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Resumo

Este manuscrito fornece um método inovador para o desenvolvimento de uma interface biológica do nervo periférico denominada Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Esta construção cirúrgica pode amplificar os sinais eferentes motores do nervo periférico associado para facilitar a detecção precisa da intenção motora e o controle potencial de dispositivos exoesqueletos.

Resumo

Os exoesqueletos robóticos ganharam aclamação recente no campo da medicina de reabilitação como uma modalidade promissora para a restauração funcional para aqueles indivíduos com fraqueza nas extremidades. No entanto, seu uso permanece em grande parte confinado a instituições de pesquisa, frequentemente operando como um meio de suporte estático de extremidades, pois os métodos de detecção motora permanecem não confiáveis. As interfaces nervosas periféricas surgiram como uma solução potencial para essa deficiência; no entanto, devido às suas amplitudes inerentemente pequenas, esses sinais podem ser difíceis de diferenciar do ruído de fundo, diminuindo sua precisão geral de detecção motora. Como as interfaces atuais dependem de materiais abióticos, a quebra inerente do material pode ocorrer ao lado da reação do tecido do corpo estranho ao longo do tempo, afetando ainda mais sua precisão. A Interface Nervosa Periférica Regenerativa do Manguito Muscular (MC-RPNI) foi projetada para superar essas complicações observadas. Consistindo de um segmento de enxerto muscular livre preso circunferencialmente a um nervo periférico intacto, o construto se regenera e se torna reinervado pelo nervo contido ao longo do tempo. Em ratos, este construto demonstrou a capacidade de amplificar os potenciais de ação eferentes motores de um nervo periférico até 100 vezes o valor normal através da geração de potenciais de ação muscular compostos (CMAPs). Essa amplificação de sinal facilita a detecção de alta precisão da intenção do motor, potencialmente permitindo a utilização confiável de dispositivos de exoesqueleto.

Introdução

Somente nos Estados Unidos, aproximadamente 130 milhões de pessoas são afetadas por distúrbios neuromusculares e musculoesqueléticos, resultando em mais de US$ 800 bilhões em impacto econômico anual 1,2. Esse grupo de distúrbios é tipicamente secundário à patologia dentro do sistema nervoso, na junção neuromuscular ou dentro do próprio músculo3. Apesar da variedade de origens patológicas, a maioria compartilha algum grau de fraqueza dos membros 1,3. Infelizmente, essa fraqueza é muitas vezes permanente, dadas as limitações na regeneração dos tecidos neurais e musculares, especialmente no contexto de trauma grave 4,5,6.

Os algoritmos de tratamento da fraqueza das extremidades têm se concentrado classicamente em medidas de reabilitação e suporte, muitas vezes contando com o aproveitamento das capacidades dos membros intactos restantes (bengalas, cadeiras de rodas, etc.) 7. Esta estratégia fica aquém, no entanto, para aqueles cuja fraqueza não se limita a uma única extremidade. Com as recentes inovações em tecnologias robóticas, foram desenvolvidos dispositivos exoesqueletos avançados que restauram a funcionalidade das extremidades para aqueles que vivem com fraqueza das extremidades 8,9,10,11,12,13. Esses exoesqueletos robóticos são frequentemente alimentados, dispositivos vestíveis que podem ajudar na iniciação e término do movimento ou manutenção da posição do membro, fornecendo uma quantidade variável de força que pode ser adaptada individualmente para o usuário 8,9,10,11,12,13 . Esses dispositivos são classificados como passivos ou ativos, dependendo de como eles fornecem assistência motora ao usuário: os dispositivos ativos contêm atuadores elétricos que aumentam a potência para o usuário, enquanto os dispositivos passivos armazenam energia dos movimentos do usuário para liberá-la de volta ao usuário quando necessário14. Como os dispositivos ativos têm a capacidade de aumentar as capacidades de energia de um usuário, esses dispositivos são utilizados com muito mais frequência no cenário de fraqueza das extremidades[14].

Para determinar a intenção motora nessa população, os exoesqueletos modernos comumente contam com algoritmos de reconhecimento de padrões gerados a partir da eletromiografia (EMG) dos músculos distais dos membros 8,15,16,17 ou da eletroencefalografia de superfície (EEG) do cérebro18,19,20 . Apesar da promessa dessas modalidades de detecção, ambas as opções têm limitações significativas que impedem a utilização generalizada desses dispositivos. Como o sEEG detecta sinais em nível de microvolt transcranialmente18,19,20, as críticas frequentemente se concentram na incapacidade de diferenciar esses sinais do ruído de fundo 21. Quando o ruído de fundo é semelhante ao sinal de gravação desejado, isso produz baixas relações sinal-ruído (SNRs), resultando em detecção e classificação imprecisas do motor22,23. A detecção precisa do sinal também depende do contato estável e de baixa impedância do couro cabeludo21, que pode ser significativamente afetado pela presença de cabelos grossos/grossos, atividade do usuário e até mesmo sudorese22,24. Em contraste, os sinais EMG são de várias magnitudes maiores em amplitude, facilitando maior precisão de detecção de sinal motor15,18,25. Isso tem um custo, no entanto, pois músculos próximos podem contaminar o sinal, diminuindo os graus de liberdade capazes de serem controlados pelo dispositivo 16,17,25 e uma incapacidade de detectar o movimento muscular profundo25,26,27,28. Mais importante ainda, a EMG não pode ser utilizada como método de controle quando há comprometimento muscular significativo e ausência completa de tecido29.

A fim de avançar no desenvolvimento de exoesqueletos robóticos, é necessária a detecção consistente e precisa da intenção motora do usuário pretendido. Interfaces que utilizam o sistema nervoso periférico têm surgido como uma técnica de interface promissora, dado o seu acesso relativamente simples e seletividade funcional. Os métodos atuais de interface de nervos periféricos podem ser invasivos ou não invasivos e normalmente se enquadram em uma das três categorias: eletrodos extraneurais 30,31,32,33, eletrodos intrafasciculares 34,35,36 e eletrodos penetrantes37,38,39,40 . Como os sinais dos nervos periféricos geralmente estão no nível de microvolts, pode ser difícil diferenciar esses sinais do ruído de fundo de amplitude semelhante41,42, o que reduz as capacidades gerais de precisão de detecção motora da interface. Essas baixas relações sinal-ruído (SNR) muitas vezes pioram ao longo do tempo devido à piora da impedância do eletrodo 43 produzida pela degradação do dispositivo39,43 ou reação local de corpo estranho produzindo tecido cicatricial ao redor do dispositivo e/ou degeneração axonal local37,44. Embora essas deficiências geralmente possam ser resolvidas com a reoperação e a implantação de uma nova interface nervosa periférica, essa não é uma solução viável a longo prazo, pois as reações associadas a corpos estranhos continuariam a ocorrer.

Para evitar essas reações teciduais locais geradas pela interação dos nervos periféricos com interfaces abióticas, é necessária uma interface incorporando um componente biológico. Para suprir essa deficiência, a Interface Regenerativa de Nervos Periféricos (RNRP) foi desenvolvida para integrar nervos periféricos transectados nos membros residuais daqueles com amputações com dispositivos protéticos45,46,47,48. A fabricação do RPNI envolve o implante cirúrgico de um nervo periférico transectado em um segmento de enxerto de músculo livre autólogo, com revascularização, regeneração e reinervação ocorrendo ao longo do tempo. Através da geração de potenciais de ação muscular compostos de nível mili-volt (CMAPs), o RPNI é capaz de amplificar o sinal de nível de micro-volt de seu nervo contido em várias magnitudes, facilitando a detecção precisa da intenção motora45,48,49. Houve um desenvolvimento considerável do RPNI na última década, com notável sucesso na amplificação e transmissão de sinais nervosos motores eferentes em ambos os ensaios animais50,51 e humanos47, facilitando o controle de dispositivos protéticos de alta precisão com múltiplos graus de liberdade.

