Langzeitkultur und Monitoring von isolierten Caenorhabditis elegans auf festen Medien in Multi-Well-Geräten

Zusammenfassung

Hier wird ein optimiertes Protokoll für die Kultivierung isolierter einzelner Nematoden auf festen Medien in mikrofabrizierten Multi-Well-Bauelementen vorgestellt. Dieser Ansatz ermöglicht es, einzelne Tiere ihr ganzes Leben lang auf eine Vielzahl von Phänotypen im Zusammenhang mit dem Altern und der Gesundheit zu überwachen, einschließlich Aktivität, Körpergröße und -form, Bewegungsgeometrie und Überleben.

Zusammenfassung

Der Fadenwurm Caenorhabditis elegans gehört aufgrund seiner einfachen und kostengünstigen Kulturtechniken, seines schnellen Reproduktionszyklus (~3 Tage), seiner kurzen Lebensdauer (~3 Wochen) und zahlreicher verfügbarer Werkzeuge für die genetische Manipulation und molekulare Analyse zu den am häufigsten verwendeten Modellsystemen in der Alternsforschung. Der gebräuchlichste Ansatz zur Durchführung von Alterungsstudien bei C. elegans, einschließlich der Überlebensanalyse, besteht darin, Populationen von Dutzenden bis Hunderten von Tieren zusammen auf festen Nematoden-Wachstumsmedien (NGM) in Petriplatten zu kultivieren. Während bei diesem Ansatz Daten über eine Population von Tieren gesammelt werden, verfolgen die meisten Protokolle einzelne Tiere nicht über einen längeren Zeitraum. Hier wird ein optimiertes Protokoll für die Langzeitkultivierung von Einzeltieren auf mikrofabrizierten Polydimethylsiloxan (PDMS)-Geräten, den sogenannten WorMotels, vorgestellt. Jedes Gerät ermöglicht die Kultivierung von bis zu 240 Tieren in kleinen Vertiefungen, die NGM enthalten, wobei jede Vertiefung durch einen kupfersulfathaltigen Graben isoliert wird, der die Tiere an der Flucht hindert. Aufbauend auf der ursprünglichen WorMotel-Beschreibung enthält dieses Dokument ein detailliertes Protokoll für das Formen, Vorbereiten und Bestücken jedes Geräts mit Beschreibungen häufiger technischer Komplikationen und Ratschlägen zur Fehlerbehebung. Innerhalb dieses Protokolls enthalten Techniken für die konsistente Beladung von NGM in kleinen Mengen, die konsistente Trocknung sowohl des NGM als auch der bakteriellen Nahrung, Optionen für die Verabreichung pharmakologischer Interventionen, Anweisungen und praktische Einschränkungen bei der Wiederverwendung von PDMS-Geräten sowie Tipps zur Minimierung der Austrocknung, selbst in Umgebungen mit niedriger Luftfeuchtigkeit. Diese Technik ermöglicht die longitudinale Überwachung verschiedener physiologischer Parameter, einschließlich stimulierter Aktivität, unstimulierter Aktivität, Körpergröße, Bewegungsgeometrie, Gesundheitsspanne und Überleben, in einer Umgebung, die der Standardtechnik für Gruppenkulturen auf festen Medien in Petriplatten ähnelt. Diese Methode ist in Verbindung mit automatisierter Mikroskopie- und Analysesoftware mit der Datenerfassung mit hohem Durchsatz kompatibel. Abschließend werden die Grenzen dieser Technik diskutiert und ein Vergleich dieses Ansatzes mit einer kürzlich entwickelten Methode durchgeführt, bei der Mikroschalen verwendet werden, um isolierte Nematoden auf festen Medien zu kultivieren.

Einleitung

Caenorhabditis elegans werden aufgrund ihrer kurzen Generationszeit (ca. 3 Tage), ihrer kurzen Lebensdauer (ca. 3 Wochen), ihrer einfachen Kultivierung im Labor, ihres hohen Maßes an evolutionärer Erhaltung molekularer Prozesse und Signalwege bei Säugetieren und ihrer breiten Verfügbarkeit genetischer Manipulationstechniken häufig in Alternsstudien eingesetzt. Im Rahmen von Alterungsstudien ermöglichen C. elegans die schnelle Generierung von Langlebigkeitsdaten und gealterten Populationen für die Analyse von Phänotypen im späten Leben lebender Tiere. Der typische Ansatz für die Durchführung von Studien zur Wurmalterung besteht darin, die Lebensdauer einer Population von Würmern, die in Gruppen von 20 bis 70 Tieren gehalten wird, manuell auf festen Agar-Nematoden-Wachstumsmedien (NGM) in 6-cm-Petriplatten zu messen¹. Die Verwendung alterssynchronisierter Populationen ermöglicht die Messung der Lebensspanne oder der Querschnittsphänotypen bei einzelnen Tieren in der gesamten Population, aber diese Methode schließt die Überwachung der Merkmale einzelner Tiere im Laufe der Zeit aus. Dieser Ansatz ist auch arbeitsintensiv und schränkt daher die Größe der Population ein, die getestet werden kann.

Es gibt eine begrenzte Anzahl von Kulturmethoden, die die longitudinale Überwachung einzelner C. elegans während ihrer gesamten Lebensspanne ermöglichen, und jede hat eine Reihe von Vor- und Nachteilen. Mikrofluidik-Geräte, darunter WormFarm², NemaLife³ und der "Verhaltens"-Chip⁴, unter anderem 5,6,7^, ermöglichen die Überwachung einzelner Tiere über einen längeren Zeitraum. Die Kultivierung von Würmern in Flüssigkultur unter Verwendung von Multi-Well-Platten ermöglicht in ähnlicher Weise die Überwachung einzelner Tiere oder kleiner Populationen von C. elegans über einen längeren Zeitraum ^8,9. Die flüssige Umgebung stellt einen anderen Umweltkontext dar als die übliche Kulturumgebung auf festen Medien in Petriplatten, die altersrelevante Aspekte der Tierphysiologie verändern können, einschließlich des Fettgehalts und der Expression von Stressreaktionsgenen^10,11. Die Möglichkeit, diese Studien direkt mit der Mehrzahl der Daten zu vergleichen, die über alternde C. elegans erhoben wurden, ist durch Unterschiede in potenziell wichtigen Umweltvariablen eingeschränkt. Der Worm Corral¹² ist ein Ansatz, der entwickelt wurde, um einzelne Tiere in einer Umgebung unterzubringen, die der typischen Solid-Media-Kultur näher kommt. Der Worm Corral enthält für jedes Tier eine versiegelte Kammer auf einem Objektträger mit Hydrogel, die die Längsbeobachtung isolierter Tiere ermöglicht. Diese Methode verwendet Standard-Hellfeld-Bildgebung, um morphologische Daten wie Körpergröße und -aktivität aufzuzeichnen. Die Tiere werden jedoch als Embryonen in die Hydrogel-Umgebung gebracht, wo sie während ihrer gesamten Lebensspanne ungestört bleiben. Dies erfordert die Verwendung von bedingt sterilen mutierten oder transgenen genetischen Hintergründen, was sowohl die Kapazität für ein genetisches Screening einschränkt, da jede neue Mutation oder jedes Transgen in einen Hintergrund mit bedingter Sterilität gekreuzt werden muss, als auch die Kapazität für ein Arzneimittelscreening, da Behandlungen nur einmal bei den Tieren als Embryonen angewendet werden können.

Eine alternative Methode, die vom Fang-Yen-Labor entwickelt wurde, ermöglicht die Kultivierung von Würmern auf festen Medien in einzelnen Vertiefungen eines mikrofabrizierten Polydimethylsiloxan-Geräts (PDMS) namens WorMotel^13,14. Jedes Gerät befindet sich in einer Single-Well-Schale (d. h. mit den gleichen Abmessungen wie eine 96-Well-Platte) und verfügt über 240 Vertiefungen, die durch einen Graben getrennt sind, der mit einer aversiven Lösung gefüllt ist, um zu verhindern, dass die Würmer zwischen den Vertiefungen wandern. Jeder Brunnen kann für die Dauer seiner Lebensdauer einen einzelnen Wurm beherbergen. Das Gerät ist von wasserabsorbierenden Polyacrylamid-Gel-Pellets (als "Wasserkristalle" bezeichnet) umgeben, und die Schale ist mit Parafilm-Laborfolie versiegelt, um die Luftfeuchtigkeit aufrechtzuerhalten und das Austrocknen des Mediums zu minimieren. Dieses System ermöglicht es, Daten über die Gesundheitsspanne und die Lebensdauer einzelner Tiere zu sammeln, während die Verwendung fester Medien die von den Tieren in der überwiegenden Mehrheit der veröffentlichten Studien zur Lebensspanne von C. elegans erlebte Umgebung besser rekapituliert und somit direktere Vergleiche ermöglicht. Kürzlich wurde eine ähnliche Technik entwickelt, bei der Polystyrol-Mikroschalen verwendet wurden, die ursprünglich für Mikrozytotoxizitätsassays¹⁵ anstelle des PDMS-Geräts¹⁶ verwendet wurden. Die Microtray-Methode ermöglicht die Erfassung individualisierter Daten für Würmer, die auf festen Medien kultiviert wurden, und hat eine verbesserte Fähigkeit, Würmer unter Bedingungen einzudämmen, die typischerweise zur Flucht führen würden (z. B. Stressoren oder Ernährungseinschränkungen), wobei der Kompromiss darin besteht, dass jede Mikroschale nur 96 Tiere enthalten kann¹⁶, während das hier verwendete Multi-Well-Gerät bis zu 240 Tiere enthalten kann.

Hier wird ein detailliertes Protokoll für die Herstellung von Multi-Well-Geräten vorgestellt, das für die Konsistenz von Platte zu Platte und die parallele Herstellung mehrerer Geräte optimiert ist. Dieses Protokoll wurde aus dem ursprünglichen Protokoll des Fang-Yen-Labors¹³ adaptiert. Insbesondere gibt es Beschreibungen für Techniken zur Minimierung der Kontamination, zur Optimierung der gleichmäßigen Trocknung sowohl des festen Mediums als auch der bakteriellen Nahrungsquelle sowie zur Abgabe von RNAi und Medikamenten. Dieses System kann verwendet werden, um die individuelle Gesundheitsspanne, die Lebensdauer und andere Phänotypen wie Körpergröße und -form zu verfolgen. Diese Multi-Well-Geräte sind mit bestehenden Hochdurchsatzsystemen zur Messung der Lebensdauer kompatibel, wodurch ein Großteil der manuellen Arbeit, die mit herkömmlichen Lebensdauerexperimenten verbunden ist, entfallen kann und die Möglichkeit einer automatisierten, direkten Langlebigkeitsmessung und Gesundheitsverfolgung bei einzelnen C. elegans in großem Maßstab bietet.

Protokoll

1. Aufbereitung von Stammlösungen und Medien

Anmerkungen: Bevor Sie mit der Vorbereitung der Multiwell-Geräte beginnen, bereiten Sie die folgenden Stammlösungen und -medien vor.

1. Stammlösungen für Nematoden-Nährmedien (NGM) und Low-Melt-NGM (lmNGM):
   1. 1 M K 2 HPO₄ vorbereiten: 174,18 g K₂HPO4 in eine1-Liter-Flasche geben und bis zu 1 Liter mit sterilem deionisiertem Wasser füllen. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei Raumtemperatur (RT) lagern.
   2. 1 M KP_i, pH 6,0 zubereiten: 136,09 g KH₂HPO₄ in eine 1-Liter-Flasche geben und bis zu 1 Liter mit sterilem deionisiertem Wasser auffüllen. Mit 1 M K₂HPO₄ auf pH 6,0 titrieren. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei RT lagern.
   3. Bereiten Sie 1 M CaCl 2 vor: Geben Sie 73,5 g CaCl₂ in eine 500-ml-Flasche und füllen Sie sie bis zu 500 ml mit sterilem deionisiertem Wasser. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei RT lagern.
   4. Bereiten Sie 1 M MgSO 4 vor: Geben Sie 123,25 g MgSO₄ in eine 500-ml-Flasche und füllen Sie sie bis zu 500 ml mit sterilem deionisiertem Wasser. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei RT lagern.
   5. Bereiten Sie 5 mg/ml Cholesterin vor: Kombinieren Sie 2,5 g Cholesterin, 275 ml 100%iges Ethanol und 25 ml steriles deionisiertes Wasser in einer 500-ml-Braunflasche. Bei RT einkaufen.
   6. Bereiten Sie 50 mM Floxuridin vor: Kombinieren Sie 0,1231 g Floxuridin und 10 ml steriles deionisiertes Wasser in einem konischen 15-ml-Röhrchen. Filtersterilisieren Sie es mit einem 0,22-μm-Filter unter Verwendung einer 10-ml-Spritze. Jeweils 1 ml in 10 Mikrozentrifugenröhrchen aliquotieren und bei −20 °C lagern.
   7. Bereiten Sie 50 mg/ml Carbenicillin vor: Kombinieren Sie in einem konischen 15-ml-Röhrchen 500 mg Carbenicillin mit 10 ml sterilem deionisiertem Wasser. Filtersterilisieren Sie es mit einem 0,22-μm-Filter unter Verwendung einer 10-ml-Spritze. Jeweils 1 ml in 10 Mikrozentrifugenröhrchen aliquotieren und bei −20 °C lagern.
   8. Herstellung von 1 mM Isopropyl ß-D-1-thiogalactopyranosid (IPTG): Kombinieren Sie in einem konischen 15-ml-Röhrchen 2,38 g IPTG mit 10 ml sterilem deionisiertem Wasser. Filtersterilisieren Sie es mit einem 0,22-μm-Filter unter Verwendung einer 10-ml-Spritze. Jeweils 1 ml in 10 Mikrozentrifugenröhrchen aliquotieren und bei −20 °C lagern.
   9. 100 mg/ml Ampicillin zubereiten: Kombinieren Sie in einem konischen 15-ml-Röhrchen 1 g Ampicillin mit 10 ml sterilem deionisiertem Wasser. Filtersterilisieren Sie es mit einem 0,22-μm-Filter unter Verwendung einer 10-ml-Spritze. Jeweils 1 ml in 10 Mikrozentrifugenröhrchen aliquotieren und bei −20 °C lagern.
2. Vorbereitung von Nematoden-Nährmedien (NGM) für die allgemeine Pflege von C. elegans
   1. Um 50 Teller herzustellen, vermischen Sie in einem 1-Liter-Kolben 10 g Bacto-Agar, 1,5 g NaCl, 1,25 g Bacto-Pepton und 486 ml Reinstwasser. Zum Sterilisieren mindestens 30 Minuten im Flüssigkeitskreislauf (121 °C, 15 psig) autoklavieren.
   2. Nach dem Autoklavieren werden nach dem Abkühlen des Mediums auf 55 °C 12,5 ml 1 M KP_i, 500 μl 1 M_MgSO4, 500 μl 1 M CaCl₂ und 500 μl 5 mg/ml Cholesterin zugegeben.
   3. Gießen Sie mit einer sterilen Technik 10 ml Medium in jede 60-mm-Platte (insgesamt 50). Nachdem das Medium erstarrt ist (mindestens 30 Minuten nach dem Gießen), pipettieren Sie 300 μl Bakterienkultur (hergestellt gemäß Schritt 4 und Schritt 10), die über Nacht gewachsen ist, auf die Mitte der Platte. Lassen Sie die Platte auf der Bank stehen und lassen Sie die Bakterienkultur trocknen und dicker werden (1-2 Tage). Lagern Sie die Platten bei 4 °C.
3. Bereiten Sie die Vormischung des niedrigschmelzenden Nematodenwachstumsmediums (lmNGM) vor:
   1. Kombinieren Sie in einem 500-ml-Kolben 4 g niedrigschmelzende Agarose, 0,5 g Bacto Peptone und 195 ml Reinstwasser. Zum Sterilisieren mindestens 30 Minuten im Flüssigkeitskreislauf (121 °C, 15 psig) autoklavieren.
   2. Während das Medium noch geschmolzen ist, verteilen Sie 10 ml Aliquots in sterile Glasreagenzgläser. Verschließen Sie jedes Reagenzglas mit Parafilm, gefolgt von einer Reagenzglaskappe, um die lmNGM-Vormischung zu konservieren und ein Austrocknen zu verhindern. Das Medium verfestigt sich und kann vor der Verwendung ~2 Wochen bei RT gelagert werden.
4. 142,8 mM NaCl zubereiten: In einer 250-ml-Flasche 0,8345 g NaCl und 100 ml steriles deionisiertes Wasser vermischen. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei RT lagern.
5. Bereiten Sie die Reinigungslösung vor: Kombinieren Sie in einem konischen 15-ml-Röhrchen 3 ml Tween 20 und 7 ml steriles deionisiertes Wasser. Gründlich mischen, mit einem 0,22-μm-Filter mit einer 10-ml-Spritze filtern und bei RT lagern.
6. Kupfersulfatlösung zubereiten: In einer sterilen 50-ml-Flasche 20 ml steriles deionisiertes Wasser, 0,5 g CuSO₄ und 100 μl Reinigungslösung (in Schritt 1.5 zubereitet) vermischen. Mischen, bis sich das CuSO₄ aufgelöst hat. Bei RT einkaufen.
7. Bereiten Sie wasserabsorbierende Polyacrylamidkristalle vor: Kombinieren Sie in einer autoklavsicheren Quetschflasche 150 ml deionisiertes Wasser und 1 g superabsorbierendes Polymer vom Typ S. Mischen Sie vorsichtig, indem Sie die Flasche mehrmals umdrehen. Autoklavieren Sie mindestens 20 Minuten lang in einem Flüssigkeitskreislauf (121 °C, 15 psig) und lagern Sie sie bei RT.
8. Lysogene Brühe (LB) zubereiten: Kombinieren Sie in einem 1-Liter-Becherglas oder größer 20 g LB-Pulver mit 1 l deionisiertem Wasser. Aliquot in zwei 500-ml-Bechergläser. 30 Minuten lang autoklavieren (121 °C, 15 psig) und bei RT lagern
9. Bereiten Sie Lysogenbrühe (LB) Agarplatten vor:
   1. Kombinieren Sie in einem 1-Liter-Kolben 10 g LB-Pulver, 7,5 g Bacto-Agar und 500 ml deionisiertes Wasser. Im Flüssigkeitskreislauf (121 °C, 15 psig) für 30 min autoklavieren.
   2. Falls gewünscht, fügen Sie optionale Antibiotika hinzu (nach dem Autoklavieren, nachdem das Medium auf 55 °C abgekühlt ist): 500 μl 100 mg/ml Ampicillin. Gießen Sie mit einer sterilen Technik 20 ml Medium in jede 100-mm-Platte (insgesamt 25) und lagern Sie sie bei 4 °C.

2. Drucken der 3D-Multiwell-Geräteform

HINWEIS: Jedes Gerät wird aus PDMS mit einer benutzerdefinierten 3D-gedruckten Form geformt. Mit einer einzigen Form können so viele Geräte wie nötig hergestellt werden. Wenn Sie jedoch versuchen, mehrere Geräte gleichzeitig vorzubereiten, ist eine 3D-gedruckte Form erforderlich, damit jedes Gerät parallel hergestellt werden kann.

1. Laden Sie die STL-Datei herunter (siehe Ergänzungsdatei 1).
2. Drucken Sie die Form mit einem hochauflösenden 3D-Drucker.
   HINWEIS: Die Auflösung des Druckers muss ausreichend hoch sein, um konsistente Well- und Grabenvolumina zu ermöglichen. Die empfohlene Druckerauflösung ist eine minimale XY-Auflösung von ~40 μm und eine Schichtauflösung von 28 μm. Das Material, das der 3D-Drucker verwendet, ist ebenso wichtig, da viele Materialtypen die Aushärtung des PDMS verhindern. Formen, die mit hochauflösenden PolyJet-Druckern (Auflösung: X-Achse = 600 dpi, Y-Achse = 600 dpi, Z-Achse = 1.600 dpi) mit dem Vero Black-Druckmaterial hergestellt wurden, funktionieren erfahrungsgemäß konstant. Der 3D-Druck der in dieser Studie verwendeten Formen wurde ausgelagert (Druckdetails finden Sie in der Materialtabelle).

3. Vorbereitung des Multi-Well-Gerätes

HINWEIS: In diesem Abschnitt wird beschrieben, wie die 3D-gedruckte Form zur Herstellung des PDMS-Multiwell-Geräts verwendet wird.

1. Stellen Sie den Aushärteofen auf 55 °C ein, um ein Vorheizen zu ermöglichen.
2. Bestimmen Sie die Anzahl der Geräte, die in einer Charge vorbereitet werden sollen. Mischen Sie für jedes Gerät 60 g PDMS-Base und 6 g Härter in einem großen Einweg-Wiegeschiff (oder einem ähnlichen Einwegbehälter) mit einem Einwegspatel.
3. Geben Sie das PDMS-Gemisch für 30 Minuten bei −0,08 MPa in eine Vakuumkammer, um Blasen zu entfernen.
4. Gießen Sie die PDMS-Mischung in jede 3D-gedruckte Form. Füllen Sie die Form vollständig, wobei die PDMS-Mischung leicht über die Oberseite der Form hinausragt. Bewahren Sie die überschüssige PDMS-Mischung auf, um die Form im Falle eines Verschüttens wieder aufzufüllen.
5. Stellen Sie die gefüllte Form und die überschüssige PDMS-Mischung für 25 Minuten bei −0,08 MPa in die Vakuumkammer, um alle während des Gießvorgangs entstandenen Blasen zu entfernen.
6. Nehmen Sie die gefüllte Form aus der Vakuumkammer und lassen Sie alle verbleibenden Blasen mit einem Einwegspatel platzen. Verwenden Sie den Spatel, um sichtbaren Schmutz oder verbleibende Blasen bis zum Rand der Form von den Vertiefungen wegzubürsten. Verbleibende Ablagerungen oder Blasen können die Bildgebung in den späteren Schritten beeinträchtigen.
7. Stellen Sie sicher, dass die Form vollständig mit der PDMS-Mischung gefüllt ist. Es kommt häufig vor, dass ein kleiner Teil des Gemisches in der Vakuumkammer oder während des Transfers austritt. Nachfüllen mit dem zusätzlichen PDMS-Gemisch, das in Schritt 3.5 entgast wurde. Dies sollte keine Blasen erzeugen, aber wenn sich welche bilden, können sie mit dem Spatel vorsichtig an die Seite der Form gebürstet werden.
8. Legen Sie eine flache Acrylplatte auf die mit PDMS gefüllte Form, indem Sie zuerst eine Kante platzieren und die andere langsam absenken, bis das Acryl flach auf der Form sitzt und die PDMS-Mischung, die über den Rand hinausragt, verdrängt. Wenn sich beim Platzieren der Acrylplatte Blasen bilden, entfernen Sie das Acryl langsam, füllen Sie die Form bei Bedarf mit PDMS-Mischung auf und starten Sie die Acrylplatzierung neu. Die Acrylplatte bildet einen flachen Boden für das geformte Gerät und stellt sicher, dass sich alle Vertiefungen relativ zur Basis auf gleicher Höhe befinden.
9. Legen Sie ein 2,5 Pfund schweres Gewicht auf das Acryl. Es können mehrere Formen mit jeweils einer separaten Acrylplatte gestapelt werden. Die beschwerten Förmchen in den Ofen schieben und über Nacht bei 55 °C aushärten lassen.
10. Am nächsten Tag die Gewichte und die Förmchen aus dem Ofen nehmen.
11. Arbeiten Sie vorsichtig mit einer Rasierklinge zwischen dem Acryl und dem ausgehärteten PDMS, um das Siegel zu brechen. Entfernen Sie vorsichtig das Acryl von der Oberseite der Form. Das PDMS ist zu diesem Zeitpunkt ausgehärtet und das Entfernen des Acryls kann etwas Kraft erfordern.
12. Lösen Sie mit einem Rasierer oder einem Metallspatel vorsichtig die Seiten des ausgehärteten PDMS aus der Form. Es ist leicht, das PDMS in diesem Stadium zu zerreißen; Arbeiten Sie langsam und vorsichtig um den Rand herum, um das PDMS-Gerät intakt zu entfernen.
    HINWEIS: Frisch gedruckte Formen sind bei den ersten drei Anwendungen besonders klebrig, und das PDMS reißt oft, wenn versucht wird, das Gerät zu entfernen. Mit zunehmender Verwendung wird es einfacher, das ausgehärtete PDMS aus der Form zu entfernen.
13. Wickeln Sie das Gerät in Alufolie ein und versiegeln Sie es mit Autoklavenklebeband. Autoklavieren Sie mindestens 15 Minuten lang bei 121 °C, 15 psig zum Sterilisieren. Bewahren Sie die verpackten Geräte nach dem Autoklavieren auf der Werkbank auf und verwenden Sie sie nach Bedarf.

4. Streifen der Bakterien

Anmerkungen: Beginnen Sie mit der Vorbereitung der Bakterien, die als Nahrungsquelle für die Würmer verwendet werden, während sie sich auf dem Multi-Well-Gerät befinden. Das häufigste Bakterium ist der Escherichia coli-Stamm OP50 (oder der Stamm HT115 für RNAi-Experimente). Führen Sie diesen Schritt mindestens 2 Tage vor dem Hinzufügen der Würmer zum Gerät aus.

1. Streichen Sie die Bakterien auf eine frische LB-Platte. Stellen Sie sicher, dass alle stammspezifischen selektiven Zusatzstoffe (z. B. Ampicillin zur Auswahl eines Plasmids, das den Bakterien eine Ampicillinresistenz verleiht) in den LB-Platten enthalten sind.
2. Inkubieren Sie die Platte bei 37 °C über Nacht (~18 h), damit die Kolonien wachsen können.

5. Vorbereitung der Multi-Well-Vorrichtung für die Medienbeladung

HINWEIS: Die Oberfläche des Silikon-PDMS-Materials, aus dem das Gerät besteht, ist hydrophob, wodurch verhindert wird, dass die kleinvolumigen Vertiefungen und aversiven Wassergräben mit NGM bzw. Kupfersulfat gefüllt werden. Um dieses Problem zu umgehen, wird ein Sauerstoffplasma verwendet, um die Oberflächeneigenschaften des Geräts vorübergehend hydrophil zu modifizieren, so dass die Brunnen und der Graben innerhalb eines begrenzten Zeitfensters (bis zu ~2 h) gefüllt werden können. In diesem Abschnitt werden die Schritte zum Abschließen des Plasmareinigungsprozesses beschrieben. Führen Sie diesen Schritt mindestens 1 Tag vor der Erkennung von Bakterien durch, da die anhaltende Wirkung der Plasmareinigung die Schmierblutung beeinträchtigen kann. Angesichts des zeitlichen Ablaufs der Abschnitte 5-7 liegt die praktische Grenze für diese Schritte pro Techniker bei drei Geräten parallel.

1. Einen trockenen Perlbad-Inkubator zur Vorbereitung auf Abschnitt 6 auf 90 °C vorheizen.
2. Da das Gesamtvolumen des Mediums, das zum Befüllen der Vertiefungen eines Multi-Well-Geräts benötigt wird, im Vergleich zu dem von Petriplatten gering ist, bereiten Sie eine große Menge NGM vor und aliquotieren Sie es in Reagenzgläser (siehe Schritt 1.3).
   Anmerkungen: Dies kann im Voraus erfolgen, da die Medienröhrchen ~2 Wochen auf dem Tisch gelagert werden können. Wenn das Medium vorbereitet und in Röhrchen aliquotiert wurde, fahren Sie mit Schritt 5.3 fort.
3. Packen Sie mit Handschuhen ein autoklaviertes Multiwell-Gerät aus. Vermeiden Sie es, einen der Brunnen zu berühren. Schneiden Sie eine kleine Kerbe in die obere rechte Ecke des Geräts, um anzuzeigen, wie oft es verwendet/wiederverwendet wurde (siehe Abschnitt 15 unten für Anweisungen und Empfehlungen zur Reinigung und Wiederverwendung jedes Geräts).
4. Legen Sie bis zu drei unverpackte Geräte mit den Vertiefungen nach oben in den Plasmareiniger. Lassen Sie den Plasmareiniger laufen.
   HINWEIS : Die folgenden detaillierten Anweisungen gelten für den Plasmareiniger Plasma Etch PE-50. Die spezifischen Schritte und Einstellungen müssen angepasst und ggf. für andere Plasmareiniger neu optimiert werden.
   1. Vergewissern Sie sich, dass die Leistungsstufe des Plasmareinigers auf 75 % eingestellt ist.
   2. Stellen Sie sicher, dass sich sowohl die Entlüftungs- als auch die Absperrventile in der Position OFF befinden.
   3. Öffnen Sie das Hauptventil am Sauerstofftank. Warten Sie, bis der Reglerdruck auf 15 psig bis 20 psig abfällt, und drehen Sie dann das Absperrventil in die Position ON .
   4. Schalten Sie die Vakuumpumpe und den Plasmareiniger ein.
   5. Nehmen Sie die folgenden Einstellungen am Plasmareiniger ein (erste Verwendung) oder überprüfen Sie, ob die zuvor programmierten Einstellungen korrekt sind:
      Plasmazeit: 3:00 min
      Vakuum-Sollwert: 149,5 mTorr
      Atmosphärischer Schlot: 45 s
      Entlüftung spülen: 5 s
      Gasstabilisierung: 15 s
      Vakuum-Alarm: 3:00 min
      Automatisches Ausschalten: EIN
   6. Drücken Sie die Eingabetaste , um zum Menü "Befehle" zu gelangen. Verwenden Sie die nach-rechts-Taste , um Setup-Menü auszuwählen, und drücken Sie dann die Eingabetaste. Scrollen Sie durch alle Einstellungen, indem Sie die Eingabetaste drücken, um jede aktuelle Einstellung zu bestätigen, und dann den Pfeil nach rechts, um zur nächsten Einstellung zu wechseln.
   7. Kehren Sie zum Befehlsmenü zurück, indem Sie den Aufwärtspfeil und dann den Linkspfeil drücken.
   8. Drücken Sie auf dem Bildschirm Befehlsmenü die Eingabetaste. Wählen Sie Befehle PLASMA aus, indem Sie die Eingabetaste drücken. Das System durchläuft die folgenden Phasen:
      Plasma-Pumpdown
      Gasstabilisierung: Stellen Sie in dieser Phase den Gas 1-Knopf am Plasmareiniger ein, bis der Durchflussmesser bei 10 cc/min steht.
      Plasmazeit
      Spülen Pumpdown
      Plasmazyklus abgeschlossen
      Kammer-Entlüftung
      Anmerkungen: Dieser Vorgang sollte ca. 5-10 Minuten dauern. Wenn alle Phasen abgeschlossen sind, wird das Befehlsmenü wieder auf dem Bildschirm angezeigt. Wenn der Druck während der Plasma-Pumpdown-Phase nicht niedrig genug wird, fährt der Plasmareiniger nicht mit der nächsten Phase fort und der Bildschirm zeigt eine Fehlermeldung an. Überprüfen Sie in diesem Fall das Öl der Vakuumpumpe. Wenn der Ölstand niedrig oder das Öl trüb/verschmutzt ist, kann ein Ölwechsel dazu führen, dass der Vakuumdruck das erforderliche Niveau erreicht.
   9. Schalten Sie das Hauptventil am Sauerstofftank aus.
   10. Drehen Sie das Entlüftungsventil sehr langsam in die Position ON und lassen Sie den Reglerdruck des Sauerstofftanks auf Null zurückkehren.
   11. Drehen Sie das Absperrventil in die Position OFF .
   12. Schalten Sie die Vakuumpumpe und den Plasmareiniger aus.
       HINWEIS: Die hydrophile Oberflächenmodifikation des Multiwell-Geräts durch den Plasmareiniger ist vorübergehend und wird mit der Zeit (bis zu ca. 2 h) zunehmend weniger wirksam. Fahren Sie so schnell wie möglich mit den Abschnitten 6 und 7 fort.

6. Befüllen der Vertiefungen mit lmNGM

Anmerkungen: Ein trockener Wulstbad-Inkubator sollte eingeschaltet und ab Schritt 5.1 vorgeheizt sein. Stellen Sie sicher, dass das Bad 90 °C erreicht hat.

1. Sterilisieren Sie eine Single-Well-Styroporschale pro Gerät, indem Sie die Innenseite der Schale mit 70%igem Ethanol besprühen und mit einem Arbeitstuch trocken wischen.
2. Nehmen Sie jedes Gerät mit einer behandschuhten Hand aus dem Plasmareiniger und legen Sie es in eine gereinigte Schale.
3. Stellen Sie ein 25-ml-Einweg-Pipettenbecken in den Perlenbad-Inkubator, nachdem Sie es auf 90 °C erhitzt haben.
4. Pro zu befüllendem Gerät ist ein Röhrchen mit verfestigter lmNGM-Vormischung zu entnehmen (siehe Schritt 1.3).
5. Geben Sie die lmNGM-Reagenzgläser in ein 200-ml-Glasbecherglas und entfernen Sie die Kappen und den Parafilm. Mikrowelle für ~20 s, bis das Medium ausreichend geschmolzen ist, um es zu gießen (das Vorhandensein einiger fester Medien ist in diesem Stadium in Ordnung).
6. Kombinieren Sie die geschmolzene lmNGM-Vormischung aus mehreren Reagenzgläsern in einem anderen sterilen 200-ml-Becherglas. Setzen Sie die Mikrowelle für weitere 20 s fort, um insgesamt 40 s zu erreichen. Wenn die lmNGM-Vormischung zu überkochen beginnt, stoppen Sie die Mikrowelle und lassen Sie die lmNGM-Vormischung absetzen, bevor Sie fortfahren.
7. Nehmen Sie die geschmolzene lmNGM-Vormischung aus der Mikrowelle und lassen Sie sie auf ~60 °C abkühlen.
   Anmerkungen: In diesem Stadium kühlt das Medium ab und verfestigt sich nach ~5 Minuten wieder. Fahren Sie sofort mit Schritt 6.8 und Schritt 6.9 fort.
8. Für jeweils 10 ml lmNGM-Vormischung fügen Sie Folgendes hinzu (in der Reihenfolge): 250 μl 1 M KP_i, 10 μl 1 M_MgSO4, 10 μl 1 M CaCl₂ und 10 μl 5 mg/ml Cholesterin.
   1. Um das Schlüpfen von Eiern bei der Überwachung von Erwachsenen auf dem Gerät zu verhindern, fügen Sie 10 μl 50 mM Floxuridin hinzu.
   2. Um ein RNAi-Plasmid auszuwählen und die Expression der RNA zu induzieren, werden 5 μl 50 mg/ml Carbenicillin und 12 μl 1 mM IPTG hinzugefügt.
      HINWEIS: Die Antibiotika oder andere Zusatzstoffe können je nach Versuchsplanung verändert werden. In diesem Stadium können auch Testsubstanzen/Medikamente dem Medium zugesetzt werden.
9. Gießen Sie das geschmolzene lmNGM in das 25-ml-Becken im Perlenbad.
10. Füllen Sie die Gerätevertiefungen mit lmNGM mit einer 200-μl-Mehrkanal-Repeater-Pipette.
    1. Stellen Sie den Repeater so ein, dass Aliquots von 14 μl dosiert werden (14 μl können bis zu 14 Mal dosiert werden, wenn eine 200-μl-Pipettenspitze verwendet wird).
    2. Montieren Sie fünf Pipettenspitzen. Die Wells des Geräts haben den gleichen Abstand wie eine 384-Well-Platte. Standard-Mehrkanalpipetten sind so beabstandet, dass der Benutzer in jede zweite Vertiefung in einer Reihe/Spalte pipettieren kann.
    3. Füllen Sie die Spitzen mit geschmolzenem lmNGM. Geben Sie die ersten 14 μl zurück in das lmNGM-haltige Becken.
    4. Dosieren Sie schnell, aber vorsichtig 14 μl in die inneren Vertiefungen (weiß in Abbildung 1B), beginnend mit denen, die in Abbildung 1B mit einem "x" markiert sind, und bewegen Sie sich über die Platte nach rechts und dann nach unten, wobei Sie insgesamt 12 Mal (60 Vertiefungen) dosieren.
    5. Geben Sie das verbleibende lmNGM zurück in das Becken, da das endgültige Aliquot in der Regel weniger als 14 μl beträgt.
    6. Wiederholen Sie die Schritte 6.10.3-6.10.5, bis alle inneren Vertiefungen gefüllt sind.
    7. Stellen Sie als Nächstes den Repeater so ein, dass er Aliquots von 15 μl dosiert. Wiederholen Sie die Schritte 6.10.3-6.10.5, aber füllen Sie anstelle der inneren Vertiefungen den äußersten Ring der Vertiefungen (grau in Abbildung 1B), beginnend mit den Vertiefungen, die in Abbildung 1B mit "+" markiert sind, und bewegen Sie sich um den äußeren Rand der Platte.
       Anmerkungen: Arbeiten Sie schnell, damit sich das Medium in den Pipettenspitzen nicht verfestigt. Vermeiden Sie es, lmNGM in den Wassergraben zu verschütten. Die äußeren Vertiefungen trocknen tendenziell schneller aus. Die zusätzlichen 1 μl lmNGM ermöglichen es, dass die endgültige getrocknete Vertiefung in der gleichen Trocknungszeit wie die inneren Vertiefungen eine ebene Oberfläche hat.
11. Untersuchen Sie im Rahmen der Qualitätskontrolle jedes Well, um diejenigen mit Fehlern zu identifizieren, die die Bildgebung beeinträchtigen könnten, einschließlich Wells, die unterfüllt sind (die lmNGM-Oberfläche ist unter den Rand des Wells abgesenkt), überfüllt (die lmNGM-Oberfläche hat eine gewölbte Oberseite) und Blasen oder Schmutz enthalten.
12. Entfernen Sie das erstarrte lmNGM mit einem kurzen Platin-Drahtpickel oder einem Vakuumsauger aus den unbefriedigenden Vertiefungen. Füllen Sie die leeren Vertiefungen mit frischem, geschmolzenem lmNGM auf. Entfernen Sie außerdem alle Medien, die in den Graben gelaufen sind, mit einem kurzen Platin-Drahtpickel oder einem Vakuumsauger.

7. Zugabe von Kupfersulfat zum Graben

Anmerkungen: Die Brunnen dieses Geräts sind von einem durchgehenden Wassergraben umgeben. Hier ist der Graben mit Kupfersulfat gefüllt, das als Abwehrmittel wirkt und die Würmer von der Flucht aus ihren Brunnen abhält.

1. Geben Sie mit einer 200-μl-Pipette 200 μl Kupfersulfatlösung (siehe Schritt 1.6) in den Gerätegraben in jeder Ecke, 2x pro Ecke. Dieses Volumen sollte groß genug sein, damit das Kupfersulfat durch den gesamten Graben fließen kann. Achten Sie darauf, den Wassergraben zu keinem Zeitpunkt zu überfüllen. Das Kupfersulfat sollte die Oberseite der Vertiefungen nicht berühren.
2. Wenn das Kupfersulfat nicht leicht durch den gesamten Graben fließt, verwenden Sie einen kurzen Platindrahtpickel, um die Spannung zu brechen und das Kupfersulfat durch den Graben zu ziehen.
3. Nachdem das Kupfersulfat durch den gesamten Graben geflossen ist, entfernen Sie so viel Kupfersulfat wie möglich mit einer 200-μl-Pipette oder einer Aspiration mit Vakuum aus dem Graben. Die zurückbleibenden Rückstände reichen aus, um die Würmer davon abzuhalten, ihre Brunnen zu verlassen. Wenn der Graben mit Kupfersulfatlösung gefüllt bleibt, besteht die Gefahr, dass Kupfersulfat in die Brunnen gelangt, was die Würmer zur Flucht veranlassen würde.

8. Zugabe von autoklavierten Wasserkristallen

Anmerkungen: Um die Feuchtigkeit in der Platte aufrechtzuerhalten und ein Austrocknen des lmNGM zu verhindern, ist jedes Gerät von gesättigten, wasserabsorbierenden Polyacrylamidkristallen umgeben.

1. Bereiten Sie die Wasserkristalle vor (siehe Schritt 1.7).
2. Geben Sie die Wasserkristalle mit einer Quetschflasche in die Zwischenräume zwischen dem Gerät und den Wänden des Tabletts. Schließen Sie den Deckel des Tabletts und wickeln Sie alle vier Seiten mit einem Stück Parafilm ein. Fügen Sie zwei zusätzliche Stücke Parafilm hinzu, um die Platte vollständig zu versiegeln.
   Anmerkungen: Wasserkristalle können in einem Becherglas zubereitet und mit einem sterilisierten Spatel in die Schale geschöpft werden. Dies verlängert jedoch die Zeit des Verfahrens und verlängert die Zeit, in der jede Schale geöffnet und potenziellen Verunreinigungen ausgesetzt ist.
3. Lassen Sie das versiegelte Gerät bis zum nächsten Tag auf dem Tisch, wenn die Bakterien bereit sind, entdeckt zu werden. Stellen Sie sicher, dass die Geräte nach dem Hinzufügen des lmNGM mit den Vertiefungen nach oben gelagert werden.

9. Präparation einer alterssynchronisierten Wurmpopulation

HINWEIS: Die folgenden Schritte ergeben eine synchronisierte Population von Würmern, die bereit sind, dem Multi-Well-Gerät im vierten Larvenstadium (L4) hinzugefügt zu werden. Es können aber auch Würmer in unterschiedlichen Entwicklungsstadien hinzugefügt werden. Dieser Schritt sollte 2 Tage vor dem Hinzufügen der Würmer zum Gerät abgeschlossen sein, wenn L4s gewünscht werden. Passen Sie den Zeitpunkt der Synchronisierung für die gewünschte Lebensphase an.

1. Für konsistente Alterungsstudien ist C. elegans auf Standard-NGM-Platten zu halten (siehe Schritt 1.2 bei 20 °C unter gut gedüngten Bedingungen).
2. Erzielen Sie eine synchronisierte Population von Tieren aus einem Vorratsteller mit Standardmethoden, z. B. Bleichen¹⁷ oder zeitgesteuerte Eiablage¹.
3. Legen Sie isolierte Eier auf eine NGM-Platte, die mit Bakterien befleckt ist. Die Eier schlüpfen auf dieser Platte, und die Würmer erreichen das L4-Larvenstadium bei Wildtyp-Tieren in 2 Tagen.

10. Beimpfung der Bakterienkultur

HINWEIS: Bakterien werden als primäre Nahrungsquelle für C. elegans verwendet, am häufigsten für die E. coli-Stämme OP50 oder HT115. Die Bakterien sind 10-fach konzentriert, was im Volumen der vorbereiteten Kultur berücksichtigt werden sollte. Bereiten Sie am Tag vor der Entdeckung des Geräts eine Bakterienkultur vor.

1. Wählen Sie aus der in Schritt 4 vorbereiteten LB-Platte eine einzelne Kolonie aus und beimpfen Sie 12 ml steriles LB pro Gerät, das entdeckt werden soll. Fügen Sie bei Bedarf selektive Mittel für den verwendeten Bakterienstamm hinzu.
2. Kultivieren Sie die Bakterienkultur über Nacht (~18 h) in einem 37 °C heißen Inkubator mit Schütteln bei ~250 U/min.

11. Aufspüren der Brunnen mit konzentrierten Bakterien

Anmerkungen: In jede Vertiefung wird eine kleine Menge konzentrierter Bakterien gegeben, die ausreicht, um die Würmer während ihrer gesamten Lebensdauer auf dem Gerät zu ernähren. Die Bakterienkultur muss getrocknet werden, bevor die Würmer in die Vertiefungen gegeben werden können. Da das Medienvolumen in jeder Vertiefung klein ist (14-15 μl) im Verhältnis zum zugegebenen Bakterienvolumen (5 μl), kann der chemische Gehalt der bakteriellen Medien die chemische Umgebung der Vertiefung beeinflussen. Um dies zu berücksichtigen, werden die Bakterien in Salzwasser konzentriert und resuspendiert, um erschöpftes LB zu entfernen und gleichzeitig hypoosmotischen Stress zu vermeiden. Der lmNGM-Rezeptur wird kein Salz zugesetzt (siehe Schritte 1.3-1.4), da es in dieser Phase hinzugefügt wird.

1. Nachdem die Bakterien über Nacht gezüchtet wurden, wie in Abschnitt 10 beschrieben, wird die Bakterienkultur 10x konzentriert. Pelletieren Sie die Bakterien, indem Sie sie 20 Minuten lang bei ~3.400 x g zentrifugieren, den Überstand entsorgen und das Pellet in 1/10 des ursprünglichen Kulturvolumens von 142,8 mM NaCl resuspendieren (siehe Schritt 1.4). Um beispielsweise ein 240-Well-Gerät zu erkennen, werden 12 ml Kultur heruntergedreht und in 1,2 ml 142,8 mM NaCl resuspendiert.
   HINWEIS: Testverbindungen/Medikamente können der resuspendierten Bakterienkultur vor der Schmierblutung zugesetzt werden.
2. Mit einer Wiederholpipette jede Vertiefung mit 5 μl der konzentrierten Bakterien punktieren. Vermeiden Sie den direkten Kontakt mit der lmNGM-Oberfläche, da die Pipettenspitze das lmNGM durchbohren und es dem Wurm ermöglichen kann, sich unter die Oberfläche des Wells zu graben. Achten Sie darauf, dass die Bakterien nicht in den Graben gelangen, da die Würmer davon angezogen werden und in den Graben fliehen.
3. Trocknen Sie die gefleckten Bakterien bei abgenommenen Schalendeckeln. Dieser Schritt ist wichtig für die langfristige Integrität der Brunnenumgebung, und es gibt eine Vielzahl von Möglichkeiten, die gefleckten Geräte zu trocknen. Unabhängig davon, welche Methode verwendet wird, stellen Sie sicher, dass das Gerät in einer sterilen Umgebung bleibt, da es unbedeckt sitzen muss, während die Bakterien trocknen. Der erhöhte Luftstrom verkürzt die Trocknungszeit erheblich. Die Trocknung kann wie in den folgenden Schritten beschrieben durchgeführt werden:
   1. Lassen Sie das Gerät unbedeckt in einem sauberen, verschlossenen Behälter, z. B. einem Plastikbehälter, der mit 10 % Bleichmittel und 70 % Ethanol gereinigt wurde. Diese Trocknungsmethode kann mehrere Stunden dauern.
   2. Legen Sie die Geräte unbedeckt in eine sterile Laminar-Flow-Haube (ähnlich der unten angegebenen bevorzugten Methode).
   3. Trocknen Sie die Geräte mit einer speziell angefertigten "Trockenbox" (die optimierte Methode, die in dieser Studie verwendet wurde), die mit minimalen Kosten mit Computergehäuselüftern und HEPA-Filtern gebaut werden kann (siehe Ergänzungsdatei 1).
      HINWEIS: Unabhängig von der verwendeten Methode muss der Trocknungsschritt für die lokale Umgebung optimiert werden. Überwachen Sie regelmäßig, wie schnell die Wells trocknen, bis die typische Trocknungszeit ermittelt wurde. In einer Umgebung mit niedriger Luftfeuchtigkeit führt die Verwendung einer Trockenbox zu einer Trocknungszeit von ~30-40 Minuten. Lassen Sie die Platten nicht zu trocken werden, da das Medium in den Vertiefungen schrumpft und absinkt. Es ist besser, das Gerät aus dem Trocknen zu nehmen, während einige Vertiefungen noch nass sind, als es länger trocknen zu lassen und möglicherweise eine große Anzahl von Vertiefungen zu übertrocknen.
4. Überprüfe die Wasserkristalle. Wenn der Großteil der Wasserkristalle in der Schale ausgetrocknet ist und während des Trocknungsvorgangs an Volumen verloren hat, geben Sie mehr in die Schale.
5. Nachdem die Bakterien getrocknet sind, fügen Sie die Würmer sofort hinzu (Abschnitt 12) oder verschließen Sie die Schale, um sie später zu verwenden. Zum Verschließen schließen Sie den Deckel des Tabletts und wickeln Sie alle vier Seiten mit einem einzigen Stück Parafilm ein. Wiederholen Sie dies zweimal für insgesamt drei Parafilm-Schichten. Nachdem das Tablett vollständig eingewickelt wurde, kann das Gerät bis zu 4 Tage bei Raumtemperatur auf dem Tisch belassen werden, bevor die Würmer hinzugefügt werden (Abschnitt 12).

12. Hinzufügen von Würmern zum Multi-Well-Gerät

1. Geben Sie manuell einen Wurm pro Vertiefung mit einem Platinpickel in jede Vertiefung, um die Tiere von den in Abschnitt 9 vorbereiteten Wurmplatten zu übertragen. Pflücken Sie nur Würmer, die sich im gewünschten Lebensstadium und Alter befinden.
   HINWEIS: Wenn Sie mehr als 1 Stunde benötigen, um die Würmer in das Gerät einzubringen, kann dies zu einer lmNGM-Austrocknung führen, daher sollten die Würmer so schnell wie möglich hinzugefügt werden. Wenn Sie mehrere Würmer (20+) gleichzeitig auswählen, bevor Sie sie zu den Gerätevertiefungen hinzufügen, kann dies dazu beitragen, die Geschwindigkeit zu erhöhen.

13. Abschluss der Vorbereitung des Produkts für den Langzeitgebrauch

HINWEIS: Diese Schritte stellen sicher, dass die Gerätevertiefungen für die Dauer des Experiments hydratisiert bleiben.

1. Untersuche die Wasserkristalle. Stellen Sie sicher, dass die Wasserkristalle auf gleicher Höhe mit der Oberseite des Geräts sind, aber nicht darauf überlaufen. Geben Sie bei Bedarf weitere Wasserkristalle in das Tablett.
2. Geben Sie einen Tropfen der vorbereiteten Waschmittellösung (siehe Schritt 1.5) auf die Innenseite des Schalendeckels und reiben Sie sie mit einem Arbeitstuch ein, bis die Waschmittellösung getrocknet ist. Dies verhindert ein Beschlagen des Deckels, nachdem das Gerät in der Schale versiegelt wurde, so dass die Würmer gut sichtbar sind.
3. Wickeln Sie die Schale mit drei Stücken Parafilm ein, indem Sie eine spezielle Technik anwenden, die die langfristige Integrität der Parafilm-Versiegelung fördert.
   1. Dehnen Sie ein Stück Parafilm leicht, so dass es nur zwei Seiten des Tabletts bedeckt. Wiederholen Sie dies mit einem zweiten Stück Parafilm, um die anderen beiden Seiten abzudecken.
   2. Nehmen Sie auf die erste Schicht Parafilm ein letztes Stück Parafilm, dehnen Sie es vollständig und wickeln Sie alle vier Seiten ein. Bei ordnungsgemäßer Versiegelung sollten die Gerätevertiefungen ~2 Monate lang hydratisiert bleiben.
      Anmerkungen: Die Unversehrtheit von Parafilm sollte alle 1-2 Wochen überwacht werden, und der Parafilm sollte ausgetauscht werden, wenn er beschädigt ist.
4. Entfernen Sie alle Fingerabdrücke von der Oberseite des Fachs mit einem mit 70 % Ethanol benetzten Arbeitstuch.

14. Erhebung der Daten

HINWEIS: Der Zweck dieser Studie ist es, die Kulturmethodik zu beschreiben. Einmal bestückt, sind Multiwell-Geräte mit der Längsschnittüberwachung einer Vielzahl von Phänotypen kompatibel. Hier finden Sie eine grundlegende Anleitung zur Messung einiger der gebräuchlichsten Parameter.

1. Lebensdauer: Überwachen Sie die Lebensdauer, indem Sie auf die Platte klopfen oder die Würmer alle 1-3 Tage einem hellen blauen Licht aussetzen. Bewerten Sie als tot, wenn keine Bewegung beobachtet wird. Diese Multi-Well-Geräte sind auch mit automatisierten Bildgebungs- und Analyse-Pipelines kompatibel, um die Lebensdauer^{abzuschätzen 13,18}.
2. Aktivität: Überwachen Sie die Aktivität einzelner Tiere während des gesamten Lebens, indem Sie statische Bilder oder Videos der Tiere in den Gerätevertiefungen aufnehmen und die zurückgelegte Strecke, die Geschwindigkeit oder andere Bewegungsmetriken bewerten. Die Geräte sind auch mit automatisierten Bildgebungs- und Analyse-Pipelines zur Schätzung der Aktivität^{kompatibel 13,18}.
3. Körpergröße und -form: Überwachen Sie die Veränderungen der Körpergröße und -form, indem Sie statische Bilder der Tiere in den Gerätevertiefungen aufnehmen und die visuellen Parameter mit Standard-Bildgebungsverfahren quantifizieren. Prinzipiell sollte diese Kulturmethode mit bestehender Software kompatibel sein, um eine differenziertere Beurteilung der Wurmkörperform^zu ermöglichen 19,20,21.

15. Wiederverwendung der Geräte

HINWEIS: Nach Abschluss eines Experiments können die Multiwell-Geräte bis zu dreimal gereinigt und wiederverwendet werden. Eine zusätzliche Wiederverwendung wirkt sich auf die Phänotypen der Würmer aus, die möglicherweise durch Chemikalien aus dem Medium oder Bakterien verursacht werden, die sich in den Wänden des PDMS-Materials ansammeln.

1. Entsorgen Sie den Parafilm und nehmen Sie das Gerät aus dem Fach. Überprüfen Sie die Kerben in der oberen rechten Ecke des Geräts, die anzeigen, wie oft es verwendet wurde. Wenn es dreimal verwendet wurde, entsorgen Sie das Gerät. Wenn es weniger als dreimal verwendet wurde, reinigen Sie es und verwenden Sie es wieder.
   Anmerkungen: Die Schalen bestehen aus Polystyrol und kommen nicht direkt mit lmNGM, Bakterien oder Zusatzstoffen des Mediums in Kontakt. Sie können viele Male wiederverwendet werden, solange sie visuell klar bleiben.
2. Spülen Sie alle verbleibenden Wasserkristalle aus der Schale. Besprühen Sie die Innenseite der Schale mit 10%iger Bleichlösung und lassen Sie sie 10 Minuten einwirken. Mit deionisiertem Wasser abspülen und sofort trocknen, um Wasserflecken zu vermeiden.
3. Halten Sie das Gerät unter fließendes Wasser, um mit der Reinigung des Mediums aus den Vertiefungen zu beginnen. Biegen und drehen Sie das Gerät vorsichtig unter Wasser, um das Medium aus den Vertiefungen zu lösen, aber biegen Sie es nicht so weit, dass das Gerät reißt. Ziehen Sie mit einer 200-μl-Pipettenspitze alle verbleibenden Medien heraus, die in Vertiefungen stecken.
4. Füllen Sie einen 2-Liter-Becher mit einem Rührstab ~3/4 voll mit deionisiertem Wasser und bringen Sie ihn auf einer heißen Platte zum Kochen.
5. Geben Sie ein oder zwei Multiwell-Geräte und einen Rührstab in das kochende Wasser. Schalten Sie das magnetische Rühren auf eine niedrige Drehzahl (~200 U/min) ein, um die Geräte im Wasser sanft zu bewegen. Lassen Sie die Geräte 10 Minuten kochen.
6. Nehmen Sie die Geräte mit einer Metallpinzette aus dem Wasser und legen Sie sie zum Abtropfen mit der Bauchseite nach unten auf Küchenpapier. Lassen Sie die Geräte mindestens über Nacht trocknen.
7. Wenn die Geräte vollständig getrocknet sind, wickeln Sie sie in Folie ein und versiegeln Sie sie mit Autoklavenklebeband. Schreiben Sie auf das Autoklavenband, wie oft das Gerät verwendet wurde. Zum Sterilisieren 15 Minuten im Trockenzyklus bei 121 °C autoklavieren. Die Geräte sind nun bereit für die Wiederverwendung.

Ergebnisse

Das WorMotel-Kultursystem kann verwendet werden, um eine Vielzahl von Daten zu sammeln, unter anderem über Lebensdauer, Gesundheitsspanne und Aktivität. In veröffentlichten Studien wurden Multi-Well-Geräte verwendet, um die Lebensdauer und die Gesundheitsspanne ^13,14, die Ruhephase und den Schlaf 22,23,24 und das Verhalten ²⁵ zu untersuchen. D...

Diskussion

Das WorMotel-System ist ein leistungsstarkes Werkzeug, um individualisierte Daten für Hunderte von isolierten C. elegans im Laufe der Zeit zu sammeln. In Anlehnung an die vorangegangenen Studien mit Multi-Well-Geräten für Anwendungen in der Entwicklungsruhe, im Bewegungsverhalten und im Altern war es das Ziel dieser Arbeit, die Präparation von Multi-Well-Geräten für die Langzeitüberwachung von Aktivität, Gesundheit und Lebensdauer in einem höheren Durchsatz zu optimieren. Diese Arbeit liefert ein detail...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
2.5 lb weight	CAP Barbell	RP-002.5
Acrylic sheets (6 in x 4 in x 3/8 in)	Falken Design	ACRYLIC-CL-3-8/1224	Large sheet cut to smaller sizes
Ampicillin sodium salt	Sigma-Aldrich	A9518
Autoclavable squeeze bottle	Nalgene	2405-0500
Bacto agar	BD Difco	214030
Bacto peptone	Thermo Scientific	211677
Basin, 25 mL	VWR	89094-664	Disposable pipette basin
Cabinet style vacuum desiccator	SP Bel-Art	F42400-4001	Do not need to use dessicant, only using as a vacuum chamber.
CaCl2	Acros Organics	349615000
Caenorhabditis elegans N2	Caenorhabditis Genetics Center (CGC)	N2	Wildtype strain
Carbenicillin	GoldBio	C-103-25
Centrifuge	Beckman	360902
Cholesterol	ICN Biomedicals Inc	101380
Compressed oxygen tank	Airgas	UN1072
CuSO4	Fisher Chemical	C493-500
Dry bead bath incubator	Fisher Scientific	11-718-2
Escherichia coli OP50	Caenorhabditis Genetics Center (CGC)	OP50	Standard labratory food for C. elegans
Ethanol	Millipore	ex0276-4
Floxuridine	Research Products International	F10705-1.0
Hybridization oven	Techne	731-0177	Used to cure PDMS mixture, any similar oven will suffice
Incubators	Shel Lab	2020	20 °C incubator for maintaining worm strains and 37 °C incubator to grow bacteria
Isopropyl ß-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG)	GoldBio	I2481C100
K2HPO4	Fisher Chemical	P288-500
KH2PO4	Fisher Chemical	P286-1
Kimwipes	KimTech	34155	Task wipes
LB Broth, Lennox	BD Difco	240230
Low melt agarose	Research Products International	A20070-250.0
MgSO4	Fisher Chemical	M-8900
Microwave	Sharp	R-530DK
Multichannel repeat pipette, 20–200 µL LTS EDP3	Rainin	17013800	The exact model used is no longer sold, a similar model's catalog number has been provided
NaCl	Fisher Bioreagents	BP358-1
Nunc OmniTray	Thermo Scientific	264728	Clear polystyrene trays
Parafilm M	Fisher Scientific	13-374-10	Double-wide (4 in)
Petri plate, 100 mM	VWR	25384-342
Petri plate, 60 mM	Fisher Scientific	FB0875713A
Plasma cleaner	Plasma Etch, Inc.	PE-50
PLATINUM vacuum pump	JB Industries	DV-142N
PolyJet 3D printer	Stratasys	Objet500 Connex3	PolyJet 3D printing services provided by ProtoCAM (Matrial: Vero Rigid; Finish: Matte; Color: Gloss; Resolution: X-axis: 600 dpi, Y-axis: 600 dpi, Z-axis: 1600 dpi)
Shaking incubator	Lab-Line	3526CC
smartSpatula	LevGo, Inc.	17211	Disposable spatula
Superabsorbent polymer (AgSAP Type S)	M2 Polymer Technologies	Type S	Referred to in main text as "water crystals"
SYLGARD 184 Silicone Elastomer base	The Dow Chemical Company	2065622
SYLGARD 184 Silicone Elastomer curing agent	The Dow Chemical Company	2085925
Syringe filter (0.22 µm)	Nest Scientific USA Inc.	380111
Syringe, 10 mL	Fisher Scientific	14955453
TWEEN 20	Thermo Scientific	J20605-AP	Detergent
Vacuum pump oil	VWR	54996-082
VeroBlackPlus	Stratasys	RGD875	Rigid 3D printing filament
Weigh boat	Thermo Scientific	WB30304	Large enough for PDMS mixture volume