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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Dieses Manuskript bietet eine innovative Methode zur Entwicklung einer biologischen peripheren Nervenschnittstelle, die als Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) bezeichnet wird. Dieses chirurgische Konstrukt kann die motorischen efferenten Signale des zugehörigen peripheren Nervs verstärken, um eine genaue Erkennung der motorischen Absicht und die potenzielle Kontrolle von Exoskelettgeräten zu ermöglichen.

Zusammenfassung

Roboter-Exoskelette haben in jüngster Zeit im Bereich der rehabilitativen Medizin Anerkennung als vielversprechende Modalität für die funktionelle Wiederherstellung von Personen mit Extremitätenschwäche erlangt. Ihre Verwendung bleibt jedoch weitgehend auf Forschungseinrichtungen beschränkt und dient häufig als statische Extremitätenunterstützung, da motorische Detektionsmethoden unzuverlässig bleiben. Periphere Nervenschnittstellen haben sich als mögliche Lösung für diesen Mangel herausgebildet; Aufgrund ihrer inhärent kleinen Amplituden können diese Signale jedoch schwer von Hintergrundgeräuschen zu unterscheiden sein, was ihre Gesamtmotorerkennungsgenauigkeit verringert. Da aktuelle Grenzflächen auf abiotischen Materialien beruhen, kann der inhärente Materialabbau im Laufe der Zeit neben der Reaktion von Fremdkörpergewebe auftreten, was ihre Genauigkeit weiter beeinträchtigt. Die Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) wurde entwickelt, um diese festgestellten Komplikationen zu überwinden. Bestehend aus einem Segment des freien Muskeltransplantats, das umlaufend an einem intakten peripheren Nerv befestigt ist, regeneriert sich das Konstrukt und wird im Laufe der Zeit vom enthaltenen Nerv renerviert. Bei Ratten hat dieses Konstrukt die Fähigkeit gezeigt, die motorischen efferenten Aktionspotentiale eines peripheren Nervs durch die Erzeugung von zusammengesetzten Muskelaktionspotentialen (CMAPs) bis zum 100-fachen des Normalwerts zu verstärken. Diese Signalverstärkung ermöglicht eine hochgenaue Erkennung der motorischen Absicht und ermöglicht möglicherweise eine zuverlässige Nutzung von Exoskelett-Geräten.

Einleitung

Allein in den Vereinigten Staaten sind etwa 130 Millionen Menschen von neuromuskulären und muskuloskelettalen Erkrankungen betroffen, was zu jährlichen wirtschaftlichen Auswirkungen von über 800 Milliarden US-Dollar führt 1,2. Diese Gruppe von Störungen ist typischerweise sekundär zur Pathologie innerhalb des Nervensystems, an der neuromuskulären Verbindung oder im Muskel selbst3. Trotz der Vielfalt der pathologischen Ursprünge teilt die Mehrheit ein gewisses Maß an Extremitätenschwäche 1,3. Leider ist diese Schwäche oft dauerhaft angesichts der Einschränkungen bei der Regeneration von Nerven- und Muskelgewebe, insbesondere im Rahmen eines schweren Traumas 4,5,6.

Algorithmen zur Behandlung von Extremitätenschwächen haben sich klassischerweise auf rehabilitative und unterstützende Maßnahmen konzentriert und stützen sich oft auf die Nutzung der Fähigkeiten der verbleibenden intakten Gliedmaßen (Stöcke, Rollstühle usw.). 7. Diese Strategie greift jedoch für diejenigen zu kurz, deren Schwäche nicht auf ein einzelnes Extrem beschränkt ist. Mit den jüngsten Innovationen in Robotertechnologien wurden fortschrittliche Exoskelett-Geräte entwickelt, die die Funktionalität der Extremitäten für Menschen mit Extremitätenschwächewiederherstellen 8,9,10,11,12,13. Diese Roboter-Exoskelette sind oft angetriebene, tragbare Geräte, die bei der Einleitung und Beendigung von Bewegungen oder der Aufrechterhaltung der Gliedmaßenposition helfen können und eine unterschiedliche Kraft bieten, die individuell auf den Benutzer zugeschnitten werden kann 8,9,10,11,12,13 . Diese Geräte werden entweder als passiv oder aktiv klassifiziert, je nachdem, wie sie den Benutzer motorisch unterstützen: Aktive Geräte enthalten elektrische Aktuatoren, die die Leistung des Benutzers erhöhen, während passive Geräte Energie aus den Bewegungen des Benutzers speichern, um sie bei Bedarf an den Benutzer wieder freizugeben14. Da aktive Geräte die Fähigkeit haben, die Leistungsfähigkeit eines Benutzers zu erhöhen, werden diese Geräte viel häufiger bei Extremitätenschwäche eingesetzt[14].

