Développement d’un modèle de paillasse pour évaluer la compatibilité des matériaux de pansement avec les systèmes de traitement des plaies par pression négative

Résumé

Cette étude présente un modèle de paillasse conçu pour évaluer la compatibilité des matériaux de pansement avec les systèmes de traitement des plaies à pression négative en évaluant la pression et la collecte de liquide sur 72 h sous des réglages de pression continus et intermittents.

Résumé

Les systèmes de traitement des plaies par pression négative (TPN) facilitent la cicatrisation des plaies en appliquant une pression subatmosphérique sur le lit de la plaie, ce qui favorise la formation de tissu de granulation et réduit l’inflammation. Des pansements peuvent être utilisés avec ces systèmes pour améliorer la cicatrisation ; cependant, les effets des pansements sur le rendement des dispositifs de TPN sont difficiles à évaluer. Le but de cette étude était de développer un modèle analogique de chair de paillasse pour tester la compatibilité des matériaux de pansement avec les dispositifs de TPN. Dans cette étude, un dispositif avancé de traitement des plaies à base de chitosane a été évalué pour ses effets sur la performance du TPN sous des pressions thérapeutiques maximales et minimales. L’objectif était d’utiliser le modèle pour comparer les lectures de pression et la collecte de liquide pour des échantillons avec et sans dispositif de soins des plaies au chitosane. Le modèle de paillasse a été construit à l’aide d’une boîte en plastique reliée à plusieurs manomètres. Un défaut circulaire a été créé sur un morceau de poitrine de porc, utilisé comme analogue de la chair, et inséré dans la boîte. Le défaut a été comblé avec de la mousse NPWT standard ou de la mousse combinée au pansement. Du liquide corporel simulé contenant du sérum de bovin a été ajouté à la boîte, qui a ensuite été testée à des pressions maximale (-200 mmHg) ou minimale (-25 mmHg) pendant 72 h. La pression et la collecte de liquide ont été enregistrées toutes les 12 h. Le système TPN a réussi à maintenir la pression pendant la période d’essai de 72 heures, avec et sans les pansements d’essai. L’ajout de pansements n’a pas eu d’impact sur la collecte de liquide. La boîte de test s’est avérée efficace en tant que modèle de paillasse, car elle a pu être scellée et maintenue dans des conditions de vide pendant la période de test de 72 heures. Ce modèle a démontré avec succès son utilité dans l’évaluation de la compatibilité des matériaux de pansement avec les systèmes TPN.

Introduction

Différentes approches thérapeutiques existent pour aider au processus de gestion et de cicatrisation des plaies. Ces approches thérapeutiques comprennent des pansements avancés, des facteurs de croissance, l’oxygénothérapie hyperbare, des substituts cutanés et le traitement des plaies par pression négative (TPN)¹. Le TPN fait référence aux systèmes de pansement qui appliquent en continu ou par intermittence une pression subatmosphérique au système, ce qui fournit une pression négative à la surface de la plaie. Le TPN est devenu une modalité de traitement populaire pour la prise en charge des plaies aiguës ou chroniques². Le système NPWT se compose d’une mousse à cellules ouvertes, d’un pansement adhésif, d’un système de collecte de fluide et d’une pompe d’aspiration³. La pompe d’aspiration, ou vide, est utilisée pour maintenir une pression constante sur la plaie, ce qui aide à augmenter le flux sanguin et à réduire le risque d’infection⁴. Le TPN favorise la formation de tissu de granulation en éliminant le liquide de la plaie et en réduisant l’enflure¹. Cliniquement, la pression d’aspiration utilisée pour les plaies varie de -20 mmHg à -200 mmHg, mais la pression la plus pertinente testée est de -125 mmHg⁵.

Les expériences ex vivo de TPN constituent un défi en raison du manque de modèles de paillasse adéquats pour les essais. Les méthodes actuelles pour tester les systèmes de TPN comprennent des simulations informatiques d’analyse par éléments finis (FEA), qui ont été utilisées pour tester comment le TPN affecte les sites d’incision⁶. D’autres modèles incluent des modèles de plaies à base d’agar-gélose de paillasse, qui peuvent être utilisés pour tester l’absorption de liquide⁷. In vivo, des modèles porcins ont également été utilisés pour examiner la cicatrisation des plaies⁸. Ces modèles présentent des avantages tels que la facilité de simulation sur un ordinateur pour prédire comment une plaie devrait guérir en théorie, ainsi que pour tester le fluide tiré à travers un matériau modèle. Les tests in vivo sont définitifs pour déterminer si le système fonctionne chez des sujets vivants⁸. Ces modèles ont tous des inconvénients également. Une simulation informatique peut ne pas représenter avec précision la façon dont une blessure guérirait dans la vie réelle. Un modèle basé sur la gélose peut montrer une bonne collecte de liquide à travers la plaie, mais peut ne pas représenter comment le liquide serait tiré à travers les tissus et les muscles⁷. Les modèles in vivo sont coûteux et nécessitent des ressources importantes pour mener à bien une étude. De plus, il peut être difficile de garder les animaux semi-immobiles, de sorte qu’il peut être difficile qu’ils tirent sur le système, ce qui peut avoir des résultats confondants.

Un modèle de paillasse est nécessaire pour le TPN afin que les nouveaux matériaux puissent être testés en vue de leur utilisation avec le système en utilisant du tissu réel. Le nouveau modèle devrait être en mesure de refléter comment l’accumulation de liquide est affectée par les tissus et les muscles. Le nouveau modèle devrait également être en mesure de fournir des lectures de pression à l’intérieur du lit de la plaie pour déterminer si la plaie recevait autant de pression que la pompe à vide fournissait. De nouveaux matériaux/dispositifs peuvent également être testés, tels que des pansements supplémentaires, différents types de mousse et différents pansements adhésifs sur le dessus de la plaie.

Certaines plaies nécessitent des pansements supplémentaires pour faciliter le processus de cicatrisation en réduisant le risque d’infection. Une autre raison pour laquelle des pansements supplémentaires peuvent être nécessaires est d’empêcher la croissance de tissu entre la surface du lit de la plaie et la mousse à cellules ouvertes. Ce pansement supplémentaire réduit le risque d’adhésion du lit de la plaie à la mousse à cellules ouvertes, ce qui contribue à réduire les dommages et la douleur lors de l’arrêt du système TPN⁹. Ces pansements supplémentaires peuvent être placés autour de la mousse à cellules ouvertes pour agir comme une membrane barrière entre le lit de la plaie et la mousse. Certains matériaux ont été utilisés comme interface entre le lit de la plaie et la mousse, tels que la paraffine ou la gaze enrobée de vaseline. La paraffine a montré un potentiel positif en tant que pansement en n’affectant pas le transfert de pression du système à l’ound⁹. Cependant, il a été signalé que la gaze incrustée dans de la vaseline inhibait l’accumulation de liquide et n’était donc pas considérée comme un matériau supplémentaire approprié⁹.

Les pansements à base de chitosane peuvent être un bon pansement supplémentaire à ajouter pendant le TPN en raison de leurs effets antimicrobiens et de leur biocompatibilité^10,11. Le chitosane est un dérivé N-désacétylé de la chitine, qui est un polysaccharide naturel présent dans les champignons et les arthropodes^12,13. Le chitosane a montré des propriétés antibactériennes inhérentes dans un large éventail de bactéries à Gram négatif et à Gram positif¹⁴. Par conséquent, les membranes de chitosane sont devenues populaires dans le traitement des plaies car elles peuvent être facilement produites, ont une longue durée de conservation et présentent des effets antimicrobiens innés¹⁰. Ces membranes présentent également une bonne biocompatibilité, une biodégradation et sont non toxiques¹⁰.

Dans cette étude, Foundation DRS, un dispositif avancé de traitement des plaies à base de chitosane et de glycosaminoglycane, a été examiné pour déterminer sa biocompatibilité avec le TPN. Foundation DRS est un échafaudage de régénération cutanée biodégradable fabriqué pour des caractéristiques de manipulation et une porosité idéales afin de favoriser l’invasion cellulaire et la néo-angiogenèse dans les plaies. Cet appareil est avantageux pour la guérison dans une gamme de blessures et d’utilisations différentes. Il a été créé pour être utilisé dans un large éventail de plaies, telles que les escarres, les ulcères du pied diabétique, les brûlures au premier degré, les plaies traumatiques, les plaies déhiscentes et les plaies chirurgicales^10,11. Foundation DRS est une bonne option pour une utilisation dans le TPN en raison de son processus de fabrication, qui empêche l’appareil de se transformer en hydrogel lorsqu’il est mouillé. Cet appareil maintient une structure à pores ouverts lorsqu’il est mouillé, ce qui devrait permettre au fluide de s’écouler pendant l’application de NPWT^12,13.

L’objectif de cette étude était de développer un modèle analogique de chair de paillasse qui pourrait être utilisé pour tester la compatibilité des matériaux de pansement avec les dispositifs de TPN. Cliniquement, les pressions varient de -80 mmHg à -125 mmHg pour la plupart des applications de TPN⁴. Pour simuler les pires conditions d’utilisation clinique, un réglage de pression plus élevé et plus bas a été utilisé (-25 mmHg et -200 mmHg). Un autre objectif de cette étude était de déterminer si l’ajout du dispositif de traitement des plaies au chitosane interférait avec les lectures de pression et la collecte de liquide du TPN. Des perturbations dans la collecte de liquide ou des pertes de pression pendant le TPN pourraient entraîner une mauvaise cicatrisation des plaies et des résultats cliniques. La collecte de liquide doit être similaire à celle des groupes de test avec et sans le dispositif de soin des plaies au chitosane. Les lectures de pression doivent également être similaires dans tous les groupes d’essai sur 72 h. En milieu clinique, le pansement est changé toutes les 48 à 72 heures, de sorte que chaque échantillon a été testé pendant 72 heures dans cette étude³. Pendant les essais, les lectures de pression doivent être observées pour s’assurer qu’il n’y a pas de chute de pression.

Protocole

Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Création de la boîte de test

1. Procurez-vous un récipient en plastique de 3,2 tasses.
2. Créez un trou de 2 pouces de diamètre au centre du couvercle du récipient. Faites également deux trous de 3/8 dans deux coins du couvercle du récipient à environ 1/2 pouce du joint de bord. Utilisez une scie cloche pour créer les trous.
   REMARQUE : La figure 1 montre un schéma montrant la configuration globale des tests à l’aide d’une machine TPN commerciale connectée à une boîte analogique de chair de paillasse fabriquée en laboratoire. Ce schéma décrit comment la boîte est utilisée pour les expériences. La boîte créée pour cette expérience est illustrée à la figure 2.
3. Sur le premier des trous 3/8, connectez un manomètre directement au trou.
   REMARQUE : Ce manomètre a été utilisé pour surveiller les chutes de pression à l’extérieur du tissu d’essai, ce qui indiquerait des fuites dans le tissu.
4. Sur le deuxième trou 3/8, faites passer un petit tube IV flexible d’un diamètre extérieur inférieur à 3/8 à travers le trou sur une longueur de 7 pouces sur le côté intérieur du couvercle. Ensuite, montez le tube de force sur un manomètre basse pression à l’extérieur du récipient.
   REMARQUE : Le tube de force a été placé dans le lit de la plaie pendant le test.

2. Préparation analogique de la chair

1. Utilisez de la poitrine de porc salée disponible dans le commerce, connue ci-après sous le nom de tissu, pour simuler les tissus musculaires et adipeux pour le test de TPN.
2. Créez un défaut de plaie circulaire à la surface du tissu à l’aide d’un scalpel à lame #21 d’environ 1,5 pouce de large sur 0,75 pouce de profondeur. Ensuite, fenestrez le tissu à travers la graisse de chaque côté avec un scalpel à lame #21.
3. Une fois le défaut de la plaie créé, essuyez le tissu pour éliminer l’excès de graisse de la peau, puis trempez toute la nuit dans de l’eau désionisée pour éliminer l’excès de sel.

3. Chargement de la chambre d’essai

1. Remplissez le fond de la chambre d’essai avec de la mousse à cellules ouvertes de 1,5 pouce d’épaisseur. Ensuite, placez le mouchoir sur la mousse.
   REMARQUE : Centrez manuellement l’échantillon de tissu de sorte que le défaut de la plaie créé se trouve directement sous le trou en haut du couvercle.
2. Pour les groupes expérimentaux, ajoutez le dispositif de soin des plaies au chitosane à l’intérieur du défaut de la plaie afin que le fond et les côtés du défaut soient couverts. Ensuite, remplissez le reste du défaut avec la mousse à cellules ouvertes.
3. Insérez le tube de force relié au manomètre de la chambre d’essai dans la mousse à cellules ouvertes utilisée pour combler le défaut. Assurez-vous que ce tube est placé à peu près à mi-chemin de la surface du défaut de la plaie.
4. Couvrez le tissu avec le pansement adhésif. Ensuite, créez une petite entaille sur le pansement adhésif, directement sur le milieu de la mousse à cellules ouvertes, en remplissant le défaut de la plaie.
5. Enfilez la buse d’aspiration à travers le couvercle de la chambre d’essai et placez-la sur le pansement adhésif, là où la petite coupe a été effectuée. Après avoir placé la buse d’aspiration, fermez le couvercle de la chambre d’essai pour appuyer sur le pansement adhésif et la buse d’aspiration vers le bas, ce qui permet de créer une étanchéité.
6. Connectez le récipient de collecte de fluide de 500 ml à la pompe à vide, puis connectez la buse à vide au réservoir de collecte de fluide.

4. Création du fluide corporel simulé

1. Créer un fluide corporel simulé selon Marques et ^al.15.
2. Produisez le liquide corporel simulé en combinant 8,035 g de NaCl, 0,355 g de NaHCO₃, 0,225 g de KCl, 0,231 g de K₂HPO₄3H₂O, 0,311 g de Cl₂Mg6H₂O, 0,292 g de CaCl, 0,072 g de NaSO₄^2-, 6,118 g de (HOCH₂)₃CNH₂, et 39 mL de HCl 1 M dans 960 mL d’eau désionisée pour porter la solution totale à 1 L.
   REMARQUE : La composition du liquide corporel simulé est indiquée dans le tableau 1.
3. Ensuite, combinez le liquide corporel simulé avec du sérum bovin dans un rapport de 3:1. Complétez la solution finale avec 5 % d’antibiotiques/antimycosiques 10x pour le contrôle microbien. Remuez la solution après avoir ajouté le sérum bovin et les antibiotiques/antimycosiques, puis conservez-la dans un réfrigérateur.
   REMARQUE : La solution finale sera appelée solution complète. Cette solution ne doit pas être conservée stérile et doit être fraîche avant l’analyse de chaque échantillon.

5. Conditions d’essai

1. Ajustez les paramètres de la pompe à vide pour les échantillons en fonction des conditions de test.
   REMARQUE : Les groupes d’essai sont : Groupe 1 Contrôle (n = 3) : Mousse seule avec aspiration continue à -200 mmHg ; Groupe 2 Contrôle (n = 3) : Mousse seule avec aspiration intermittente de 0 à -200 mmHg ; Groupe 3 (n = 3) : Dispositif de traitement des plaies au chitosane sous mousse avec aspiration continue à -200 mmHg ; Groupe 4 (n = 3) : Dispositif de traitement des plaies au chitosane sous mousse avec aspiration intermittente de 0 à -200 mmHg ; Groupe 5 Contrôle (n = 3) : Mousse seule avec aspiration continue à -25 mmHg ; Groupe 6 Contrôle (n = 3) : Mousse seule avec aspiration intermittente de 0 à -25 mmHg ; Groupe 7 (n = 3) : Dispositif de traitement des plaies au chitosane sous mousse avec aspiration continue à -25 mmHg ; Groupe 8 (n = 3) : Dispositif de soin des plaies au chitosane sous mousse avec aspiration intermittente de 0 à -25 mmHg.
2. Pour les groupes d’essai de pression maximale, réglez la pression à -200 mmHg. Pour les groupes d’essai à pression minimale, réglez la pression à -25 mmHg. Ensuite, placez les réglages de la pompe à vide sur une pression intermittente ou continue. Analysez tous les échantillons pendant 72 h.
   REMARQUE : Le réglage continu a appliqué une pression continue pendant 72 h. Le réglage intermittent a appliqué une pression à un rapport de 5/2 (5 min de pression, suivi de 2 min sans pression) pendant 72 h. Les valeurs maximales et minimales ont été choisies en fonction de la plage de pression que les systèmes cliniques de TPN peuvent utiliser. Un cycle de 72 heures a été choisi en fonction de la durée d’utilisation clinique du TPN avant d’effectuer un changement de pansement³.
3. Pendant l’essai, notez la pression sur le manomètre et la quantité de liquide dans le bidon de récupération de liquide toutes les 12 h pendant 72 h.
4. Si la quantité de liquide corporel analogue tombe en dessous de 75 % du haut de la chambre d’essai, comme observé visuellement, retirez le manomètre secondaire et ajoutez une solution complète dans la chambre.
   REMARQUE : La préparation des échantillons et la configuration des tests peuvent être illustrées à la figure 3.
5. Après 72 h, éteignez la pompe à vide et débranchez le réservoir de collecte de liquide de la buse à vide. Retirez le réservoir de récupération de liquide de la pompe à vide.
6. Retirez le tissu de la chambre d’essai et retirez le pansement adhésif. Ensuite, retirez la mousse à cellules ouvertes et observez si l’appareil de soin des plaies au chitosane était toujours intact. Il est considéré comme intact s’il peut être retiré sans se casser, se déchirer ou se déchirer ; Cependant, des déchirures ou un amincissement mineurs sont acceptables si la membrane peut être complètement retirée.

6. Analyse statistique

1. À des fins d’analyse statistique, utilisez les valeurs de pression enregistrées toutes les 12 h pendant la période d’essai à partir des trois échantillons par condition d’essai. Pour l’analyse statistique, la valeur finale de collecte de liquide des trois échantillons d’essai a été utilisée par condition d’essai.
   REMARQUE : Pour toutes les analyses statistiques, le niveau de signification a été fixé à α = 0,05.
2. Calculez la moyenne et les écarts-types (n = 3/groupe) à chaque point temporel. Avant d’effectuer l’analyse statistique, effectuez un test de normalité pour chaque groupe à l’aide du test de Shapiro-Wilk (p. ex., aspiration continue à -200 mmHg, aspiration continue à -25 mmHg, aspiration intermittente à -200 mmHg et aspiration intermittente à -25 mmHg) pour déterminer si l’ANOVA ou le test de Kruskal-Wallis sont appropriés.
3. Analyser les données pour les groupes expérimentaux et témoins soumis aux mêmes conditions d’essai de pression (p. ex., aspiration continue à -200 mmHg, aspiration continue à -25 mmHg, aspiration intermittente à -200 mmHg ou aspiration intermittente à -25 mmHg) à l’aide d’une ANOVA à deux voies ou d’un essai de Kruskal Wallis en utilisant le type de membrane et le temps comme facteurs principaux.
4. Si des différences statistiques ont été identifiées, effectuer des analyses a posteriori. Utilisez le test post-hoc HSD de Tukey après l’ANOVA ou le test post-hoc de Dunn après le test de Kruskal-Wallis pour déterminer quels groupes sont différents.
5. À l’aide des valeurs finales de collecte de liquide pour chaque échantillon dans les groupes témoin et expérimental, effectuez un test t bilatéral en supposant des variances inégales.
   REMARQUE : La pression a été analysée à chaque point temporel pour s’assurer qu’il n’y avait pas de baisse significative de la pression pendant la durée de la période d’essai. Bien que la collecte de liquide ait été examinée à chaque fois, elle n’a été analysée qu’au point temporel final. En effet, chaque tissu avait des profils de graisse et de muscle différents, ce qui entraînait des taux de collecte de liquide différents, ce qui rend la collecte globale de liquide plus utile pour l’analyse que la collecte de liquide par points temporels.

Résultats

L’objectif de l’étude était de mettre au point un modèle de paillasse pour le TPN qui utilise un analogue tissulaire et d’utiliser ce modèle pour étudier la compatibilité des matériaux de pansement avec un appareil de traitement des plaies à pression négative. Le modèle a été utilisé pour étudier si la machine TPN était capable de maintenir la pression dans le temps avec l’ajout d’un dispositif de soin des plaies. Le modèle a également été utilisé pour déte...

Discussion

Il existe quelques modèles de paillasse pour le TPN, mais ils présentent des limites importantes. Loveluck et al. ont développé un modèle informatique FEA pour déterminer comment le TPN affectait les sites d’incision des sutures, mais n’ont pas tenu compte des matériaux de pansement supplémentaires⁶. Rycerz et al. ont développé des modèles basés sur la gélose pour évaluer la distribution de la solution d’instillation sur les plaies pendant le T...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
100x antibiotics/mycotics	Gibco	15240062	This is the 100X antibiotics/antimycotics used in the simulated body fluid
3 M KCI ACTIV.A.C Therapy System	KCI Mdical Products	VFTR006619	This is the vacuum pump used in the study.
3 M KCI InfoV.A.C Canister w/Gel 500 mL	eSutures.com	M8275063	These are the fluid collection canisters used in the study
3 M KCI V.A.C GranuFoam Medium Dressing Kit, SensaT.R.A.C	eSutures.com	M8275052	These are the wound dressing packs with the vacuum nozzle including the open cell foam.
Bovine Serum	Gibco	16170086	This was used to mix with the simulated body fluid and the antibiotics/antimycotics
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C614-500	This was used to create the simulated body fluid
Excel/Powerpoint	Microsoft Office	N/A	This was used to run the statistics and create the schematic for Figure 1
Foundation DRS Solo	BioNova Medical	N/A	This is the advanced chitosan wound care device used in the study.
Hydrochloric Acid	Fisher Scientific	SA54-1	This was used to create the simulated body fluid
Magensium Chloride	Fisher Scientific	M33-500	This was used to create the simulated body fluid
Phosphate buffered saline	Thermo Scientific	J62036.K3	This was used to dilute the 100x antibiotic/antimycotic to 10x
Potassium Chloride	SIGMA	P-3911	This was used to create the simulated body fluid
Potassium Phosphate Dibasic	Fisher BioReagents	BP363-500	This was used to create the simulated body fluid
PRM Vacuum Gauge 0 to -10 in Hg	PRM Filtration	PGCNBTY630652J10HG	Two pressure gauges are needed for the testing chamber.
Salted Pork Belly	Hormel Food Corporations	UPC: 0003760037988	Salted pork belly can be bought from Kroger. It cannot be sliced. It is best to pick samples that have less fat, and more muscle.
Sodium Bicarbonate	SIGMA	S5761-500G	This was used to create the simulated body fluid
Sodium Chloride	Fisher Scientific	S640-500	This was used to create the simulated body fluid
Sodium Sulfate	Fisher Scientific	BP166-100	This was used to create the simulated body fluid
Tris(hydroxymethyl) aminomethane	Fisher Scientific	BP152-500	This was used to create the simulated body fluid
Tupperware Brands Corp, Kissimmee , FL	Tupperware	N/A	This is the box used as the testing chamber.