Indivíduos com fraqueza nas extremidades, mas nervos periféricos intactos, também se beneficiariam da detecção de alta precisão da intenção motora através de interfaces nervosas periféricas, a fim de controlar dispositivos de exoesqueleto. Como o RPNI foi desenvolvido para integração com nervos periféricos transectados, como em pessoas com amputações, modificações cirúrgicas foram necessárias. Com base na experiência com o RPNI, a Interface Regenerativa do Nervo Periférico do Manguito Muscular (MC-RPNI) foi desenvolvida. Consistindo de um segmento semelhante de enxerto muscular livre como no NPR, ele é fixado circunferencialmente a um nervo periférico intacto (Figura 1). Com o tempo, ele se regenera e se torna reinervado através do brotamento axonal colateral, amplificando e traduzindo esses sinais nervosos motores eferentes em sinais EMG que são várias ordens de magnitude maiores52. Como o MC-RPNI é de origem biológica, evita a inevitável reação de corpo estranho que ocorre com as interfaces nervosas periféricas atualmente em uso52. Além disso, o MC-RPNI confere a capacidade de controlar múltiplos graus de liberdade simultaneamente, pois pode ser colocado em nervos dissecados distalmente para músculos individuais sem cross-talk significativo, como já foi demonstrado anteriormente em RPNIs49. Finalmente, o MC-RPNI pode operar independentemente da função muscular distal, pois é colocado no nervo proximal. Dadas as suas vantagens sobre as interfaces nervosas periféricas atuais, o MC-RPNI é uma promessa substancial para fornecer um método seguro, preciso e confiável de controle do exoesqueleto.

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Protocolo

Todos os procedimentos e experimentos em animais foram realizados com a aprovação do Comitê de Cuidados Institucionais e Uso de Animais (IACUC) da Universidade de Michigan. Ratos Fischer F344 e Lewis machos e fêmeas (~200-300 g) aos 3-6 meses de idade são mais frequentemente utilizados em experimentos, mas qualquer cepa pode teoricamente ser utilizada. Se utilizarem ratos doadores em vez de enxertos musculares autólogos, os ratos doadores devem ser isogênicos à cepa experimental. Os ratos têm livre acesso a alimentos e água, tanto no pré quanto no pós-operatório. Após as avaliações do desfecho terminal, a eutanásia é realizada sob anestesia profunda com injeção intracardíaca de cloreto de potássio, seguida por um método secundário de pneumotórax bilateral.

1. Preparação experimental do rato

  1. Anestesiar o rato experimental utilizando uma solução de isoflurano a 5% em oxigênio a 0,8-1,0 L/min em uma câmara de indução. Uma vez que a anestesia adequada é alcançada e confirmada com a ausência de reflexo corneano, coloque o rato em um cone de nariz rebreather com isoflurano reduzido para 1,75%-2,25% para manutenção da anestesia.
  2. Injetar uma solução de 0,02-0,03 mL de carprofeno (50 mg/mL) em 0,2 mL de solução salina estéril com agulha de 27 G no plano subcutâneo entre as omoplatas para analgesia peri e pós-operatória.
  3. Aplique pomada ocular estéril em ambos os olhos para evitar úlceras de córnea enquanto anestesiado.
  4. Usando uma navalha elétrica, raspe a porção lateral dos membros inferiores bilaterais, estendendo-se da articulação do quadril, sobre a coxa e até a superfície dorsal da pata.
  5. Esterilize o local cirúrgico primeiro limpando com uma almofada de preparação de álcool, seguida pela aplicação de solução de povidona-iodo, terminando com uma limpeza final com uma nova almofada de preparação de álcool para remover a solução residual de iodopovidona. Repita este processo de limpeza alternada três vezes para manter a esterilidade.
    NOTA: Isso pode ser um irritante dermatológico; garantir que a maior parte da solução seja removida.

