Отсоедините любую соединительную ткань, которая остается прилипаемым к поверхности губки. Используйте ножницы, чтобы вскрыть губку из окружающих тканей, если это необходимо. Повторите процесс удаления губки с оставшимися губками. Поместите трубку, содержащую губки, на лед.
  6. Чтобы изолировать рану жидкости, центрифугия культуры трубки, содержащей 5 мл шприц с губками на 700 х г в течение 10 минут.
  7. После центрифугации отбросьте шприц и губки. Раневая жидкость будет собрана в 16 мл культуры трубки. Репрезентативное изображение жидкости, собранной с 7-го дня раны, показано на рисунке 1D. Перенесите раную жидкость в чистую трубку для длительного хранения при -80 градусах Цельсия.

3. Изоляция клеток от губок ПВА

  1. Для оценки острой раны заживления клеточной среды, собирать губки между 1-14 дней после губчатой имплантации. Губки, полученные из раны через 7 дней после имплантации, показаны на рисунке 1E.
  2. Подготовьте среду сбора, содержащую 1x HBSS (кальций/магний/-фенол красный), дополненный 1% FBS, 1% HEPES и 1% пенициллина-стрептомицина.
  3. Aliquot 5 мл коллекции HBSS среднего в 15 мл конической трубки.
  4. Извлеките губки PVA из эвтанированных мышей, как описано в 2.2-2.4. Поместите губки в коническую трубку, содержащую 5 мл среды коллекции HBSS.
  5. Перенесите губки и среду коллекции HBSS в мешок блендера 80 мл путем заливки. Повесьте мешок блендера из люка весло блендер, расположенный так, что весла удар губки и средства массовой информации. Отрегулируйте настройки весла блендер для запуска на высоком для 60 s. Нажмите начала.
  6. Перенесите средства массовой информации из блендера мешок обратно в 15 мл конической трубки с пипеткой, оставляя губки позади в сумке. Сожмите губки, чтобы тщательно освободить средства массовой информации. Отрегулируйте настройки весла блендер для запуска в течение 30 с на высоком. Добавьте 5 мл носителей в пакет блендера и повторите процесс желудка 2x в общей сложности три губки моет.
  7. Центрифуги коническая трубка на 250 х г в течение 5 мин. Красные гранулы клеток и красных кровяных телец будут видны в нижней части конической трубки после центрифугации.
  8. Откажитесь от супернатанта и выполните лисис красных кровяных телец: добавьте 900 кЛ дГ2О в клеточные гранулы и пипетку для смешивания. Нейтрализуйте с помощью 100 л 10x PBS. Добавьте 4 мл 1x PBS в трубку, чтобы полностью нейтрализовать лизис, затем центрифугу на уровне 250 х г в течение 5 мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: шаг lysis должен быть кратким; оставляя воду в контакте с клетками для более чем 3-5 с может привести к лиза некрасных кровяных телец.
  9. После центрифугации, белые клетки гранулы, содержащие раны, лишенные красных кровяных телец будет присутствовать в нижней части конической трубки. Откажитесь от супернатанта и resuspend клеточной гранулы в желаемой среде для анализа вниз по течению.

4. Дополнительный анализ цитометрии потока врожденных лейкоцитов, изолированных от ран пвиса ПВА

  1. Resuspend 0,5-1 х 106 раневых клеток в 25 л 2x раствор блокирующих антител, содержащих 10 мкг /мл анти-CD16/CD32 FcR'II/III антитела разбавленного в 1x PBS и 1% BSA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все антитела должны быть тистрированы, чтобы определить оптимальные концентрации для анализа цитометрии потока.
  2. Инкубировать клетки с блокирующими антителами в течение 10 минут на льду.
  3. Сделать 2x мастер смесь антител, содержащих 2,5 мг/мл PerCP-eFluor710-Ly6G, 5 мг/мл FITC-Ly6C, APC-Fire750-CD45.2, APC-R700-Siglec-F, и 10 мг/мл eFluor60-F4-80 разбавленный 1. Непосредственно добавьте 25 зл антитела коктейль в клетки инкубации в блокирующих антител.
  4. Инкубировать клетки в течение 20 минут на льду, защищенном от света.
  5. Вымойте клетки 2x с 1x PBS.
  6. Сделать мастер сочетание амина-реактивной фиксации жизнеспособности красителя-eFluor506 разбавленной 1:1,000 в 1x PBS. Приостановите действие клеточных гранул в 50 злиц раствора красителя жизнеспособности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сыворотка должна быть исключена из поправимой жизнеспособности шаг, так как это позволит предотвратить связывание красителя для эндогенных белков. Инкубировать клетки в течение 20 минут на льду, защищенном от света.
  7. Вымойте клетки 2x с 1x PBS. Приостановите действие клеточных гранул в 50 л параформальдегида.
  8. Инкубировать клетки с 1% параформальдегида в течение 15 минут на льду, защищены от света.
  9. Вымойте клетки 1x с 1x PBS и resuspend гранулы в 1x PBS для потока цитометрического анализа.

5. Иссечение кожи хвоста

  1. Анестезия 8-12 недельный мужчина C57BL/6J мыши путем интраперитонеальной инъекции 80 мг/кг кетамина. Администрирование 40 мг/кг ксилазина интраперитонена для обезболивания. Подтвердите глубину анестезии потерей педали рефлекса.
  2. Подготовьте хирургическое место на хвосте обезболиваеной мыши с помощью стерильной марли для нанесения повидон-йодного раствора 2x, за которым следует одно применение 70% этанола.
  3. Определите 10 мм х 3 мм раздел на царской поверхности хвоста, 10 мм от основания хвоста(рисунок 1C) с помощью постоянного маркера для отслеживания от готовых шаблонов.
  4. Поместите анестезирующую мышь на стерильные хирургические шторы.
  5. Носите стерильные хирургические перчатки для выполнения хирургических процедур. С помощью стерильного скальпеля лезвие сделайте полный разрез толщины вдоль правого, нижнего и левого краев раны.
  6. Используя стерильные щипцы, очистить вырезанную кожу от хвоста, и использовать стерильные хирургические ножницы, чтобы отрезать верхний край области раны.
  7. Нанесите давление стерильной марлей, чтобы остановить кровотечение.
  8. Нанесите спрей барьерной пленкой на рану кровати.
  9. Фотографируй раны с фиксированного расстояния через регулярные промежутки времени. Анализ фотографий с помощью планиметрического анализа для определения измерений раневой области. Кроме того, используйте калиперы для измерения длины раны и ширины.

Результаты

Системная воспалительная реакция после имплантации губки ПВА
Операция по имплантации губки ПВА вызвала системную воспалительную реакцию, о чем свидетельствует индукция ИЛ-6 в плазме через 1 день после ранения(рисунок 2A). Другие провоспалительные цитокины, вк...

Обсуждение

Эта статья описывает две уступчивые модели раны мурин, которые позволяют оценить острой реакции заживления ран. Первый метод включает в себя хирургическую имплантацию губок ПВА в подкожном пространстве. Этот подход предлагает явное преимущество по сравнению с биопсией на основе раны ...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Кевина Карлсона из Брауновского университета потока цитометрии и сортировки фонда для консультаций и помощи с потоком цитометрии экспериментов. Изображения на рисунке 1B и C были созданы с помощью BioRender. Кайла Ли и Грегори Серпа поблагодарили за их фотографической помощи. Эта работа была поддержана гранты от следующих: Оборона Расширенные исследовательские проекты агентства (DARPA) YFAA15 D15AP00100, декан области новых новых наук премии (Браун университета), Национальный институт сердца легких и крови (NHLBI) 1R01HL126887-01A1, Национальный институт экологических наук (NIES) T32-ES7272 (обучение в области экологической патологии), и Браун университета научно-исследовательских семян премии.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10x Phosphate Buffered SalineFisher ScientificBP3991
15 mL centrifuge tubes, OlympusGenesee28-103
1x HBSS (+Calcium, +Magnesium, –Phenol Red)ThermoFisher Scientific14025076
5ml SyringeBD309646
Anti-mouse CD45.2-APC Fire750BioLegend109852Clone 104
Anti-mouse F4/80-eFluor660ThermoFisher Scientific50-4801-82Clone BM8
Anti-mouse Ly6C-FITCBD Biosciences553104Clone AL-21
Anti-mouse Ly6G-PerCP-eFluor710ThermoFisher Scientific46-9668-82Clone 1A8-Ly6g
Anti-mouse Siglec-F-APC-R700BD Biosciences565183Clone E50-2440
Autoclip Stainless Steel Wound Clip ApplierBraintree ScientificNC9021392
Autoclip Stainless Steel Wound Clips, 9mmBraintree ScientificNC9334081
Blender Bag, 80mLFisher Scientific14258201
Culture Tube, 16mL, 17x100Genesee Scientific21-130
Fetal Bovine Serum - StandardThermoFisher Scientific10437028
Fixable Viability Dye eFluor506ThermoFisher Scientific65-0866-14
Hepes Solution, 1MGenesee Scientific25-534
ImageJ SoftwareNIH
Penicillin-Streptomycin (5000 U/mL)ThermoFisher Scientific15070-063
Polyvinyl alcohol sponge - large pore sizeIvalon/PVA Unlimitedwww.sponge-pva.com
Povidone-iodine solution, 10%Fisher Scientific3955-16
Spray barrier film, Cavilon3M3346E
Stomacher 80 Biomaster, 110VSeward0080/000/AJ

Ссылки

  1. Gottrup, F., Agren, M. S., Karlsmark, T. Models for use in wound healing research: a survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 8 (2), 83-96 (2000).
  2. Elliot, S., Wikramanayake, T. C., Jozic, I., Tomic-Canic, M. A Modeling Conundrum: Murine for Cutaneous Wound Healing. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 736-740 (2018).
  3. Eming, S. A., Martin, P., Tomic-Canic, M. Wound repair and regeneration: Mechanisms, signaling, and translation. Science Translational Medicine. 6 (265), (2014).
  4. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  5. Novak, M. L., Koh, T. J. Phenotypic Transitions of Macrophages Orchestrate Tissue Repair. The American Journal of Pathology. 183 (5), 1352-1363 (2013).
  6. Martins-Green, M., Petreaca, M., Wang, L. Chemokines and Their Receptors Are Key Players in the Orchestra That Regulates Wound Healing. Advances in Wound Care. 2 (7), 327-347 (2013).
  7. Guerrero-Juarez, C. F., et al. Single-cell analysis reveals fibroblast heterogeneity and myeloid-derived adipocyte progenitors in murine skin wounds. Nature Communications. 10 (1), 650 (2019).
  8. Shook, B. A., et al. Myofibroblast proliferation and heterogeneity are supported by macrophages during skin repair. Science. 362 (6417), 2971 (2018).
  9. Davidson, J. M., et al. Accelerated wound repair, cell proliferation, and collagen accumulation are produced by a cartilage-derived growth factor. The Journal of Cell Biology. 100 (4), 1219-1227 (1985).
  10. Buckley, A., Davidson, J. M., Kamerath, C. D., Wolt, T. B., Woodward, S. C. Sustained release of epidermal growth factor accelerates wound repair. Proceedings of the National Academy of Sciences. 82 (21), 7340-7344 (1985).
  11. Peterson, J. M., Barbul, A., Breslin, R. J., Wasserkrug, H. L., Efron, G. Significance of T-lymphocytes in wound healing. Surgery. 102 (2), 300-305 (1987).
  12. Efron, J. E., Frankel, H. L., Lazarou, S. A., Wasserkrug, H. L., Barbul, A. Wound healing and T-lymphocytes. Journal of Surgical Research. 48 (5), 460-463 (1990).
  13. Schäffer, M. R., Tantry, U., Thornton, F. J., Barbul, A. Inhibition of nitric oxide synthesis in wounds: pharmacology and effect on accumulation of collagen in wounds in mice. The European Journal of Surgery = Acta Chirurgica. 165 (3), 262-267 (1999).
  14. Opalenik, S. R., Davidson, J. M. Fibroblast differentiation of bone marrow-derived cells during wound repair. FASEB Journal: Official Publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 19 (11), 1561-1563 (2005).
  15. Järveläinen, H., et al. A role for decorin in cutaneous wound healing and angiogenesis. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 14 (4), 443-452 (2006).
  16. Luckett, L. R., Gallucci, R. M. Interleukin-6 (IL-6) modulates migration and matrix metalloproteinase function in dermal fibroblasts from IL-6KO mice. The British Journal of Dermatology. 156 (6), 1163-1171 (2007).
  17. Daniel, T., et al. Regulation of the postburn wound inflammatory response by gammadelta T-cells. Shock. 28 (3), 278-283 (2007).
  18. MacLauchlan, S., et al. Macrophage fusion, giant cell formation, and the foreign body response require matrix metalloproteinase 9. Journal of Leukocyte Biology. 85 (4), 617-626 (2009).
  19. Schwacha, M. G., Thobe, B. M., Daniel, T., Hubbard, W. J. Impact of thermal injury on wound infiltration and the dermal inflammatory response. Journal of Surgical Research. 158 (1), 112-120 (2010).
  20. Ganesh, K., et al. Prostaglandin E2 Induces Oncostatin M Expression in Human Chronic Wound Macrophages through Axl Receptor Tyrosine Kinase Pathway. The Journal of Immunology. 189 (5), 2563-2573 (2012).
  21. Deskins, D. L., et al. Human mesenchymal stromal cells: identifying assays to predict potency for therapeutic selection. Stem Cells Translational Medicine. 2 (2), 151-158 (2013).
  22. Daley, J. M., Brancato, S. K., Thomay, A. A., Reichner, J. S., Albina, J. E. The phenotype of murine wound macrophages. Journal of Leukocyte Biology. 87 (1), 59-67 (2010).
  23. Thomay, A. A., et al. Disruption of Interleukin-1 Signaling Improves the Quality of Wound Healing. The American Journal of Pathology. 174 (6), 2129-2136 (2009).
  24. Brancato, S. K., et al. Toll-like receptor 4 signaling regulates the acute local inflammatory response to injury and the fibrosis/neovascularization of sterile wounds. Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 21 (4), 624-633 (2013).
  25. Daley, J. M., et al. Modulation of macrophage phenotype by soluble product(s) released from neutrophils. Journal of Immunology. 174 (4), 2265-2272 (2005).
  26. Crane, M. J., et al. The monocyte to macrophage transition in the murine sterile wound. PloS One. 9 (1), 86660 (2014).
  27. Falanga, V., et al. Full-thickness wounding of the mouse tail as a model for delayed wound healing: accelerated wound closure in Smad3 knock-out mice. Wound Repair and Regeneration. 12 (3), 320-326 (2004).
  28. Li, J., et al. Molecular mechanisms underlying skeletal growth arrest by cutaneous scarring. Bone. 66, 223-231 (2014).
  29. Zhou, S., et al. A Novel Model for Cutaneous Wound Healing and Scarring in the Rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 143 (2), 468-477 (2019).
  30. Crane, M. J., et al. Pulmonary influenza A virus infection leads to suppression of the innate immune response to dermal injury. PLOS Pathogens. 14 (8), 1007212 (2018).
  31. Grada, A., Mervis, J., Falanga, V. Research Techniques Made Simple: Animal Models Healing. Journal of Investigative Dermatology. 138 (10), 2095-2105 (2018).
  32. Rittié, L. Cellular mechanisms of skin repair in humans and other mammals. Journal of Cell Communication and Signaling. 10 (2), 103-120 (2016).
  33. Falanga, V., et al. Autologous Bone Marrow-Derived Cultured Mesenchymal Stem Cells Delivered in a Fibrin Spray Accelerate Healing in Murine and Human Cutaneous Wounds. Tissue Engineering. 13 (6), 1299-1312 (2007).
  34. Lucas, T., et al. Differential Roles of Macrophages in Diverse Phases of Skin Repair. The Journal of Immunology. 184 (7), 3964-3977 (2010).
  35. Wang, J., et al. Visualizing the function and fate of neutrophils in sterile injury and repair. Science. 358 (6359), 111-116 (2017).
  36. Mirza, R. E., Koh, T. J. Contributions of cell subsets to cytokine production during normal and impaired wound healing. Cytokine. , 1-4 (2014).
  37. Mirza, R., DiPietro, L. A., Koh, T. J. Selective and Specific Macrophage Ablation Is Detrimental to Wound Healing in Mice. The American Journal of Pathology. 175 (6), 2454-2462 (2010).
  38. DiPietro, L. A., Burdick, M., Low, Q. E., Kunkel, S. L., Strieter, R. M. MIP-1alpha as a critical macrophage chemoattractant in murine wound repair. Journal of Clinical Investigation. 101 (8), 1693-1698 (1998).
  39. Wetzler, C., Kämpfer, H., Stallmeyer, B., Pfeilschifter, J., Frank, S. Large and Sustained Induction of Chemokines during Impaired Wound Healing in the Genetically Diabetic Mouse: Prolonged Persistence of Neutrophils and Macrophages during the Late Phase of Repair. Journal of Investigative Dermatology. 115 (2), 245-253 (2000).
  40. Kim, D. J., Mustoe, T., Clark, R. A. Cutaneous wound healing in aging small mammals: a systematic review. Wound Repair and Regeneration. 23 (3), 318-339 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

157

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены