Wir drücken Wertschätzung Woo-Jin Chang für die Bereitstellung der trifurcating Kanäle für DEP Betätigung und Mitchell Collens für seine Unterstützung bei Geräten einzurichten. Die Arbeit wurde von der US NSF wurde durch den Grant OISE-0951647 und Taiwan NSC durch den Grant 99-2911-1-002-007 unterstützt.

Eine allgemeine Darstellung der Geräte-Setup ist in Abbildung 1A dargestellt. Die PCB-Probe Montage wird in einem Querschnitt schematisch in Abbildung 1B beschrieben. 1. Vorbereitung PCB-Elektroden: <ol><li> Design-PCB-Elektroden, um die gewünschte Geometrie zu einer ungleichmäßigen elektrischen Feld zu erzeugen. Customized PCB Elektrode Chips können durch kommerzielle Fertigungseinrichtungen (Abbildung 1C) bestellt werden. </li><li> Bereiten Sie vorgefertigte Platine Elektroden durch Löten 16-Gauge-Kabel an das Ende jeder gedruckten Metallelektrode (Abb. 1D). <ol><li> Legen Sie den Draht auf das Ende der Elektrode. Halten Sie den Draht in Platz auf dem Metall-Bereich der PCB mit dem heißen Lötkolben den Draht erhitzen. </li><li> Füttern Sie eine kleine Menge von Lot in den erhitzten Draht um den Draht mit Lot füllen. </li><li> Nachdem der Draht mit Lötzinn gefüllt ist, entfernen Sie den Lötkolben und hält den Draht am Platz, während das Lot abkühlt. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie den Lötprozess für jede elektrische Verbindung auf der Platine (Abbildung 1D). </li></ol> 2. Bereiten Mikrofluidikkanälen: <ol><li> Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierten mikrofluidischen Kanälen werden unter Verwendung der PDMS-Elastomer, Sylgard 184 von Dow Corning. Ein Master-Form, die die Kanäle definiert ist in der Regel über Standard-Mikrofabrikation Prozesse mit einem Silizium-Wafer und SU-8 Fotolack erzeugt. </li><li> Mix Basiscompound zu Härter in einem Verhältnis von 10:1 für 5 Minuten. </li><li> Gießen Sie die Flüssigkeit PDMS auf den vorgefertigten SU-8 Master-Form, und entfernen Sie Luftblasen indem flüssige PDMS für ein paar Minuten Vakuum. Wiederholen Sie die Vakuum-Verfahren bei Bedarf vollständig zu entfernen alle Blasen. </li><li> Cure die PDMS bei 70 ° C für 2 Stunden. </li><li> Entfernen PDMS-Stempel mit mikrofluidischen Kanälen aus dem Wafer mit einer Rasierklinge, vorsichtig zu Wafer brechen. </li><li> Lochung für die Einführung von Flüssigkeiten und Zellen in den mikrofluidischen Gerät. (Hinweis: Spritze Pumpen, Schwerkraft oder Oberflächenspannung Basis fließen kann alle mit DEP verwendet werden.) </li><li> Überprüfen Sie die Mikrofluidikvorrichtung zu gewährleisten, ist es frei von Staub und Schmutz. Reinigung des PDMS kann leicht erreicht werden mit 3M Scotch Magic Tape. </li><li> Plasma Bindung der PDMS mikrofluidischen Kanälen, um eine saubere Nr.0 Dicke (80-130 um) Deckglas. Erhitzen Sie das Deckglas-mikrofluidischen Montage bei 100 ° C für mindestens 15 min. </li></ol> 3. Bereiten Sie Medien mit geringerer Leitfähigkeit: <ol><li> Medien mit geringerer Leitfähigkeit wird durch Mischen von 8,5% Sucrose + 0,3% Glukose (w / v) in deionisiertem Wasser (DI). 1 Hinweis:. Wir haben bereits gezeigt, dass Zellen für Tage in konventionellen Zellkulturmedien kultiviert werden können, nachdem sie auf niedrige Leitfähigkeit für kurze Zeit (ca. 30 min) ausgesetzt 11 </li></ol> 4. Montieren Microfluidic Kanäle auf PCB-Elektroden: <ol><li> Legen Sie eine kleine Menge (ca. 10 l) von Mineralöl auf der Leiterplatte, um engen Kontakt zwischen der Leiterplatte und das Deckglas zu gewährleisten. Hinweis: Ein optionaler Schritt zur Verringerung Elektrode Visualisierung ist die Beschichtung der Oberfläche der Leiterplatte mit einer sehr dünnen Schicht von schwarzen Permanent-Marker oder Farbe. </li><li> Legen Sie die Deckglas-mikrofluidischen Kanal Montage auf der geölten PCB, mit Deckglas bildet Kontakt mit dem Öl (Deckglas nach unten). Drücken Sie das Deckglas-mikrofluidischen Montage auf einen guten Kontakt zu gewährleisten und Luftblasen, die aus der Zelle und Bead-Visualisierung beeinträchtigen können zu minimieren. Ein Beispiel für die fertige Gerät ist in Abbildung 1D gezeigt. </li></ol> 5. Sortieren und Concentrate Beads und Zellen mit DEP: <ol><li> Füllen Sie den mikrofluidischen Kanälen mit DI-Wasser oder Medien mit geringerer Leitfähigkeit, die Plasma-Bonding-Verfahren ermöglicht die einfache Beladung von wässrigen Lösungen in den mikrofluidischen Kanälen vorübergehend machen die normalerweise hydrophoben PDMS-Oberfläche hydrophil. </li><li> Einführung Zellen und / oder Polystyrol-Kügelchen in den Kanal Reservoir (Abbildung 1C). Hier verwenden wir die menschliche Kolonadenokarzinom (HT-29)-Zellen. </li><li> Verbinden Sie den Ausgang eines Funktionsgenerators an den Eingang eines AC-Endstufe, dann verbinden Sie den Ausgang des Verstärkers an die Elektrode Drähte. Decken Sie alle elektrischen Leitungen und Oberflächen des Setup mit Isolierband um Benutzer