JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Ein Protokoll für die Herstellung und Kultivierung von präzisionsgeschnittenen Leberschnitten (PCLS) für die Untersuchung von Mauslebern. Der Artikel konzentriert sich auf Schlüsselaspekte des Protokolls, das nur eine Standard-Laborausrüstung mit Zugang zu einem Vibratom erfordert und ein Überleben von PCLS für mindestens 4 Tage ermöglicht.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll stellt ein einfaches System für die Erstellung und Kultivierung von präzisionsgeschnittenen Leberschnitten (PCLS) dar. PCLS enthält alle Zellen in einer intakten Umgebung und ähnelt daher einem Mini-Modell des gesamten Organs. Sie ermöglichen die Untersuchung von lebenden Geweben und replizieren gleichzeitig deren komplexe Phänotypen. Dieses Protokoll ermöglicht die Präparation von Schnitten aus Mauslebern mit einem Vibratom und Standard-Laborgeräten. Die Protokolle für die Produktion und Kultivierung von PCLS sind nicht standardisiert und können je nach dem interessierenden Gewebe, der Art des verwendeten Vibratoms und dem Sauerstoffbedarf drastisch variieren. Diese können in einigen Laboratorien, die nur Zugang zu einem einfachen Vibratom und gemeinsamen Gewebekultureinrichtungen haben, schwierig zu reproduzieren sein. Wir haben ein Protokoll zusammengestellt, das sich auf die Bedeutung einiger wichtiger Schritte innerhalb der verschiedenen Protokolle konzentriert, die bereits verfügbar sind. Dieses Protokoll betont daher die Bedeutung der Einbettungsmethode, der Schnittausrichtung, eines dynamischen und eines statischen Systems und die Bedeutung eines minimalen Kulturvolumens. Dieses Protokoll kann in den meisten Labors, die Zugang zu einem einfachen Tissue Slicer haben, auf einfache Weise erstellt und reproduziert werden. Zusammengenommen und unter Befolgung dieses Protokolls kann PCLS mindestens 4 Tage am Leben bleiben. PCLS ist ein einfaches, wirtschaftliches und reproduzierbares Modell zur Untersuchung des pathophysiologischen und therapeutischen Screenings für Organe wie die Leber.

Einleitung

Precision-Cut Tissue Slices (PCTS) sind dünne Schnitte von Organen. Sie ermöglichen die Erhaltung der Architektur des Organs, das ein Mini-Organ repliziert, während der 3-dimensionale Aspekt der Nachbarzellen und der extrazellulären Matrix erhalten bleibt. Es ist ein attraktives Modell aufgrund seines einfachen Zugangs, seiner Kostenersparnis und seiner weniger arbeitsintensiven Eigenschaften bei gleichzeitiger Beibehaltung der Gewebearchitektur.

PCTS schließen eine Lücke zwischen In-vitro-Zellstudien und In-vivo-Tierversuchen und überwinden die meisten Nachteile beider Modelle. PCTS wurde aus verschiedenen Organen generiert, wie z.B. der Leber1, dem Darm 2,3, dem Dickdarm2, dem Gehirn 4,5, der Lunge 6,7,8, der Niere 9,10, der Milz11,12, dem Herzen13,14, aber auch aus Tumoren15,16. Sie können auch von verschiedenen Tieren stammen, wie z.B. Maus1, Ratte17,18, aber auch Schwein19 und menschlichen chirurgischen Abfällen 15,20,21. Obwohl PCTS die Verwendung von Tieren erfordern, was ethische Fragen aufwirft, kann das Organ eines Tieres mehrere PCTS erzeugen, wodurch die Anzahl der Tiere in Übereinstimmung mit den NC3R-Richtlinien (Reduction, Replacement, Refinement)22 reduziert und gleichzeitig interindividuelle Variationen begrenzt werden.

Die Entwicklung verbesserter Tissue-Slicer, z. B. Vibratome23, hat einen Übergang von manuell geschnittenen Scheiben, die durch heterogene Dicke und schlechte Überlebensrate gekennzeichnet sind, zu reproduzierbaren dünneren Scheiben mit besserer Erhaltung der strukturellen Integrität ermöglicht.

Die Protokolle für die Vorbereitung und Kultur von PCTS und insbesondere für die Herstellung und Kultur von Precision-cut Liver Slices (PCLS) variieren jedoch in der Literatur erheblich und sind nicht standardisiert, insbesondere für wesentliche Parameter wie Schneideausrüstung, Mediumgehalt und Kulturbedingungen. Die Protokolle können auch je nach Herkunftsgewebe spürbar variieren. Einige der Protokolle erfordern eine Sauerstoffanreicherung des Puffers oder der Kultur mit einigen komplizierten Bioreaktorsystemen24. Sie konzentrieren sich in der Regel individuell auf unterschiedliche technische Aspekte oder sind für unterschiedliche Gewebe konzipiert und können in einem durchschnittlichen Labor oft kostspielig und schwieriger kosteneffizient zu reproduzieren sein.

Hier fasst dieses Protokoll einige Schlüsselpunkte zusammen, wie z. B. die Einbettungsmethode, die Schnittrichtung, die Verwendung von Transwells25, ein dynamisches Kultursystem26 und die Bedeutung eines minimalen Kulturvolumens. Einige dieser Schritte wurden zuvor unabhängig voneinander oder in einem anderen Kontext optimiert, wie z.B. die Fibrose27 oder das Tumoransprechen28. Dieses Protokoll betont auch die Bedeutung des Einbettens mit bestimmten Arten von Slicern und die Ausrichtung des Schneidens, beides schwer zu beherrschende Parameter, die in der Literatur oft vernachlässigt werden. Diese einfache Methode erzeugt PCLS, das mindestens 4 Tage lang in Kultur gehalten wird, mit einer einfachen Einrichtung und unter Verwendung von Standard-Laborgeräten mit Zugang zu einem rudimentären Gewebeschneider.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokoll

Wildtyp-CD57Bl/6J-Mäuse wurden von Charles River Laboratories gekauft. Die Mäuse hatten freien Zugang zu Futter und Wasser und wurden in individuell belüfteten Käfigen mit kontrollierten Temperatur- und Feuchtigkeitsbedingungen und einem 12-stündigen Lichtzyklus untergebracht. Tiere im Alter von 3 Wochen wurden getötet und die Lebern wurden sofort ohne Durchblutung entnommen. Alle Tierarbeiten wurden nach einer lokalen ethischen Überprüfung durch das Animal Welfare and Ethical Review Board des University College London genehmigt und unter der Projektlizenz des Innenministeriums PP9223137 und in Übereinstimmung mit dem Home Office (Animals) Scientific Procedures Act (1986) und den ANARRIVE-Richtlinien durchgeführt. Es wurden alle Anstrengungen unternommen, um den Schaden für Tiere in Übereinstimmung mit der üblichen Praxis in der Abteilung für biologische Dienste am University College London zu begrenzen.

1. Einrichten des Experiments

  1. Führen Sie am Tag vor der Ernte die folgenden Schritte durch.
    1. Bereiten Sie 1 l Krebs-Henseleit-Puffer (KREBS) vor, indem Sie eine Durchstechflasche Krebspulver in 1 l sterilem Wasser auflösen. Kühle es auf 4 °C ab und bewahre es auf nassem Eis auf.
    2. Desinfizieren Sie das Tablett mit 70% Ethanol und spülen Sie es mit sterilem PBS ab. Bewahren Sie das Tablett in Alufolie eingewickelt über Nacht im Kühlschrank auf, um beim Schneiden eine kalte Umgebung zu erhalten.
    3. Alle anderen abnehmbaren Teile mit Ethanol besprühen, mit sterilem PBS abspülen, trocknen lassen und steril halten. Autoklavieren Sie die Klingen und halten Sie sie bis zur Verwendung steril.
    4. Bereiten Sie 4% w/v niedrigschmelzende Agarose in sterilem Wasser zu. Sobald die Agarose wieder aufgehängt und geschmolzen ist, lagern Sie sie im Kühlschrank bei 4 °C.
  2. Führen Sie am Tag der Ernte und vor der Ernte der Leber die folgenden Schritte durch.
    1. Die 4% niedrigschmelzende Agarose schmelzen und bis zur Verwendung in einem Wasserbad bei 37 °C aufbewahren. Stellen Sie sicher, dass die Agarose auf 37 °C abgekühlt ist und dass sich alle Blasen vor der Verwendung aufgelöst haben.
    2. Bereiten Sie die Kulturplatten vor, indem Sie jeweils 2,6 mL, 1,5 mL und 0,7 mL pro Vertiefung in 6-, 12- und 24-Well-Platten geben. Geben Sie 8 μm poröse Einsätze in jede Vertiefung. Stellen Sie die Platten in einen befeuchteten Inkubator, der auf 37 °C, 5 % CO2 und 21 % O2 eingestellt ist. Dies hilft dabei, den pH-Wert beim Erwärmen des Mediums anzupassen, so dass es für die Kultur bereit ist.
    3. Kulturieren Sie die Scheiben mit porösen 8-μm-Einsätzen, um den Zugang zu beiden Seiten der Scheibe zu ermöglichen. Bereiten Sie das Medium wie folgt vor: Fügen Sie dem William's Medium E (WME) 2 mM L-Glutamin-Supplement, 10% fetales Rinderserum (FBS), 100 U/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin, 10 μg/ml Gentamycin, 25 mM D-Glucose-Lösung und 15 mM HEPES-Lösung hinzu.

2. Entnahme der Leber und Zubereitung (15 min)

  1. Sterilisieren Sie alle Instrumente vor der Ernte.
  2. Betäuben Sie die Maus nach lokalen Verfahren für die Pflege von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken mit einer Isofluran-Maske. Bevor Sie die Bauchhöhle öffnen, kneifen Sie zwischen den Zehen zusammen, um sicherzustellen, dass das Tier richtig betäubt ist. Wenn die Leber schnell entfernt werden kann, kann die Maus durch CO2 -Erstickung oder Gebärmutterhalsluxation eingeschläfert werden. Da es sich um einen tödlichen Eingriff handelt, verwenden Sie keine Augensalbe, da dies das Tier nicht beeinträchtigen würde.
  3. Besprühen Sie den Bauch mit 70% Ethanol. Optional: Rasieren Sie die Maus, um eine Kontamination mit den Haaren zu vermeiden.
  4. Öffnen Sie die Bauchhöhle mit einer sterilen Pinzette und einer Schere, indem Sie die Haut und das Bauchfell von der Bauchmitte aus durchschneiden. Präparieren Sie die Leber vorsichtig von anderen Organen oder Gefäßen und vermeiden Sie eine Beschädigung der Lappen.
  5. Lagern Sie die ganze Leber sofort in eiskaltem Krebs Puffer. Führen Sie alle weiteren Schritte auf dem Eis bei 4 °C durch und fahren Sie so schnell wie möglich mit der Lebervorbereitung fort, um einen weiteren Zelltod zu verhindern.

3. Einbettung der Leberlappen (25 min für jeden Leberlappen)

  1. Übertragen Sie die Leber in eine Petrischale auf Eis mit eiskaltem Krebspuffer und stellen Sie sicher, dass die gesamte Leber vollständig untergetaucht ist.
  2. Trennen Sie jeden Lappen einzeln mit einer stumpfen Pinzette und einem scharfen, sterilen Messer, um eine Beschädigung der Lappen zu vermeiden.
  3. Wählen Sie den ersten Lappen zum Schneiden und bewahren Sie die restlichen Lappen in einem eiskalten Krebspuffer auf, bis sie zum Einbetten und Schneiden bereit sind.
  4. Schneiden Sie alle Kanten ab, um einen handlicheren Lappen mit geraden Kanten zu erhalten, die zum Einbetten bereit sind. Dies wird auch dazu beitragen, einen Teil der fibrösen Glisson-Kapsel zu entfernen, um das Schneiden weiter zu erleichtern. Halten Sie dazu die Leberoberflächen in einem eiskalten Krebspuffer feucht.
  5. Stellen Sie eine 3 cm große Petrischale (o.ä.) auf nasses Eis und gießen Sie die 4%ige niedrigschmelzende Agarose (bereits im 37 °C warmen Wasserbad) hinein. Gut auf Eis lagern, damit die Agarose nach oben abkühlen kann und gleichzeitig verhindert wird, dass der Lappen auf den Boden sinkt und gleichmäßig eingebettet wird.
  6. Lassen Sie die Agarose 30 s weiter abkühlen und legen Sie den abgeschnittenen Lappen hinein. Der Lappen setzt sich in der Mitte des Agaroseblocks ab. Der Einbettungsprozess erfordert Übung und Optimierung, um jeder Laborbedingung und persönlichen Erfahrung gerecht zu werden.
  7. Legen Sie den eingebetteten Lappen, noch auf Eis, für 5 min in den Kühlschrank. Die Agarose sollte dann klar ausgehärtet sein.
  8. Den Agaroseblock außen abschneiden. Den Agaroseblock aus der Schale lösen.
  9. Schneiden Sie die Agarose in eine handlichere Größe und stellen Sie sicher, dass die Oberseite und die Seite, die mit der Vibratogramm-Plattform verklebt ist, parallel zur Oberkante des Lappens sind.
  10. Beginnen Sie so schnell wie möglich mit dem Schneiden, aber stellen Sie sicher, dass der Agaroseblock in einem eiskalten Krebspuffer und auf Eis aufbewahrt wird.

4. Herstellung von Leberschnitten (40 min pro Lappen)

  1. Stellen Sie das Vibratom zum Schneiden auf eine Dicke von 250 μm mit einer Geschwindigkeit von 5 und einer Frequenz von 7 Hz ein. Dies sind Leitparameter; Abhängig von der Art des verwendeten Vibratoms kann dies eine Optimierung erfordern.
  2. Besprühen Sie das Vibratom und den Laborbereich vor dem Schneiden mit 70 % Ethanol, um die Umgebung so steril wie möglich zu halten.
  3. Stellen Sie das Tablett auf das Vibratom und gießen Sie Eis darum. Platzieren Sie die Klingen in einem Winkel von 10° nach unten und unten horizontal auf das Vibratom.
  4. Füllen Sie den Vibratome-Tank mit eiskaltem Krebs-Puffer. Lege eine dünne Schicht Cyanacrylatkleber auf die Plattform.
  5. Trocknen Sie die Kante des Agaroseblocks, der auf die Plattform geklebt wird, mit einem sterilen saugfähigen Tuch.
  6. Legen Sie den Agaroseblock auf die abnehmbare Plattform. Positionieren Sie den Keulen aufrecht, damit er quer geschnitten werden kann. Obwohl die Größe der Scheiben reduziert wird, wird der Schneidprozess drastisch erleichtert, da der Druck auf den Keulen während des Schneidens begrenzt wird.
  7. Warten Sie 1 Minute, bis der Kleber ausgehärtet ist, tauchen Sie die abnehmbare Plattform in den Tank und stellen Sie sicher, dass der Agaroseblock vollständig mit Krebspuffer bedeckt ist.
  8. Programmieren Sie das Vibratom für das Schneiden, indem Sie die Start- und Stopppositionen einstellen. Beginnen Sie mit dem Schneiden dickerer Scheiben, bis der Leberlappen erreicht ist.
  9. Entsorgen Sie die erste Scheibe, da sie möglicherweise nicht auf die richtige Dicke zugeschnitten ist. Um eine Beschädigung der Scheiben zu vermeiden, verwenden Sie einen Spatel, um die Leberscheiben anstelle einer Pinzette oder Bürste zu sammeln.
    HINWEIS: Eine kleine Bürste, die mit 70% Ethanol desinfiziert und mit sterilem PBS gespült wurde, kann auch verwendet werden, um das Gewebe während des Schneidvorgangs sanft zu führen.
  10. Wiederholen Sie den Vorgang, bis die erforderliche Anzahl von Scheiben erreicht ist. Der Lappen kann sich gelegentlich von der Agarose lösen und so eine weitere Verwendung verhindern. Sammeln Sie die Scheiben in eiskaltem Krebspuffer, bis sie kultiviert werden.

5. Inkubation von Leberscheiben

  1. Übertragen Sie die Scheiben mit einem Spatel in die vorbereiteten Vertiefungen, die das Medium und die Einsätze enthalten.
  2. Stellen Sie die Platten auf einen Orbitalschüttler, stellen Sie die Drehzahl auf 130 U/min ein und inkubieren Sie mit einem herkömmlichen Zellkultur-Inkubator mit 5 % CO2 und 21 % O2 bei 37 °C. Das endgültige Kulturvolumen beträgt 2,6 ml, 1,5 mL und 0,7 mL pro Well in 6-, 12- bzw. 24-Well-Platten.
  3. Stellen Sie eine leere Platte unter die Kulturplatte, die die Scheiben in Kultur enthält, damit überschüssige Wärme, die von der Plattform des Schüttlers ausgeht, abgeführt werden kann. Wechseln Sie das Medium alle 48 h.

6. Überlebenstest für Zellen

  1. Die Scheiben werden in eine 48-Well-Platte mit 400 μl vorgewärmtem Williams' Medium E überführt und 80 μl MTS (3-(4,5-Dimethylthiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium)-Tetrazolium-Reagenz hinzugefügt.
  2. Nach einer 1-stündigen Inkubation bei 37 °C werden 5 % CO2 auf einen Schüttler gegeben, 200 μl des Mediums in eine 96-Well-Platte überführt und die Absorption bei 490 nm mit einem Multiwell-Plattenleser gemessen. Verwenden Sie die Scheiben, die in PBS und 24 Stunden lang bei Raumtemperatur auf der Bank belassen wurden, als Negativkontrollen.

7. Histologische Färbung

  1. Entparaffinisieren und rehydrieren Sie die Schnitte mit Xylol und Ethanol, gefolgt von entionisiertem Wasser. Färben Sie die Schnitte 3 Minuten lang mit Hämatoxylinlösung.
  2. 5 Minuten lang mit entionisiertem Wasser spülen. Tauchen Sie schnell 10x in saures Ethanol (1 mL konzentriertes HCL und 400 mL 70% Ethanol).
  3. 2x in entionisiertes Wasser spülen und überschüssiges Wasser abtupfen. Tauchen Sie die Abschnitte 30 s lang in Eosin.
  4. Dörren Sie zu 95 % Ethanol, dann zu 100 % Ethanol für 5 Minuten, jeweils 3x. Tauchen Sie die Schnitte 3x für jeweils 15 min in Xylol. Platzieren Sie Deckgläser auf Objektträgern.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ergebnisse

Bei der Entnahme wird bewusst auf die Durchblutung des Tieres verzichtet, um eine schnelle Verarbeitung des Organs zu gewährleisten und Organschäden zu vermeiden. Die Leber wird schnell nach der Inzision extrahiert und sofort in einen eiskalten Organschutzpuffer, z. B. Krebspuffer24,29, gelegt. Obwohl das Schneiden von frischem Lebergewebe ohne Einbettung bereits zuvor beschrieben wurde1, ermöglicht die...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Diskussion

Wir zeigen, dass die Produktion und Kultivierung von PCLS leicht zu erreichen ist und gleichzeitig eine Halbwertszeit von mindestens 4 Tagen gewährleistet ist. Dieses Protokoll rekapituliert fünf kritische Schritte: die Einbettungsmethode, wenn diese Art von Vibratom verwendet wird, die Ausrichtung des Schnitts, ein dynamisches Kultursystem, ein minimales Kulturvolumen und die Verwendung von Einsätzen.

Protokolle für die Herstellung und Kultivierung von PC...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Offenlegungen

Es besteht kein konkurrierendes Interesse, das offengelegt werden muss.

Danksagungen

Die Autoren danken Mirabela Bandol, Samantha Richards, Louise Fisher, Rebecca Towns und den Mitarbeitern von UCL Biological Services für ihre Hilfe bei der Zucht und Pflege der Tierkolonien. Diese Arbeit wurde durch Mittel des United Kingdom Medical Research Council Clinician Scientist Fellowship MR/T008024/1 (JB) und des NIHR Great Ormond Street Hospital Biomedical Research Centre (JB) unterstützt. Die geäußerten Ansichten sind die des Autors/der Autoren und nicht unbedingt die des NHS oder des NIHR.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
3 cm petri dishAnyany suitable for cell culture
6, 12, 24 well culture plateAnyany suitable for cell culture
Cyanoacrylate super glueAny
D-GlucoseGibcoA24940
EosinMerckHT110316
EthanolAny
Fetal Bovine serumThermoFisher26400044
Gentamycin Gibco15750060
HematoxylinMerck51275
HEPESGibcoH0887
inserts 8um, for 12 well platesStrastedt83.3931.800
inserts 8um, for 24 well platesStrastedt83.3932.800
inserts 8um, for 6 well platesStrastedt83.3930.800
KREBSMerckK3753
Laminar Flow HoodHepa air filtration
Low melting agarose ThermoFisher16520050
MTS tetrazolium reagent Abcamab197010
multi-well plate reader Any
PBS tabletsThermoFisherP4417
Penicillin/StreptomycinGibco15140-122
Scalpel bladeAny
Surgical forcepsAnywith a flat square-tip 
Surgical scissorsAny
VibratomeLeicaVT1000 S
William’s Medium E with GlutaMAX (WME)ThermoFisherW4125

Referenzen

  1. Pearen, M. A., et al. Murine precision-cut liver slices as an ex vivo model of liver biology. J Vis Exp. (157), e60992(2020).
  2. De Kanter, R., et al. Prediction of whole-body metabolic clearance of drugs through the combined use of slices from rat liver, lung, kidney, small intestine and colon. Xenobiotica. 34 (3), 229-241 (2004).
  3. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., Ungell, A. L., Groothuis, G. M. Induction of metabolism and transport in human intestine: validation of precision-cut slices as a tool to study induction of drug metabolism in human intestine in vitro. Drug Metab Dispos. 36 (3), 604-613 (2008).
  4. Nogueira, G. O., Garcez, P. P., Bardy, C., Cunningham, M. O., Sebollela, A. Modeling the human brain with ex vivo slices and in vitro organoids for translational neuroscience. Front Neurosci. 16, 838594(2022).
  5. Ucar, B., Stefanova, N., Humpel, C. Spreading of aggregated alpha-Synuclein in sagittal organotypic mouse brain slices. Biomolecules. 12 (2), 163(2022).
  6. Liu, G., et al. Precision cut lung slices: an ex vivo model for assessing the impact of immunomodulatory therapeutics on lung immune responses. Arch Toxicol. 95 (8), 2871-2877 (2021).
  7. Klouda, T., Kim, H., Kim, J., Visner, G., Yuan, K. Precision cut lung slices as an efficient tool for ex vivo pulmonary vessel structure and contractility studies. J Vis Exp. (171), e62392(2021).
  8. Viana, F., O'Kane, C. M., Schroeder, G. N. Precision-cut lung slices: A powerful ex vivo model to investigate respiratory infectious diseases. Mol Microbiol. 117 (3), 578-588 (2022).
  9. De Kanter, R., et al. Drug-metabolizing activity of human and rat liver, lung, kidney and intestine slices. Xenobiotica. 32 (5), 349-362 (2002).
  10. Stribos, E. G. D., Seelen, M. A., van Goor, H., Olinga, P., Mutsaers, H. A. M. Murine precision-cut kidney slices as an ex vivo model to evaluate the role of transforming growth factor-beta1 signaling in the onset of renal fibrosis. Front Physiol. 8, 1026(2017).
  11. James, K., Skibinski, G., Hoffman, P. A comparison of the performance in vitro of precision cut tissue slices and suspensions of human spleen with special reference to immunoglobulin and cytokine production. Hum Antibodies Hybridomas. 7 (4), 138-150 (1996).
  12. Tatibana, M., Kita, K., Asai, T. Stimulation by 6-azauridine of carbamoyl phosphate synthesis for pyrimidine biosynthesis in mouse spleen slices. Eur J Biochem. 128 (2-3), 625-629 (1982).
  13. Camelliti, P., et al. Adult human heart slices are a multicellular system suitable for electrophysiological and pharmacological studies. J Mol Cell Cardiol. 51 (3), 390-398 (2011).
  14. Liu, Z., et al. Comparative analysis of adeno-associated virus serotypes for gene transfer in organotypic heart slices. J Transl Med. 18 (1), 437(2020).
  15. Zimmermann, M., et al. Human precision-cut liver tumor slices as a tumor patient-individual predictive test system for oncolytic measles vaccine viruses. Int J Oncol. 34 (5), 1247-1256 (2009).
  16. Philouze, P., et al. CD44, gamma-H2AX, and p-ATM expressions in short-term ex vivo culture of tumour slices predict the treatment response in patients with oral squamous cell carcinoma. Int J Mol Sci. 23 (2), 877(2022).
  17. Tigges, J., et al. Optimization of long-term cold storage of rat precision-cut lung slices with a tissue preservation solution. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 321 (6), L1023-L1035 (2021).
  18. Olinga, P., et al. Comparison of five incubation systems for rat liver slices using functional and viability parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 38 (2), 59-69 (1997).
  19. Ou, Q., et al. Physiological biomimetic culture system for pig and human heart slices. Circ Res. 125 (6), 628-642 (2019).
  20. Martin, C. Human lung slices: New uses for an old model. Am J Respir Cell Mol Biol. 65 (5), 471-472 (2021).
  21. Sewald, K., Danov, O. Infection of human precision-cut lung slices with the Influenza virus. Methods Mol Biol. 2506, 119-134 (2022).
  22. , Accessed 08/02/2023 https://www.nc3rs.org.uk (2023).
  23. Iulianella, A. Cutting thick sections using a vibratome. Cold Spring Harb Protoc. 2017 (6), (2017).
  24. Szalowska, E., et al. Effect of oxygen concentration and selected protocol factors on viability and gene expression of mouse liver slices. Toxicol In Vitro. 27 (5), 1513-1524 (2013).
  25. Kenerson, H. L., Sullivan, K. M., Labadie, K. P., Pillarisetty, V. G., Yeung, R. S. Protocol for tissue slice cultures from human solid tumors to study therapeutic response. STAR Protoc. 2 (2), 100574(2021).
  26. Paish, H. L., et al. A bioreactor technology for modeling fibrosis in human and rodent precision-cut liver slices. Hepatology. 70 (4), 1377-1391 (2019).
  27. Dewyse, L., et al. Improved precision-cut liver slice cultures for testing drug-induced liver fibrosis. Front Med (Lausanne). 9, 862185(2022).
  28. Jagatia, R., et al. Patient-derived precision cut tissue slices from primary liver cancer as a potential platform for preclinical drug testing. EBioMedicine. 97, 104826(2023).
  29. Koch, A., et al. Murine precision-cut liver slices (PCLS): a new tool for studying tumor microenvironments and cell signaling ex vivo. Cell Commun Signal. 12, 73(2014).
  30. Brugger, M., et al. High precision-cut liver slice model to study cell-autonomous antiviral defense of hepatocytes within their microenvironment. JHEP Rep. 4 (5), 100465(2022).
  31. Dewyse, L., Reynaert, H., van Grunsven, L. A. Best practices and progress in precision-cut liver slice cultures. Int J Mol Sci. 22 (13), 7137(2021).
  32. Lerche-Langrand, C., Toutain, H. J. Precision-cut liver slices: characteristics and use for in vitro pharmaco-toxicology. Toxicology. 153 (1-3), 221-253 (2000).
  33. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., de Jager, M. H., Meijer, D. K., Groothuis, G. M. Characterization of rat small intestinal and colon precision-cut slices as an in vitro system for drug metabolism and induction studies. Drug Metab Dispos. 33 (11), 1613-1620 (2005).
  34. Perocheau, D., et al. Ex vivo precision-cut liver slices model disease phenotype and monitor therapeutic response for liver monogenic diseases. F1000Res. 12, 1580(2023).
  35. de Graaf, I. A., et al. Preparation and incubation of precision-cut liver and intestinal slices for application in drug metabolism and toxicity studies. Nat Protoc. 5 (9), 1540-1551 (2010).
  36. Bailey, K. E., et al. Embedding of precision-cut lung slices in engineered hydrogel biomaterials supports extended ex vivo culture. Am J Respir Cell Mol Biol. 62 (1), 14-22 (2020).
  37. Graaf, I. A., Groothuis, G. M., Olinga, P. Precision-cut tissue slices as a tool to predict metabolism of novel drugs. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 3 (6), 879-898 (2007).
  38. Leeman, W. R., van de Gevel, I. A., Rutten, A. A. Cytotoxicity of retinoic acid, menadione and aflatoxin B(1) in rat liver slices using Netwell inserts as a new culture system. Toxicol In Vitro. 9 (3), 291-298 (1995).
  39. Schumacher, K., et al. Perfusion culture improves the maintenance of cultured liver tissue slices. Tissue Eng. 13 (1), 197-205 (2007).
  40. Jetten, M. J., et al. Interindividual variation in response to xenobiotic exposure established in precision-cut human liver slices. Toxicology. 323, 61-69 (2014).
  41. Duryee, M. J., et al. Precision-cut liver slices from diet-induced obese rats exposed to ethanol are susceptible to oxidative stress and increased fatty acid synthesis. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 306 (3), G208-G217 (2014).
  42. Starokozhko, V., et al. Maintenance of drug metabolism and transport functions in human precision-cut liver slices during prolonged incubation for 5 days. Arch Toxicol. 91 (5), 2079-2092 (2017).
  43. Vickers, A. E., et al. Organ slice viability extended for pathway characterization: an in vitro model to investigate fibrosis. Toxicol Sci. 82 (2), 534-544 (2004).
  44. Boess, F., et al. Gene expression in two hepatic cell lines, cultured primary hepatocytes, and liver slices compared to the in vivo liver gene expression in rats: possible implications for toxicogenomics use of in vitro systems. Toxicol Sci. 73 (2), 386-402 (2003).
  45. Zhang, W. Y., et al. Amelioration of insulin resistance by scopoletin in high-glucose-induced, insulin-resistant HepG2 cells. Horm Metab Res. 42 (13), 930-935 (2010).
  46. Smith, J. T., et al. Effect of slice thickness on liver lesion detection and characterisation by multidetector CT. J Med Imaging Radiat Oncol. 54 (3), 188-193 (2010).
  47. Drobner, C., Glockner, R., Muller, D. Optimal oxygen tension conditions for viability and functioning of precision-cut liver slices. Exp Toxicol Pathol. 52 (4), 335-338 (2000).
  48. Hart, N. A., et al. Oxygenation during hypothermic rat liver preservation: an in vitro slice study to demonstrate beneficial or toxic oxygenation effects. Liver Transpl. 11 (11), 1403-1411 (2005).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

BiologieHeft 213LeberkulturVibratomGewebekulturReproduktionsprotokollEinbettungsmethodeSchnittorientierungdynamisches Systemstatisches SystemOrganmodellpathophysiologisches Screeningtherapeutisches Screening

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten