JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Протокол производства и культивирования прецизионно нарезанных срезов печени (PCLS) для исследования печени мышей. В статье основное внимание уделяется ключевым аспектам протокола, который требует только стандартного лабораторного оборудования с доступом к вибратому и позволяет выживать PCLS в течение как минимум 4 дней.

Аннотация

Этот протокол представляет собой простую систему для создания и культивирования прецизионно нарезанных ломтиков печени (PCLS). PCLS содержит все клетки в неповрежденной среде и, следовательно, напоминает мини-модель целого органа. Они позволяют изучать живые ткани, воспроизводя их сложные фенотипы. Этот протокол позволяет проводить подготовку срезов из печени мышей с помощью вибратома и стандартного лабораторного оборудования. Протоколы производства и культивирования PCLS не стандартизированы и могут сильно различаться в зависимости от интересующей ткани, типа используемого вибратома и потребности в кислороде. Их может быть трудно воспроизвести в некоторых лабораториях, которые имеют доступ только к базовому вибратому и обычным средствам для культивирования тканей. Мы составили протокол, в котором особое внимание уделяется важности некоторых ключевых шагов в рамках уже имеющихся протоколов. Таким образом, этот протокол подчеркивает важность метода встраивания, ориентацию разреза, динамическую систему по сравнению со статической, а также актуальность минимального объема культуры. Этот протокол может быть разработан и воспроизведен простым способом в большинстве лабораторий, имеющих доступ к базовому срезу тканей. В совокупности и в соответствии с этим протоколом PCLS может оставаться в живых не менее 4 дней. PCLS является простой, экономичной и воспроизводимой моделью для изучения патофизиологического и терапевтического скрининга таких органов, как печень.

Введение

Прецизионно вырезанные срезы тканей (ПКТ) представляют собой тонкие срезы органов. Они позволяют сохранить архитектуру органа, реплицирующегося мини-органом, сохраняя при этом трехмерный аспект соседних клеток и внеклеточного матрикса. Это привлекательная модель благодаря легкому доступу, экономичности и менее трудоемким характеристикам при сохранении архитектуры ткани.

ПКТ заполняет пробел между исследованиями клеток in vitro и исследованиями in vivo на животных, преодолевая большинство недостатков обеих моделей. ПКТС был получен из различных органов, таких как печень1, кишечник 2,3, толстая кишка2, мозг 4,5, легкие 6,7,8, почки 9,10, селезенка11,12, сердце13,14, а также опухоли15,16. Они также могут происходить от различных животных, таких как мышь1, крыса17,18, а также свинья19 и человеческие хирургические отходы 15,20,21. Несмотря на то, что ПКТ требуют использования животных, что подразумевает этические проблемы, орган одного животного может генерировать несколько ПХТ, тем самым сокращая количество животных в соответствии с руководящими принципами NC3Rs (Сокращение, Замена, Уточнение)22 при одновременном ограничении межиндивидуальных вариаций.

Разработка усовершенствованных тканевых слайсеров, например, вибротомов23, позволила перейти от нарезанных вручную срезов, характеризующихся неоднородной толщиной и низкой приживаемостью, к воспроизводимым более тонким срезам с лучшей сохраненной структурной целостностью.

Тем не менее, протоколы подготовки и культивирования прецизионно нарезанных ломтиков печени (PCLS) значительно различаются в литературе и не стандартизированы, особенно в отношении таких важных параметров, как оборудование для нарезки, содержание среды и условия культивирования. Протоколы также могут заметно различаться в зависимости от ткани происхождения. Некоторые из протоколов потребуют насыщения кислородом буфера или культуры с помощью некоторых сложных биореакторных систем24. Обычно они сосредоточены на различных технических аспектах или предназначены для разных тканей и часто могут быть дорогостоящими и сложными для воспроизведения в обычной лаборатории экономически эффективным способом.

В данном протоколе сведены воедино некоторые ключевые моменты, такие как метод встраивания, направление разрезания, использование трансвеллов25, динамическая система культивирования26 и важность минимального объема культуры. Некоторые из этих этапов ранее были оптимизированы независимо или в другом контексте, например, фиброз27 или ответ опухоли28. Этот протокол также подчеркивает важность встраивания с использованием определенных типов срезов и ориентации резки, которые являются сложными параметрами для освоения и часто игнорируются в литературе. Этот простой метод позволяет получать PCLS, поддерживаемый в культуре в течение как минимум 4 дней с простой настройкой и использованием стандартного лабораторного оборудования с доступом к рудиментарному тканевому срезу.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Мыши дикого типа CD57Bl/6J были приобретены у Charles River Laboratories. Мыши имели свободный доступ к пище и воде, содержались в индивидуально вентилируемых клетках с контролируемой температурой и влажностью и с 12-часовым световым циклом. Животных в возрасте 3 недель приносили в жертву, а печень быстро заготавливали без перфузии. Все работы с животными были одобрены после местной этической экспертизы Советом по благополучию животных и этической экспертизе Университетского колледжа Лондона и выполнены в соответствии с лицензией проекта Министерства внутренних дел PP9223137 и в соответствии с Законом о научных процедурах Министерства внутренних дел (животные) (1986 г.) и руководящими принципами ARRIVE. Были предприняты все усилия для ограничения вреда животным в соответствии со стандартной практикой Отдела биологических служб Университетского колледжа Лондона.

1. Подготовьтесь к эксперименту

  1. За день до сбора урожая выполните следующие действия.
    1. Приготовьте 1 л буфера Кребса-Хенселеита (KREBS), растворив один флакон порошка Кребса в 1 л стерильной воды. Охладите его до 4 °C и держите на мокром льду.
    2. Продезинфицируйте лоток 70% этанолом и промойте стерильным PBS. Оставьте противень завернутым в фольгу в холодильнике на ночь, чтобы сохранить холодную среду во время резки.
    3. Все остальные съемные детали сбрызните этанолом, промойте стерильным PBS, дайте высохнуть и держите их стерильными. Откройте лезвия в автоклаве и держите их стерильными до использования.
    4. Приготовьте 4% w/v легкоплавкую агарозу в стерильной воде. После ресуспензии и расплавления агарозу храните в холодильнике при температуре 4 °C.
  2. В день сбора урожая и перед сбором урожая печени выполните следующие действия.
    1. Растопите 4% низкоплавкую агарозу и держите ее на водяной бане при температуре 37 °C до использования. Перед использованием убедитесь, что агароза остыла до 37 °C и все пузырьки рассеялись.
    2. Подготовьте культуральные планшеты, добавив соответственно 2,6 мл, 1,5 мл и 0,7 мл на лунку в 6, 12 и 24 луночные планшеты. Добавьте в каждую лунку пористые вставки по 8 мкм. Поместите планшеты во увлажненный инкубатор с температурой 37 °C, 5%CO2 и 21%O2 . Это поможет скорректировать pH во время прогрева среды, чтобы она была готова к выращиванию.
    3. Культивируйте срезы с помощью пористых вставок 8 мкм, чтобы обеспечить доступ к обеим сторонам среза. Приготовьте среду следующим образом: добавьте в William's Medium E (WME) 2 мМ добавки L-глютамина, 10% фетальную бычью сыворотку (FBS), 100 ЕД/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина, 10 мкг/мл гентамицина, 25 мМ раствор D-глюкозы и 15 мМ раствор HEPES.

2. Забор печени и подготовка (15 мин)

  1. Стерилизуйте все инструменты перед сбором урожая.
  2. Обезболите мышь в соответствии с местными процедурами ухода за животными в научных целях с помощью изофлурановой маски. Перед вскрытием брюшной полости защипните между пальцами ног, чтобы убедиться, что животное должным образом обезболито. Если печень может быть быстро удалена, мышь может быть усыплена путем удушения CO2 или вывиха шейки матки. Поскольку процедура является терминальной, не используйте глазную мазь, так как это не повлияет на животное.
  3. Опрыскайте брюшную полость 70% этанолом. Дополнительно: Побрейте мышь, чтобы предотвратить загрязнение волосами.
  4. Вскрыть брюшную полость стерильными щипцами и ножницами, разрезав кожу и брюшину с середины живота. Аккуратно отделяйте печень от других органов или сосудов и избегайте повреждения долей.
  5. Храните целую печень сразу же в ледяном буфере Кребса. Все дальнейшие действия выполняйте на льду при температуре 4 °C и как можно быстрее приступайте к подготовке печени, чтобы предотвратить дальнейшую гибель клеток.