aus der möglichen Exposition gegenüber Schock zu schützen. Eine schematische Darstellung der Geräte-Setup ist in Abbildung 1A dargestellt. </li><li> Stellen Sie den Funktionsgenerator auf eine Sinus-Ausgang von 1,0-1,5 MHz zu erzeugen. Die Amplitude der Ausgabe sollte für den HF-Leistungsverstärker angepasst werden, um eine Leistung von 80-100V auf die Leiterplatte zu produzieren. Die HF-Leistungsverstärker in dieser Arbeit erfordert eine Eingangsspannung um 220-330 mV. Zur Abtrennung von Zellen und Perlen, muss der Laminar-Flow-Rate-kompatibel sein mit der DEP Kraft auf die Zellen und Perlen in den Hauptkanal (Breite w = 100 pm, Höhe h = 27 um) in die Ziel-Kanäle (Breite w = 100 pm bewegen , Höhe h = 27 um). Achtung: bitte mit Leiterplatten-Hersteller, die m bestimmenaximale Betriebsspannungen zu vermeiden, Themen wie PCB Überhitzung oder Schmelzen. Überprüfen Sie die Geräte-Hersteller die Spezifikationen für die Funktion Generator und Leistungsverstärker Hersteller sicheren Betriebszustand Einstellungen bestimmen. </li><li> Initiieren Sie DEP zu sortieren Zellen und Perlen. Cells Erfahrung positiv-DEP während Polystyrol-Kügelchen negativ-DEP Erfahrung in einer ungleichmäßigen elektrischen Feldes innerhalb des angegebenen Frequenzen. Dies ermöglicht DEP-Kraft-activated bioactuation und Trennung von Zellen und anderen Partikeln in mikrofluidischen Systemen mit erschwinglichen und wiederverwendbare PCBs als Elektroden. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse: Wenn DEP effektiv ist bei Betätigung Zellen oder Partikeln, ist eine robuste Ausrichtung innerhalb ungleichmäßige elektrische Felder für statische Bäder oder langsame Strömungsgeschwindigkeiten beobachtet. Unter den Bedingungen der höheren Strömungsgeschwindigkeiten, hängt die Zelle oder Partikel Verhalten auf die relative Orientierung der axialen Strömung um das elektrische Feld und die Strömungsgeschwindigkeit. Darüber hinaus sind die Zell-und Partikel-Verhalten auch abhängig von der elektrischen Feldstärke und der Grad der Uneinheitlichkeit im elektrischen Feld. Typische Verhaltensweisen von Zellen oder Partikel enthalten &quot;Perlenketten&quot;, Radfahren, ins Stocken geraten, oder Drehen. Bedingungen, die Kompromisse oder aufzuheben DEP die Anwesenheit von Salzen oder anderen ionischen Moleküle in der Flüssigkeit, schwache elektrische Feldstärke, übermäßiger Strömungsgeschwindigkeiten, Deckgläser, die zu dick sind, oder leitende Lösungen zwischen dem Deckglas und PCB-Elektroden sind (z. B. eine gesprungene Deckglas induzieren können das Mischen von Wasser und Mineralöl). Hier bei der Verwendung von Nr.0 Dicke Deckgläser (80-130 um) und einem Elektrodenabstand von (231 Mikrometer), wandte die Steigung von dem Quadrat der elektrischen Feldstärke, die HT-29 Zellen und Perlen wird geschätzt, dass zwischen 2 werden -8 bis 6 -8 V 2 / um3. 1 Die DEP Kraft kann durch die Messung der Geschwindigkeit des Teilchens, von DEP in statische Flüssigkeit (Abbildung 2A-B) manipuliert geschätzt werden. Aufgrund der geringen Trägheit der Partikel-und hochviskosen Umgebung von mikrofluidischen Kanal wird die hydrodynamische Widerstandskraft gleich, aber in entgegengesetzter Richtung mit der DEP Kraft. Die durchschnittliche bead Geschwindigkeit in der Medien mit geringerer Leitfähigkeit beträgt 34,5 mu m / s mit DEP Spannung von 93 Vpp und 1,5 MHz. Der hydrodynamische Widerstandskraft kann mit folgender Formel berechnet werden. 1 F ziehen = 6πηRv Die durchschnittliche Viskosität η der Medien mit geringerer Leitfähigkeit bei 20 ° C beträgt 1,27 mPa • s und der Wulst Radius R beträgt 7,5 um. Der hydrodynamische Widerstandskraft für die Polystyrol-Mikrokügelchen wird geschätzt auf 6,19 pN werden. Zur Demonstration der Fähigkeit, Kugeln in mikrofluidischen Kanälen betätigen (Abbildung 2C-F), starteten wir den Fluss der Medien mit geringerer Leitfähigkeit durch den Einsatz von Oberflächenspannung vermittelten fließen. Die durchschnittliche bead Geschwindigkeit im Eingangskanal wurde 1540 um / sec, während die durchschnittliche Geschwindigkeit innerhalb der einzelnen Kanäle bis 565 mu m / sec (Abbildung 2C) reduziert wurde. Durch die Initiierung von DEP wurden die Perlen in den zentralen Kanal und nicht in den Seitenkanal veröffentlicht beibehalten. So unter diesen Bedingungen wurden die DEP Kräfte ausreichen, um die Widerstandskraft der Flüssigkeit in den beiden seitlichen Kanälen zu überwinden. Das gleiche Prinzip wurde auch verwendet, um die Perlen aus dem zentralen cannel auf einer einzigen Seite Kanal umzuleiten durch einfache Änderung der Ausrichtung der Kanäle und der Wulst flow, dass der DEP-Elektroden (Abbildung 2E-F). Durch Anwinkeln der Metallelektrode auf der Seite der einzelnen Einlasskanal, wenn DEP initiiert wurde, wurden die Perlen an der Seite des Kanals geführt, wie die Perlen näherte sich dem Trifurkation Punkt. Dort