Diese Studie wurde von der Gewährung Nihm R01 und R21 MH091816 MH084043 TDG unterstützt.

1. Materialien und Methode 1.1. Die Wassertanks Der zylindrische Tanks (30 cm Höhe x 20 cm Durchmesser) für die Maus Forced Swim Test (FST) in unserem Labor erforderlich sind, aus transparentem Plexiglas gebaut, da dieses Material in der Lage, die häufige Bewegung des Tanks und Unfälle besser als Glas widerstehen. Der Wasserstand ist 15 cm aus dem Boden und sollte auf dem Tank, um sicherzustellen, dass das Volumen des Wassers konsistent Mäusen markiert werden. Die Zahl der Tanks sollte idealerweise mindestens doppelt so viele wie die Anzahl der Mäuse zu einem Zeitpunkt getestet, so dass der zweite Wassertank befüllt werden kann, während der erste Satz ist im Einsatz sein. Die Abmessungen der Tanks sollte in einer Weise, dass die Mäuse nicht in der Lage auf den Boden des Behälters berühren, entweder mit den Füßen oder mit dem Schwanz, während der Baden-Test ausgewählt werden. Die Höhe des Tanks sollte hoch genug sein, um die Mäuse an der Flucht aus dem Tank zu verhindern. Bitte beachten Sie,dass der Durchmesser der Tank und die Tiefe des Wassers sind wichtige Parameter, die angepasst an das Verhalten von Mäusen (für eine detaillierte Analyse dieser Fragen siehe 1-3) ändern können. 1.2. Thermometer A wasserdicht Infrarot-Thermometer ist vorzuziehen, da eine schnelle Messung der Temperatur reduziert die benötigte Zeit, um den Test durchzuführen. Allerdings wird ein Glas Quecksilber-Thermometer auch ausreichend sein, für diese Aufgabe. 1.3. Timer 1.4. Video Aufnahmegerät Wir verwenden eine Videokamera um ein Stativ. Da dieser Test in der Regel umfasst mehrere Tiere zur gleichen Zeit getestet werden Livescoring sehr schwierig und nicht ratsam. Die Videokamera sollte in ausreichend hoher Auflösung aufzeichnen zu einer Bildqualität, die später für Verhaltens-Scoring verwendet werden rendern. Achten Sie darauf, genügend Speicherkarten mit in die Kamera, bevor starting des Tests. Wir verwenden eine Video-Kamera, die digital Datensätze ohne den Einsatz mechanischer Medien (zB Video-Kassette), so dass für die digitale Übertragung von Videos. Wenn es übermäßige Reflexionen auf die Panzer, die in Labor-Umgebungen mit Overhead Fluoreszenzbeleuchtung auftreten können, sind, möchten Sie vielleicht eine polarisierende Linse Filter mit Ihrer Kamera verwenden. 1.5. Dividers In unserem Labor haben wir zwei Sätze von Teilern (35 cm Höhe x 22 cm Breite x 22 cm Tiefe). Diese sind rechteckig mit drei Wänden und sind sowohl als Hintergrund und als Raumteiler zwischen den Tanks, um Mäuse einander sehen, während der Prüfung und möglicherweise zu verändern ihr Verhalten zu verhindern. Ein Satz kann für Albino und helle Tiere schwarz, die andere einstellen können helle für dunkle Tiere werden, um einen hohen Kontrast zu rendern. Der Versuchsleiter sollte sicherstellen, dass die Oberflächen der Trennwände sind nicht übermäßig reflektierende, so dass sie Kamerabilder ändern oder machen große differences zwischen Beleuchtungsstärke. 1.6. Weißes Rauschen-Generator Dies ist im Labor Umgebungen, in denen plötzliche laute Geräusche hörte, dass würde möglicherweise erschrecken die Tiere werden musste. Der Rauschgenerator wird Maske wie intermittierende störende Geräusche. Die Lautstärke des weißen Rauschens Generator zu wählen, über andere Umgebungs-und unerwartete Geräusche werden. In unseren experimentellen Raum Geräuschpegel der Umgebung (ohne das weiße Rauschen-Generator aktiviert) beträgt 60 dB. Die gesamte Lärmpegel mit dem weißen Rauschen-Generator an der Stelle, wo die Tanks platziert aktiviert ist 70-72 dB. Allerdings ist darauf hinzuweisen, dass diese Zahlen nur als Beispiel zur Verfügung gestellt werden, und jedes Labor sollte das Recht Geräuschpegel entsprechend ihrer einzigartigen Umgebung und Umstände zu wählen. 1.7. Trocknung von Papier und Wärmelampe Vor Rücksendung der Tiere auf ihre Käfige, ist es wichtig, trockensie vorsichtig mit Küchenpapier und es ist hilfreich, eine Wärmelampe verwenden (sicher sein, die Belichtung Temperatur nicht über 32 ° C), um eine Unterkühlung zu verhindern. 2. Behavioral Procedures <ol><li> Der gesamte Versuchsaufbau widerspiegeln richtigen Ausgleich zwischen Variablen für Ihre Experimente. Zum Beispiel in unseren Experimenten versuchen wir, jede Gruppe gleich in jeden FST-Sitzung (dh, wenn es vier Behandlungsgruppen sind, jeder wird in jeder Sitzung vertreten sein) vertreten. Auch Mäuse gedreht werden, sind derart, dass Mäuse aus jeder Behandlungsgruppe in einen anderen Tank in jeder Sitzung gesetzt. </li><li> Legen Sie die Kamera und die Teiler in Position. Die Kamera sollte so nah wie möglich sein, um die höchstmögliche Auflösung der Mäuse zu erhalten. </li><li> Die Tanks sollten mit Leitungswasser bei Raumtemperatur (23-25 ​​° C), um die festgelegte Höhe, die an der Tankwand gekennzeichnet ist befüllt werden. Wenn Ihre Anlage nicht konstant warm / kalt water, können Sie warmes Wasser und / oder Eis vorzubereiten, um schnell bringen das Wasser auf die richtige Temperatur. Prüfen Sie die Wassertemperatur mit dem Infrarot-Thermometer. Eine für das Niveau von heißem Wasser und einer zweiten Marke für die Zugabe von kaltem Wasser - - Alternativ, wenn die Temperaturen von heißem und kaltem Wasser konstant sind in Ihrer Einrichtung können Sie auf dem Tank beiden Marken ziehen, um nahe an die richtige endgültige Wassertemperatur schnell. </li><li> Starten Sie das weiße Rauschen, wenn verwendet wird, bevor die Mäuse auf den Prüfraum eingebracht werden. Der Pegel des weißen Rauschens sollte nur genug, um Außengeräusche Maske. Vermeiden Sie eine hohe Lautstärke und stellen Sie sicher, das gleiche Niveau von weißem Rauschen wird für alle Tiere verwendet. </li><li> Bringen Sie die Tiere in den Testraum. Wenn die Kolonie, wo die Tiere leben und den Testraum benachbart sind oder sehr nahe beieinander liegen, sind die Umgebungsbedingungen ähnlich und die Störung während der Bewegung des Käfigs ist minimal, so ist keine Akklimatisierung period notwendig sein wird. Andernfalls setzen Sie die Tiere in den Prüfraum für einen Zeitraum von Akklimatisation (in der Regel mindestens eine Stunde). Wenn ein Akklimatisierungsperiode ist notwendig, sicherzustellen, dass die Tiere eingewöhnt nicht von den Mäusen wird zur gleichen Zeit im gleichen Raum getestet betroffen sein. Bitte beachten Sie, dass Geruchs-und Ultraschall-Signale von den anderen Tieren im gleichen Raum platziert werden können erfasst werden. </li><li> Starten Sie Videoaufnahmen, bevor die Tiere in die Wassertanks. </li><li> Halten Sie das Tier am Schwanz, und langsam und vorsichtig in das Wasser statt. Nachdem die Mäuse im Wasser, langsam loslassen den Schwanz. Typischerweise werden mit diesem Verfahren den Kopf des Tieres entfernt, unter Wasser getaucht zu verhindern. </li><li> Legen Sie die Maus in die Tanks in einer Reihenfolge, in der die Behinderung der Aufnahme minimiert werden. Dieser Auftrag sollte natürlich in Verbindung mit dem Ausgleich von Gruppen und anderen spezifischen Anforderungen für Ihr experimentelles Design entschieden werden. </li><li>Sobald alle Mäuse sind in den Tanks-Start des Countdowns auf die Stoppuhr. Die üblichen Teststrecke für Mäuse beträgt sechs Minuten in der FST. </li><li> Während des Tests sicher sein, Sie sind in einem angemessenen Abstand von den Tieren und machen keine Bewegungen oder Geräusche, die von den Tieren bemerkt werden kann. Mäuse können sich leicht in Wasser schwimmen, aber wenn entweder ein neuer Stamm von Mäusen oder einer neuen Verbindung wird ohne Vorkenntnisse ihre Wirkung auf Schwimmverhalten getestet, der Versuchsleiter sollte die Tiere genauer zu überwachen. Im Gegensatz zu Ratten, Mäusen zu tun in der Regel nicht während des FST tauchen jedoch im Falle des Tauchens mit der Maus aus dem Tank entfernt werden sollte. Wenn der Experimentator den Raum verlässt den Mäusen per Video für den Fall, dass eine Maus kann nicht behaupten, Schwimmen und schwimmende Verhalten und auf die Probe gegebenenfalls zu stoppen sollten überwacht werden. </li><li> Am Ende der 6 Minuten Testzeit die Aufnahme zu beenden. In unserem Labor zeigen, dass wir einen Zettel vor die Kamera, dass die Tiere identifiziert ganz am Endejeder Aufnahme. Bei dieser Vorgehensweise die einzelnen anschließend Scoring wird die Aufnahme nicht, die Identität der Tiere, da die Identität ist erst ganz am Ende der Aufnahme angezeigt. Dies verhindert, dass Identifikations-und Aufzeichnungspflichten Probleme, die später auftreten können, in Bezug auf die Aufnahmen. Unabhängig von der Aufzeichnungspflicht Strategie, die verwendet wird, sollte es eindeutig die Tiere und auch verhindern, dass die einzelnen später erzielte der Test aus Kenntnis von Gruppenzugehörigkeiten. </li><li> Entfernen Sie die Tiere aus dem Wasser an ihren Schwänzen in der gleichen Reihenfolge, dass man sie in und schonend trocknen sie mit einem Trocknen von Papier und legen Sie wieder in ihre homecage. </li></ol> 3. Behavior Analysis <ol><li> Die Maus-Version von FST ist in der Regel, von Anfang bis Ende, sechs Minuten lang. Allerdings, in der Regel nur die letzten 4 Minuten des Tests analysiert werden. Dies ist aufgrund der Tatsache, dass die meisten Mäuse sehr aktiv sind, zu Beginn des FST, und die pOTENTIAL Wirkungen der Behandlung kann während der ersten zwei Minuten verdunkelt werden. </li><li> In unserem Labor stellen wir Ihnen die Video-Dateien direkt von der Kamera an einen PC und führen Sie die Analyse auf dem PC. </li><li> Während der Verhaltensanalyse ist die Zeit, die jeder Maus verbringt mobilen gemessen. Der Gesamtbetrag der Mobilität der Zeit wird dann aus den 240 Sekunden der Testzeit subtrahiert und wird dann als die Unbeweglichkeit der Zeit angegeben. Während es möglich ist, die Unbeweglichkeit der Zeit direkt zu messen, die in unserem Labor haben wir festgestellt, es einfacher zu erkennen und zu messen aktiven Bewegungen, anstatt das Fehlen solcher Bewegungen. </li><li> Der wichtigste Aspekt der Verhaltensanalyse und in der Regel die größte Quelle der Variabilität zwischen den Beobachtern in der FST ist die korrekte Identifizierung von Bewegungen, die als bona fide Mobilität gezählt werden. Unsere operationale Definition für die Mobilität in der FST ist jede Bewegung, die nicht notwendig, um die Körperbalance und halten den Kopf über dem Wasser 4. Mäuse in der Regel schwimmen in Wasser leicht, aber sie noch manifest kleine Bewegungen, ihren Körper Gleichgewicht und halten ihre Köpfe über dem Wasser. Diese Verhaltensweisen sind kein Versuch, zu entkommen und sollte nicht als Mobilität erzielt werden. Auch nach einem Anfall von Mobilität, auch wenn im wesentlichen unbeweglich, können Mäuse noch im Wasser treiben als Folge der Dynamik. Diese Bewegungen sollten auch nicht als Mobilität erzielt werden. </li><li> In unserem Labor verwenden wir ein On-Screen-Stoppuhr-Software (XNote Stoppuhr, dnSoft Research Group) für Zeitmessungen. Zwei getrennte Stoppuhren werden auf dem Bildschirm verwendet. Die erste Stoppuhr zählt von 240 Sekunden und warnt den Betrachter, wenn die Verhaltensanalyse endet. Die zweite Stoppuhr misst die Zeit mobil. Einige Stoppuhr-Software hat die Fähigkeit, Schlüssel zuordnen zu starten und zu stoppen Funktionen, so dass auf dem Bildschirm Stoppuhren von der Tastatur gesteuert werden kann. In unserem Labor statt einer normalen Tastatur, verwenden wir ein Eingabegerät allgemein bekannt alsa &#39;Gamepad&#39;, um den Stoppuhren zu kontrollieren. </li><li> Bei Verwendung eines PC zur Unbeweglichkeit zu quantifizieren, wenn es mehr als eine Maus getestet und auf dem Bildschirm, ist es eine gute Idee, die anderen Tiere decken (man kann ein anderes Programm-Fenster verwenden oder körperlich Abdeckung des Bildschirms mit Papier), so dass ihre Bewegungen werden nicht davon ablenken, den Betrachter. </li><li> Wenn ein On-Screen-Stoppuhr verwendet wird, sicher sein, alle, aber die Millisekunde Dezimalstellen der Stoppuhr zu decken. Der Grund dafür ist, um Verzerrungen in den Beobachter zu verhindern, solange noch die Möglichkeit, festzustellen, ob die Uhr läuft oder nicht läuft. Da der Beobachter, während blind für die Gruppenzugehörigkeit der Tiere, eine allgemeine Vorstellung von Maß an Mobilität bei den Mäusen haben wird, kann es eine gewisse Tendenz auftritt, wenn sie erlaubt ist, um den Gesamtbetrag der Mobilität Zeitpunkt für das betreffende Maus vergangen zu sehen vor Abschluss der Analyse-Sitzung. Durch die Abdeckung der Stoppuhr, wird sie nur wissen, ob die Stoppuhr-oder ausgeschaltet ist an jedem Punkt, aber will nicht wissen, die insgesamt verstrichene Zeit und kann daher nicht von einer Voreingenommenheit erfolgen. </li><li> Ein inter-Reliabilität Test sollte für jeden neuen Beobachter durchgeführt werden, bevor Daten von Versuchstieren zu sammeln. In unserem Labor, jedes neue Beobachter ersten Uhren ein erfahrener Beobachter Scoring. Nach den neuen Beobachter gewinnt Vertrauen, um die Mobilität von Unbeweglichkeit zu unterscheiden, sie dann Partitur mit dem erfahrenen Beobachter beobachten und darauf hingewiesen Fehler. Sobald diese Phase erfolgreich abgeschlossen ist, wird die neue Beobachter analysieren eine bestimmte Gruppe von FST Videos, die wir halten in unserem Labor für Schulungszwecke. Erst nach ein hohes Maß an inter-observer Korrelation mit dem erfahrenen Beobachter erhält nicht einen Ermittler mit der Analyse FST Videos in realen Experimenten. Wir archivieren die Daten aus diesen Trainings-Analysen auf einen internen Standard für das Labor für die zukünftige Verwendung darstellen. Wir haben Unterschiede zwischen den Stämmen in der Art und Weise, in der sie ausdrücken mobi beobachtetkeit (und Unbeweglichkeit) Verhalten und meine Unbeweglichkeit Zeit zwischen den Geschlechtern. Wenn ein neuer Stamm, Geschlecht oder genetisch veränderte Maus-Modell im Labor getestet wird, ist es notwendig, wieder verpflichten diese Art der Zuverlässigkeitsanalyse. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse Es gibt deutliche Unterschiede zwischen genetisch verschiedenen Inzucht-und outbred Mausstämme in Bezug auf ihre Grundlinie Unbeweglichkeit und die Reaktion auf ein bestimmtes Medikament 5-11. Zum Beispiel haben wir festgestellt, Differential Antidepressiva-ähnliche Reaktionen auf Lithium in einem Panel von Mausstämmen (Abbildung 1) 5. Experimentelle Einzelheiten dieses Experiments sind in Can et al., 2011 5 veröffentlicht. <img src="/files/ftp_upload/3638/3638fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Immobilität Zeit (in Sekunden) in die Forced Swim Test, fünf Stunden nach einer einzigen ip Injektion von Kochsalzlösung, 200, 300 oder 400 mg / kg in verschiedenen Inzucht-und outbred Mausstämme. *: P &lt;0,05, **: p &lt;0,01, ***: p &lt;0,001 bezeichnen einen signifikanten Unterschied im Vergleich zu Kochsalzlösung Gruppe, Dunnett-post-hoc Test. Die Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt. Anzahl der Tiere pro Gruppe für jeden Stamm ist 6-8 (Abbildung aus 5 wiedergegeben). Nicht alle Mausstämme eignen sich für die FST. Einige Stämme, wie Black Swiss, NIH Swiss und FVB / NJ zeigen wenig oder fast keine Unbeweglichkeit unter Kontrollbedingungen, bietet einen Boden-Effekt (Abbildung 1) 5. Das Fehlen von Baseline Unbeweglichkeit verhindert wirkungsvoll Nachweis einer antidepressiven Wirkung der experimentellen Manipulationen. Es ist auch möglich, während sehr selten, dass einige Maus-Stämme können abweichend verhalten und tauchen Sie ein in den Tank während des Tests, obwohl sie schwimmen können. Ein solcher Stamm ist DBA/1OlaHsd (unveröffentlichte Beobachtung in unserem Labor). Solche Stämme sind nicht geeignet für die FST. Aus diesem Grund tauchen Risiko jedoch small, beim Testen einer neuen Sorte, die nicht zuvor in den FST oder eine Maus beherbergt eine neuartige genetische Manipulation getestet, ist es unerlässlich, genau zu beobachten die ersten Versuche an Mäusen zu retten, wenn sie in potenziell schädliche Verhaltensweisen zu engagieren. In der experimentellen Design hier beschriebenen, mehrere Tiere (bis zu fünf) sind zur gleichen Zeit getestet. Während die Teiler verwenden wir verhindern Mäuse einander sehen, während des Tests und die weiße Rauschen wird unterdrückt hörbare Laute, hat unser Set-up nicht verhindern, dass alle Ultraschall-oder Geruchssinn aus übertragen werden. Obwohl unwahrscheinlich, dass die Art der Prüfung gegeben, könnten diese beeinflussen das Verhalten von Mäusen. Eine Lösung für dieses Problem wäre es, die Tiere einzeln zu testen. Allerdings hat dieser Ansatz seine eigenen Probleme. Zum Beispiel, allgemein, die Tiere in jeder Session geprüft von der gleichen homecage kommen. Dies ermöglicht Randomisierung und ein Gegengewicht zu der experimentellen Variablen. Testing Mäusen einzelnenly würde bedeuten, eine Maus zu einer Zeit, aus der homecage. Dies führt dazu, wiederholt Stress und Störungen der sozialen Hierarchie in den Käfig unter den anderen hinter sich gelassen. Ein weiteres Problem mit der Prüfung einzeln sind die zeitlichen Beschränkungen. Testen einer Maus zu einer Zeit, wird das Experiment in vielen Stunden was zu einer Situation, in der Mäuse zu verschiedenen Zeiten des zirkadianen Zyklus getestet werden zu erweitern. Dies kann zu verwechseln Tageszeit Effekte. Die Forscher sollten diesen Fragen im Hinterkopf behalten, während der Gestaltung ihrer Experimente.

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Autoren erklären, keine Interessenkonflikte.

Der FST (manchmal auch als Porsolt Swim Test) wurde erstmals für Ratten entwickelt und dann für Mäuse durch Porsolt und Kollegen 12,13 modifiziert. Zusätzlich zu den oben beschriebenen Protokoll erfolgreich in unserem Labor haben eine Reihe von weitgehend subtilen Test Modifikationen veröffentlicht worden (siehe HASCOET und Bourin für eine vollständige Überprüfung 1). Es ist ein verbreiteter Test zur Beurteilung der Wirksamkeit von Antidepressiva und die Auswirkungen verschiedener Verhalte...

<ul><li> Wassertanks </li><li> Thermometer </li><li> Timer </li><li> Videokamera </li><li> White Noise Generator (optional) </li><li> Trocknendes Papier </li></ul>

the mouse forced swim test

Der Forced Swim Test ist ein Nagetier Verhaltenstest für die Auswertung von Antidepressiva, antidepressive Wirksamkeit von neuen Verbindungen und experimentelle Manipulationen, die beim Rendern oder verhindert depressive wie Staaten gerichtet werden. Mäuse sind in eine unausweichliche transparenten Behälter, die mit Wasser gefüllt ist und ihre Flucht im Zusammenhang Mobilitätsverhalten wird gemessen platziert. Der Forced Swim Test ist unkompliziert, zuverlässig durchzuführen, und es erfordert nur minimale Ausrüstung zur Verfügung. Erfolgreiche Umsetzung des Forced Swim Test erfordert die Einhaltung bestimmter Einzelheiten des Verfahrens und die Minimierung der ungerechtfertigten Belastung der Mäuse. In dem Protokoll Beschreibung und den beigefügten Video erläutern wir, wie Sie die Maus-Version dieses Tests mit dem Schwerpunkt auf potenzielle Fallstricke, die sich nachteilig auf die Interpretation der Ergebnisse und wie sie vermieden werden können befragen. Darüber hinaus erklären wir, wie das Verhalten in den Test manifestiert bewertet werden.

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The Mouse Forced Swim Test

Der Forced Swim Test wird als ein experimenteller Ansatz, um mögliche antidepressive Wirksamkeit in Nagetieren zu beurteilen validiert. Versuchstiere werden in einen Behälter mit Wasser und die Flucht-bezogene Mobilitätsverhalten gelegt wird quantifiziert. Das gemeinsame Verfahren für die Maus-Version dieses Tests sind beschrieben.

Die Maus Forced Swim-Test

The forced swim test is a rodent behavioral test used for evaluation of antidepressant drugs, antidepressant efficacy of new compounds, and experimental ...

Research

JoVE Journal

Neuroscience

104.5K Aufrufe.  University of Maryland School of Medicine. Der Forced Swim Test wird als ein experimenteller Ansatz, um mögliche antidepressive Wirksamkeit in Nagetieren zu beurteilen validiert. Versuchstiere werden in einen Behälter mit Wasser und die Flucht-bezogene Mobilitätsverhalten gelegt wird quantifiziert. Das gemeinsame Verfahren für die Maus-Version dieses Tests sind beschrieben.

Serie: The Mouse Forced Swim Test

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-Maus Neuroanatomische Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer's Disease Mouse Model

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks of Alzheimer's disease. The central component of neuritic plaques is a small filamentous protein called amyloid &beta; protein (A&beta;)1, which is derived from sequential proteolytic cleavage of the beta-amyloid precursor protein (APP) by &beta;-secretase and &gamma;-secretase. The amyloid hypothesis entails that A&gamma;-containing plaques as the underlying toxic mechanism in AD pathology2. The postmortem analysis of the presence of neuritic plaque confirms the diagnosis of AD. To further our understanding of A&gamma; neurobiology in AD pathogenesis, various mouse strains expressing AD-related mutations in the human APP genes were generated. Depending on the severity of the disease, these mice will develop neuritic plaques at different ages. These mice serve as invaluable tools for studying the pathogenesis and drug development that could affect the APP processing pathway and neuritic plaque formation. In this protocol, we employ an immunohistochemical method for specific detection of neuritic plaques in AD model mice. We will specifically discuss the preparation from extracting the half brain, paraformaldehyde fixation, cryosectioning, and two methods to detect neurotic plaques in AD transgenic mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thiofalvin S staining method.

Detection of Neuritic Plaques in Alzheimer&#039;s Disease Mouse Model

One of the pathological characteristics of AD is the formation of Amyloid &#x03B2; protein positive neuritic plaques. In this protocol we describe two methods to detect neuritic plaques in transgenic AD model mice: immunohistochemical detection using the ABC and DAB method and fluorescent detection using thioflavin S staining method.

Nachweis von neuritischen Plaques bei Alzheimer-Maus-Modell

Alzheimer's disease (AD) is the most common neurodegenerative disorder leading to dementia. Neuritic plaque formation is one of the pathological hallmarks ...

T-maze Forced Alternation and Left-right Discrimination Tasks for Assessing Working and Reference Memory in Mice

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in rodents. In our laboratory, we evaluated the two types of memory in more than 30 strains of genetically engineered mice using the automated version of this apparatus. Here, we present the modified T-maze apparatus operated by a computer with a video-tracking system and our protocols in a movie format. The T-maze apparatus consists of runways partitioned off by sliding doors that can automatically open downward, each with a start box, a T-shaped alley, two boxes with automatic pellet dispensers at one side of the box, and two L-shaped alleys. Each L-shaped alley is connected to the start box so that mice can return to the start box, which excludes the effects of experimenter handling on mouse behavior. This apparatus also has an advantage that in vivo microdialysis, in vivo electrophysiology, and optogenetics techniques can be performed during T-maze performance because the doors are designed to go down into the floor. In this movie article, we describe T-maze tasks using the automated apparatus and the T-maze performance of &alpha;-CaMKII+/- mice, which are reported to show working memory deficits in the eight-arm radial maze task. Our data indicated that &alpha;-CaMKII+/- mice showed a working memory deficit, but no impairment of reference memory, and are consistent with previous findings using the eight-arm radial maze task, which supports the validity of our protocol. In addition, our data indicate that mutants tended to exhibit reversal learning deficits, suggesting that &alpha;-CaMKII deficiency causes reduced behavioral flexibility. Thus, the T-maze test using the modified automatic apparatus is useful for assessing working and reference memory and behavioral flexibility in mice.

This article presents the protocol of T-maze tests using a modified automated apparatus for assessing the learning and memory functions in mice.

T-Labyrinth Erzwungener Wechsel und die Links-Rechts-Discrimination Aufgaben für die Beurteilung der Arbeitsbedingungen und Referenz-Gedächtnis bei Mäusen

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in ...

The Tail Suspension Test

The tail-suspension test is a mouse behavioral test useful in the screening of potential antidepressant drugs, and assessing of other manipulations that are expected to affect depression related behaviors. Mice are suspended by their tails with tape, in such a position that it cannot escape or hold on to nearby surfaces. During this test, typically six minutes in duration, the resulting escape oriented behaviors are quantified. The tail-suspension test is a valuable tool in drug discovery for high-throughput screening of prospective antidepressant compounds. Here, we describe the details required for implementation of this test with additional emphasis on potential problems that may occur and how to avoid them. We also offer a solution to the tail climbing behavior, a common problem that renders this test useless in some mouse strains, such as the widely used C57BL/6. Specifically, we prevent tail climbing behaviors by passing mouse tails through a small plastic cylinder prior to suspension. Finally, we detail how to manually score the behaviors that are manifested in this test.

The tail-suspension test is validated as an experimental procedure to assess antidepressant efficacy of drug treatments in mice. Mice are suspended by their tails for six minutes and escape-related behaviors are assessed. We describe procedures used in conducting the tail suspension test.

The Tail Suspension Test-

The tail-suspension test is a mouse behavioral test useful in the screening of potential antidepressant drugs, and assessing of other manipulations that ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

The Fibular Nerve Injury Method: A Reliable Assay to Identify and Test Factors That Repair Neuromuscular Junctions

The neuromuscular junction (NMJ) undergoes deleterious structural and functional changes as a result of aging, injury and disease. Thus, it is imperative to understand the cellular and molecular changes involved in maintaining and repairing NMJs. For this purpose, we have developed a method to reliably and consistently examine regenerating NMJs in mice. This nerve injury method involves crushing the common fibular nerve as it passes over the lateral head of the gastrocnemius muscle tendon near the knee. Using 70 day old female mice, we demonstrate that motor axons begin to reinnervate previous postsynaptic targets within 7 days post-crush. They completely reoccupy their previous synaptic areas by 12 days. To determine the reliability of this injury method, we compared reinnervation rates between individual 70 day old female mice. We found that the number of reinnervated postsynaptic sites was similar between mice at 7, 9, and 12 days post-crush. To determine if this injury assay can also be used to compare molecular changes in muscles, we examined levels of the gamma-subunit of the muscle nicotinic receptor (gamma-AChR) and the muscle-specific kinase (MuSK). The gamma-AChR subunit and MuSK to are highly upregulated following denervation and return to normal levels following reinnervation of NMJs. We found a close relationship between transcript levels for these genes and innervation status of muscles. We believe that this method will accelerate our understanding of the cellular and molecular changes involved in repairing the NMJ and other synapses.

We have developed a nerve injury method to reliably examine muscle reinnervation, and thus regeneration of neuromuscular junctions in mice. This technique involves injuring the common fibular nerve via a simple and highly reproducible surgery. Muscle reinnervation in then assessed by whole-mounting the extensor digitorum longus muscle.

Die Fibula Nervenverletzung Methode: Ein zuverlässiger Test zur Identifizierung und Test Faktoren, die Reparatur neuromuskulären Synapsen

The neuromuscular junction (NMJ) undergoes deleterious structural and functional changes as a result of aging, injury and disease. Thus, it is imperative ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

Automatische Analyse von<em&gt; C. elegans</em&gt; Swim Verhalten mit CELEST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Diffuse Reflectance Spectroscopy: Getting the Capillary Refill Test Under One's Thumb

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill should occur within 2 s after releasing 5 s of firm pressure (e.g., by the physician&#39;s finger) in the normal healthy supine patient. A slower refill time indicates poor skin perfusion, which can be caused by conditions including sepsis, blood loss, hypoperfusion, and hypothermia. Since its introduction, the clinical usefulness of the test has been debated. Advocates point out its feasibility and simplicity and claim that it can indicate changes in vascular status earlier than changes in vital signs such as heart rate. Critics, on the other hand, stress that the lack of standardization in how the test is performed and the highly subjective nature of the naked eye assessment, as well as the test&#39;s susceptibility to ambient factors, markedly lowers the clinical value. The aim of the present work is to describe in detail the course of the refill event and to suggest potentially more objective and exact endpoint values for the capillary refill test using diffuse polarization spectroscopy.

This protocol describes how the use of diffuse polarization spectroscopy can improve the clinical usefulness of the capillary refill test. We suggest a more detailed analysis of the course of the capillary refill in healthy volunteers using diffuse reflectance spectroscopy videos and new informatic endpoints.

Diffuse Reflexion Spektroskopie: Immer des Rekapillarisierungszeit Tests unter der Fuchtel

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill ...

A Metric Test for Assessing Spatial Working Memory in Adult Rats Following Traumatic Brain Injury

Impairments to sensory, short-term, and long-term memory are common side effects after traumatic brain injury (TBI). Due to the ethical limitations of human studies, animal models provide suitable alternatives to test treatment methods, and to study the mechanisms and related complications of the condition. Experimental rodent models have historically been the most widely used due to their accessibility, low cost, reproducibility, and validated approaches. A metric test, which tests the ability to recall the placement of two objects at various distances and angles from one another, is a technique to study impairment in spatial working memory (SWM) after TBI. The significant advantages of metric tasks include the possibility of dynamic observation, low cost, reproducibility, relative ease of implementation, and low stress environment. Here, we present a metric test protocol to measure impairment of SWM in adult rats after TBI. This test provides a feasible way to evaluate physiology and pathophysiology of brain function more effectively.

Traumatic brain injury (TBI) is commonly associated with memory impairment. Here, we present a protocol to assess spatial working memory after TBI via a metric task. A metric test is a useful tool to study spatial working memory impairment after TBI.

Ein metrischer Test zur Beurteilung des räumlichen Arbeitsgedächtnisses bei erwachsenen Ratten nach traumatischer Hirnverletzung

Impairments to sensory, short-term, and long-term memory are common side effects after traumatic brain injury (TBI). Due to the ethical limitations of ...

Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. Following complete transection of their spinal cord, zebrafish extend glial and axonal bridges across severed tissue, regenerate neurons proximal to the lesion, and regain their swim capacities within 8 weeks of injury. Recovery of swim function is thus a central readout for functional spinal cord repair. Here, we describe a set of behavioral assays to quantify zebrafish motor capacity inside an enclosed swim tunnel. The goal of these methods is to provide quantifiable measurements of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish. For swim endurance, zebrafish are subjected to a constantly increasing water current velocity until exhaustion, and time at exhaustion is reported. For swim behavior assessment, zebrafish are subjected to low current velocities and swim videos are captured with a dorsal view of the fish. Percent activity, burst frequency, and time spent against the water current provide quantifiable readouts of swim behavior. We quantified swim endurance and swim behavior in wild-type zebrafish before injury and after spinal cord transection. We found that zebrafish lose swim function after spinal cord transection and gradually regain that capacity between 2 and 6 weeks post-injury. The methods described in this study could be applied to neurobehavioral, musculoskeletal, skeletal muscle regeneration, and neural regeneration studies in adult zebrafish.

Capable of functional recovery after spinal cord injury, adult zebrafish is a premier model system to elucidate innate mechanisms of neural regeneration. Here, we describe swim endurance and swim behavior assays as functional readouts of spinal cord regeneration.

Beurteilung der Schwimmausdauer und des Schwimmverhaltens bei erwachsenen Zebrafischen

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...