2. Preparação do enxerto muscular

  1. Coloque o rato em uma almofada de aquecimento sob um microscópio cirúrgico com uma sonda de temperatura corporal intraoral de escolha para o monitoramento da temperatura corporal. Manter o isoflurano a 1,75%-2,25% e o oxigénio a 0,8-1,0 L/min.
  2. Faça uma incisão longitudinal ao longo da face anterior do membro posterior do doador desejado, estendendo-se desde logo acima do tornozelo até logo abaixo do joelho com um bisturi #15.
  3. Dissecar através do tecido subcutâneo subjacente usando tesoura de íris afiada para expor a musculatura subjacente e tendões distais apenas proximais à articulação do tornozelo. Tibial anterior (AT) é o maior e mais anterior dos músculos; o músculo extensor longo dos dedos (EDL) pode ser encontrado apenas profundo e posterior a este músculo. Isole o músculo EDL e seu tendão distal da musculatura circundante.
  4. Garantir o isolamento do tendão correto inserindo ambos os dentes de uma pinça ou tesoura da íris sob o tendão distal apenas proximal à articulação do tornozelo. Exerça pressão ascendente sobre o tendão abrindo a fórceps ou a tesoura da íris. Este movimento deve produzir uma extensão simultânea de todos os dedos dos pés simultaneamente. Se ocorrer dorsiflexão isolada do tornozelo, eversão do tornozelo ou dorsiflexão do dedo do pé único, o tendão errado foi isolado.
  5. Realizar uma tenotomia distal do músculo EDL ao nível do tornozelo com tesoura afiada da íris e dissecar o músculo livre dos tecidos circundantes que trabalham proximalmente em direção à sua origem tendínea.
  6. Uma vez visualizado o tendão proximal, realize uma tenotomia proximal utilizando tesoura de íris afiada para liberar o enxerto.
  7. Aparar ambas as extremidades tendíneas do enxerto muscular e cortar até o comprimento desejado com uma tesoura de íris afiada.
    NOTA: Enxertos medindo 8-13 mm têm sido utilizados com sucesso; no entanto, o comprimento mais comum utilizado é de 10 mm.
  8. De um lado do enxerto muscular, faça uma incisão longitudinal ao longo de todo o comprimento aparado para facilitar a colocação do nervo dentro do enxerto muscular e proporcionar o contato do nervo com o endomísio.
  9. Coloque o enxerto muscular preparado em uma gaze umedecida com solução salina para evitar a dessecação do tecido.
  10. Feche a pele que recobre o local doador com sutura crômica 4-0 de forma corrida.

3. Isolamento e preparação do nervo fibular comum

  1. Marque a incisão cirúrgica, que se estenderá de uma linha ~ 5 mm do entalhe ciático, estendendo-se até um pouco inferior à articulação do joelho. Certifique-se de que essa marcação seja inferior e inclinada para longe do fêmur que pode ser palpado abaixo.
  2. Incise através da pele e dos tecidos subcutâneos ao longo da linha de incisão marcada com uma lâmina # 15. Incise cuidadosamente através da fáscia femoral do bíceps subjacente, tomando cuidado para não se estender por toda a profundidade do músculo, pois o nervo ciático fica logo abaixo.
  3. Utilizando uma pequena tesoura de ponta romba ou um hemostático, disseque cuidadosamente através do músculo bíceps femoral.
    NOTA: O nervo ciático viaja neste espaço subjacente ao bíceps, orientado aproximadamente na mesma direção que a incisão marcada na pele. Existem três ramos notáveis do nervo ciático: sural (o mais posterior e o menor dos nervos), tibial (tipicamente mais anterior, mas esse nervo sempre mergulha profundamente na articulação do joelho) e peroneal comum (tipicamente localizado entre tibial e sural, sempre viaja acima da articulação do joelho).
  4. Identifique o nervo fibular comum (PC) e isole-o cuidadosamente dos nervos circundantes usando um par de micropinças e microtesouras. Remova qualquer tecido conjuntivo circundante do meio 2 cm do nervo. Tome cuidado para não esmagar o nervo PC com fórceps neste processo, pois a lesão por esmagamento pode alterar os resultados finais.
  5. Sobre a porção mais central do nervo CP liberado, realize uma janela epineurial removendo 25% do epineúrio ao longo do comprimento do nervo que corresponda ao comprimento desejado do enxerto muscular.
  6. Para realizar isso, segure o epineúrio proximal com micropinças, corte o epineúrio imediatamente subjacente com uma tesoura de microdissecção e remova ~25% do epineúrio que viaja distalmente ao longo do nervo. Tome cuidado para remover este segmento em uma peça, pois várias tentativas podem causar remoção epineurial irregular, aumentando o risco de lesão nervosa.
    NOTA: O tecido nervoso subjacente ao epineúrio terá uma textura semelhante a uma gosma; observando esta qualidade do nervo garante que o plano de tecido correto foi removido.

4. Fabricação da construção MC-RPNI

  1. Remova o enxerto muscular da gaze umedecida com solução salina e coloque-o sob a porção central do nervo CP, onde a janela epineurial foi criada. Gire o nervo 180° para que a seção da janela epineurial entre em contato com o músculo intacto e não subjaz à eventual linha de sutura.
  2. Usando um 8-0 sutura de nylon, sutura do epineúrio do nervo PC tanto proximalmente quanto distalmente ao enxerto muscular dentro do sulco criado na etapa 2.8 usando suturas simples interrompidas para fixar o epineúrio ao endomísio.
    NOTA: Coloque estes pontos, garantindo que o músculo está no comprimento normal de repouso. Alongar ou comprimir demais o músculo pode afetar as capacidades de regeneração e sinalização mais tarde.
  3. Envolva circunferencialmente as bordas do enxerto muscular ao redor do nervo agora protegido e a sutura no lugar utilizando simples 8-0 interrompido pontos de nylon (~ 4-6, dependendo do comprimento).
  4. Uma vez que a hemostasia é alcançada, feche a fáscia do bíceps femoral sobre o construto com sutura crômica 5-0 de forma corrida.
  5. Feche a pele sobrejacente de forma a correr com uma sutura crômica 4-0.
  6. Limpe a área cirúrgica com uma almofada de preparação de álcool e aplique pomada antibiótica.
  7. Termine o anestésico inalatório e coloque o rato em uma gaiola limpa isolada de companheiros de gaiola e deixe se recuperar com comida e água ad lib.
  8. Uma vez que o rato tenha se recuperado adequadamente, coloque-o de volta com companheiros de gaiola em uma gaiola limpa.
    NOTA: Esses construtos requerem maturação de três meses no mínimo para produzir amplificação adequada do sinal nervoso.

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Resultados

A fabricação cirúrgica MC-RPNI é considerada uma falha perioperatória se os ratos não sobreviverem à emergência da anestesia cirúrgica ou desenvolverem uma infecção dentro de uma semana após a operação. Pesquisas anteriores indicaram que um período de maturação de 3 meses resultará em amplificação de sinal confiável a partir deste construto42,45,48,49. Nesse momento ou post...

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Discussão

O MC-RPC é uma nova construção que permite a amplificação dos potenciais de ação eferentes de um nervo motor periférico intacto, a fim de controlar com precisão um dispositivo de exoesqueleto. Especificamente, o MC-RPNI confere um benefício particular àqueles indivíduos com fraqueza nas extremidades causada por doença muscular significativa e / ou ausência de músculo onde os sinais EMG não podem ser registrados. Reduzir a função muscular já comprometida seria devastador nessa população; no entanto, o...

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Divulgações

Os autores não têm divulgações.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Jana Moon por seu gerenciamento de laboratório especializado e assistência técnica e a Charles Hwang por sua experiência em imagem. Os experimentos neste artigo foram parcialmente financiados através de doações da Fundação de Cirurgia Plástica para SS (3135146.4), bem como o Instituto Nacional de Saúde Infantil e Desenvolvimento Humano sob o Número de Prêmio 1F32HD100286-01 para SS, e o Instituto Nacional de Artrite e Doenças Musculoesqueléticas e de Pele dos Institutos Nacionais de Saúde sob o Número de Prêmio P30 AR069620.

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Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Measures force generated by the attached muscle
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRats are Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalational Anesthetic
Force Measurement JigRed Rockn/aCustom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPortable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle
OxygenCryogenic GasesUN1072Standard medical grade oxygen canisters
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injectable form, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Corneal protective ointment for use during procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injectable form, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60User can adjust magnification to their preference
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousUser can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2Ointment comes in sterile, disposable packets
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep

Referências

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