wurden die DEP Kräfte ausreichen, um die Kügelchen in einem der seitlichen Kanälen, in denen der laminaren Strömung weiter, sie treiben durch den Kanal (Abbildung 2F) zu ziehen. Da Zellen und Polystyrol-Kügelchen deutliche Unterschiede in ihrer Fähigkeit, polarisiert werden und betätigt in ungleichmäßigen elektrischen Felder haben, verwenden wir DEP auf die Fähigkeit, die On-Chip-Trennung von Zellen und Perlen, gleichzeitig durchführen zu demonstrieren. Wir verwendeten das gleiche mikrofluidischen Kanal Struktur und PCB-Elektroden, wie in Abbildung 2E-F konfiguriert, aber führte eine Aussetzung der HT-29 Zellen und Perlen in Medien mit geringerer Leitfähigkeit in den einzelnen Einlasskanal (Abbildung 3). Wenn DEP wird eingeführt, und unter diesen Bedingungen, die HT-29 Zellen wurden in den beiden linken Ausgangskanäle beibehalten, während die Perlen in den einzelnen Ausgangskanal auf der rechten Seite beibehalten wurden. Hier werden die Zellen zeigen eine charakteristische &quot;Perle-Verkettung Verhalten, wie sie in der linken Ausgangskanal gesammelt werden. Gelegentlich wird ein Wulst und Zelle werden gemeinsam, in denen sie zusammen sind, gesammelt oft in der Zelle Ausgangskanäle angeschlossen. Aus diesem Experimental Daten ermitteln wir die Sortierung Rate auf 713 Partikel (Zellen und Beads) pro Minute, oder den Gegenwert von 14.260 Zellen und Beads in 20 Minuten. Die Anzahl der Zellen und Perlen abgerufen relevant und nützlich für die Molekularbiologie, bildgebende, biochemische und Lab-on-a-chip-Anwendungen. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. PCB-basierte DEP von Zellen und Partikeln in mikrofluidischen Kanälen. (A) Die Ausrüstung Setup für DEP-basierten Ansteuerung mit einem Funktionsgenerator beginnt die Frequenz und Amplitude des elektrischen Signals zu definieren, dann einen Leistungsverstärker zur Steigerung der Signalstärke des elektrisches Feld auf der Platine erzeugt. (B) Die Mikrofluidikvorrichtung Montage für die Probenvorbereitung Betätigung besteht aus PDMS mikrofluidischen Kanälen irreversibel zu einem nicht gebunden. 0 Dicke Deckglas (80-130 um) durch Sauerstoff-Plasma, nicht leitenden Medien, um zu baden den Zellen und / oder Perlen. (C) Die PCB-Elektroden verwendet hier bestehen aus zwei Regionen, in denen die Elektroden verzahnt, um eine starke nicht-homogenes elektrisches Feld zu erzeugen. (D) Die fertige Gerät: ein PCB mit einer trifurcated Mikrofluidikvorrichtung auf einem einzigen Deckglas, zeigt Einsatz das ganze Gerät mit Elektrodendrähte. (CD) Für Maßstab, sind PCB-Messungen 8,4 cm (l), 2,1 cm (w), mit 5 mm breiten Elektroden. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Repräsentative Bilder von Zellen und Perlen in Kanälen vor und während der DEP Betätigung. (A) 15 um fluoreszierende Polystyrolkügelchen in Medien mit geringerer Leitfähigkeit Lösung innerhalb eines PDMS mikrofluidischen Kanal, ohne Laminar-Flow-(Zeit verstrichen, 1,23 sec). (B) Nach DEP Initiation, die Perlen auf die PCB-Elektrode Muster (schwarze Streifen), anstatt zwischen den Elektroden (Zeit verstrichen, 8.18 sec) zu migrieren. (C) Perlen in den gleichen Kanälen unter Laminar-Flow zwischen den drei getrennte Kanäle (Zeit verstrichen, 5,3 sec) unterteilt, und wenn DEP eingeleitet wird (D), die Perlen werden betätigt, um nur fließen in den zentralen Kanal (Zeit verstrichen, 4,3 sec). (E) Durch die Änderung der Ausrichtung der Kanäle zu den PCB-Elektroden können Perlen differentiell in den seitlichen Kanälen (F) mit DEP als den zentralen Kanal wie in (D) gezeigt, gerichtet werden. (EF) Abgelaufene Zeit ist 8.23 ​​sec und 5,16 sec, bzw.. Alle Maßstabsbalken = 100 um. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Repräsentative Bilder von Zellen und Perlen in Kanälen vor und während der DEP Betätigung. (AB) Vor Beginn der DEP, eine gemischte Lösung von humanen Kolon-Adenokarzinom (HT-29)-Zellen und Perlen-Flow aus einem Kanal auf 3 separate Ausgänge. Der offene Pfeil kennzeichnet die Richtung der laminaren Strömung und Kanäle mit gestrichelten Linien zur Orientierung und Klärung skizziert. (CD), indem DEP, sind Perlen und Zellen selektiv in einzelne Kanäle angesteuert als identifiziert. HT-29-Zellen verlassen den zentralen und linken Kanal, während Perlen Ausfahrt den rechten Kanal. Charakteristisch Perle Verkettung von Perlen und Zellen während der DEP Betätigung beobachtet. (A, C) Differential Interference Contrast Bildgebung von Zellen und Perlen in Mikrokanälen macht die Perlen gut sichtbar. Glow Skala Intensität Bilder (B, D) aus dem gleichen DIC Bilder (A, C) die Verbesserung der Visualisierung von Zellen in den Kanälen. Die reflektierende Metall-Elektroden ((A, C) hellen Streifen und (B, D) gelb und grün) bieten ein markantes Wahrzeichen für die Ausrichtung Mikrokanälen an die Elektroden für eine effektive DEP-basierte Betätigung. Maßstabsbalken = 100 um.

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Zellmanipulation in mikrofluidischen Systemen für die Sortierung oder selektiven Platzierung von einzelnen Zellen oder für Bevölkerungsstudien wünschenswert. 2 Laminar-Flow in Verbindung mit Ventilen und Pumpen wird verwendet, um Zellen in mikrofluidischen Systemen zu manipulieren. Allerdings sind diese Methoden allein anspruchsvoll und erfordern eine detaillierte Fertigungsprozesse und Fähigkeiten 3 Zentrifugation kann die Anforderungen für die Zell-Platzierung, sondern die gleichzeitige Bildgebung ist eine Herausforderung, zu vereinfachen;. Ferner die Channel-Architektur für die Zentrifugation müssen sorgfältig in Betracht ziehen bei der Gestaltung der gewünschten Manipulationen und unter Berücksichtigung Effekte der Fliehkräfte. 4 Laser Pinzette für die Zell-Platzierung verwendet werden kann, aber die Methode ist teuer und nicht geeignet für High-Throughput-cell sorting. 5 Dennoch hat DEP als ein wirksames System der &quot;elektrische Pinzette&quot; für eine effektive Zelle Unterbringung, Charakterisierung nachgewiesen und Manipulation. 6,7 Insbesondere hat DEP verwendet worden, um gezielt zu erfassen und zu sortieren Zellen für On-Chip-Verarbeitung von lebenden und toten Zellen, 7-10 und für das Sammeln Zellen auf resonante Sensoren für die Messung der Zellmasse. 11 Wir haben bisher, dass durch die Erhöhung der DEP zeigte Kraft auf Bakterien oder Perlen vor die fluidische Zugkraft, kann die On-Chip-Konzentration und das Einfangen von Polystyrol-Kügelchen und Listeria monocytogenes V7 erreicht werden. 12 gemischte Populationen von E. coli und L. monocytogenes Bakterien können auch gerichtet und freigegeben werden durch DEP Impulse. Darüber hinaus können größere Partikel unterschiedlich erfasst werden und konzentrierte sich auf den Elektroden auf der großen Partikelgröße auf, während kleinere Partikel werden nicht erfasst, sind aber mit dem fluidischen Fluss entfernt. 13 Wenn DEP Kräfte nicht überwinden die fluidische ziehen Kräfte auf die Partikel, die Perle oder Zelle nicht eingefangen, sondern innerhalb der fluidischen Strom bewegt. Wie in Abbildung 2C zeigt, können Perlen in der zentralen Region des Fluidstroms ausreichen, um die Perlen in den zentralen Kanal behalten fokussiert werden. Dies könnte darauf zurückzuführen sein, die kombinierte Wirkung von Partikel-Partikel-Einflüsse innerhalb des elektrischen Feldes, Fluidgeschwindigkeiten größer als DEP ziehen Kräfte, die Kombination dieser oder einer anderen definierte Auswirkungen. Neuere Fortschritte in der kontaktlosen DEP für die Maximierung der Zelle zu erfassen und die Manipulation mit der minimal erforderlichen Bereich und schützt so Zelltypen, so weit, während DEP Manipulation zu ermöglichen. 1,9 Contactless DEP bietet Versprechen an die Mikrofluidik-Community für die Sortierung, Erfassung und Positionierung Zellen innerhalb von mikrofluidischen Bauteilen. Wir erwarten, dass mit der gestiegenen Nachfrage nach und der Umsetzung, DEP für die Manipulation innerhalb mikrofluidischen Bauteilen, weitere Entdeckungen und Innovationen wird das Verständnis und den Einfluss der DEP Kräfte zu erweitern. Leiterplatten können durch High-Volume-Verfahren zu einem erschwinglichen Preis mit einem schnellen Herstellung Turnaround-Zeit hergestellt werden, so dass sie eine gute Plattform für die Vermarktung. Darüber hinaus sind PCBs einfach zu bedienen und zugänglich für Wissenschaftler in einer Reihe von Disziplinen für On-Chip-Zell-Manipulationen und Sortierung. Bei der Gestaltung des Layouts der PCB-Elektroden, sollte überlegt werden, die gewünschte Partikelgröße / Zelle Flugbahn gegeben werden. Wesentliche Faktoren für die Prüfung sind Korngröße und Art (Wulst und / oder Zellen), Zelltyp, Mikrokanal Größe, Strömungsgeschwindigkeit, Elektrodenabstand (bestimmt die elektrische Feldstärke), Deckglas Dicke, und die Leitfähigkeit der Flüssigkeit. Diese Faktoren beeinflussen die erforderliche Kraft und stehen dem Partikel oder Zellen und letztendlich die Trennleistung zu manipulieren. Unser Protokoll hier vorgestellten zeigt eine effektive Einrichtung zur Einleitung DEP für Mikrosphären und Zellseparation. Für potenzielle Anwendungen, sollten Anwender die Architektur des mikrofluidischen Kanal-Design mit den gewünschten Strömungswege für Zellen und Perlen sowie die Elektrode Muster passen, um die Effizienz für jede Anwendung zu optimieren. Elektrodenabstand und Deckglas Dicke kann je nach zuvor berichtet Richtlinien bei der Gestaltung der mikrofluidischen Kanal-Layout verwendet werden. 1 Die Leitfähigkeit und Permittivität der Zelle / Teilchen und der umgebenden Medien müssen unterschiedlich genug, um positive oder negative DEP zu erleichtern, während die Zellen intakt. Die Polarität von DEP für ein kugelförmiges Teilchen können von den tatsächlich Teil eines komplexen Wert des folgenden Clausius-Mosotti Faktor bei der Frequenz ω der DEP Spannung bestimmt werden. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545eq1.jpg" alt="Gleichung 1" /> Gleichung 1 In dieser Gleichung ε ist Permittivität ist σ die Leitfähigkeit und ε * ist komplexe Permittivität. Die Indizes p und mbezeichnen die Partikel-und Medien-bzw.. Wenn eine Zelle eine höhere Dielektrizitätskonstante als die Medien oder den Realteil der Clausius-Mosotti Faktor positiv wird, wird das Teilchen stärker polarisiert als die umgebenden Medien. Aufgrund einer nicht-homogenen elektrischen Feld wird das Teilchen die Polarisation ungleichmäßige und das schafft eine positive DEP (+ DEP) Kraft, die die Zelle zieht in Richtung der Region mit höheren elektrischen Feldstärke. Wenn eine Zelle hat eine geringere Dielektrizitätszahl als das umgebende Medium oder der Realteil der Clausius-Mosotti Faktor negativ wird, wird es durchlaufen negativen DEP (-DEP), und die Zelle auf die minimal-Feld Region gezwungen. Wenn die Zelle und Medien etwa die gleiche komplexe Permittivität haben, können keine Kraft erzeugt werden, um die Zelle zu manipulieren. Aus diesem Grund ist reines Wasser ein bevorzugtes Medium für die DEP Teilchen Manipulation. Um jedoch zu vermeiden den osmotischen Stress auf die Zelle von reinem Wasser mit niedriger Leitfähigkeit Medien formuliert, damit die Leitfähigkeit unverändert, aber um Osmolarität zu erhöhen, um osmotischen Stress auf die Zellen zu verringern. Konventionelle Zellkulturmedien oder physiologische Puffer, wie DMEM oder PBS, haben eine hohe Leitfähigkeit, die nicht geeignet ist für die DEP Manipulation. Wir haben auch bereits gezeigt, dass Zellen, die auf Sensoren mit DEP mit geringer Leitfähigkeit Medien erfasst werden können. Nach einer kurzen Zeit für die Zelladhäsion, kann die geringe Leitfähigkeit Medien für die erforderliche Zellkulturmedien ersetzt werden, um das Zellwachstum für Tage unterstützen. 11 Aus unserer Erfahrung sind fluoreszierende Kügelchen sehr hell mit Bezug auf die lebenden Zellen Fluoreszenz, so kann es eine Herausforderung, die Perle Intensität, um die Intensität eines Wohn-und fluoreszierende Zelle angepasst werden. Zur Verbesserung der Visualisierung von Zellen und die Perlen, verwendeten wir DIC-Mikroskopie auf einem aufrechten Mikroskop für die Bildgebung beides. Um die Zellen und Perlen, stellten wir die Daten in einer Intensität leuchten angelegte Image, das die Daten in einem breiten Farbspektrum für ein leichteres Ablesen behält. Bei der Planung der Studie von Interesse, muss der Aufnahmeparameter und Ressourcen berücksichtigt werden. Zusammenfassend zeigen wir die Fähigkeit zur selektiven Betätigung Perlen und Zellen in getrennten Kanälen mit DEP. Mit der zunehmenden Nutzen von mikrofluidischen Kanälen für Zellbiologie, Biochemie und Biotechnik-Anwendungen ist DEP eine wünschenswerte Option für die Zell-Sammlung, Vermittlung und Sortierung. Die PCB-Elektroden Herstellung ist kostengünstig und bequem, sind die Elektroden einfach zu bedienen, und die schnelle Herstellung Zeiten sind ideal für die Umsetzung der DEP.

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard 184 kit (PDMS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elsworth Adhesives</td>
<td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
<td>Dow Corning Sylgard</td>
</tr>
<tr>
<td>16 awg hook-up wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Belden</td>
<td>8521</td>
<td>(Type MW) Mil-W-76C-PVC</td>
</tr>
<tr>
<td>Gold seal Cover Glass </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella</td>
<td>260320</td>
<td>No. 0 thick, 24 x 60 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Miltex Biopsy Punch</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR Scientific</td>
<td>95039-104</td>
<td>Miltex, assorted sizes</td>
</tr>
<tr>
<td>Custom PCB electrodes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bay Area Circuits </td>
<td>Custom parts</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral oil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific </td>
<td>O121-1 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Deionized water</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>House DI water supply</td>
<td>None</td>
<td>Use filtered DI water</td>
</tr>
<tr>
<td>D-Glucose Anhydrous Granular AR</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Mallinckrodt Chemicals </td>
<td>4912-06</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sucrose, Crystal</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Mallinckrodt Chemicals</td>
<td>8360-06 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent polymer microspheres </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Bangs Laboratories</td>
<td> FS07F/9277</td>
<td>15&mu;m Dragon green microspheres</td>
</tr>
<tr>
<td>HT-29 cell line</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ATCC</td>
<td>HTB-38D</td>
<td>Human colon adenocarcinoma</td>
</tr>
<tr>
<td>Typsin 0.05% EDTA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen </td>
<td>25300054</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Eclipse E600FN upright microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Nikon</td>
<td>Eclipse E600FN </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Phantom V310 High-speed imaging camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Phantom</td>
<td> V310</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BX51 upright research microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus </td>
<td>BX51</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SpotFlex high resolution color camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Diagnostic Instruments </td>
<td>FX1520</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Function generator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent </td>
<td>3325A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RF Power amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>EIN</td>
<td>2100L</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
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separating beads and cells in multi-channel microfluidic devices using dielectrophoresis and laminar flow

Mikrofluidik-Geräte verfügen über Zell-Studien durch die Bereitstellung einer dynamischen Fluidik-Umgebung auf der Skala der Zelle zu studieren, zu manipulieren, Sortieren und Zählen von Zellen fortgeschritten. Doch die Manipulation der Zellen innerhalb der fluidischen Domain bleibt eine Herausforderung und erfordert aufwendige Herstellung Protokolle zur Bildung Ventile und Elektroden oder Forderungen Spezialausrüstung wie optischen Pinzette. Hier zeigen wir, dass herkömmliche Leiterplatten (PCB) für die berührungslose Manipulation von Zellen kann durch den Einsatz von Dielektrophorese (DEP) für Perle und Zellmanipulation in Laminar-Flow-Felder für bioactuation verwendet werden, und für Zell-und Bead-Trennung in Mehrkanal mikrofluidischen Geräte. Zunächst stellen wir das Protokoll für die Montage der DEP-Elektroden und mikrofluidischen Systemen, und die Vorbereitung der Zellen für die DEP. Dann zeichnen wir die DEP mit Polystyrol-Kügelchen. Schließlich zeigen wir repräsentative Ergebnisse der Wulst und Zellseparation in einer Mehrkanal-Mikrofluidikvorrichtung. Zusammenfassend ist DEP eine effektive Methode zur Manipulation von Partikeln (Beads oder Zellen) in mikrofluidischen Bauteilen.

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Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Dielektrophorese (DEP) ist eine effektive Methode, um Zellen zu manipulieren. Leiterplatten (PCB) können kostengünstig, wiederverwendbar und effektive Elektroden zur berührungslosen Zellmanipulation in mikrofluidischen Systemen bieten. Durch die Kombination von PDMS-basierten mikrofluidischen Kanälen mit Deckgläsern auf Leiterplatten, zeigen wir, Perle und Zell-Manipulation und Trennung innerhalb Mehrkanal mikrofluidischen Bauteilen.

Die Trennung Beads und Zellen in Multi-Kanal-Mikrofluidiksysteme Mit Dielektrophorese und Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

27.3K Aufrufe.  University of Illinois at Urbana-Champaign. Dielektrophorese (DEP) ist eine effektive Methode, um Zellen zu manipulieren. Leiterplatten (PCB) können kostengünstig, wiederverwendbar und effektive Elektroden zur berührungslosen Zellmanipulation in mikrofluidischen Systemen bieten. Durch die Kombination von PDMS-basierten mikrofluidischen Kanälen mit Deckgläsern auf Leiterplatten, zeigen wir, Perle und Zell-Manipulation und Trennung innerhalb Mehrkanal mikrofluidischen Bauteilen.

Serie: Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well quantifiable fluid shear stresses1.
Our flow chamber design and flow circuit (Fig. 1) contains a transparent viewing region that enables testing of cell adhesion and imaging of cell morphology immediately before flow (Fig. 11A, B), at various time points during flow (Fig. 11C), and after flow (Fig. 11D). These experiments are illustrated with human umbilical cord blood-derived endothelial progenitor cells (EPCs) and porcine EPCs2,3.
This method is also applicable to other adherent cell types, e.g. smooth muscle cells (SMCs) or fibroblasts.
The chamber and all parts of the circuit are easily sterilized with steam autoclaving. In contrast to other chambers, e.g. microfluidic chambers, large numbers of cells (&gt; 1 million depending on cell size) can be recovered after the flow experiment under sterile conditions for cell culture or other experiments, e.g. DNA or RNA extraction, or immunohistochemistry (Fig. 11E), or scanning electron microscopy5. The shear stress can be adjusted by varying the flow rate of the perfusate, the fluid viscosity, or the channel height and width. The latter can reduce fluid volume or cell needs while ensuring that one-dimensional flow is maintained. It is not necessary to measure chamber height between experiments, since the chamber height does not depend on the use of gaskets, which greatly increases the ease of multiple experiments. Furthermore, the circuit design easily enables the collection of perfusate samples for analysis and/or quantification of metabolites secreted by cells under fluid shear stress exposure, e.g. nitric oxide (Fig. 12)6.

We are describing a method to subject adherent cells to laminar flow shear stress in a sterile continuous flow circuit. The cells' adhesion, morphology can be studied through the transparent chamber, samples obtained from the circuit for metabolite analysis and cells harvested after shear exposure for future experiments or culture.

Parallel-Platten-Flow-Kammer und Continuous Flow Circuit endothelialen Vorläuferzellen unter Laminar Flow Schubspannung Bewerten

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

Forschung

Biotechnik

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Einfache mikrofluidischen Systemen für<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging der<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Und Zebrafisch

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Schicht-für-Schicht der Kollagenabscheidung in Mikrofluidik-Vorrichtungen zum Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Electro Studium der Lungenkrebszellen unter Verwendung eines Mehrkanal-Zwei elektrischen Feldes Mikrofluidik-Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

Mit Adhesive Patterning 3D Paper Mikrofluidik-Vorrichtungen bauen

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of (indirect) in vitro experiments, but none of these is as comprehensive as microfluidic flow chambers. In this protocol, the reconstitution of thrombocytopenic fresh blood with stored blood bank platelets is used to simulate platelet transfusion. Next, the reconstituted sample is perfused in microfluidic flow chambers which mimic hemostasis on exposed subendothelial matrix proteins. Effects of blood donation, transport, component separation, storage and pathogen inactivation can be measured in paired experimental designs. This allows reliable comparison of the impact every manipulation in blood component preparation has on hemostasis. Our results demonstrate the impact of temperature cycling, shear rates, platelet concentration and storage duration on platelet function. In conclusion, this protocol analyzes the function of blood bank platelets and this ultimately aids in optimization of the processing chain including phlebotomy, transport, component preparation, storage and transfusion.

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Platelet transfusion and hemostasis was modeled using blood reconstitution and microfluidic flow chambers to investigate the function of blood banking platelets. The data demonstrate the consequences of platelet storage lesion on hemostasis, in vitro.

Mikrofluidik-Strömungskammern Mit Rekonstituierte Blut Hämostaseologie und Transfusions Platelet zu Modell<em&gt; In Vitro</em

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Mehrstufige Höhenverstellbarem Lithografie für Valved Mehrschichtige Mikrofluidiksysteme

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

Herstellung von dreidimensionalen Papierbasis Microfluidic Devices für Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

Polydimethylsiloxanhaltigen Polycarbonat Mikrofluidiksysteme für Zellmigrationsstudien unter Perpendicular Chemische und Sauerstoff Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

Development of Microfluidic Devices to Study the Elongation Capability of Tip-growing Plant Cells in Extremely Small Spaces

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior in such restrictive conditions. To address this issue, we have developed growth chambers for tip-growing plant cells that contain a series of narrow, micro-fabricated gaps (~1 &#181;m) in a poly-dimethylsiloxane (PDMS) substrate. This transparent material allows the user to monitor tip elongation processes in individual cells during microgap penetration by time-lapse imaging. Using this experimental platform, we observed morphological changes in pollen tubes as they penetrated the microgap. We captured the dynamic changes in the shape of a fluorescently labeled vegetative nucleus and sperm cells in a pollen tube during this process. Furthermore, we demonstrated the capability of root hairs and moss protonemata to penetrate the 1 &#181;m gap. This in vitro platform can be used to study how individual cells respond to physically constrained spaces and may provide insights into tip-growth mechanisms.

We describe a method to investigate the capability of tip-growing plant cells, including pollen tubes, root hairs, and moss protonemata, to elongate through extremely narrow gaps (~1 &#181;m) in a microfluidic device.

Entwicklung von mikrofluidischen Geräten um die Dehnung Fähigkeit der Spitze wachsenden Pflanzenzellen in sehr kleinen Räumen zu studieren

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior ...