Die Autoren danken Dr. Andrew King, PhD und Katrina König für den Beitrag der Abbildungen erkennen. NIH: R00HL087927.

1. Vor Beginn Surgical Procedure Hinweis: Vor Beginn jedes Tier Verfahren sicher, dass Sie die entsprechende Berechtigung durch Ihre Institution / Organisation erhalten. Wie bei allen Überleben Operationen, stellen Sie sicher, dass die Operation unter sterilen Bedingungen durchgeführt wird und die entsprechende Schmerzmittel und Antibiotika nötig sind für ein erfolgreiches Ergebnis verwendet. <ol><li> Vor Beginn der Katheterisierung Verfahren bewerten die Katheter durch Spülen sie mit einer sterilen Kochsalzlösung, um sicherzustellen, sie sind offen. </li><li> Anesthetize der Ratte. </li><li> Bereiten Sie die Ratte für den chirurgischen Eingriff. <ol class="lalpha"><li> Shave das Fell von der chirurgischen Regionen, die die Rückseite des Halses (zwischen den Schulterblättern) und dem inneren Schenkel Region zählen. </li><li> Mit Betadine und einem 70% igem Ethanol schrubben bzw. scheuern die rasierte chirurgischen Regionen beginnend in der Mitte und eine kreisförmige Schwung nach außen. WiederholenDieses 3-mal für jede Region, endet mit einem abschließenden Reinigung mit 70% Ethanol. </li><li> Legen Sie das Tier auf eine sterile Oberfläche und legen sterilen Tuch über OP-Bereich. (Die Verwendung von Press-n-Seal ist eine ideale chirurgische Abdeckung ermöglicht dem Forscher, um das Tier während des gesamten Verfahrens zu überwachen.) </li></ol></li><li> Sicherstellen, dass alle chirurgischen Instrumente für den chirurgischen Eingriff sterilisiert worden sind. </li></ol> 2. Vorbereitung der OP-Bereiche für Katheterplatzierung <ol><li> Mit der Ratte über anfällig (auf dem Bauch), machen etwa ein ½-Zoll (12 mm) horizontaler Schnitt auf der Rückseite des Halses auf der Ebene der Schulterblätter mit einer Schere oder ein Skalpell, dann stumpfen sezieren eine subkutane &quot;pocket&quot; in der Rückseite in etwa die Größe von einem Viertel. Dies wird als ein Bereich genutzt werden, um eine kleine Menge an Schläuchen, die für das Wachstum der Tiere und / oder Bewegung zu kompensieren findet, dh so, dass der Katheter nicht auf herausgezogen und somit entfernt von der Arterie war es Platzd in. (Alternativ kann dieser Schritt unmittelbar vor dem Tunnel der Katheter durchgeführt werden.) </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Rücken (Rückenlage) und einen Einschnitt in der Leistengegend [ungefähre ½ Zoll (12 mm) Schnitt entlang der natürlichen Neigung des Hinterbein. </li><li> Blunt sezieren, um das Bindegewebe (Abb. 1) trennen (können stumpfen Spitze Schere, Hämostatika, Wattestäbchen, etc. verwenden) (in der Regel, indem Sie den stumpfen Spitzen Schere und / oder einem Wattestäbchen in einem 45 Grad-Winkel dies sorgt für einfachere Lokalisierung der region of interest), bis die Arteria und Vena femoralis freigelegt werden. <ol class="lalpha"><li> Die Vene wird dunkel in der Farbe rot und die Arterie ist klarer und heller als die Vene. Die Nerven, die entlang der Arterie läuft ist weißlich in Ton. </li></ol></li><li> Blunt sezieren im Beinbereich zu einer kleinen offenen Bereich unter der Haut (zB Tasche, etwa die Größe von einem Viertel) an der Innenseite des Beines zu machen für die Platzierung eines kleinen Ausschnitts des catheter (wieder zu berücksichtigen Tierbewegungen zu nehmen und das Wachstum des Tieres, wenn chronische Platzierung). </li><li> Setzen Sie den Haken in den Schnitt-Bereich, so dass Sie in vollem Umfang können die Arterie und Vene. </li><li> Mit feiner Spitze Pinzette vorsichtig trennen die Nerven (weißlich), die entlang der Femoralarterie weg von der Arterie und Vene ist. (Abbildung 2) Achten Sie darauf, nicht geschnitten oder Schäden an den Nerven. </li><li> Trennen Sie die Arterie und Vene als eine Einheit und versucht, eine ca. ¼ inch (5-7 mm) Länge Abschnitt der Arterie / Vene freizulegen. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang bei der Trennung der Vene von der Arterie. Halten Sie Ihre chirurgischen Instrumente (dh feine Spitze Pinzette), die senkrecht zu den Schiffen und trennen die Schiffe in parallel. Dies hilft bei der Vermeidung Reißen, Stechen oder Beschädigung der Gefäße. Indem Sie die feine Spitze Pinzette vorsichtig zwischen Arterie und Vene von unten und langsam Öffnen der Zange und Wiederholung dieser, werden Sie langsam trennen die Schiffe. Hinweis: wenn Sie reißen oder beobachten einigeBlutungen mit einem sterilen Wattestäbchen und / oder 2 x 2 Gaze und Druck auf den Bereich, bis die Blutung gestoppt wurde, dann mit der Operation fortsetzen. </li></ol> 3. Tunneling der Katheter <ol><li> Legen steriler Kochsalzlösung getränkt 2 x 2 Gaze über den Schnitt und drehen Sie das Tier auf seinem Magen. </li><li> Legen Sie die Rochester Pean Pinzette (lange Gerade Pinzette) in den Einschnitt auf der Rückseite, die bisher gemacht wurde und Führung der Zange subkutan den Rücken hinunter auf die Ebene der Hüfte [sicherzustellen, dass die Spitzen der Hämostatika up sind, hingewiesen (nicht in Richtung der Wirbelsäule ) nicht zu verletzen das Rückenmark]. Bei etwa der Hüfte drehen Sie den hemostat Spitze in Richtung der Schnitt, die in das Bein Region gemacht wurde und drücken Sie die Spitze des Hämostatika aus dem vorbereiteten Bein Schnitt. </li><li> Fassen Sie das Ende der Katheter (nicht das Ende, das in die Arterie / Vene eingeführt wird) mit der Zange und ziehen Sie den Katheter durch den Hohlraum, was gemachtund schließlich aus dem Hals Einschnitt. </li><li> Legen Sie die entsprechende abgestumpft-Spitze Spritze mit 20 U / ml Heparin / Kochsalzlösung auf das Ende des jeweiligen Katheter gefüllt und füllen die Katheter (sicherstellen, dass keine Luftblasen) mit dem heparinisierten / Kochsalzlösung. Wieder einmal überprüfen, ob die Katheter-Patents sind und keine Schäden an den Kathetern zu kommen. Verlassen Sie die Spritzen an das Ende des Katheters Linien, damit keine Luft in der Lage, in den Katheter Linien und biegen die Ratte auf den Rücken wieder. </li></ol> 4. Einsetzen der Katheter in die Femoral Vene und Arterie (Abb. 3) <ol><li> Legen Sie ein gefaltetes Stück sterile 4,0 Seide / Faden unter der V. femoralis und dann schneiden die Seide auf das gefaltete Ende. Es gibt jetzt zwei Stücke aus Seide unter die Vene werden. Oder alternativ, Platz 2 Stück von 4,0 Seide unter die Vene einzeln. </li><li> Trennen Sie die Seide, die Sie unter der Vene gelegt, ein Stück in Richtung des Beines (distalen Ende) und die andere in Richtung des Körpers. Tdh eine lose Ligatur auf der Seite, die dem Körper, dann mit kleinen Hämostatika, fassen Sie die Seide und ziehen gelehrt, aber nicht festziehen des Knotens. Ziehen Sie das andere Stück Seide so weit wie möglich in Richtung des Beines (distalen Ende) und binden diese in einen dreifachen Knoten, fassen Sie die Seide mit kleinen Hämostatika und ziehen gelehrt. Diese Methode erlaubt die Vene mit Blut zu füllen, so dass es einfacher, die den Schnitt, die zum Einführen des Katheters (Schritt 4) erforderlich sind zu machen. </li><li> 1-2 Tropfen von Lidocain auf die Vene. </li><li> Mit dem Vanna Mikro-Präparierschere, einen kleinen Einschnitt in die Vene ca. ¼ über und in einem Winkel von 45 Grad. </li><li> Legen Sie spitzen Pinzette (45 Pinzetten) in den Einschnitt und mit einem anderen Pinzette, sorgfältig in die Vene Katheter zu ernähren. Öffnen Sie vorsichtig die Pinzette, die in die Vene gelegt werden, da dies ermöglicht dem Forscher, sanft Ort der Katheter unter der Zange und in die Vene. </li><li> Wenn der Katheter vollständig eingeführt ist (entx. 6-7 cm) (Bei der Herstellung der Katheter eine Markierung auf dem Katheter gelegt, um dem Chirurgen bei der Identifizierung, wenn der Katheter vollständig eingeführt ist behilflich) (dies legt den Katheter in die Bauch-Hohlvene), ziehen Sie die vordere Ligatur um die Vene und Katheter, binden einen dreifachen Knoten (sicherstellen, dass es nicht das Verschließen der Vene). Verwenden Sie den Seidenfaden in der Nähe des Beines (posterior Ligatur) wieder sichern den Katheter (triple Knoten) und sorgen für die Platzierung. Langsam ziehen wieder die Spritze, bis es ein wenig Blut sichtbar in den Katheter, die sicherstellen, dass die Naht Knoten nicht zu eng, und dass der Katheter ist funktional hilft. Nach der Überprüfung, drücken Sie den Kolben, bis das Blut nicht mehr sichtbar in den Katheter. Hinweis: Es ist möglich bis 2 Katheter in die Vena femoralis einfügen, wenn nötig. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 9-13, um eine Femoralarterie Katheter mit folgenden Ausnahmen Ort: <ol class="lalpha"><li> Binden Sie die Seide am nächsten zu dem Bein (hinten) mit einem dreifachen Knoten und ziehen taught vor Bindung der lockeren Ligatur in der Nähe des Körpers (anterior) bevor der Schnitt für die Platzierung von Kathetern. Dadurch wird die Arterie mit Blut macht es leichter zu schneiden füllen. Sicherstellen, dass die proximale Naht gezogen wird gelehrt, um die Arterie vor verschließen zum Schneiden der Arterie. Dadurch wird vermieden, Blutverlust, wenn der Schnitt gemacht wird. </li><li> Legen Sie den arteriellen Katheter ca. 5 cm aus der Femoralarterie (dies legt den Katheter in der Aorta). </li><li> Bei der Befestigung des Katheters mit der Naht sicher, dass die Naht nicht zu eng und das Verschließen des Katheters. </li></ol></li></ol> 5. Chirurgische Wrap-up <ol><li> Machen Sie einen Cent zu Quartal große Schleife in der Kathetern und auf der Innenseite des Beins (die Schleife in den Bereich, der stumpf seziert früher war fit). Nach der Platzierung beider Katheter, sichern Sie sie mit 1-2 Stichen von 5,0 chirurgisches Nahtmaterial in die Muskelschicht. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit 4,0 Ethilon mit nicht-kontinuierlichen Sutures. </li><li> Schalten Sie die Ratte auf den Bauch und machen eine weitere Schleife in den Katheter über die Größe von einem Viertel und in der Tasche im Rücken seziert. Schließen Sie den Schnitt mit einer Naht. </li><li> Mit einem Rückgang von vetbond, sichern Sie den Katheter in den Rücken. </li><li> Klemmen Sie den Katheter in der Nähe der Rückseite Schnitt mit gepolstertem Hämostatika und entfernen Sie die Spritzen von den Enden. </li><li> Fit der Ratte mit einem Halteseil-type-Jacke, Mütze die Katheter (die Heparin-Lock zu erhalten), und entfernen Sie die gepolsterte Hämostatika. </li></ol> - Für die langfristige Wartung ersetzen Katheter Kochsalzlösung mit 20 U / ml Heparin / Kochsalzlösung. 6. Wartung der Katheter (Sterile Handschuhe sollten während des Eingriffs getragen werden) <ol><li> Klemmen Sie den Katheter mit gepolsterten Zange. </li><li> Entfernen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Legen Sie eine stumpfe Spitze Spritze mit Schloss-Lösung auf den Katheter. </li><li> Ausspannen Pinzette. </li><li> Füllen Sie den Katheter mit dem Schloss-Lösung (Volumen ist pre-Determined-typisch 0,3 ml). </li><li> Klemmen Sie den Katheter, während Spülung keine Rückfluss von Blut in die Katheterspitze zu verhindern und entfernen Sie die Spritze. </li><li> Ersetzen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Ausspannen Pinzette und schieben Sie den Stecker in leicht um sicherzustellen, kein Blut in die Spitze des Katheters. </li></ol> 7. Blutprobenentnahme (Sterile Handschuhe sollten während des Eingriffs getragen werden) Klemmen Sie den Katheter mit gepolsterten Zange. <ol><li> Entfernen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Ziehen Sie langsam Lock-Lösung mit einem stumpfen Spitze Spritze und entsorgen. </li><li> Bringen Probenahme Spritze an den Katheter langsam zurückziehen Probe. </li><li> Klemmen Sie den Katheter mit gepolsterten Zange und legen Sie eine Spritze mit Schloss-Lösung auf den Katheter und re-fill den Katheter mit dem Schloss-Lösung. </li><li> Klemmen Sie den Katheter, während das Nachfüllen der Katheter mit der Lösung. </li><li> Setzen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Entfernen Sie den gepolsterten Zange und schieben t<html> er plug in etwas weiter. </li></ol> 8. Drug Infusion <ol><li> Klemmen Sie den Katheter mit gepolsterten Zange. </li><li> Entfernen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Ziehen Sie langsam Lock-Lösung mit einem stumpfen Spitze Spritze und entsorgen. </li><li> Bringen Medikament gefüllte Spritze an den Katheter und ziehen den Stoff in das Tier. <ul><li> Man kann mit einem 3-Wege-Hahn sowie ein Zwischenprodukt, wenn mehrere Injektionen erforderlich sind, erfordern somit weniger Flüssigkeit als Infusion in das Tier. </li><li> kann man auch legen eine konstante Infusionsspritzenpumpe mit einem sterilen Filter für kontinuierliche Infusionen. </li></ul></li><li> Clamp mit gepolsterten Zange und legen Sie eine Spritze mit Schloss-Lösung auf den Katheter und re-fill den Katheter mit dem Schloss-Lösung. </li><li> Klemmen Sie den Katheter, während das Nachfüllen der Katheter mit der Lösung. </li><li> Setzen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Entfernen Sie den gepolsterten Zange und schieben Sie den Stecker in ein kleines Stück weiter. </li></ol>e &quot;&gt; 9. Blutdruck und Herzfrequenz Sampling <ol><li> Klemmen Sie den arteriellen Katheter mit gepolsterten Zange und entfernen Sie den Katheter anschließen. </li><li> Befestigen Sie den arteriellen Linie auf den Druckaufnehmer. </li><li> Follow Herstellung Anweisungen zur Verwendung der Software für den Blutdruck Sammlung. </li><li> Zum Abschluss der Überwachung des Blutdrucks Zeitraum, mit gepolsterten Zange Klammer des Katheters aus und trennen Sie vom Wandler. </li><li> Spülen Sie den Katheter mit dem Schloss-Lösung und ersetzt die Katheterstopfen wie oben beschrieben. </li></ol> 10. Repräsentative Ergebnisse Ein Vertreter der Blutdruck gemessen wurde von einer bewussten frei beweglichen Tieren genommen und ist in Abbildung 4 dargestellt. Phenylephrin (3 ug / kg, iv), einen Alpha-1-adrenergen-Rezeptor-Agonist, wurde in die Vena femoralis Linie, um den Blutdruck zu erhöhen verabreicht werden, bei gleichzeitiger Messung des Blutdrucks aus der Femoralarterie Linie. Phentolamin (4 mg / kg, iv)einem nicht selektiven alpha-adrenerge Antagonist, wurde dann verabreicht werden, um den Blutdruck zu senken. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" /> Abbildung 1. Stumpfe Präparation von Gewebe. Mit der Ratte auf den Rücken, werden Sie ungefähr eine ½ Zoll (12 mm) Schnitt auf den Winkel der Hinterlauf gemacht haben und mit stumpfen Schere oder Hämostatika Sie stumpfen sezieren das Bindegewebe um die Arteria und Vena femoralis aussetzen wird. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" /> Abbildung 2. Trennung von Arteria und Vena femoralis aus Bindegewebe. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" /> Abbildung 3. Katheterplatzierung. Mit Vanna Mikro-Präparierscheren Ort einen kleinen Schnitt ca. ¼ der Weg durch das Schiff zu einem Winkel von 45 Grad (oben) und Platz spitzen Pinzette in the Schnitt und mit einer anderen Pinzette füttern den Katheter in das Gefäß (Mitte). Schließlich, nach Abschluss der Platzierung des Katheters Nahtmaterial der Katheter (unten). <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" /> Abbildung 4. Representative Blutdruck messen Sie von einer bewussten frei beweglichen Tier entnommen.

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Arterielle und Venenkatheterverfahren haben in der Vergangenheit sowohl akut und chronisch-Monitor Blutdruck, Blut-Probe eingesetzt und liefern Substanzen in der experimentellen Ratten-Tiermodell 1-4. Ein großer Vorteil dieser OP-Besetzungen ist, dass es Verfahren zur Überwachung, einschließlich Blutentnahme, Medikamentengabe und Überwachung des Blutdrucks, um mit minimalen Störungen und / oder Stress für das Tier 1 durchgeführt werden kann. Zahlreiche Forscher haben Protokolle geschrieben und haben spezielle Methoden, mit denen ihr Labor führt die Operation 5-8. Das Video und Illustrationen zeigen, was unser Labor gefunden hat, erfolgreich zu sein im Hinblick auf die femoralen arteriellen und venösen Katheterisierung Verfahren. Ratten werden in der Regel im Labor für eine Vielzahl von wissenschaftlichen Studien wegen ihrer geringen Größe und Bequemlichkeit in der Handhabung verwendet. Es gibt mehrere Orte, an denen eine chronischeKatheter kann innerhalb eines Tieres gestellt werden, einschließlich der Halsschlagader, Bauchschlagader, Halsschlagader und der Femoralarterie, um nur einige zu nennen. Die Ratte femoral Standort für chronische Katheterisierung führt zu einer erhöhten Länge der Katheter Durchgängigkeit und hatte die schnellste Erholung der präoperativen Tier Gewicht im Vergleich zu anderen Standorten Katheter 9. Zahlreiche Forscher haben verwendet Verweilkatheter für akute sowie chronische Blutentnahme 1-5,11-13. In vielen Studien mehrere Blutabnahmen sind eines Tieres erforderlich und externe Kanülierung / Katheterisierung ist eine Methodik, die vorteilhaft aufgrund ihrer nicht-traumatischer Natur ist, außerdem kann es geschehen, während das Tier bei Bewusstsein ist, wird also nicht durch die Wirkung von Anästhetika beschränkt und auch das Tier frei bewegen 1,10. Die beste Methode, mit der Blutproben zu erhalten und zu Stresshormone bei Nagern zu messen ist seit langem 6,13 debattiert. Im Hinblick auf die Pharmakokinetik studies erlaubt Katheterisierung der Forschung Tier wiederholt Blutproben mit minimaler Zurückhaltung bei der Verwendung eines chronisch implantierten Katheter-System. Darüber hinaus haben Studien reduzierte basale Konzentrationen von Adrenalin, Noradrenalin und Dopamin im Plasma von sich frei bewegenden Ratten (Vena Katheter) im Vergleich zu Tieren, die behandelt worden sind (30 Sekunden) und oder zurückhaltend (5 Minuten) 14 gezeigt. Eine weitere Methode, mit der Zunahme der Belastung zu erkennen, um durch Messung Plasma Corticosteron Ebenen. Bisher wurde vermutet, dass auch nach drei Minuten vor vier Tagen chirurgischen Recovery-Zeiten, dass Plasma-Corticosteron Ebenen in der chronischen kanülierten Ratten 15 wurden erhöht. Allerdings haben die jüngsten Verbesserungen in der Methodik ermittelt, dass es keine Unterschiede in der Baseline-Plasma-Corticosteron Ebenen in die Jugularvene kanülierten Ratten im Vergleich zu uncannulated Ratten 16. Darüber hinaus HPLC-Methode für Corticosteron Analyse ergab auch, dass corticosterFallstecker durch Zurückhaltung Stress erhöht, aber stabil, nachdem Vena Katheterisierung 16. Ein zusätzlicher Einsatz von chronischer Katheterisierung ist die Messung von Blutdruck und Herzfrequenz bei Nagetieren. Es gibt mehrere Methoden, die genutzt werden, um den Blutdruck und die Herzfrequenz in der Ratte zu messen sind, dazu gehören die nicht-invasive Schwanz Manschette Methoden, Radiotelemetrie Verfahren und direkte Verweilkatheter. Jede Methode hat ihre Vor-und Nachteile, die im Detail in anderen Publikationen beschrieben sind. Indwelling Flüssigkeit gefüllte Katheter kann in mehrere Arterien innerhalb der Ratte implantiert werden. Die Femoralarterie ist nur eine Arterie, die für diese Maßnahme verwendet werden können. Für Blutdruck / Herzfrequenz misst, ist das distale Ende des Katheters mit einem kalibrierten Druckmessumformer verbunden. Der Katheter kann in eine schützende Feder, die an einem Schwenkarm verbunden ist, um freie Bewegung des Tieres erlauben untergebracht werden, oder an eine Schaltfläche chirurgischentisch an das Tier implantiert. Dauerkatheter haben den Vorteil der Minimierung der langfristigen Belastung des Tieres 17,18. Neben den Materialien sind preiswert, ist die Kalibrierung einfach für Druck misst und kontinuierliche langfristige Maßnahmen können unter den Bedingungen der relativ geringen Belastung für viele Wochen 19 bezogen werden. Wir wäre nachlässig, wenn wir nicht erwähnen, dass es Nachteile dieser Technik, einschließlich, es ist ein chirurgisch-invasive Technik ist, ist die Wartung des Katheters erforderlich, um die Durchgängigkeit, Schäden an der Arterie durch die Implantation des Katheters und die Aufrechterhaltung Potenzial der Infektion um einige zu nennen. Bei chronischen Maßnahmen des Blutdrucks direkte Aufnahmen von chronisch implantierten arteriellen Katheter sind technisch anspruchsvoll, aber sind genauer und kann kontinuierlich, ohne die Tiere getan werden. Tail-Manschette Messungen sind weniger genau, aber sie nicht operiert werden und kann auch wiederholthg. Tail-Manschette Methoden erfordern sowie Handhabung Erwärmung des Tieres bis zum Schwanz Schiffe erweitern, um den Nachweis der Puls 20 zu erleichtern. Handhabung und den zusätzlichen Hitzestress kann Auswirkungen auf den Blutdruck-Messungen, also nicht, dass wirklich genau misst. Außerdem sieht die non-direct tail-cuff-Methode nicht zulassen, einfach gleichzeitige Blutentnahme oder Medikamentengabe. Eine weitere Methode, durch die direkte Maßnahme erreicht werden kann, ist mit telemetrischen Methoden. Telemetry ermöglicht hochwertige Aufnahmen des Blutdrucks (und andere Maßnahmen) kontinuierlich für längere Zeit in der bewussten frei beweglichen Tieren ohne Zurückhaltung oder Anästhetika 18. Allerdings, Telemetrie-Geräte, während ideal sind sehr teuer. Wenn die Telemetrie Vergleich gehören Katheterisierung Vorteile: verringerte &quot;setup&quot; und Betriebskosten, die Fähigkeit, leicht zu verwalten Drogen und leicht nehmen Blutproben in bewusster frei beweglichen Tieren. Die administriertion von Medikamenten und Substanzen, und, um Blutproben aus der Forschung Tier kann geschehen, während minimal der Tiere zu stören, damit Minimierung von Stress für das Tier und damit für eine genauere Messung werden.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Typ </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Arteriellen Katheter </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> SAI Infusion </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Venenkatheter </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> Scientific Commodities, Inc. </td><td> BB518-20 &amp; BB31785-V / 2 </td></tr><tr><td> 27g 1 / 2 &quot;stumpfen Nadel </td><td> Ausrüstung </td><td> Integrierte Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;stumpfen Nadel </td><td> Ausrüstung </td><td> Integrierte Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Ausrüstung </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 / &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Quad-Brücke</a> </td><td> Ausrüstung </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7,2</a> </td><td> Software </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">BP Transducer mit Hahn &amp; Cable</a> </td><td> Ausrüstung </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Single Channel Swivel </td><td> Ausrüstung </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Single Axis-Counter Balance Swivel Mount </td><td> Ausrüstung </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Covance Infusion Harness </td><td> Ausrüstung </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Table Top Isofluran-Narkose-Einheit </td><td> Ausrüstung </td><td> Protech International, Inc. </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Rodent Anesthesia Mask </td><td> Ausrüstung </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Rodent Induction Kammer </td><td> Ausrüstung </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RIC-01 </td></tr><tr><td> Anästhesie Gas Filterbehälter </td><td> Ausrüstung </td><td> Protech Internationalenal, Inc. </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Tabletop Laminar Flow Hood </td><td> Ausrüstung </td><td> Sentry Air Systems, Inc. </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster Golden A5 </td><td> Ausrüstung </td><td> Oster Professional Products </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> Fiber Optic Light mit Dual-Schwanenhals-Führer </td><td> Ausrüstung </td><td> LW Scientific, Inc. </td><td> ILL-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> Deltaphase Isotherme Pad </td><td> Ausrüstung </td><td> Braintree Scientific </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Wattestäbchen </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> Solon Manufacturing Company </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Gazetupfer 2 &quot;x2&quot; </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> Kendall cherheit </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> 5-0 Nylonfaden </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> 4-0 Seidenfaden </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> Deknatel </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Gewebekleber </td><td> Verbrauchsmaterial </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Splinter &amp; Fasszange </td><td> Ausrüstung </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Studentische Tissue Zange </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Pinzetten / Pinzette Bracken </td><td> Ausrüstung </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Extra Fine Graefe Zange </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Olsen-Hegar Nadelhalter </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Studentische Halsted-Mosquito Hemostat </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean Kraftp </td><td> Ausrüstung </td><td> Biomedical Research Instruments, Inc. </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Studentische Chirurgische Schere </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Dumont Pinzetten </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro Präparierscheren </td><td> Ausrüstung </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Strabismus Schere </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hartman Hemostat </td><td> Ausrüstung </td><td> Feine Science Tools, Inc. </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Tissue Scissors </td><td> Ausrüstung </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Retractor </td><td> Ausrüstung </td><td> Custom Made </td><td></td></tr></tbody></table>

femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements

In mehreren Bereichen der Studie, die das Kreislaufsystem in Laborstudien Zugang erforderlich ist. Pharmakologische Studien an Ratten mit chronisch implantierten Kathetern ermöglichen ein Forscher, um effektiv und human zu verwalten Substanzen, führen wiederholte Blutentnahme und hilft bei der bewussten direkten Messungen von Blutdruck und Herzfrequenz. Sobald der Katheter implantiert langfristige Probenahme ist möglich. Durchgängigkeit und Katheter Leben hängt von mehreren Faktoren ab, einschließlich der Sperre Lösung, Spülen Regime und Katheter Material. Dieses Video demonstriert die Methodik der Femoralarterie und Katheterisierung der Ratte. Darüber hinaus wird das Video demonstrieren die Verwendung der femoralen venösen und arteriellen Katheter zur Blutentnahme, Medikamentengabe und die Nutzung des arteriellen Katheter in den Messungen von Blutdruck und Herzfrequenz in eine bewusste frei beweglichen Ratten. Eine Leine und Geschirr an einem Schwenk-System wird damit das Tier ho werdeneingesetzt und haben Proben entnommen, indem die Forscher mit minimalen Unterbrechungen für das Tier. Zur Aufrechterhaltung Durchgängigkeit des Katheters ist eine sorgfältige tägliche Pflege des Katheters erforderlich mit Lock-Lösung (100 U / ml heparinisierten Kochsalzlösung), maschinell geschliffen stumpfe Spitze Injektionsnadeln und die Verwendung von Spritzenvorsatzfilter, Verunreinigungen zu minimieren. Mit einer sorgfältigen aseptischen chirurgischen Techniken, richtige Katheter Materialien und sorgfältige Wartung Katheter-Techniken ist es möglich, Patent-Katheter und gesunde Tiere für längere Zeit (mehrere Wochen) aufrecht zu erhalten.

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Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Chronische Katheterisierung von Blutgefäßen in der Ratte ist oft für die Verwaltung von Stoffen erforderlich, erhalten Blutprobe über einen Zeitraum oder für den direkten bewussten Blutdruckmessungen. Femoralarterie Katheterisierung der Ratte und entsprechende Messungen des Blutdrucks in der bewussten Tier nachgewiesen werden.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

123.9K Aufrufe.  Michigan State University. Chronische Katheterisierung von Blutgefäßen in der Ratte ist oft für die Verwaltung von Stoffen erforderlich, erhalten Blutprobe über einen Zeitraum oder für den direkten bewussten Blutdruckmessungen. Femoralarterie Katheterisierung der Ratte und entsprechende Messungen des Blutdrucks in der bewussten Tier nachgewiesen werden.

Serie: Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Forschung

Medizin

Quantification of the Immunosuppressant Tacrolimus on Dried Blood Spots Using LC-MS/MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United States. Tacrolimus is a narrow therapeutic index drug and as such requires therapeutic drug monitoring and dose adjustment based on its whole blood trough concentrations. To facilitate home therapeutic drug and adherence monitoring, the collection of dried blood spots is an attractive concept. After a finger stick, the patient collects a blood drop on filter paper at home. After the blood is dried, it is mailed to the analytical laboratory where tacrolimus is quantified using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) in combination with a simple manual protein precipitation step and online column extraction.
For tacrolimus analysis, a 6-mm disc is punched from the saturated center of the blood spot. The blood spot is homogenized using a bullet blender and then proteins are precipitated with methanol/0.2 M ZnSO4 containing the internal standard D2,13C-tacrolimus. After vortexing and centrifugation, 100 &#181;l of supernatant is injected into an online extraction column and washed with 5 ml/min of 0.1 formic acid/acetonitrile (7:3, v:v) for 1 min. Hereafter, the switching valve is activated and the analytes are back-flushed onto the analytical column (and separated using a 0.1% formic acid/acetonitrile gradient). Tacrolimus is quantified in the positive multi reaction mode (MRM) using a tandem mass spectrometer.
The assay is linear from 1 to 50 ng/ml. Inter-assay variability (3.6%-6.1%) and accuracy (91.7%-101.6%) as assessed over 20 days meet acceptance criteria. Average extraction recovery is 95.5%. There are no relevant carry-over, matrix interferences and matrix effects. Tacrolimus is stable in dried blood spots at RT and at +4 &#176;C for 1 week. Extracted samples in the autosampler are stable at +4 &#176;C for at least 72 hr.

Here we describe a high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) assay to quantify the immunosuppressant tacrolimus in dried blood spots using a simple manual protein precipitation step and online column extraction.

Die Quantifizierung des Immunsuppressivums Tacrolimus auf Getrocknetes Blut mittels LC-MS / MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring cardiomyocytes lost due to injury and disease. In contrast to the robust cardiac regeneration of certain lower vertebrates, adult mammalian hearts typically show minimal capacity for heart regeneration and repair. However, recent studies have sparked considerable scientific interest with the finding that, between postnatal day 1 to 7 (P1 to P7), the neonatal mouse heart retains significant regenerative potential after apical resection (i.e., surgical amputation and exposure of left ventricular apex). One major controversy over this finding might be due to the diverse surgery-related procedures used in efforts to replicate or expand upon this important finding. These instructions dynamically present the materials and methodology for apical resection in a mouse model. The salient steps of this rodent survival surgery involve hypothermia anesthesia, thoracotomy, surgical amputation of heart ventricular apex, and suture and recovery of mice. The approach described could expand the application of the apical resection mouse model for cardiovascular research.

A step-by-step video protocol of apical resection is demonstrated in this study. Apical resection is a recently highlighted surgical approach in mammalian heart regeneration research. This study may promote the application of apical resection as a standard methodology in research into the mechanism underlying heart regeneration.

Wurzelspitzenresektion Mausmodell zur frühen Säugetierherzregeneration Studieren

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Shunt-Chirurgie, Rechtsherzkatheter und Gefäß Morphometry in einem Rattenmodell für Durchfluss-induzierte pulmonale arterielle Hypertonie

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Ein chronischer kardialer Ischämie-Modell bei Schweinen, die mit einem Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Routine Screening Method for Microparticles in Platelet Transfusions

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood banks. Cells fragment off microparticles (MP) when they are stressed. Blood and blood components may contain cellular fragments from a variety of cells, most notably from activated platelets. When performing their roles as innate immune cells and major players in coagulation and hemostasis, platelets change shape and generate microparticles. With dynamic light scattering (DLS)-based microparticle detection, it is possible to differentiate activated (high microparticle) from non-activated (low microparticle) platelets in transfusions, and optimize the use of this scarce blood product. Previous research suggests that providing non-activated platelets for prophylactic use in hematology-oncology patients could reduce their risk of becoming refractory and improve patient care. The goal of this screening method is to routinely differentiate activated from non-activated platelets. The method described here outlines the steps to be performed for routine platelet inventory management in a hospital blood bank: obtaining a sample from a platelet transfusion, loading the sample into the capillary for DLS measurement, performing the DLS test to identify microparticles, and using the reported microparticle content to identify activated platelets.

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative in hospital blood banks. The goal is to differentiate activated from non-activated platelets to optimize the use of platelets. Providing non-activated platelets to hematology-oncology patients might reduce their high risk to become refractory.

Routine-Screening Methode für Mikropartikel in Thrombozytentransfusionen

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood ...

Absorbent Microbiopsy Sampling and RNA Extraction for Minimally Invasive, Simultaneous Blood and Skin Analysis

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, we describe the protocol for using&#160;an absorbent microneedle-based device, absorbent microbiopsy, for minimally invasive sampling of skin and blood mixture. Our goal is to help facilitate rapid progress in clinical research, the establishment of biomarkers for skin disease and reducing the risk for clinical research participants. In contrast to conventional skin biopsy techniques, the absorbent microbiopsy can be performed within seconds and does not require intensive training due to its simple design. In this report, we describe the use of absorbent microbiopsy, including loading and application, on a&#160;volunteer. Then, we show how to isolate RNA from the absorbed sample. Finally, we demonstrate the use of quantitative reverse transcription PCR (RT-qPCR) to quantify mRNA expression levels of both blood (CD3E and CD19) and skin (KRT14 and TYR). The methods that we describe utilize off the shelf kits and reagents. This protocol offers a minimally invasive approach for simultaneous sampling of skin and blood within the same absorbent microbiopsy matrix. We have found human ethics committees, clinicians and volunteers to be supportive of this approach to dermatological research.

In this article, we demonstrate how the absorbent microbiopsy technique is performed and how the sample can be used for RNA extraction for simple and simultaneous sampling of skin and blood in a minimally invasive manner.

Saugfähige Microbiopsy Probenahme und RNA-Extraktion für Minimal-Invasive, gleichzeitige Blut und Hautanalyse

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

Gleichzeitige Elektrokardiographie Aufnahme und Invasive Blut Druckmessung bei Ratten

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...