Entwicklung eines Benchtop-Modells zur Bewertung der Verträglichkeit von Wundverbandsmaterialien mit Unterdruck-Wundtherapiesystemen

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein Tischmodell vorgestellt, das entwickelt wurde, um die Kompatibilität von Wundauflagenmaterialien mit Unterdruck-Wundtherapiesystemen zu bewerten, indem der Druck und die Flüssigkeitsansammlung über 72 Stunden unter kontinuierlichen und intermittierenden Druckeinstellungen bewertet werden.

Zusammenfassung

Unterdruck-Wundtherapiesysteme (NPWT) erleichtern die Wundheilung, indem sie subatmosphärischen Druck auf das Wundbett ausüben, was die Bildung von Granulationsgewebe fördert und Entzündungen reduziert. Wundauflagen können mit diesen Systemen verwendet werden, um die Heilung zu verbessern. Die Auswirkungen von Verbänden auf die Leistung von NPWT-Geräten sind jedoch nur schwer zu bewerten. Der Zweck dieser Studie bestand darin, ein Tischmodell für das Fleischanalogon zu entwickeln, um die Kompatibilität von Wundverbandsmaterialien mit NPWT-Geräten zu testen. In dieser Studie wurde ein Chitosan-basiertes fortschrittliches Wundversorgungsgerät auf seine Auswirkungen auf die NPWT-Leistung unter maximalem und minimalem Therapiedruck untersucht. Ziel war es, mit dem Modell die Druckmesswerte und die Flüssigkeitsentnahme für Proben mit und ohne Chitosan-Wundversorgungsgerät zu vergleichen. Das Tischmodell wurde aus einer Kunststoffbox konstruiert, die mit mehreren Manometern verbunden war. An einem Stück Schweinebauch wurde ein kreisförmiger Defekt erzeugt, der als Fleischanalogon verwendet und in die Schachtel eingeführt wurde. Der Defekt wurde mit Standard-NPWT-Schaum oder Schaum in Kombination mit der Wundauflage gefüllt. Simulierte Körperflüssigkeit, die Rinderserum enthielt, wurde in die Box gegeben, die dann entweder bei maximalem (-200 mmHg) oder minimalem (-25 mmHg) Druck für 72 h getestet wurde. Der Druck und die Flüssigkeitsaufnahme wurden alle 12 Stunden aufgezeichnet. Das NPWT-System hielt den Druck über den Testzeitraum von 72 Stunden sowohl mit als auch ohne die Testverbände erfolgreich aufrecht. Die Zugabe der Wundauflagen hatte keinen Einfluss auf die Flüssigkeitssammlung. Die Testbox erwies sich als Tischmodell, da sie abgedichtet werden konnte und über den Testzeitraum von 72 Stunden unter Vakuumbedingungen gehalten werden konnte. Dieses Modell hat seine Nützlichkeit bei der Bewertung der Kompatibilität von Wundauflagenmaterialien mit NPWT-Systemen erfolgreich unter Beweis gestellt.

Einleitung

Es gibt verschiedene therapeutische Ansätze, um das Management und den Heilungsprozess von Wunden zu unterstützen. Zu diesen therapeutischen Ansätzen gehören fortschrittliche Wundauflagen, Wachstumsfaktoren, hyperbare Sauerstofftherapie, Hautersatzstoffe und Unterdruck-Wundtherapie (NPWT)¹. NPWT bezieht sich auf Wundverbandssysteme, die kontinuierlich oder intermittierend einen subatmosphärischen Druck auf das System ausüben, der einen Unterdruck auf die Wundoberfläche ausübt. NPWT hat sich zu einer beliebten Behandlungsmethode für die Behandlung akuter oder chronischer Wunden^{entwickelt 2}. Das NPWT-System besteht aus einem offenzelligen Schaumstoff, einem adhäsiven Wundverband, einem Flüssigkeitsauffangsystem und einer Absaugpumpe³. Die Saugpumpe oder das Vakuum wird verwendet, um einen gleichmäßigen Druck auf die Wunde aufrechtzuerhalten, was dazu beiträgt, die Durchblutung zu erhöhen und das Infektionsrisiko zu verringern⁴. NPWT fördert die Bildung von Granulationsgewebe, indem es Flüssigkeit aus der Wunde entfernt und Schwellungen reduziert¹. Klinisch reicht der für Wunden verwendete Saugdruck von -20 mmHg bis -200 mmHg, aber der relevanteste getestete Druck liegt bei -125 mmHg⁵.

Ex-vivo-Experimente mit NPWT sind eine Herausforderung, da es an geeigneten Tischmodellen für die Tests mangelt. Zu den aktuellen Methoden zum Testen von NPWT-Systemen gehören Computersimulationen der Finite-Elemente-Analyse (FEA), mit denen getestet wurde, wie sich NPWT auf die Inzisionsstellen^{auswirkt 6}. Andere Modelle umfassen Benchtop-Agar-basierte Wickelmodelle, die zum Testen der Flüssigkeitsaufnahme verwendet werden können⁷. In vivo wurden auch Schweinemodelle verwendet, um die Wundheilung zu untersuchen⁸. Diese Modelle haben Vorteile, wie z. B. dass sie einfach auf einem Computer zu simulieren sind, um vorherzusagen, wie eine Wunde theoretisch heilen sollte, sowie dass sie testen, wie Flüssigkeit durch ein Modellmaterial gezogen wird. In-vivo-Tests sind maßgeblich, um festzustellen, ob das System bei lebenden Probanden funktioniert⁸. Diese Modelle haben alle auch Nachteile. Eine Computersimulation stellt möglicherweise nicht genau dar, wie eine Wunde im wirklichen Leben heilen würde. Ein Agar-basiertes Modell kann eine gute Flüssigkeitsansammlung zeigen, die durch die Wunde gezogen wird, aber möglicherweise nicht, wie Flüssigkeit durch Gewebe und Muskeln gezogen wird⁷. In-vivo-Modelle sind teuer und erfordern erhebliche Ressourcen, um eine Studie abzuschließen. Außerdem kann es schwierig sein, Tiere halb unbeweglich zu halten, so dass es zu Herausforderungen kommen kann, wenn sie am System ziehen, was zu verwirrenden Ergebnissen führen kann.

Für NPWT wird ein Tischmodell benötigt, damit neue Materialien für die Verwendung mit dem System mit echtem Gewebe getestet werden können. Das neue Modell soll in der Lage sein, widerzuspiegeln, wie die Flüssigkeitsansammlung durch Gewebe und Muskeln beeinflusst wird. Das neue Modell sollte auch in der Lage sein, Druckmesswerte im Wundbett zu liefern, um festzustellen, ob die Wunde so viel Druck erhielt, wie die Vakuumpumpe lieferte. Es können auch neue Materialien/Geräte getestet werden, wie z. B. zusätzliche Wundauflagen, verschiedene Arten von Schaum und verschiedene Klebeverbände auf der Wunde.

Bestimmte Wunden erfordern zusätzliche Wundauflagen, um den Heilungsprozess zu unterstützen und das Infektionsrisiko zu verringern. Ein weiterer Grund, warum zusätzliche Wundauflagenmaterialien erforderlich sein können, besteht darin, das Einwachsen von Gewebe zwischen der Oberfläche des Wundbettes und dem offenzelligen Schaum zu verhindern. Dieser zusätzliche Verband verringert das Risiko, dass das Wundbett an dem offenzelligen Schaum haftet, was dazu beiträgt, Schäden und Schmerzen beim Stoppen des NPWT-Systems⁹ zu reduzieren. Diese zusätzlichen Verbände können um den offenzelligen Schaum gelegt werden, um als Barrieremembran zwischen dem Wundbett und dem Schaum zu wirken. Als Schnittstelle zwischen dem Wundbett und dem Schaum wurden bestimmte Materialien verwendet, wie z. B. Paraffin oder in Vaseline eingebettete Gaze. Paraffin hat ein positives Potenzial als Wundverband gezeigt, indem es die Druckübertragung vom System auf den Boden⁹ nicht beeinflusst. Es wurde jedoch berichtet, dass in Vaseline eingebettete Gaze die Flüssigkeitsansammlung hemmt und daher nicht als geeignetes zusätzliches Material angesehen wurde⁹.

Wundauflagen auf Chitosanbasis können aufgrund ihrer antimikrobiellen Wirkung und Biokompatibilität ein guter zusätzlicher Verband sein, der während der NPWT hinzugefügt werden^{kann 10,11}. Chitosan ist ein N-deacetyliertes Derivat von Chitin, einem natürlichen Polysaccharid, das in Pilzen und Arthropoden vorkommt^12,13. Chitosan hat inhärente antibakterielle Eigenschaften in einem breiten Spektrum gramnegativer und grampositiver Bakterien gezeigt¹⁴. Daher sind Chitosan-Membranen bei der Behandlung von Wunden populär geworden, da sie leicht herzustellen sind, eine lange Haltbarkeit haben und eine angeborene antimikrobielle Wirkung aufweisen¹⁰. Diese Membranen weisen außerdem eine gute Biokompatibilität und einen guten biologischen Abbau auf und sind ungiftig¹⁰.

In dieser Studie wurde Foundation DRS, ein fortschrittliches Wundversorgungsgerät für Chitosan und Glykosaminoglykan, untersucht, um seine Biokompatibilität mit NPWT zu bestimmen. Foundation DRS ist ein biologisch abbaubares dermales Regenerationsgerüst, das für ideale Handhabungseigenschaften und Porosität hergestellt wird, um die Zellinvasion und Neo-Angiogenese in Wunden zu fördern. Dieses Gerät ist vorteilhaft für die Heilung bei einer Reihe von verschiedenen Verletzungen und Anwendungen. Es wurde für den Einsatz bei einer Vielzahl von Wunden entwickelt, wie z. B. Druckgeschwüren, diabetischen Fußgeschwüren, Verbrennungen ersten Grades, Traumawunden, dehiszierten Wunden und chirurgischen Wunden^10,11. Foundation DRS ist aufgrund seines Herstellungsprozesses, der verhindert, dass sich das Gerät bei Nässe in ein Hydrogel verwandelt, eine gute Option für den Einsatz in NPWT. Dieses Gerät behält bei Benetzung eine offene Porenstruktur bei, die das Fließen der Flüssigkeit während der Anwendung von NPWT^12,13 ermöglichen sollte.

Das Ziel dieser Studie war es, ein Benchtop-Flesh-Analogon-Modell zu entwickeln, mit dem die Kompatibilität von Wundverbandsmaterialien mit NPWT-Geräten getestet werden kann. Klinisch liegen die Drücke bei den meisten NPWT-Anwendungen zwischen -80 mmHg und -125 mmHg⁴. Um die Worst-Case-Bedingungen für den klinischen Einsatz zu simulieren, wurde eine höhere und niedrigere Druckeinstellung verwendet (-25 mmHg und -200 mmHg). Ein weiteres Ziel dieser Studie war es, festzustellen, ob die Zugabe des Chitosan-Wundversorgungsgeräts die Druckmesswerte und die Flüssigkeitssammlung des NPWT beeinträchtigt. Störungen bei der Flüssigkeitssammlung oder Druckverluste während der NPWT können zu einer schlechten Wundheilung und schlechten klinischen Ergebnissen führen. Die Flüssigkeitsentnahme sollte ähnlich wie bei den Testgruppen mit und ohne Chitosan-Wundversorgungsgerät erfolgen. Auch die Druckwerte sollten in den Testgruppen über 72 h ähnlich sein. Im klinischen Umfeld wird der Wundverband alle 48-72 h gewechselt, so dass jede Probe in dieser Studie 72 h lang getestet wurde³. Während der Prüfung sollten die Druckmesswerte beobachtet werden, um sicherzustellen, dass es nicht zu einem Druckabfall kommt.

Protokoll

Die Einzelheiten zu den Reagenzien und der Ausrüstung, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Erstellung der Testbox

1. Besorge dir einen 3,2-Tassen-Plastikbehälter.
2. Erstellen Sie ein Loch mit einem Durchmesser von 2 Zoll in der Mitte des Behälterdeckels. Machen Sie außerdem zwei 3/8-Löcher in zwei Ecken des Behälterdeckels, die etwa 1/2 Zoll von der Kantenversiegelung entfernt sind. Verwenden Sie eine Lochsäge, um die Löcher zu erstellen.
   HINWEIS: In Abbildung 1 ist ein Schema dargestellt, das den gesamten Testaufbau mit einer kommerziellen NPWT-Maschine zeigt, die an eine im Labor gebaute Tisch-Analogbox für Fleisch angeschlossen ist. Dieses Schema zeigt, wie die Box für Experimente verwendet wird. Das für dieses Experiment erstellte Feld ist in Abbildung 2 dargestellt.
3. Schließen Sie am ersten der 3/8 Löcher ein Manometer direkt an das Loch an.
   HINWEIS: Dieses Messgerät wurde verwendet, um Druckabfälle außerhalb des Testgewebes zu überwachen, die auf Lecks im Gewebe hinweisen würden.
4. Führen Sie am zweiten 3/8-Loch einen kleinen flexiblen Infusionsschlauch mit einem Außendurchmesser von weniger als 3/8 durch das Loch bis zu einer Länge von 7 Zoll an der Innenseite des Deckels. Befestigen Sie dann den Druckschlauch an einem Niederdruckmanometer außerhalb des Behälters.
   HINWEIS: Der Druckschlauch wurde während des Tests in das Wickelbett gelegt.

2. Zubereitung von Flesh-Analoga

1. Verwenden Sie handelsüblichen gesalzenen Schweinebauch, der im Folgenden als Gewebe bezeichnet wird, um das Muskel- und Fettgewebe für den NPWT-Test zu simulieren.
2. Erstellen Sie einen kreisförmigen Wunddefekt in der Oberfläche des Gewebes mit einem Klingenskalpell #21, das etwa 1,5 Zoll breit und 0,75 Zoll tief ist. Fenestieren Sie dann das Gewebe mit einem Skalpell #21 durch das Fett auf jeder Seite.
3. Nachdem der Wunddefekt entstanden ist, wischen Sie das Gewebe ab, um überschüssiges Fett von der Haut zu entfernen, und weichen Sie es dann über Nacht in entionisiertem Wasser ein, um überschüssiges Salz zu entfernen.

3. Beladung der Prüfkammer

1. Füllen Sie den Boden der Testkammer mit offenzelligem Schaumstoff, der 1,5 Zoll dick ist. Legen Sie dann das Taschentuch auf den Schaumstoff.
   HINWEIS: Zentrieren Sie die Gewebeprobe manuell so, dass sich der entstandene Wunddefekt direkt unter dem Loch oben am Deckel befindet.
2. Für die Versuchsgruppen fügen Sie das Chitosan-Wundversorgungsgerät in den Wunddefekt ein, so dass die Unterseite und die Seiten des Defekts bedeckt sind. Füllen Sie dann den Rest des Defekts mit dem offenzelligen Schaum.
3. Führen Sie den mit dem Manometer an der Prüfkammer verbundenen Druckschlauch in den offenzelligen Schaumstoff ein, der zum Füllen des Defekts verwendet wird. Stellen Sie sicher, dass dieser Schlauch etwa auf halber Höhe von der Oberfläche des gewundenen Defekts platziert ist.
4. Decken Sie das Gewebe mit dem selbstklebenden Wundverband ab. Machen Sie dann einen kleinen Schnitt auf dem Klebeverband direkt auf der Mitte des offenzelligen Schaums, um den Wunddefekt zu füllen.
5. Fädeln Sie die Vakuumdüse durch den Deckel der Prüfkammer und legen Sie sie auf den Klebeverband, wo der kleine Schnitt gemacht wurde. Nachdem Sie die Vakuumdüse platziert haben, schließen Sie den Deckel der Prüfkammer, um den Klebewickelverband und die Vakuumdüse nach unten zu drücken, wodurch eine Versiegelung entsteht.
6. Schließen Sie den 500-ml-Flüssigkeitsauffangbehälter an die Vakuumpumpe an und verbinden Sie dann die Vakuumdüse mit dem Flüssigkeitsauffangbehälter.

4. Entstehung der simulierten Körperflüssigkeit

1. Erstellen Sie eine simulierte Körperflüssigkeit nach Marques et ^al.15.
2. Stellen Sie die simulierte Körperflüssigkeit her, indem Sie 8,035 g NaCl, 0,355 g NaHCO₃, 0,225 g KCl, 0,231 g K₂HPO₄3H₂O, 0,311 g Cl₂Mg6H₂O, 0,292 g CaCl, 0,072 g NaSO₄^2-, 6,118 g (HOCH₂)₃CNH₂ und 39 mL 1 M HCl in 960 mL deionisiertem Wasser, um die Gesamtlösung auf 1 L zu bringen.
   HINWEIS: Die Zusammensetzung der simulierten Körperflüssigkeit ist in Tabelle 1 dargestellt.
3. Kombinieren Sie dann die simulierte Körperflüssigkeit mit Rinderserum im Verhältnis 3:1. Ergänzen Sie die mit 5% 10x Antibiotika/Antimykotika zur mikrobiellen Kontrolle. Rühren Sie die Lösung nach Zugabe des Rinderserums und der Antibiotika/Antimykotika um und bewahren Sie sie dann im Kühlschrank auf.
   HINWEIS: Die endgültige Lösung wird als vollständige Lösung bezeichnet. Diese Lösung sollte nicht steril gehalten werden und vor jeder Probe frisch gemacht werden.

5. Prüfbedingungen

1. Passen Sie die Einstellungen an der Vakuumpumpe für die Proben je nach Prüfbedingung an.
   HINWEIS: Die Testgruppen sind: Gruppe 1 Kontrolle (n = 3): Schaum allein mit kontinuierlicher Absaugung bei -200 mmHg; Gruppe 2 Regelung (n = 3): Schaum allein mit intermittierender Absaugung von 0 bis -200 mmHg; Gruppe 3 (n = 3): Chitosan-Wundversorgungsgerät unter Schaum mit kontinuierlicher Absaugung bei -200 mmHg; Gruppe 4 (n = 3): Chitosan-Wundversorgungsgerät unter Schaum mit intermittierender Absaugung von 0 bis -200 mmHg; Gruppe 5 Regelung (n = 3): Schaum allein mit kontinuierlicher Absaugung bei -25 mmHg; Gruppe 6 Regelung (n = 3): Schaum allein mit intermittierender Absaugung von 0 bis -25 mmHg; Gruppe 7 (n = 3): Chitosan-Wundversorgungsgerät unter Schaum mit kontinuierlicher Absaugung bei -25 mmHg; Gruppe 8 (n = 3): Chitosan-Wundversorgungsgerät unter Schaum mit intermittierender Absaugung von 0 bis -25 mmHg.
2. Für Prüfgruppen mit maximalem Druck ist der Druck auf -200 mmHg einzustellen. Für Prüfgruppen mit minimalem Druck stellen Sie den Druck auf -25 mmHg ein. Stellen Sie dann die Vakuumpumpe auf intermittierenden oder kontinuierlichen Druck ein. Führen Sie alle Proben 72 Stunden lang durch.
   HINWEIS: Bei der Dauereinstellung wurde 72 Stunden lang ununterbrochen Druck ausgeübt. Bei der intermittierenden Einstellung wurde 72 h lang ein Druck im Verhältnis 5/2 (5 min Druck, gefolgt von 2 min ohne Druck) ausgeübt. Die Maximal- und Minimalwerte wurden auf der Grundlage des Druckbereichs gewählt, den klinische NPWT-Systeme verwenden können. Ein 72-Stunden-Zyklus wurde basierend auf der Zeitdauer gewählt, in der NPWT typischerweise klinisch angewendet wird, bevor ein Verbandswechsel durchgeführt wird³.
3. Während der Prüfung ist der Druck auf dem Manometer und die Flüssigkeitsmenge im Flüssigkeitsauffangbehälter alle 12 Stunden für 72 Stunden aufzuzeichnen.
4. Wenn die Menge des Körperflüssigkeitsanalogons unter 75 % der Oberseite der Prüfkammer fällt, wie visuell beobachtet, entfernen Sie das sekundäre Manometer und geben Sie eine vollständige Lösung in die Kammer.
   HINWEIS: Die Vorbereitung der Proben und der Testaufbau sind in Abbildung 3 zu sehen.
5. Schalten Sie nach 72 h die Vakuumpumpe aus und trennen Sie den Flüssigkeitsauffangbehälter von der Vakuumdüse. Entfernen Sie den Flüssigkeitsauffangbehälter aus der Vakuumpumpe.
6. Entfernen Sie das Gewebe aus der Testkammer und ziehen Sie den adhäsiven Wundverband ab. Nehmen Sie dann den offenzelligen Schaum heraus und beobachten Sie, ob das Chitosan-Wundversorgungsgerät noch intakt ist. Es gilt als intakt, wenn es entfernt werden kann, ohne zu brechen, zu reißen oder zu reißen; Kleinere Risse oder Ausdünnungen sind jedoch akzeptabel, wenn die Membran vollständig entfernt werden kann.

6. Statistische Analyse

1. Für die statistische Auswertung werden die Druckwerte verwendet, die während des Prüfzeitraums alle 12 h von den drei Prüflingen pro Prüfbedingung aufgezeichnet wurden. Für die statistische Analyse wurde der endgültige Flüssigkeitssammelwert aus den drei Prüfkörpern pro Prüfbedingung verwendet.
   HINWEIS: Für alle statistischen Analysen wurde das Signifikanzniveau auf α = 0,05 festgelegt.
2. Berechnen Sie den Mittelwert und die Standardabweichung (n = 3/Gruppe) zu jedem Zeitpunkt. Bevor Sie die statistische Analyse durchführen, führen Sie für jede Gruppe einen Normalitätstest mit dem Shapiro-Wilk-Test durch (z. B. kontinuierliches Saugen bei -200 mmHg, kontinuierliches Saugen bei -25 mmHg, intermittierendes Saugen bei -200 mmHg und intermittierendes Saugen bei -25 mmHg), um zu bestimmen, ob ANOVA oder Kruskal-Wallis-Test geeignet ist.
3. Analysieren Sie Daten für Versuchs- und Kontrollgruppen, die denselben Drucktestbedingungen unterzogen wurden (z. B. kontinuierliches Saugen bei -200 mmHg, kontinuierliches Saugen bei -25 mmHg, intermittierendes Saugen bei -200 mmHg oder intermittierendes Saugen bei -25 mmHg) unter Verwendung eines Zwei-Wege-ANOVA- oder Kruskal-Wallis-Tests unter Verwendung von Membrantyp und -zeit als Hauptfaktoren.
4. Wenn statistische Unterschiede festgestellt wurden, führen Sie Post-hoc-Analysen durch. Verwenden Sie den HSD-Post-hoc-Test von Tukey nach der ANOVA oder den Dunn-Post-hoc-Test nach dem Kruskal-Wallis-Test, um zu bestimmen, welche Gruppen unterschiedlich sind.
5. Unter Verwendung der endgültigen Flüssigkeitssammelwerte für jede Probe in der Kontroll- und Versuchsgruppe wird ein zweiseitiger t-Test unter der Annahme ungleicher Varianzen durchgeführt.
   HINWEIS: Der Druck wurde zu jedem Zeitpunkt analysiert, um sicherzustellen, dass es während des gesamten Testzeitraums keinen signifikanten Druckabfall gab. Während die Flüssigkeitsansammlung zu jedem Zeitpunkt untersucht wurde, wurde sie erst zum letzten Zeitpunkt analysiert. Dies liegt daran, dass jedes Gewebe unterschiedliche Fett- und Muskelprofile aufwies, was zu unterschiedlichen Flüssigkeitssammelraten führte, was die Gesamtflüssigkeitssammlung für die Analyse nützlicher macht als die Flüssigkeitssammlung nach Zeitpunkten.

Ergebnisse

Ziel der Studie war es, ein Benchtop-Modell für NPWT zu entwickeln, das ein Gewebeanalogon verwendet, und mit dem Modell die Verträglichkeit von Wundverbandsmaterialien mit einem Unterdruck-Wundtherapiegerät zu untersuchen. Das Modell wurde verwendet, um zu untersuchen, ob das NPWT-Gerät in der Lage war, den Druck über die Zeit aufrechtzuerhalten, indem ein Wundversorgungsgerät hinzugefügt wurde. Das Modell wurde auch verwendet, um zu bestimmen, ob sich der erzeugte Druck und die ...

Diskussion

Es gibt einige Tischmodelle für NPWT, aber sie haben erhebliche Einschränkungen. Loveluck et al. entwickelten ein FEA-Computermodell, um zu bestimmen, wie sich NPWT auf die Nahtschnittstellen auswirkte, berücksichtigten jedoch keine zusätzlichen Wundverbandsmaterialien⁶. Rycerz et al. entwickelten Agar-basierte Modelle, um die Verteilung der Instillationslösung auf Wunden während NPWT⁷ zu bewerten. Während der Agar ein Medium zur Beu...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
100x antibiotics/mycotics	Gibco	15240062	This is the 100X antibiotics/antimycotics used in the simulated body fluid
3 M KCI ACTIV.A.C Therapy System	KCI Mdical Products	VFTR006619	This is the vacuum pump used in the study.
3 M KCI InfoV.A.C Canister w/Gel 500 mL	eSutures.com	M8275063	These are the fluid collection canisters used in the study
3 M KCI V.A.C GranuFoam Medium Dressing Kit, SensaT.R.A.C	eSutures.com	M8275052	These are the wound dressing packs with the vacuum nozzle including the open cell foam.
Bovine Serum	Gibco	16170086	This was used to mix with the simulated body fluid and the antibiotics/antimycotics
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C614-500	This was used to create the simulated body fluid
Excel/Powerpoint	Microsoft Office	N/A	This was used to run the statistics and create the schematic for Figure 1
Foundation DRS Solo	BioNova Medical	N/A	This is the advanced chitosan wound care device used in the study.
Hydrochloric Acid	Fisher Scientific	SA54-1	This was used to create the simulated body fluid
Magensium Chloride	Fisher Scientific	M33-500	This was used to create the simulated body fluid
Phosphate buffered saline	Thermo Scientific	J62036.K3	This was used to dilute the 100x antibiotic/antimycotic to 10x
Potassium Chloride	SIGMA	P-3911	This was used to create the simulated body fluid
Potassium Phosphate Dibasic	Fisher BioReagents	BP363-500	This was used to create the simulated body fluid
PRM Vacuum Gauge 0 to -10 in Hg	PRM Filtration	PGCNBTY630652J10HG	Two pressure gauges are needed for the testing chamber.
Salted Pork Belly	Hormel Food Corporations	UPC: 0003760037988	Salted pork belly can be bought from Kroger. It cannot be sliced. It is best to pick samples that have less fat, and more muscle.
Sodium Bicarbonate	SIGMA	S5761-500G	This was used to create the simulated body fluid
Sodium Chloride	Fisher Scientific	S640-500	This was used to create the simulated body fluid
Sodium Sulfate	Fisher Scientific	BP166-100	This was used to create the simulated body fluid
Tris(hydroxymethyl) aminomethane	Fisher Scientific	BP152-500	This was used to create the simulated body fluid
Tupperware Brands Corp, Kissimmee , FL	Tupperware	N/A	This is the box used as the testing chamber.