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* Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen
Hier beschreiben wir ein Protokoll zum Auftragen einer einzelnen Monoschicht aus Graphen auf Elektronenmikroskopie-Gitter und wie sie für die Verwendung in der KryoEM-Strukturbestimmung vorbereitet werden können.
Die kryogene Elektronenmikroskopie (KryoEM) hat sich als leistungsfähige Technik zur Untersuchung der atomaren Struktur makromolekularer Komplexe erwiesen. Die Probenvorbereitung für die KryoEM erfordert die Konservierung der Proben in einer dünnen Schicht aus glasartigem Eis, die in der Regel in den Löchern einer gefensterten Trägerfolie aufgehängt ist. Alle gängigen Probenvorbereitungsansätze für KryoEM-Studien setzen die Probe jedoch der Luft-Wasser-Grenzfläche aus, was zu einem starken hydrophoben Effekt auf die Probe führt, der häufig zu Denaturierung, Aggregation und komplexer Dissoziation führt. Darüber hinaus beeinflussen bevorzugte hydrophobe Wechselwirkungen zwischen Regionen der Probe und der Luft-Wasser-Grenzfläche die Orientierungen der Makromoleküle, was zu 3D-Rekonstruktionen mit anisotroper Richtungsauflösung führt.
Es hat sich gezeigt, dass die Adsorption von KryoEM-Proben an einer Monoschicht aus Graphen dazu beiträgt, Wechselwirkungen mit der Luft-Wasser-Grenzfläche zu mildern und gleichzeitig die Einführung von Hintergrundrauschen zu minimieren. Graphenträger bieten auch den Vorteil, dass sie die erforderliche Konzentration von Proteinen, die für die KryoEM-Bildgebung erforderlich sind, erheblich senken. Trotz der Vorteile dieser Stützen werden graphenbeschichtete Gitter aufgrund der unerschwinglichen Kosten für kommerzielle Optionen und der Herausforderungen, die mit der hauseigenen Produktion in großem Maßstab verbunden sind, von der KryoEM-Community nicht häufig verwendet. In diesem Artikel wird eine effiziente Methode zur Herstellung von Chargen von KryoEM-Gittern beschrieben, die eine nahezu vollständige Abdeckung mit einlagigem Graphen aufweisen.
Die kryogene Einzelpartikel-Elektronenmikroskopie (KryoEM) ist eine zunehmend anwendbare Technologie zur Untersuchung der 3D-Strukturen von Biomakromolekülen. Technologische Fortschritte in der Elektronenmikroskopoptik, der direkten Elektronendetektion1 und Computeralgorithmen 2,3,4 haben es in den letzten zehn Jahren ermöglicht, KryoEM-Anwender in die Lage zu versetzen, die Strukturen biochemisch stabiler makromolekularer Komplexe mit nahezu atomarer Auflösung zu bestimmen 5,6,7,8 . Trotz dieser Fortschritte gibt es nach wie vor erhebliche Hindernisse für die Konservierung von Proben für die KryoEM-Bildgebung, die verhindern, dass die meisten biologischen Proben mit so hohen Auflösungen aufgelöst werden können.
Bei der Probenvorbereitung für die hochauflösende KryoEM-Analyse werden Makromoleküle, die gleichmäßig in einer Vielzahl von Orientierungen verteilt sind, in einer dünnen Schicht aus verglastem Eis eingefangen. Die "Blot-and-Plunge"-Methoden des Einfrierens sind die am weitesten verbreiteten Methoden, um dünne Schichten biologischer Proben auf Gittern für KryoEM-Studien zu erzeugen 9,10. Bei diesen Verfahren werden einige Mikroliter Probenlösung auf ein EM-Gitter aufgebracht, das einen gefensterten Film enthält, der hydrophil gemacht wurde, und anschließend wird der größte Teil der Probe mit Filterpapier abgetupft, bevor das Gitter schnell in ein Kryogen aus flüssigem Ethan oder Ethan-Propan-Gemisch9 getaucht wird.
Während diese Methode erfolgreich zur Strukturbestimmung eines breiten Spektrums biologischer Proben eingesetzt wurde, setzen alle gängigen KryoEM-Probenvorbereitungsmethoden die Proben der hydrophoben Luft-Wasser-Grenzfläche (AWI) aus, was häufig Probleme mit sich bringt, die die hochauflösende Strukturbestimmung einschränken. Es ist erwiesen, dass biologische Proben eine hohe Neigung zur Denaturierung aufweisen, wenn sie dem AWI ausgesetzt sind, was zu einer komplexen Aggregation und Zerlegung führen kann11,12,13,14. Darüber hinaus bewirken hydrophobe Flecken auf den Oberflächen biologischer Proben, dass Partikel bevorzugte Orientierungen im Eis einnehmen12. In vielen Szenarien zwingt eine einzige hydrophobe Region der Probe alle Partikel dazu, eine singuläre Orientierung im Eis einzunehmen, wodurch die Fähigkeit, eine zuverlässige Rekonstruktion zu erzeugen, aufgehoben wird. Zusätzlich zu den Problemen mit dem AWI können die Proben eine Affinität zur Oberfläche der gefensterten Filmschicht aufweisen, wodurch die Anzahl der im Eis suspendierten Partikel innerhalb der Löcher15 begrenzt wird.
Es wurden verschiedene methodische und technologische Lösungen entwickelt, um diese Probleme, die sich aus Interaktionen mit dem AWI oder den Filmen ergeben, zu verringern16,17. Ein beliebter Ansatz besteht darin, die gefensterte Folie der EM-Gitter mit einer dünnen (zehn Nanometer) Schicht aus amorphem Kohlenstoff zu beschichten. Diese Beschichtung bietet eine durchgehende Oberfläche über die Löcher, an die Partikel adsorbieren können, mit dem Vorteil, dass die Probe teilweise vor Wechselwirkungen mit dem AWIabgeschirmt wird 15,18,19,20. Die zusätzliche Kohlenstoffschicht erhöht jedoch die Menge des Hintergrundsignals in den abgebildeten Bereichen und führt zu Rauschen, das die erreichbare Auflösung beeinträchtigen kann, insbesondere bei kleinen (<150 kDa) Proben. In den letzten Jahren hat sich gezeigt, dass die Verwendung von Graphenoxid (GO)-Flocken zur Herstellung von Trägerfilmen auf KryoEM-Gittern Vorteile gegenüber herkömmlichem amorphem Kohlenstoff hat. GO-Flocken werden durch die Oxidation von Graphitschichten hergestellt, was zu pseudokristallinen Schichten aus einschichtigem Graphit führt, die aufgrund ihres hohen Sauerstoffgehalts in Form von Carboxyl-, Hydroxyl- und Epoxidgruppen an den Oberflächen und Kanten hydrophil sind. Kommerzielle GO-Flocken in wässrigen Suspensionen sind kostengünstig, und es gibt zahlreiche veröffentlichte Verfahren zum Auftragen von GO-Flocken auf EM-Gitter18,21. Diese Methoden führen jedoch häufig zu Gittern, die nur teilweise mit GO-Flocken bedeckt sind, sowie zu Bereichen, die mehrere Schichten von GO-Flocken enthalten. Darüber hinaus tragen GO-Flocken zu KryoEM-Bildern ein wahrnehmbares Hintergrundsignal bei, das dem von dünnem amorphem Kohlenstoff22,23 nahe kommt.
Reines einschichtiges Graphen, das aus einem einzigen kristallinen 2D-Array von Kohlenstoffatomen besteht, unterscheidet sich von GO dadurch, dass es im Elektronenmikroskop keinen Phasenkontrast erzeugt. Monolagiges Graphen kann somit verwendet werden, um eine unsichtbare Trägerschicht für die Abbildung biologischer Proben zu erzeugen. Monolayer-Graphen ist auch stärker als GO und kann als einzelne Monoschicht auf ein EM-Gitter aufgetragen werden, und die jüngsten Fortschritte bei der Herstellung von Graphen-beschichteten EM-Gittern haben es ermöglicht, einschichtige Graphengitter mit hoher Abdeckung im eigenen Haus herzustellen 24,25,26,27,28,29,30. Trotz der Vorteile der Verwendung von graphenbeschichteten Gittern für die Bestimmung der KryoEM-Struktur sind sie aufgrund der unerschwinglichen Kosten kommerzieller Optionen und der Komplexität der internen Produktion nicht weit verbreitet. Hier beschreiben wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur effektiven Herstellung von EM-Gittern, die mit einer Monoschicht aus Graphen bedeckt sind, für die KryoEM-Strukturbestimmung biologischer Proben (Abbildung 1). Durch die Befolgung dieses detaillierten Protokolls können KryoEM-Forscher an einem einzigen Tag Dutzende von hochwertigen Graphen-Trägergittern reproduzierbar herstellen. Die Qualität der graphenbeschichteten Gitter kann mit einem Low-End-Transmissionselektronenmikroskop (TEM), das mit einem LaB6-Filament ausgestattet ist, leicht untersucht werden.
1. Vorbereitung von Materialien und Zubehör, die für die Herstellung von Graphengittern erforderlich sind
HINWEIS: Graphen verunreinigt leicht, was die Effizienz der Graphenbeschichtung und die Qualität der Graphengitter verringert; Daher ist es wichtig, alle Materialien, die mit dem Graphen in Berührung kommen, gründlich zu reinigen. Die Vorbereitung der Materialien und alle Schritte sollten in einem Abzug durchgeführt werden.
2. Herstellung von 0,2 M Ammoniumpersulfat (APS) in Wasser
HINWEIS: Diese APS-Lösung wird als Ätzmittel verwendet, um in einem späteren Schritt den Kupfer (Cu)-Träger von der Graphen-/Cu-Folie zu entfernen. Bereiten Sie immer eine frische APS-Lösung vor. Wiederverwendete oder alte Lösungen werden Kupfer nicht effektiv ätzen und können in den späteren Schritten Kupferrückstände auf dem Graphen hinterlassen.
3. Geben Sie Graphen/Kupfer mit einem Stück Löschpapier auf ein sauberes Deckglas
HINWEIS: Wir verwenden eine 15 x 15 cm große Graphenfolie mit chemischer Gasphasenabscheidung (CVD) auf Cu von einem Graphenlieferanten. Im Handel erhältliche einlagige Graphen-/Cu-Platten sollten unter Vakuum gelagert werden. Da Graphen auf beiden Seiten von Cu mit der CVD-Methode gezüchtet wird, führen Graphenlieferanten in der Regel Qualitätskontrollen durch und empfehlen die bessere Seite für die Verwendung. Wir bezeichnen diese empfohlene Seite des Graphens in diesem Protokoll als "obere" Seite, während die andere Seite die "hintere" Seite ist.
4. Beschichten Sie die einlagige Graphen-/Cu-Folie mit einer dünnen Schicht MMA(8,5)MMA EL6 (MMA)
HINWEIS: Nachdem das Cu weggeätzt wurde, unterstützt diese MMA-Schicht die Graphen-Monoschicht, um die Handhabung der Graphenschicht in zukünftigen Schritten zu ermöglichen. Die MMA-Beschichtung ermöglicht auch die Visualisierung des Graphenfilms, da eine Monoschicht aus Graphen allein transparent wäre.
5. Entfernen Sie Graphen auf der Rückseite der Graphen-/Cu-Folie
HINWEIS: Graphen, das auf der Rückseite des Kupfers gewachsen ist (die Seite, die nicht mit MMA beschichtet ist), muss entfernt werden, bevor Sie mit den nachfolgenden Schritten fortfahren, da dieses überschüssige Graphen die Wirksamkeit des Cu-Ätzens verringert. Wir entfernen dieses Graphen, indem wir das Graphen Plasma aussetzen, was mit jedem Glimmentladungsgerät erreicht werden kann, das typischerweise zur Vorbereitung von EM-Gittern für die biologische Probenvorbereitung verwendet wird.
6. Ätzen Sie das Cu aus dem MMA/Graphen/Cu-Blatt in der APS-Lösung weg
7. Spülen Sie die MMA/Graphen-Folie in DI-Wasser ab
8. Reinigen Sie die zu beschichtenden Gitter mit einer Monoschicht Graphen
HINWEIS: Die Gitter, auf die das Graphen übertragen wird, müssen so sauber wie möglich sein, um die Anhaftung des Graphens an der Oberfläche der Gitterfolie zu maximieren. Kommerziell erworbene Gitter enthalten oft Restverunreinigungen, die vor dem Transfer von Graphen entfernt werden müssen.
9. Übertragen Sie die sauberen Gitter auf Löschpapier, das auf ein Edelstahldrahtgeflecht oder eine perforierte Schale unter DI-Wasser gelegt wird
HINWEIS: Die Gitter müssen auf einer ebenen Oberfläche unter DI-Wasser getaucht werden, damit das Graphen auf das Wasser schwimmen und auf die Gitter abgesenkt werden kann. Dies kann mit einem handelsüblichen Gitterbeschichtungstrog oder mit einer Petrischale und einer Peristaltikpumpe durchgeführt werden, wie sie zur Erzeugung von Graphenoxidgittern verwendet werden, wie von Palovcak et al.18 beschrieben.
10. Übertragen Sie Graphen auf die Gitter
11. Entfernen von MMA und Reinigen der Gitter
HINWEIS: MMA muss gründlich mit Aceton abgewaschen werden, um MMA-Rückstände auf den graphenbeschichteten Gittern zu vermeiden.
12. Graphengitter mit UV/Ozon-Behandlung hydrophil machen
HINWEIS: Graphen ist extrem hydrophob, was nicht mit der KryoEM-Probenvorbereitung kompatibel ist, da Blot-Plunge-Ansätze eine hydrophile Oberfläche erfordern, auf der sich ein Tropfen der Probe gleichmäßig verteilen kann. Während herkömmliche Glimmentladungsgeräte so konfiguriert werden können, dass sie Plasma sanft pulsieren, um die Graphenoberfläche hydrophil zu machen, neigen diese Geräte dazu, die dünne Graphen-Monoschicht zu zerstören. Es wurde bereits gezeigt, dass ein UV/Ozon-Reiniger verwendet werden kann, um die Oberfläche des Graphens25 teilweise mit Sauerstoff anzureichern, wodurch es für die KryoEM-Probenvorbereitung hydrophil wird, ohne die Monoschicht zu beschädigen.
Die erfolgreiche Ausführung des hier beschriebenen Protokolls zur Herstellung von Graphengittern führt zu EM-Gittern, die vollständig mit einer einzigen Monoschicht aus Graphen beschichtet sind. Die Graphenbedeckung der Gitter kann mit jedem TEM überprüft werden. Da eine Monolage aus reinem Graphen im TEM nahezu unsichtbar ist, muss man sie mit dem Beugungsmodus des Mikroskops untersuchen und Bragg-Punkte beobachten, die der hexagonalen Anordnung der Kohlenstoffatome entsprechen, aus denen das Graphen besteht (Abbildung 3A). Es ist normal, gelegentlich einige Falten von einlagigem Graphen zu beobachten, die während der MMA-Beschichtung auftreten (Abbildung 3B). Man kann auch den Grad der Kontamination des Graphens überprüfen, indem man ein Bild mit hoher Vergrößerung in der Mitte eines der mit Graphen bedeckten Löcher aufnimmt (Abbildung 3C). Wenn es mit einem hochauflösenden Detektor aufgenommen wird, sollte eine Fourier-Transformation dieses Bildes Bragg-Punkte enthalten, die einem Kohlenstoff-Kohlenstoff-Abstand bei 2,14 Å entsprechen (Abbildung 4C). Eine Monolage aus Kohlenstoffatomen erzeugt nicht genügend Elektronenstreuung, um einen Phasenkontrast zu erzeugen, und daher zeigt ein Bild von sauberem Graphen keine Thon-Ringe, die mit der Kontrastübertragungsfunktion in einer Fourier-Transformation des Bildes verbunden sind. Es ist jedoch sehr schwierig, eine Kontamination der Graphengitter nach ihrer Herstellung zu verhindern, und ein unzureichendes Waschen der EM-Gitter oder das Entfernen von MMA nach der Graphenbeschichtung führt zu bemerkenswerten Verunreinigungen auf den Gittern, die in den Realraumbildern sichtbar sind (Abbildung 3C). Wie in Abbildung 4 gezeigt, haben Graphengitter eine konzentrierende Wirkung auf eine Probe, wie beim Vergleich von 0,5 mg/ml Apoferritin beobachtet wird, die auf löchrige Goldgitter mit (Abbildung 4A) und ohne Graphenträger (Abbildung 4B) aufgetragen werden. Ähnliche Graphen-Herstellungsprotokolle wurden bereits beschrieben, um KryoEM-Strukturen von Proteinen wie Apoferritin mit hoher Auflösungzu lösen 25,27.
Abbildung 1: Schematische Darstellung zur Herstellung von graphenbeschichteten KryoEM-Gittern. Die wichtigsten Schritte im Prozess der Herstellung von Graphengittern werden veranschaulicht. Abkürzungen: cryoEM = kryogene Elektronenmikroskopie; MMA = Methylmethacrylat; APS = Ammoniumpersulfat. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Benötigte Materialien für die Herstellung von Graphengittern . (A) Notwendige Materialien für die Beschichtung von Kryo-EM-Gittern sind entsprechend gekennzeichnet. (B) Nahaufnahme des Coaters mit Graphen/Cu-Folie, die auf ein Löschpapier auf einem Objektträger geklebt ist. Der Spin Coater kann durch den Kauf von Teilen in einem lokalen Computer-/Baumarkt zusammengebaut werden. (C) Nahaufnahme der Gitterbeschichtungswanne, die an einer Spritze befestigt ist, mit der der Wasserstand kontrolliert werden kann. Die Gitter werden auf ein Löschpapier auf einem Edelstahlgeflecht gelegt. Das Löschpapier hilft dabei, die Position der Gitter so zu manövrieren, dass die Graphenschicht darauf abgestimmt werden kann. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Ein repräsentatives Beugungsmusterbild und Hellfeldbilder eines Graphengitters mit Falten oder MMA-Kontamination . (A) EM-Gitter, die mit einer Monolage aus Graphen bedeckt sind, zeigen Bragg-Peaks, die dem hexagonalen Gitter des Graphens entsprechen, wenn sie in einem TEM im Beugungsmodus abgebildet werden. Der Bragg-Peak, der dem Kohlenstoff-Kohlenstoff-Abstand von 2,14 Å entspricht, ist eingekreist und mit einem Pfeil gekennzeichnet. (B) Ein Hellfeldbild eines einlagigen Graphengitters mit einigen Falten (gekennzeichnet durch einen Pfeil) in der Graphen-Monoschicht. (C) Ein Hellfeldbild von einlagigem Graphen mit MMA-Kontamination (gekennzeichnet mit einem Pfeil). Maßstabsbalken = 100 nm (B,C). Abkürzungen: EM = Elektronenmikroskopie; MMA = Methylmethacrylat. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Apoferritin auf mit Graphen bedeckten Goldgittern: (A) KryoEM-Aufnahme von 0,5 mg/ml Apoferritin auf mit Graphen bedeckten Goldgittern. (B) Apoferritin, das in der gleichen Konzentration abgebildet wurde, ist in wesentlich geringerer Konzentration sichtbar, wenn es unter Verwendung von löchrigen Goldgittern ohne Graphen hergestellt wird. (C) FFT der KryoEM-Aufnahme von 0,5 mg/ml Apoferritin auf mit Graphen bedeckten Goldgittern, wobei die Bragg-Peaks dem hexagonalen Graphengitter entsprechen. Maßstabsbalken = 100 nm (A,B). Abkürzungen: cryoEM = kryogene Elektronenmikroskopie; FFT = schnelle Fourier-Transformation. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Die Konservierung biologischer Proben in einer dünnen Schicht Glaseis ist ein entscheidender Schritt für die hochauflösende KryoEM-Strukturbestimmung. Die Forscher stoßen jedoch häufig auf Probleme, die sich aus der Interaktion mit dem AWI ergeben, was zu bevorzugter Orientierung, komplexer Zerlegung, Denaturierung und Aggregation führt. Darüber hinaus können die Proben nicht immer ausreichend konzentriert werden, um das dünne Eis zu besiedeln, das über den Löchern einer gefensterten Folie hängt. Mehrere Forschungsgruppen haben Methoden entwickelt, um EM-Gitter mit einer Monoschicht aus Graphen zu beschichten, um einige dieser Einschränkungen zu überwinden 24,25,26,27,28,29,30, und Graphengitter wurden mit großem Erfolg eingesetzt. Hier stellen wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Verfügung, wie Sie Chargen von Graphengittern effektiv im eigenen Haus vorbereiten und die Qualität der Graphengitter mittels TEM untersuchen können. Wir betonen, dass bei einigen der kritischen Schritte, die wir im Folgenden skizzieren, besondere Vorsicht geboten ist.
Graphen hat eine starke Tendenz, Luftschadstoffe anzuziehen. Daher ist es wichtig, während des Herstellungsprozesses des Graphengitters sicherzustellen, dass alle Werkzeuge, die mit der Graphen-/Cu-Folie oder den Gittern in Kontakt kommen, sauber und staubfrei sind. Deckgläser, die zum Transfer von Graphen verwendet werden, können durch Spülen mit Ethanol und DI-Wasser oder mit einem Staubwedel gereinigt werden. Es wird auch empfohlen, unter einem Abzug zu arbeiten und Graphenplatten und -gitter immer mit Folie oder einer sauberen Glasplatte bedeckt zu halten. Staub oder Verunreinigungen auf den Gittern können verhindern, dass Graphen vollständig an den EM-Gittern haftet. Bei der Handhabung von Graphen oder graphenbeschichteten Gittern ist es wichtig, elektrisch geerdet zu sein, um eine Beschädigung der Graphenfolie durch statische Entladung zu vermeiden. Statische Entladungen können vermieden werden, indem ein Erdungsband am Handgelenk verwendet wird, ein geerdetes Metallobjekt jedes Mal berührt wird, wenn Graphen oder Graphengitter gehandhabt werden, und/oder kein Handschuh an der Hand getragen wird, die die Pinzette24 hält.
Da eine Monolage aus Graphen sehr dünn ist (die Breite eines Kohlenstoffatoms), ist es wichtig, Graphen bei der Übertragung von Graphen auf Gitter mit einer organischen Schicht wie MMA oder Poly-MMA (PMMA) zu unterstützen. PMMA ist das am weitesten verbreitete Material für den Graphentransfer. PMMA hat jedoch eine starke Affinität zu Graphen und kann oft zu Polymerverunreinigungen auf dem Graphenfilm führen. In diesem Protokoll wird MMA verwendet, da es weniger Restkontamination hinterlässt25. Sowohl PMMA als auch MMA haben jedoch den Nachteil, dass sich Falten und Risse bilden, die in einigen Bereichen des Graphenfilms zu beobachten sind (Abbildung 3B). Es kann schwierig sein, diese Falten zu vermeiden, da sie häufig während des Graphenwachstums mit der CVD-Methodeauftreten 31. Kürzlich wurde ein Verfahren entwickelt, um ultraflaches Graphen faltenfrei zu züchten, wobei die Kupferfolie durch einen Cu(111)/Saphir-Wafer als Wachstumssubstrat32 ersetzt wird.
Unserer Erfahrung nach ist es besser, Graphen/Cu-Platten zu kaufen und das Graphen mit MMA im eigenen Haus zu unterstützen, als polymerummantelte Cu-Graphen-Platten von Herstellern zu kaufen, die nach dem Kupferätzen spröde werden und in nachfolgenden Schritten nur schwer zu handhaben sind. Der Spin Coater, den wir für die MMA-Beschichtung verwendet haben, kann kostengünstig mit Teilen aus einem lokalen Computer-/Baumarkt gebaut werden, wie zuvor beschrieben25.
Während des Schritts der MMA-Beschichtung ist es wichtig, die gesamte Graphenoberfläche auf der Cu-Graphen-Folie mit MMA zu bedecken. Nachdem das Cu weggeätzt wurde, wird MMA-Graphen halbtransparent, und Bereiche, die keine MMA-Abdeckung haben, sehen wie leere Löcher aus. Um eine MMA-Beschichtung auf der Kupferseite zu verhindern, ist es wichtig, während der Beschichtung ein kleines Stück Löschpapier darunter zu legen, damit es überschüssiges MMA, das sich aus der CVD-Folie herausdreht, aufsaugt.
Nach dem Ätzen und Spülen kann die MMA/Graphen-Folie mit einem kommerziellen oder selbstgebauten Trogsystem mit einer Spritze oder einer Peristaltikpumpe zur Kontrolle des Wasserstands auf EM-Gitter übertragen werden. Vor dem Transfer ist es wichtig, die Gitter in aufeinanderfolgenden Bädern mit Chloroform, Aceton und IPA gründlich vorzuspülen. Das Einbrennen von graphenbeschichteten Gittern bei 65 °C trägt dazu bei, die Integrität des Graphens zu erhalten und die Adsorption von Graphen an die Gitter zu fördern. Um eine MMA-Kontamination auf den Gittern zu vermeiden, ist es wichtig, MMA gründlich in einem Acetonbad zu entfernen und die Gitter in IPA zu reinigen. Alle ungewaschenen MMA-Rückstände werden auf EM-Gittern beobachtet und verringern das Signal-Rausch-Verhältnis der Bilder (Abbildung 3C). Der Aceton-IPA-Waschvorgang kann wiederholt werden, um die Graphenoberflächen weiter zu reinigen.
Um die Graphengitter hydrophil zu machen, haben wir die Gitter UV/Ozon ausgesetzt. Verschiedene Modelle von UV/Ozon-Reinigern müssen möglicherweise optimiert werden, um die Graphenschicht für die KryoEM-Probenvorbereitung ausreichend mit Sauerstoff anzureichern, ohne das Graphen zu beschädigen. Unabhängig vom System ist es wichtig, diese Gitter unmittelbar nach der UV/Ozon-Behandlung für die Anwendung von KryoEM-Proben zu verwenden. Alternative Methoden, um Graphengitter hydrophil zu machen, werden in anderen Studien beschrieben33,34.
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Wir danken Dr. Xiao Fan für die hilfreichen Gespräche bei der Etablierung dieser Methoden bei Scripps Research. B.B. wurde durch ein Postdoktoranden-Forschungsstipendium der Hewitt Foundation for Medical Research unterstützt. W.C. wird durch ein Prädoktorandenstipendium der National Science Foundation unterstützt. D.E.P wird von den National Institutes of Health (NIH) unterstützt, die NS095892 an G.C.L. Dieses Projekt wurde auch durch NIH-Zuschüsse GM142196, GM143805 und S10OD032467 an G.C.L.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
70% EtOH | Pharmco (190 pf EtOH) | 241000190CSGL | |
Acetone | Sigma Aldrich | 650501-4L | |
Ammonium persulfate (APS) | Sigma Aldrich | 215589-500g | Hazardous; use extreme caution |
Chloroform | Sigma Aldrich | C2432-1L | |
Clamping TEM Grid Holder Block for 45 Grids | PELCO | 16830-45 | |
Computer fan | Amazon (Noctua) | B07CG2PGY6 | |
Cover slip | Bellco Glass | 1203J71 | Standard cover slips |
Crystallizing dish | Pyrex | 3140-100 | |
Electronics duster | Falcon Safety Products | 75-37-6 | |
Falcon Dust-off Air Duster | Staples | N/A | |
Filter papers | Whatman | 1001-055 | |
Fine tip tweezer | Dumont | 0508-L4-PO | |
Flask | Pyrex | 4980-500 | |
Fork | Supermarket | N/A | |
Glass pasteur pipette | VWR | 14672-608 | |
Graphene/Cu | Graphenea | N/A | CVD monolayer graphene cu |
Grid Coating Trough | Ladd Research Industries | 10840 | Fragile |
Isopropanol | Fisher Scientific | 67-63-0 | |
Kapton Tape | Amazon (MYJOR) | MY-RZY001 | Polyimide tape |
Kimwipes | Fisher Scientific | 06-666 | |
Long twzeer | Cole Parmer Essentials | UX-07387-15 | |
Metal grid holder | Ted Pella | 16820-81 | |
MMA(8.5)MMA EL 6 | KAYAKU Advanced Materials | M31006 0500L 1GL | Flammable |
Model 10 Lab Oven | Quincy Lab, Inc. | FO19013 | |
Petri dish | Pyrex | 3610-102 | |
Plasma cleaner (Solarus 950) | Gatan, Inc. | N/A | |
Scissors | Fiskars | 194813-1010 | |
Standard Analog Orbital Shaker | VWR | 89032-088 | |
UltrAuFoil R1.2/1.3 - Au300 | Quantifoil | N/A | Holey gold grids |
Ultraviolet Ozone Cleaning Systems | UVOCS | model T10X10/OES |
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