Um die motorische Absicht in dieser Population zu bestimmen, verlassen sich moderne Exoskelette häufig auf Mustererkennungsalgorithmen, die entweder aus der Elektromyographie (EMG) der distalen Extremitätenmuskulatur 8,15,16,17 oder der Oberflächenelektroenzephalographie (sEEG) des Gehirns generiert werden18,19,20 . Trotz des Versprechens dieser Erkennungsmodalitäten haben beide Optionen erhebliche Einschränkungen, die eine breite Verwendung dieser Geräte ausschließen. Da das sEEG Signale im Mikrovolt-Bereich transkranial detektiert18,19,20, konzentriert sich die Kritik häufig auf die Unfähigkeit, diese Signale vom Hintergrundrauschen 21 zu unterscheiden. Wenn das Hintergrundrauschen dem gewünschten Aufnahmesignal ähnlich ist, führt dies zu niedrigen Signal-Rausch-Abständen (SNRs), was zu einer ungenauen Motorerkennung und Klassifizierung22,23 führt. Die genaue Signalerkennung beruht zusätzlich auf einem stabilen, niederohmigen Kopfhautkontakt21, der durch das Vorhandensein von grobem/dickem Haar, Benutzeraktivität und sogar Schwitzen signifikant beeinflusst werden kann22,24. Im Gegensatz dazu sind EMG-Signale mehrere Größenordnungen größer in der Amplitude, was eine größere Genauigkeit der Motorsignalerkennung ermöglicht15,18,25. Dies hat jedoch seinen Preis, da nahe gelegene Muskeln das Signal kontaminieren können, wodurch die Freiheitsgrade, die vom Gerät 16,17,25 gesteuert werden können, verringert werden können und eine tiefe Muskelbewegung25,26,27,28 nicht erkannt werden kann. Am wichtigsten ist, dass EMG nicht als Kontrollmethode verwendet werden kann, wenn eine signifikante Muskelkompromittierung und eine vollständige Abwesenheit von Gewebe vorliegt29.

Um die Entwicklung robotischer Exoskelette voranzutreiben, ist eine konsistente und genaue Detektion der motorischen Absicht des vorgesehenen Benutzers erforderlich. Schnittstellen, die das periphere Nervensystem nutzen, haben sich aufgrund ihres relativ einfachen Zugangs und ihrer funktionellen Selektivität als vielversprechende Schnittstellentechnik herausgestellt. Aktuelle periphere Nervenschnittstellenmethoden können invasiv oder nicht-invasiv sein und fallen typischerweise in eine von drei Kategorien: extraneurale Elektroden 30,31,32,33, intrafaszikuläre Elektroden 34,35,36 und penetrierende Elektroden37,38,39,40 . Da periphere Nervensignale im Allgemeinen auf dem Niveau von Mikrovolt liegen, kann es schwierig sein, diese Signale von Hintergrundgeräuschen mit ähnlicher Amplitude41,42 zu unterscheiden, was die Gesamtmotorerkennungsgenauigkeit der Schnittstelle verringert. Diese niedrigen Signal-Rausch-Verhältnisse (SNR) verschlechtern sich oft im Laufe der Zeit infolge einer sich verschlechternden Elektrodenimpedanz 43, die entweder durch Abbau der Vorrichtung39,43 oder durch lokale Fremdkörperreaktionen erzeugt wird, die Narbengewebe um die Vorrichtung herum erzeugen und/oder lokale axonale Degeneration37,44. Obwohl diese Mängel in der Regel durch Reoperation und Implantation einer neuen peripheren Nervenschnittstelle behoben werden können, ist dies keine praktikable langfristige Lösung, da weiterhin fremdkörperassoziierte Reaktionen auftreten würden.

Um diese lokalen Gewebereaktionen zu vermeiden, die durch die Interaktion peripherer Nerven mit abiotischen Schnittstellen entstehen, ist eine Grenzfläche mit einer biologischen Komponente erforderlich. Um diesen Mangel zu beheben, wurde das Regenerative Peripheral Nerve Interface (RPNI) entwickelt, um transezierte periphere Nerven in die Stumpfgliedmaßen von Amputationen mit Prothesenzu integrieren 45,46,47,48. Die Herstellung des RPNI beinhaltet die chirurgische Implantation eines transezierten peripheren Nervs in ein Segment autologer freier Muskeltransplantate, wobei Revaskularisation, Regeneration und Reinnervation im Laufe der Zeit auftreten. Durch die Erzeugung von Milli-Volt-Level-Compound-Muskelaktionspotentialen (CMAPs) ist das RPNI in der Lage, das Mikrovolt-Level-Signal seines enthaltenen Nervs um mehrere Größenordnungen zu verstärken, was eine genaue Erkennung der motorischen Absicht45,48,49 ermöglicht. In den letzten zehn Jahren hat sich das RPNI beträchtlich weiterentwickelt, mit bemerkenswerten Erfolgen bei der Verstärkung und Übertragung efferenter motorischer Nervensignale sowohl in Tierversuchen 50,51 als auch am Menschen47, was eine hochpräzise prothetische Gerätesteuerung mit mehreren Freiheitsgraden ermöglicht.

Personen mit Extremitätenschwäche, aber intakten peripheren Nerven würden in ähnlicher Weise von einer hochgenauen Erkennung der motorischen Absicht durch periphere Nervenschnittstellen profitieren, um Exoskelett-Geräte zu steuern. Da das RPNI für die Integration mit transezierten peripheren Nerven, wie z.B. bei Personen mit Amputationen, entwickelt wurde, waren chirurgische Modifikationen notwendig. Aufbauend auf den Erfahrungen mit dem RPNI wurde das Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) entwickelt. Es besteht aus einem ähnlichen Segment des freien Muskeltransplantats wie beim RPNI und ist stattdessen umlaufend an einem intakten peripheren Nerv befestigt (Abbildung 1). Im Laufe der Zeit regeneriert es sich und wird durch kollaterales axonales Sprießen reinnerviert, wodurch diese efferenten motorischen Nervensignale verstärkt und in EMG-Signale übersetzt werden, die um mehrere Größenordnungen größer sind52. Da das MC-RPNI biologischen Ursprungs ist, vermeidet es die unvermeidliche Fremdkörperreaktion, die bei den derzeit verwendeten peripheren Nervenschnittstellen auftritt52. Darüber hinaus verleiht der MC-RPNI die Fähigkeit, mehrere Freiheitsgrade gleichzeitig zu steuern, da sie auf distal sezierten Nerven zu einzelnen Muskeln ohne signifikantes Übersprechen platziert werden können, wie zuvor in RPNIs49 gezeigt wurde. Schließlich kann der MC-RPNI unabhängig von der distalen Muskelfunktion arbeiten, da er auf dem proximalen Nerv platziert wird. Aufgrund seiner Vorteile gegenüber aktuellen peripheren Nervenschnittstellen ist das MC-RPNI vielversprechend für eine sichere, genaue und zuverlässige Methode der Exoskelettkontrolle.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden mit Genehmigung des Institutional Care and Use of Animals Committee (IACUC) der University of Michigan durchgeführt. Männliche und weibliche Fischer F344- und Lewis-Ratten (~200-300 g) im Alter von 3-6 Monaten werden am häufigsten in Experimenten verwendet, aber theoretisch kann jeder Stamm verwendet werden. Wenn Spenderratten anstelle von autologen Muskeltransplantaten verwendet werden, müssen Spenderratten isogen für den experimentellen Stamm sein. Ratten haben sowohl prä- als auch postoperativ freien Zugang zu Nahrung und Wasser. Nach terminalen Endpunktbewertungen wird die Euthanasie unter tiefer Betäubung mit intrakardialer Kaliumchloridinjektion durchgeführt, gefolgt von einer sekundären Methode des bilateralen Pneumothorax.

1. Versuchsvorbereitung der Ratte

  1. Anästhesieren Sie die experimentelle Ratte unter Verwendung einer Lösung von 5% Isofluran in Sauerstoff bei 0,8-1,0 l / min in einer Induktionskammer. Sobald eine ausreichende Anästhesie erreicht und ohne Hornhautreflex bestätigt ist, legen Sie die Ratte auf einen Rebreather-Nasenkegel mit Isofluran, das zur Aufrechterhaltung der Anästhesie auf 1,75% -2,25% gesenkt ist.
  2. Injizieren Sie eine Lösung von 0,02-0,03 ml Carprofen (50 mg / ml) in 0,2 ml steriler Kochsalzlösung mit 27 G-Nadel in die subkutane Ebene zwischen den Schulterblättern für peri- und postoperative Analgesie.
  3. Tragen Sie sterile Augensalbe auf beide Augen auf, um Hornhautgeschwüre während der Narkose zu verhindern.
  4. Rasieren Sie mit einem elektrischen Rasierer den seitlichen Teil der bilateralen unteren Extremitäten, der sich vom Hüftgelenk über den Oberschenkel bis zur dorsalen Oberfläche der Pfote erstreckt.
  5. Sterilisieren Sie die Operationsstelle, indem Sie zuerst mit einem Alkohol-Vorbereitungskissen abwischen, gefolgt von der Anwendung von Povidon-Jodlösung, die mit einer abschließenden Reinigung mit einem neuen Alkohol-Vorbereitungskissen endet, um die restliche Povidon-Jod-Lösung zu entfernen. Wiederholen Sie diesen abwechselnden Reinigungsvorgang dreimal, um die Sterilität zu erhalten.
    HINWEIS: Dies kann ein dermatologischer Reizstoff sein; Stellen Sie sicher, dass der Großteil der Lösung entfernt wird.

2. Vorbereitung des Muskeltransplantats

  1. Legen Sie die Ratte auf ein Heizkissen unter einem Operationsmikroskop mit einem intraoralen Körpertemperaturfühler Ihrer Wahl zur Überwachung der Körpertemperatur. Halten Sie Isofluran bei 1,75%-2,25% und Sauerstoff bei 0,8-1,0 l/min.
  2. Machen Sie mit einem # 15-Skalpell einen Längsschnitt entlang des vorderen Aspekts der gewünschten Spender-Hinterbeine, der sich von knapp über dem Knöchel bis knapp unter das Knie erstreckt.
  3. Sezieren Sie das darunter liegende Unterhautgewebe mit einer scharfen Irisschere, um die darunter liegende Muskulatur und die distalen Sehnen nur in der Nähe des Sprunggelenks freizulegen. Tibialis anterior (TA) ist der größte und vorderste der Muskeln; Der Musculus extensor digitorum longus (EDL) befindet sich direkt tief und hinter diesem Muskel. Isolieren Sie den EDL-Muskel und seine distale Sehne von der umgebenden Muskulatur.
  4. Stellen Sie die Isolierung der richtigen Sehne sicher, indem Sie beide Zinken einer Pinzette oder Irisschere unter die distale Sehne in der Nähe des Sprunggelenks einführen. Üben Sie Druck nach oben auf die Sehne aus, indem Sie entweder die Pinzette oder die Irisschere öffnen. Diese Bewegung sollte eine gleichzeitige Streckung aller Zehen gleichzeitig erzeugen. Wenn isolierte Knöcheldorsalflexion, Knöcheleversion oder Einzelzehendorsalflexion auftritt, wurde die falsche Sehne isoliert.
  5. Führen Sie eine distale Tenotomie des EDL-Muskels auf Höhe des Knöchels mit einer scharfen Irisschere durch und sezieren Sie den Muskel frei von umgebendem Gewebe, das in der Nähe seines Sehnenursprungs arbeitet.
  6. Sobald die proximale Sehne visualisiert ist, führen Sie eine proximale Tenotomie mit einer scharfen Irisschere durch, um das Transplantat zu befreien.
  7. Schneiden Sie beide sehnigen Enden des Muskeltransplantats ab und schneiden Sie mit einer scharfen Irisschere auf die gewünschte Länge.
    HINWEIS: Transplantate von 8-13 mm wurden mit Erfolg eingesetzt; Die am häufigsten verwendete Länge beträgt jedoch 10 mm.
  8. Machen Sie auf einer Seite des Muskeltransplantats einen Längsschnitt entlang der gesamten Trimmlänge, um die Platzierung des Nervs innerhalb des Muskeltransplantats zu erleichtern und den Kontakt des Nervs mit Endomysium herzustellen.
  9. Legen Sie das vorbereitete Muskeltransplantat in eine mit Kochsalzlösung angefeuchtete Gaze, um das Austrocknen des Gewebes zu verhindern.
  10. Verschließen Sie die Haut über der Spenderstelle mit einer 4-0 chromen Naht im Lauf.

3. Gemeinsame peroneale Nervenisolierung und -vorbereitung

  1. Markieren Sie den chirurgischen Einschnitt, der sich von einer Linie ~ 5 mm von der Ischiaskerbe bis zum Kniegelenk erstreckt. Stellen Sie sicher, dass diese Markierung dem Femur, der darunter abgetastet werden kann, unterlegen und abgewinkelt ist.
  2. Schneiden Sie mit einer Klinge # 15 durch die Haut und das Unterhautgewebe entlang der markierten Inzisionslinie. Schneiden Sie vorsichtig durch die darunter liegende Bizeps-femoris-Faszie und achten Sie darauf, sich nicht über die gesamte Tiefe des Muskels zu erstrecken, da der Ischiasnerv direkt darunter liegt.
  3. Mit einer stumpfen kleinen Schere oder einem Hämostat vorsichtig durch den Bizeps-femoris-Muskel sezieren.
    HINWEIS: Der Ischiasnerv bewegt sich in diesem Raum unter dem Bizeps, der ungefähr in die gleiche Richtung wie der auf der Haut markierte Schnitt ausgerichtet ist. Es gibt drei bemerkenswerte Ischiasnerväste: Sural (die meisten hinteren und kleinsten der Nerven), Tibia (typischerweise am vorderen, aber dieser Nerv taucht immer tief zum Kniegelenk) und gewöhnliches Peroneal (typischerweise zwischen Tibia und Sural gelegen, verläuft immer über dem Kniegelenk).
  4. Identifizieren Sie den gemeinsamen Peronealnerv (CP) und isolieren Sie ihn sorgfältig mit einer Mikrozange und einer Mikroschere von den umgebenden Nerven. Entfernen Sie das umgebende Bindegewebe aus den mittleren 2 cm des Nervs. Achten Sie darauf, den CP-Nerv bei diesem Prozess nicht mit einer Pinzette zu zerquetschen, da eine Quetschverletzung die Endpunktergebnisse verändern kann.
  5. Führen Sie über dem zentralsten Teil des befreiten CP-Nervs ein epineuriales Fenster durch, indem Sie 25% des Epineuriums entlang der Länge des Nervs entfernen, die der gewünschten Länge des Muskeltransplantats entspricht.
  6. Um dies durchzuführen, halten Sie das proximale Epineurium mit einer Mikrozange, schneiden Sie mit einer Mikrodissektionsschere in das unmittelbar darunter liegende Epineurium und entfernen Sie ~ 25% des Epineuriums, das distal entlang des Nervs wandert. Achten Sie darauf, dieses Segment in einem Stück zu entfernen, da mehrere Versuche zu einer unregelmäßigen epineurialen Entfernung führen können, was das Risiko einer Nervenverletzung erhöht.
    HINWEIS: Das Nervengewebe, das dem Epineurium zugrunde liegt, hat eine klebrige Textur; Die Feststellung dieser Nervenqualität stellt sicher, dass die richtige Gewebeebene entfernt wurde.

4. MC-RPNI Konstruktfertigung

  1. Entfernen Sie das Muskeltransplantat aus der mit Kochsalzlösung angefeuchteten Gaze und legen Sie es unter den zentralen Teil des CP-Nervs, wo das epineuriale Fenster geschaffen wurde. Drehen Sie den Nerv um 180°, so dass der epineuriale Fensterabschnitt intakte Muskeln berührt und nicht unter der eventuellen Nahtlinie liegt.
  2. Mit einem 8-0 Nylonnaht, Naht des Epineuriums des CP-Nervs sowohl proximal als auch distal mit dem Muskeltransplantat innerhalb der in Schritt 2.8 erzeugten Rille unter Verwendung einfacher unterbrochener Nähte, um Epineurium zu Endomysium zu sichern.
    HINWEIS: Setzen Sie diese Stiche und stellen Sie sicher, dass sich der Muskel auf normaler Ruhelänge befindet. Wenn Sie den Muskel zu stark dehnen oder komprimieren, kann dies später die Regenerations- und Signalfähigkeiten beeinträchtigen.
  3. Wickeln Sie die Ränder des Muskeltransplantats, das den jetzt gesicherten Nerv umgibt, umlaufend und nähen Sie sie mit einfachen unterbrochenen 8-0 Nylonstiche (~4-6 je nach Länge).
  4. Sobald die Hämostase erreicht ist, schließen Sie die Bizeps-femoris-Faszie über dem Konstrukt mit 5-0 chromischer Naht in laufender Manier.
  5. Schließen Sie die darüber liegende Haut im Laufstil mit einer 4-0 chromischen Naht.
  6. Reinigen Sie den Operationsbereich mit einem Alkohol-Vorbereitungspad und tragen Sie eine antibiotische Salbe auf.
  7. Beenden Sie die Inhalationsanästhesie und legen Sie die Ratte in einen sauberen Käfig, der von Käfigkameraden isoliert ist, und lassen Sie sie sich mit Futter und Wasser ad lib erholen.
  8. Sobald sich die Ratte entsprechend erholt hat, legen Sie sie wieder mit Käfigkameraden in einen sauberen Käfig.
    HINWEIS: Diese Konstrukte erfordern eine Reifung von mindestens drei Monaten, um eine ausreichende Nervensignalverstärkung zu erzeugen.

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Ergebnisse

Die chirurgische Herstellung von MC-RPNI gilt als perioperatives Versagen, wenn Ratten das Auftauchen aus der chirurgischen Anästhesie nicht überleben oder innerhalb einer Woche nach der Operation eine Infektion entwickeln. Frühere Forschungen haben gezeigt, dass eine 3-monatige Reifezeit zu einer zuverlässigen Signalverstärkung aus diesem Konstruktführt 42,45,48,49. Zu diesem Zeitpunkt o...

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Diskussion

Das MC-RPNI ist ein neuartiges Konstrukt, das die Verstärkung der efferenten Aktionspotentiale eines intakten, peripheren motorischen Nervs ermöglicht, um ein Exoskelettgerät genau zu steuern. Insbesondere bietet der MC-RPNI einen besonderen Nutzen für Personen mit Extremitätenschwäche, die durch signifikante Muskelerkrankungen und/oder Muskelabwesenheit verursacht wird, bei denen EMG-Signale nicht aufgezeichnet werden können. Die Reduzierung bereits beeinträchtigter Muskelfunktionen wäre in dieser Population ve...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Angaben.

Danksagungen

Die Autoren danken Jana Moon für ihr fachkundiges Labormanagement und ihre technische Unterstützung und Charles Hwang für seine bildgebende Expertise. Experimente in diesem Papier wurden teilweise durch Zuschüsse der Plastic Surgery Foundation an SS (3135146.4) sowie das National Institute of Child Health and Human Development unter der Preisnummer 1F32HD100286-01 an SS und das National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases der National Institutes of Health unter der Award-Nummer P30 AR069620 finanziert.

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Measures force generated by the attached muscle
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRats are Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalational Anesthetic
Force Measurement JigRed Rockn/aCustom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPortable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle
OxygenCryogenic GasesUN1072Standard medical grade oxygen canisters
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injectable form, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Corneal protective ointment for use during procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injectable form, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60User can adjust magnification to their preference
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousUser can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2Ointment comes in sterile, disposable packets
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep

Referenzen

  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , Rosemont, IL. (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835(2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197(2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165(2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637(2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122(2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008(2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461(2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042(2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121(2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012(2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443(2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841(2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33(2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730(2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

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