3. Заделка долей печени (по 25 мин для каждой доли печени)

  1. Переложите печень в чашку Петри на льду, содержащую ледяной буфер Кребса, убедившись, что вся печень полностью погружена в воду.
  2. Отделите каждую долю по отдельности с помощью тупых щипцов и острого стерильного ножа, чтобы не повредить мочки.
  3. Выберите первую долю для секционирования и храните оставшиеся доли в ледяном буфере Кребса до тех пор, пока они не будут готовы к заделке и нарезке.
  4. Обрежьте все края, чтобы получить более послушную долю с прямыми краями, готовыми к заделке. Это также поможет удалить часть волокнистой капсулы Глиссона, чтобы еще больше облегчить секцию. Делайте это, сохраняя поверхности печени влажными в ледяном буфере Кребса.
  5. Поставьте чашку Петри диаметром 3 см (или аналогичную) на влажный лед и вылейте в нее 4% малоплавкую агарозу (уже на водяной бане 37 °C). Хорошо держите на льду, чтобы дать агарозе остыть в восходящем направлении, предотвращая при этом опускание мочки на дно и равномерно заделывая ее.
  6. Оставьте агарозу для дальнейшего остывания на 30 с и поместите в нее обрезанную мочку. Мочка остановится в середине агарозного блока. Процесс встраивания требует практики и оптимизации, чтобы соответствовать любым лабораторным условиям и личному опыту.
  7. Поместите встроенную мочку, все еще на льду, в холодильник на 5 минут. После этого агароза должна четко закрепиться.
  8. Отрежьте внешнюю сторону агарозного блока. Выбейте агарозный брусок из формы.
  9. Разрежьте агарозу до более удобного размера, следя за тем, чтобы верхняя сторона и сторона, приклеенная к платформе вибратома, были параллельны верхнему краю лопасти.
  10. Начните процесс нарезки как можно быстрее, но убедитесь, что агарозный блок хранится в ледяном буфере Кребса и на льду.

4. Получение ломтиков печени (40 мин на долю)

  1. Установите вибратом для резки на толщину 250 мкм, с частотой вращения 5 и частотой 7 Гц. Это руководящие параметры; В зависимости от типа используемого вибратома, это может потребовать оптимизации.
  2. Перед резкой распылите вибратом и скамью 70% этанола, чтобы сохранить окружающую среду как можно более стерильной.
  3. Поставьте противень на вибратом и полейте его льдом. Поместите лезвия на вибратом под углом 10° вниз и ниже горизонтальной.
  4. Наполните бак вибратома ледяным буфером Кребса. Нанесите на платформу тонкий слой цианоакрилатного клея.
  5. Край агарозного блока, который будет приклеиваться к платформе, высушите с помощью стерильной абсорбирующей ткани.
  6. Поместите агарозный блок на съемную платформу. Расположите мочаку вертикально, чтобы ее можно было разрезать поперечно. Несмотря на то, что размер ломтиков уменьшается, это значительно облегчает процесс резки, ограничивая давление на кулачок во время резки.
  7. Подождите 1 минуту, пока клей схватится, погрузите съемную платформу в бак и убедитесь, что агарозный блок полностью покрыт буфером Кребса.
  8. Запрограммируйте вибратом для резки, установив начальное и конечное положения. Начинайте нарезать более толстые ломтики до тех пор, пока не будет достигнута доля печени.
  9. Выбросьте первый ломтик, так как он может быть не обрезан до нужной толщины. Чтобы не повредить срезы, используйте шпатель для сбора срезов печени вместо щипцов или щеток.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Небольшая щетка, продезинфицированная 70% этанолом и промытая стерильным PBS, также может использоваться для мягкого направления ткани в процессе резки.
  10. Повторяйте процесс до тех пор, пока не будет достигнуто необходимое количество ломтиков. Мочка может время от времени отсоединяться от агарозы, препятствуя дальнейшему использованию. Соберите ломтики в ледяной буфер Кребса до посева.

5. Инкубация срезов печени

  1. Переложите ломтики с помощью шпателя в подготовленные лунки, содержащие среду и вкладыши.
  2. Поместите планшеты на орбитальный встряхиватель, установите скорость на 130 об/мин и инкубируйте с помощью обычного инкубатора для клеточных культур с 5% CO2 и 21% O2 при 37 °C. Конечный объем культуры составляет 2,6 мл, 1,5 мл и 0,7 мл на лунку в 6, 12 и 24-луночных планшетах соответственно.
  3. Поместите одну пустую тарелку под тарелку для культуры, содержащую ломтики в культуре, чтобы позволить рассеять чрезмерное тепло, исходящее от платформы шейкера. Меняйте среду каждые 48 часов.

6. Анализ выживаемости клеток

  1. Переложите срезы в 48-луночный планшет, содержащий 400 мкл предварительно подогретой полной среды Вильямса Medium E, и добавьте 80 мкл реагента MTS (3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-5-(3-карбоксиметоксифенил)-2-(4-сульфоффенил)-2H-тетразолий) реагента тетразолий.
  2. После инкубации в течение 1 ч при 37 °C 5%CO2 в шейкер перелейте 200 мкл среды в 96-луночный планшет и измерьте абсорбцию при длине волны 490 нм с помощью многолуночного планшетного ридера. Используйте ломтики, оставленные на скамейке в PBS и при комнатной температуре в течение 24 часов в качестве отрицательного контроля.

7. Гистологическое окрашивание

  1. Депарафинизация и регидратация секций с использованием ксилола и этанола с последующей деионизацией воды. Окрашивайте срезы раствором гематоксилина в течение 3 мин.
  2. Смыть деионизированной водой в течение 5 минут. Быстро опустите в 10 раз кислый этанол (1 мл концентрированного HCL и 400 мл 70% этанола).
  3. Промойте 2 раза в деионизированной воде и промокните лишнюю воду. Опустите срезы в Эозин на 30 с.
  4. Обезвоживайте до 95% этанола, затем до 100% этанола в течение 5 минут, по 3 раза каждый. Окуните секции в ксилол 3 раза по 15 минут каждая. Разместите покровные листы на горках.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

При заборе перфузия животного намеренно не проводится, чтобы обеспечить быструю обработку органа и предотвратить его повреждение. Печень быстро извлекается после разреза и сразу же помещается в ледяной буфер для защиты органов, например, буферКребса 24,29...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Мы демонстрируем, что производство и культивирование PCLS может быть легко достигнуто при обеспечении периода полувыведения не менее 4 дней. Этот протокол кратко излагает пять важнейших этапов: метод встраивания, если используется этот тип вибратома, ориентация резки, ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Не существует конкурирующих интересов, подлежащих раскрытию.

Благодарности

Авторы благодарят Мирабелу Бандоль, Саманту Ричардс, Луизу Фишер, Ребекку Таунс и сотрудников Биологической службы Университетского колледжа Лондона за помощь в разведении и поддержании колоний животных. Эта работа была поддержана финансированием Совета по медицинским исследованиям Соединенного Королевства Стипендия клинициста-ученого MR/T008024/1 (JB) и Центра биомедицинских исследований (JB) больницы NIHR Great Ormond Street. Выраженные мнения принадлежат автору (авторам) и не обязательно совпадают с мнением NHS или NIHR.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
3 cm petri dishAnyany suitable for cell culture
6, 12, 24 well culture plateAnyany suitable for cell culture
Cyanoacrylate super glueAny
D-GlucoseGibcoA24940
EosinMerckHT110316
EthanolAny
Fetal Bovine serumThermoFisher26400044
Gentamycin Gibco15750060
HematoxylinMerck51275
HEPESGibcoH0887
inserts 8um, for 12 well platesStrastedt83.3931.800
inserts 8um, for 24 well platesStrastedt83.3932.800
inserts 8um, for 6 well platesStrastedt83.3930.800
KREBSMerckK3753
Laminar Flow HoodHepa air filtration
Low melting agarose ThermoFisher16520050
MTS tetrazolium reagent Abcamab197010
multi-well plate reader Any
PBS tabletsThermoFisherP4417
Penicillin/StreptomycinGibco15140-122
Scalpel bladeAny
Surgical forcepsAnywith a flat square-tip 
Surgical scissorsAny
VibratomeLeicaVT1000 S
William’s Medium E with GlutaMAX (WME)ThermoFisherW4125

Ссылки

  1. Pearen, M. A., et al. Murine precision-cut liver slices as an ex vivo model of liver biology. J Vis Exp. (157), e60992(2020).
  2. De Kanter, R., et al. Prediction of whole-body metabolic clearance of drugs through the combined use of slices from rat liver, lung, kidney, small intestine and colon. Xenobiotica. 34 (3), 229-241 (2004).
  3. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., Ungell, A. L., Groothuis, G. M. Induction of metabolism and transport in human intestine: validation of precision-cut slices as a tool to study induction of drug metabolism in human intestine in vitro. Drug Metab Dispos. 36 (3), 604-613 (2008).
  4. Nogueira, G. O., Garcez, P. P., Bardy, C., Cunningham, M. O., Sebollela, A. Modeling the human brain with ex vivo slices and in vitro organoids for translational neuroscience. Front Neurosci. 16, 838594(2022).
  5. Ucar, B., Stefanova, N., Humpel, C. Spreading of aggregated alpha-Synuclein in sagittal organotypic mouse brain slices. Biomolecules. 12 (2), 163(2022).
  6. Liu, G., et al. Precision cut lung slices: an ex vivo model for assessing the impact of immunomodulatory therapeutics on lung immune responses. Arch Toxicol. 95 (8), 2871-2877 (2021).
  7. Klouda, T., Kim, H., Kim, J., Visner, G., Yuan, K. Precision cut lung slices as an efficient tool for ex vivo pulmonary vessel structure and contractility studies. J Vis Exp. (171), e62392(2021).
  8. Viana, F., O'Kane, C. M., Schroeder, G. N. Precision-cut lung slices: A powerful ex vivo model to investigate respiratory infectious diseases. Mol Microbiol. 117 (3), 578-588 (2022).
  9. De Kanter, R., et al. Drug-metabolizing activity of human and rat liver, lung, kidney and intestine slices. Xenobiotica. 32 (5), 349-362 (2002).
  10. Stribos, E. G. D., Seelen, M. A., van Goor, H., Olinga, P., Mutsaers, H. A. M. Murine precision-cut kidney slices as an ex vivo model to evaluate the role of transforming growth factor-beta1 signaling in the onset of renal fibrosis. Front Physiol. 8, 1026(2017).
  11. James, K., Skibinski, G., Hoffman, P. A comparison of the performance in vitro of precision cut tissue slices and suspensions of human spleen with special reference to immunoglobulin and cytokine production. Hum Antibodies Hybridomas. 7 (4), 138-150 (1996).
  12. Tatibana, M., Kita, K., Asai, T. Stimulation by 6-azauridine of carbamoyl phosphate synthesis for pyrimidine biosynthesis in mouse spleen slices. Eur J Biochem. 128 (2-3), 625-629 (1982).
  13. Camelliti, P., et al. Adult human heart slices are a multicellular system suitable for electrophysiological and pharmacological studies. J Mol Cell Cardiol. 51 (3), 390-398 (2011).
  14. Liu, Z., et al. Comparative analysis of adeno-associated virus serotypes for gene transfer in organotypic heart slices. J Transl Med. 18 (1), 437(2020).
  15. Zimmermann, M., et al. Human precision-cut liver tumor slices as a tumor patient-individual predictive test system for oncolytic measles vaccine viruses. Int J Oncol. 34 (5), 1247-1256 (2009).
  16. Philouze, P., et al. CD44, gamma-H2AX, and p-ATM expressions in short-term ex vivo culture of tumour slices predict the treatment response in patients with oral squamous cell carcinoma. Int J Mol Sci. 23 (2), 877(2022).
  17. Tigges, J., et al. Optimization of long-term cold storage of rat precision-cut lung slices with a tissue preservation solution. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 321 (6), L1023-L1035 (2021).
  18. Olinga, P., et al. Comparison of five incubation systems for rat liver slices using functional and viability parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 38 (2), 59-69 (1997).
  19. Ou, Q., et al. Physiological biomimetic culture system for pig and human heart slices. Circ Res. 125 (6), 628-642 (2019).
  20. Martin, C. Human lung slices: New uses for an old model. Am J Respir Cell Mol Biol. 65 (5), 471-472 (2021).
  21. Sewald, K., Danov, O. Infection of human precision-cut lung slices with the Influenza virus. Methods Mol Biol. 2506, 119-134 (2022).
  22. , Accessed 08/02/2023 https://www.nc3rs.org.uk (2023).
  23. Iulianella, A. Cutting thick sections using a vibratome. Cold Spring Harb Protoc. 2017 (6), (2017).
  24. Szalowska, E., et al. Effect of oxygen concentration and selected protocol factors on viability and gene expression of mouse liver slices. Toxicol In Vitro. 27 (5), 1513-1524 (2013).
  25. Kenerson, H. L., Sullivan, K. M., Labadie, K. P., Pillarisetty, V. G., Yeung, R. S. Protocol for tissue slice cultures from human solid tumors to study therapeutic response. STAR Protoc. 2 (2), 100574(2021).
  26. Paish, H. L., et al. A bioreactor technology for modeling fibrosis in human and rodent precision-cut liver slices. Hepatology. 70 (4), 1377-1391 (2019).
  27. Dewyse, L., et al. Improved precision-cut liver slice cultures for testing drug-induced liver fibrosis. Front Med (Lausanne). 9, 862185(2022).
  28. Jagatia, R., et al. Patient-derived precision cut tissue slices from primary liver cancer as a potential platform for preclinical drug testing. EBioMedicine. 97, 104826(2023).
  29. Koch, A., et al. Murine precision-cut liver slices (PCLS): a new tool for studying tumor microenvironments and cell signaling ex vivo. Cell Commun Signal. 12, 73(2014).
  30. Brugger, M., et al. High precision-cut liver slice model to study cell-autonomous antiviral defense of hepatocytes within their microenvironment. JHEP Rep. 4 (5), 100465(2022).
  31. Dewyse, L., Reynaert, H., van Grunsven, L. A. Best practices and progress in precision-cut liver slice cultures. Int J Mol Sci. 22 (13), 7137(2021).
  32. Lerche-Langrand, C., Toutain, H. J. Precision-cut liver slices: characteristics and use for in vitro pharmaco-toxicology. Toxicology. 153 (1-3), 221-253 (2000).
  33. van de Kerkhof, E. G., de Graaf, I. A., de Jager, M. H., Meijer, D. K., Groothuis, G. M. Characterization of rat small intestinal and colon precision-cut slices as an in vitro system for drug metabolism and induction studies. Drug Metab Dispos. 33 (11), 1613-1620 (2005).
  34. Perocheau, D., et al. Ex vivo precision-cut liver slices model disease phenotype and monitor therapeutic response for liver monogenic diseases. F1000Res. 12, 1580(2023).
  35. de Graaf, I. A., et al. Preparation and incubation of precision-cut liver and intestinal slices for application in drug metabolism and toxicity studies. Nat Protoc. 5 (9), 1540-1551 (2010).
  36. Bailey, K. E., et al. Embedding of precision-cut lung slices in engineered hydrogel biomaterials supports extended ex vivo culture. Am J Respir Cell Mol Biol. 62 (1), 14-22 (2020).
  37. Graaf, I. A., Groothuis, G. M., Olinga, P. Precision-cut tissue slices as a tool to predict metabolism of novel drugs. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 3 (6), 879-898 (2007).
  38. Leeman, W. R., van de Gevel, I. A., Rutten, A. A. Cytotoxicity of retinoic acid, menadione and aflatoxin B(1) in rat liver slices using Netwell inserts as a new culture system. Toxicol In Vitro. 9 (3), 291-298 (1995).
  39. Schumacher, K., et al. Perfusion culture improves the maintenance of cultured liver tissue slices. Tissue Eng. 13 (1), 197-205 (2007).
  40. Jetten, M. J., et al. Interindividual variation in response to xenobiotic exposure established in precision-cut human liver slices. Toxicology. 323, 61-69 (2014).
  41. Duryee, M. J., et al. Precision-cut liver slices from diet-induced obese rats exposed to ethanol are susceptible to oxidative stress and increased fatty acid synthesis. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 306 (3), G208-G217 (2014).
  42. Starokozhko, V., et al. Maintenance of drug metabolism and transport functions in human precision-cut liver slices during prolonged incubation for 5 days. Arch Toxicol. 91 (5), 2079-2092 (2017).
  43. Vickers, A. E., et al. Organ slice viability extended for pathway characterization: an in vitro model to investigate fibrosis. Toxicol Sci. 82 (2), 534-544 (2004).
  44. Boess, F., et al. Gene expression in two hepatic cell lines, cultured primary hepatocytes, and liver slices compared to the in vivo liver gene expression in rats: possible implications for toxicogenomics use of in vitro systems. Toxicol Sci. 73 (2), 386-402 (2003).
  45. Zhang, W. Y., et al. Amelioration of insulin resistance by scopoletin in high-glucose-induced, insulin-resistant HepG2 cells. Horm Metab Res. 42 (13), 930-935 (2010).
  46. Smith, J. T., et al. Effect of slice thickness on liver lesion detection and characterisation by multidetector CT. J Med Imaging Radiat Oncol. 54 (3), 188-193 (2010).
  47. Drobner, C., Glockner, R., Muller, D. Optimal oxygen tension conditions for viability and functioning of precision-cut liver slices. Exp Toxicol Pathol. 52 (4), 335-338 (2000).
  48. Hart, N. A., et al. Oxygenation during hypothermic rat liver preservation: an in vitro slice study to demonstrate beneficial or toxic oxygenation effects. Liver Transpl. 11 (11), 1403-1411 (2005).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

213

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены