Diese Arbeit wurde vom Nationalen Institut für neurologische Erkrankungen und Schlaganfall unterstützt gewähren NS081333 (CMT), Alzheimer-Gesellschaft Zuschuss nirgens-10-171721 und National Institute of Mental Health Zuschuss MH096702 (bis UH) und National Institute on Aging geförderte Alzheimer-Forschung Center an der Columbia University Pilot Zuschuss AG008702 (bis YYJ und JB).

Hinweis: Für alle Tierversuche, institutionelle und nationale Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren wurden befolgt. 1. Bereiten Sie Chirurgische Instrumente und Lösungen für die Chirurgie <ol><li> Autoklaven alle chirurgischen Instrumenten aus Edelstahl. </li><li> Bereiten Sie 70% Ethanol durch Verdünnen 200 proof absolutes Ethanol mit sterilem molekularen Grad entionisiertem, destilliertem Wasser. </li><li> Bringen Sie die 29 G Nadel auf die Hamilton-Spritze. Das Innere des Hamilton-Spritze und Nadel reinigen durch die Ausarbeitung und Auswerfen nanoreinem Wasser wiederholt für 1 min. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit 70% Ethanol. <ol><li> Entfernen Sie den Kolben und Nadel von der Hamilton-Spritze. Luft trocknen die Teile in einer Steril O / N. </li><li> Bestrahlen die Nadel und Spritze mit UV-Licht für 30 Minuten vor dem Gebrauch. </li></ol></li><li> Vorbereitung Salzlösung durch Auflösen von NaCl in Wasser UPW auf ein Endgewicht zu-Volumen-Konzentration von 0,9%. Sterilizie die Lösung durch Filtrieren über 0,2 um Porenfilter. </li></ol> 2. Bereiten Sie oligomere Aß 1-42 <ol><li> Monomerize resuspendieren rekombinante menschliche Aß 1-42 in DMSO bis 5 mM genau wie in der Veröffentlichung der Fa &#39;und andere, 13 beschrieben. </li><li> Verdünne 5 mM Aß 1-42 mit sterilem (1x) PBS auf 100 &amp; mgr; M am Tag vor der Operation. </li><li> Mischen Sie die Lösung gut durch Verreiben. </li><li> Inkubieren Aß 1-42 Lösung für 12 Stunden bei 4 ° C. Anmerkung: Die Steuerlösungen wie DMSO verdünnt in PBS oder verschlüsselt / Rückwärts Aß 1-42 Peptids sollte die gleiche Weise wie A &amp; bgr; 1-42, hergestellt werden. </li></ol> 3. Bestimmen Injection Koordinaten <ol><li> Mithilfe der erwachsenen Maus-Gehirn-Atlas, den genauen anterior-posterior (AP), medial-lateral (ML) zu bestimmen, und dorsal-ventral (DV) Koordinaten für die Hirnregion von Interesse 14. Neinte: Um die Technik, die wir mit den folgenden Koordinaten vom Bregma abgeholt Gyrus dentatus des Hippocampus als Ziel zu veranschaulichen: AP, -2.00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2.2 mm. Das negative Vorzeichen vor dem P-Wert zeigt an, dass es 2,00 mm posterior des Bregma. Die ± Zeichen vor der ML Wert zeigt nach links und rechts von der Mitte. Schließlich das negative Vorzeichen vor dem DV zeigt es ventral von der Oberfläche des Gehirns bewegen. </li></ol> 4. stereotaktischen Rahmen-Setup <ol><li> Tragen eine Chirurgische Gesichtsmaske, sauberen Kittel und sterile OP-Handschuhe. </li><li> Wischen Sie stereotaktischen Instrument und Maus-Adapter mit 70% Ethanol. </li><li> Lay down sterile Operationstuch auf den Tisch. </li><li> Setzen Sie den stereotaktischen Instrument mit Maus-Anschluß auf der Oberseite des sterilen Operationstuch. </li><li> Wischen Sie die Maus Heizkissen mit 70% Ethanol. Positionieren Sie das Heizkissen auf den stereotaktischen Rahmen Bett. Verwenden Sie für allgemeine Zwecke laboratory Kennzeichnung Band zu Band auf der Heizkissen über die Maus-Anschluß Bett. <ol><li> Befestigen Sie das Heizkissen auf den Warmwasserrückführpumpe nach den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Schalten Sie den Warmwasserrückführpumpe und die Temperatur auf 37 ° C, und warten Sie, bis es erreicht hat. </li></ol></li><li> Befestigen Sie das 50 ul Hamilton-Spritze mit einer 29 G-Nadel auf den stereotaktischen Rahmen durch Aufschrauben auf den motorisierten vertikalen Einspritzwelle nach den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Schalten Sie die Perle Sterilisator und warten, bis es vom Hersteller voreingestellte Temperatur erreicht. Hinweis: Dies ist für die Sterilisation Edelstahlinstrumente zwischen Tieren verwendet. Es dauert Einrichtungen 20 sec Berührung mit den Kügelchen für die Sterilisation. </li><li> Schalten Sie Kochplatte und setzen Sie ihn auf 42 ° C und legen Sie ein sauberes leeren Käfig oben. </li><li> Während die Hamilton-Spritze ist auf der stereotaktischen Rahmen fixiert verwenden Sie die motorisierte stereotaktischen injector der Erstellung des Aß 1-42-Lösung. Hinweis: Erstellen Sie mehr als 4 &amp; mgr; l der Lösung in die Spritze und dann mit dem stereotaktischen Injektor, um den Einspritzvolumen eingestellt. Betreiben Sie das Einspritzventil nach den Anweisungen des Herstellers. </li></ol> 5. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Bestimmen Sie das Gewicht der Maus mit der Waage. </li><li> Betäuben Maus mit Ketamin / Xylazin Cocktail an 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin durch Injektion intraperitoneale (IP). Überwachung der Narkosetiefe durch den Verlust von toe Prise Reflex. </li><li> Nachdem die Maus sediert nehmen Sie die Haarschneidemaschine und den Kopf zu rasieren, um die Haut über den Schädel freizulegen. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Heizkissen auf der Oberseite der stereotaktischen Bett. </li><li> Verwenden Sie den Spachtel, um den Mund in den Zähnen Wache öffnen und legen Sie die Schneidezähne. Sichern Sie das Mundstück über das Gesicht der Maus. Klemmen Sie es vorsichtig nach unten, und nicht zu eng. </li><li> Position die bilateralen Ohr Querstangen in Gehörgang, um den Kopf zu sichern. Verschieben Sie jede Querstange, bis sie den Schädel schlägt, und dann drehen Sie die Schraube, bis sie einrastet. <ol><li> Um sicherzustellen, dass der Kopf befestigt ist, mit dem Zeigefinger sanft nach unten drücken auf den Kopf. Wenn der Kopf richtig gesichert wird es nicht geben, oder zu verschieben, wenn sie gedrückt. </li></ol></li><li> Einen Tropfen Augencreme oder Augentropfen für die Augen, um sie feucht zu halten. Stellen Sie sicher, die Augen sind in der gesamten chirurgischen Eingriffs feucht. </li><li> Zur Desinfektion der Operationsstelle zu verwenden sterile Wattestäbchen zu Betadin-Lösung auf die Haut über den Schädel, gefolgt von 70% igem Ethanol gelten. Führen Sie die Wechsel Betadin und 70% Ethanol Reinigung 2 weitere Male. </li></ol> 6. Chirurgie und Infusion <ol><li> Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 2-3 mm Inzision in der Mittellinie der Kopfhaut zu machen, und dann mit einem geraden feinen Schere, um die Schnittführung auf 1,0 bis 1,5 cm zu verlängern, um die Pfeilnaht, Bregma und Lambda des Schädels, Sehenswürdigkeiten aussetzens, die die stereotaktischen Koordinaten basieren. Verwenden Sie Mikroschellen, um die Haut auseinander zu halten. Hinweis: Die Bregma und Lambda-Positionen sind in den Maus-Gehirn-Atlas &quot;Gehirn der Maus in Stereotaktische Koordinaten&quot; 14 erklärt. </li><li> Nehmen Sie ein Wattestäbchen, legen Sie ihn in steriler Kochsalzlösung, und es verwenden, um den Schädel zu reinigen. Dann mit einem sauberen trockenen Wattestäbchen, um den Schädel zu trocknen. </li><li> Verwenden Sie eine sterile feinen Kugelschreiber, um einen Punkt auf dem Bregma markieren. Verwenden die stereotaktische Mikromanipulator, um die Hamilton-Spritze zu positionieren, so dass die Spitze der Nadel gerade berührt den Punkt auf dem Bregma. <ol><li> Nehmen Sie das DV zu koordinieren. </li><li> Um zu überprüfen, ob der AP-Achse des Schädels Niveau bewegen Sie den Hamilton-Spritze nach hinten, so dass die Spitze der Nadel des Lambdapunkt berührt. </li><li> Notieren Sie die DV Position. Sicherstellen, dass die DV-Koordinaten Bregma und Lambda sind innerhalb von 0,5 mm. Anmerkung: Das Ziel ist es, die Differenz DV Bregma und Lambda minimieren. </li></ol></li><li> Benutze sieicromanipulator die Hamilton-Spritze Nadelspitze zurück zum Bregma Punkt zurückzukehren. </li><li> Nehmen Sie die Startposition AP. </li><li> Berechnen Sie die Endung AP Position durch Subtraktion 2,00 mm von der Ausgangs AP koordinieren. </li><li> Verwenden Sie die Mikromanipulator, die Hamilton Spritzennadel auf die endgültige AP neu zu koordinieren. </li><li> Nehmen Sie das aktuelle ML koordinieren. </li><li> Berechnung der linken und rechten endet ML Koordinaten durch Addieren oder Subtrahieren von 1,3 mm von der Ausgangs ML koordinieren. </li><li> Verwenden Sie die Mikromanipulator, die Hamilton Spritzennadel, um entweder die Endung ML-Koordinate zu bewegen. <ol><li> Tippen Sie auf die Nadelspitze auf die Oberfläche des Schädels an beiden enden ML Koordinaten und notieren Sie die DV-Koordinaten und sicherzustellen, dass die Werte innerhalb von 0,5 mm. Hinweis: Das Ziel ist, den DV Unterschied zwischen den beiden enden ML Koordinaten minimieren. </li><li> Während bei einem Ende zu koordinieren ziehen Sie die Nadel bis 0,5-1 cm über den Schädel. Werfen Sie einen sterilen feinen Kugelschreiber, um einen Punkt auf th markierene Oberfläche des Schädels. Wiederholen Sie diesen Schritt für die Gegenseite des Schädels. </li></ol></li><li> Schwenken Sie die Hamilton-Spritze klar aus dem Weg. </li><li> Bringen 0,8 mm Bohrkopf auf den Bohrer. Nehmen Sie die Bohrmaschine mit beiden Händen, setzen die Ellbogen auf der Oberfläche der Tabelle für die Stabilität, und positionieren Sie den Bohrkopf leicht über dem Sharpie Punkt auf der linken oder rechten ML koordinieren. Aktivieren Sie den Bohrer, senken Sie die Bohrerspitze auf die Schädeloberfläche, um ein Loch in den Schädel einzuführen. Wiederholen Sie diesen Schritt für die Gegenseite. Hinweis: Einige Blutungen können von den neu eingeführten Löcher auftreten. Wenn es dann Blutungen mit einem sauberen trockenen Wattestäbchen, um das Blut abtupfen. </li><li> Bewegen Sie den Hamilton-Spritze wieder in Position über eine der neu eingeführten ML Löcher. Senken Sie die Nadel Hamilton direkt hinter dem Schädel. An dieser Stelle darauf achten, nicht, um das Gehirn zu durchstechen. Um sicherzustellen, dass die Nadel übergeben der Schädel nehmen Sie den Zeigefinger und sanft drücken Sie die Nadel gegen den Schädel, um sure die Nadel das Loch nicht zu verlassen. </li><li> Nehmen Sie die Start DV koordinieren. </li><li> Berechnen Sie die Endung DV-Koordinate durch Subtraktion 2,2 mm von der Ausgangs DV koordinieren. </li><li> Senken Sie die Nadel bis zum Angebotsende DV koordinieren. </li><li> Aktivieren Sie den stereotaktischen Injektorpumpe bis 4 &amp; mgr; l von Aß 1-42 in den Gyrus dentatus mit einer Rate von 0,5 ml / min zu pumpen. </li><li> Wenn die Infusion beendet ist lassen sich die Nadel an Ort und Stelle bleiben für eine weitere 1 min auf Rückfluss der Lösung aus der Injektionsstelle zu minimieren. </li><li> Bewegen Sie die Nadel auf die andere Seite des Gehirns, und wiederholen Sie die Schritte von 6,13 bis 6,18. </li></ol> 7. Tier Removal und Nachsorge <ol><li> Lösen Sie die Ohr Bars und Gesicht / Nasenschutz. Entfernen Sie die Maus aus dem Gerät. </li><li> Verwenden Sie ein Student Standardmuster einer Pinzette zu ziehen in der Nähe der Kopfhaut und dann verschließen die Wunde mit Naht. </li><li> Injizieren Sie 1 ml steriler Kochsalzlösung in die Maus über IP für Trink. </li><li> InProjekt Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan, Schmerzen zu lindern. </li><li> Pflegen Sie die Maus in die sauberen leeren Käfig auf der Oberseite der 42 ° C heißen Platte gesetzt, bis er aufwacht, dann lege sie in ihre Gehäusekäfig mit ausreichend Nahrung und Wasser. </li><li> Verwalten Buprenorphin subkutane Injektion alle 12 Stunden für 3 Tage zur Schmerzlinderung. </li></ol> 8. Fadenzieh <ol><li> Betäuben Maus mit Ketamin / Xylazin Cocktail an 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg xlyazine von IP. Hinweis: Dies ist 7-10 Tage nach der Operation durchgeführt. </li><li> Verwenden Sie ein Student Standardmuster einer Pinzette und gerade feinen Schere, um die Naht zu entfernen. </li><li> Injizieren Sie 1 ml steriler Kochsalzlösung in die Maus über IP für Trink. </li><li> Pflegen Sie die Maus in einem sauberen leeren Käfig an der Spitze von 42 ° C heiße Platte gesetzt, bis er aufwacht, und lege sie in ihre Gehäusekäfig mit ausreichend Nahrung und Wasser. </li></ol> 9. Tieropfer und Gewebeverarbeitung <ol><li> Betäuben die Maus und perfuse es mit 4% Paraformaldehyd 15, entfernen Sie das Gehirn, und verarbeiten sie für Kryoschneiden 16. Anmerkung: Der Zeitpunkt des Tieropfer hängt vom Experimentator. Für unsere Untersuchungen haben wir uns für 7 und 14 Tage nach der Operation. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Um eine erfolgreiche Aß 1-42 Injektion erreichen der Experimentator oder Chirurg muss: 1) Verwenden Sie aseptische Technik; 2) richtig das Gehirn Region von Interesse mit genauen Koordinaten zu identifizieren; 3) in der Lage sein, um die Maus richtig zu sichern in der stereotaktischen Rahmen mit dem Gehirn in den AP und ML-Achse nivelliert; 4) die Fähigkeit, den Mikromanipulator mit Präzision zu arbeiten; 5) eine ordnungsgemäße post-operative Betreuung. Wenn diese Taste Schritte befolgt werden die Maus s...

Amyloid Plaque-Ablagerungen, die von Amyloid-beta (1-42 A &amp; bgr;) zusammengesetzt sind, sind ein wesentliches Merkmal der Pathologie der Alzheimer-Krankheit (AD). Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass hohe oder toxischen Mengen von rekombinantem oligomeren Aß 1-42 entlocken neuronalen Tod, synaptic Dystrophie, Verlust und Funktionsstörung; sowie Lern- und Gedächtnisdefizite 1-4. Hirnregionen betroffen sind der Hippocampus, die Rinde, und subkortikalen Strukturen wie dem basalen Vorderhirns und der Amygdala 5,6. Bis heute gibt es mehrere transgene Mausmodelle, die den A &amp; bgr; 1-42 Pathologie von AD zu simulieren versucht. Je nach Belastung diese Tiere als nützlich erweisen bei der Prüfung wählen pathologischen Merkmale von AD zu sein. Leider mit Ausnahme von 2 transgenen Linien, APP23 und 5XFAD, diese Mäuse nie vollständig replizieren Neuronenverlust, ein wichtiger Aspekt der AD. Auch mit dem in APP23 und 5XFAD beobachtet Neuronenverlust, der neuronalen Tod Observed war subtil, altersabhängig und isoliert, um ein paar ausgewählte Regionen 7,8. Die direkte Infusion von oligomeren Aß 1-42 in den Wildtyp-Maus Gehirn bietet eine hervorragende In-vivo-Modell, das die neuronalen Tod Aspekt amyloidopathy 1,9,10 repliziert. Im Gegensatz zu den üblicherweise verwendeten transgenen Mausmodellen die oligomere Aß 1-42 Infusions Modell ist ideal für akut erheb Aß 1-42 Ebenen in einem räumlichen und zeitlichen Weise. Der Vorteil der Verwendung von Wildtyp-Mäusen für dieses Modell vermeidet Potentialausgleich oder Nebenwirkungen von den in transgenen Mauslinien eingeführten Mutationen. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Infusion toxischen Mengen von Aß 1-42 in den Hippocampus auslöst Neuron Tod in der Nähe der Injektionsstelle innerhalb von 1 Woche 1. Darüber hinaus, in Übereinstimmung mit der Beobachtung, dass A &amp; bgr; 1-42 ist giftig für cholinerge Neuronen des basalen Vorderhirns 11cholinergen Neuron (BFCN) Bevölkerung, die zum Hippocampus projiziert wird 20-50% innerhalb von 7-14 Tagen folgende Beta-Amyloid-Infusion 1,10 in Mäusen verringert, so dass effektiv für die Prüfungen von isolierten neuronalen Schaltkreise im Gehirn. Da BFCN Projekt ipsilateral zu der Gyrus dentatus des Hippocampus 12, zum größten Teil Steuer- / Fahrzeug und oligomeren A &amp; bgr; 1-42-Lösungen können auf jeder Seite des Gehirns erlaubt Vergleiche zwischen den linken und rechten Hemisphären 1 erfolgen injiziert werden. In diesem Bericht werden wir eine detaillierte chirurgische und Einspritzmethode für Erwachsenen-Wildtyp C57BL / 6J-Mäusen. Dieser Mausstamm ist wegen seiner breiten Einsatz in der Forschung ausgewählt. Technisch gesehen kann jeder Hirnregion Infusionsrichtet sein, aber hier werden wir den Gyrus dentatus des Hippocampus als Ziel verwenden, um die Technik zu veranschaulichen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl (100mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1049007</td>
			<td>100 mg ketamine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (20mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>not available</td>
			<td>10 mg xylazine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex (0.3mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1217793</td>
			<td>0.1 mg buprenex per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>David Teplow/UCLA</td>
			<td>not available</td>
			<td>100 &#956;M; This amyloid was used in the paper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1368</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-80B</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scrambled A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-46B</td>
			<td>Can be used as control peptide for comparing A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NU4 Antibody (Oligomeric Amyloid Antibody)</td>
			<td>Gift from William Klein/Northwestern U.</td>
			<td>not available</td>
			<td>1:2000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Amyloid Oligomeric Antibody&#160; (Polyclonal Rabbit)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>AB9234</td>
			<td>May be used in place of Nu4; needs to&#160; be tested by the end user</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6E10 Antibody (Monoclonal Mouse) (Amyloid Antibody)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>sig-39320</td>
			<td>1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ChAT Antibody (Polyclonal Goat)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB144P</td>
			<td>1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeadEnd Fluorometric TUNEL system</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G3250</td>
			<td>Follow manufacturer&#39;s directions for use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36935</td>
			<td>Use when coverslipping slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome, LLC</td>
			<td>not available</td>
			<td>2% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute Ethanol (200 proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>For making 70% ethanol for sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex 10-20% Tricine gel</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EC6625BOX</td>
			<td>For separating A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC1675</td>
			<td>For running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC3675</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperSignal Western Blot Enhancer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>46640</td>
			<td>For enhancing A&#946;1-42 signal; follow manufacturer&#39;s protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membrane, 0.1 &#956;m</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>10402088</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcell SureLock Mini-Cell</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EI0001</td>
			<td>Electrophoresis aparatus for running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GenTeal Lubricant Eye Gel</td>
			<td>Novartis</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refresh Optive Lubricant Eye Drops</td>
			<td>Allergan</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores; Can be used in place of GenTeal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50998</td>
			<td>For sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round/Tapered Spatula&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-490</td>
			<td>For opening animal mouth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog Serrefines Clamps (Jaw Dims. 9X1.6mm; Length 28mm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18050-28</td>
			<td>Optional; For keeping scalp skin apart during injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Fine Scissors (Cutting edge 25mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-11</td>
			<td>For cutting scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#3 Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#11 Surgical Blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10011-00</td>
			<td>For making scalp incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2.5x1.5mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91100-12</td>
			<td>For holding scalp closed during suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimmer Combo Kit</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>CL9990-1201</td>
			<td>For shaving hair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Warm Water Recirculator&#160;</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TP-700</td>
			<td>For warming animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resusable Warmining Pad (5&#34; x 10&#34;)</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TPZ-0510FEA</td>
			<td>For attaching it to the T/Pump warm water recirculator to warm the animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cordless Micro Drill</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58610</td>
			<td>Use 0.8mm steel burrs to drill holes in the skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Standard Stereotaxic Instrument with Mouse &#38; Neonatal Rat Adaptor</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Just for Mouse Stereotaxic Instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730</td>
			<td>Can use this in place of Stoelting Cat. #51615</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quintessential Stereotaxic Injector</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>53311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50287</td>
			<td>For sterilizing stainless steel instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Drape (18&#34; x 26&#34;)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton Syringe 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7637-01</td>
			<td>For brain injection; use different syringes for different solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>29 Gauge Needle, Small Hub RN NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-06</td>
			<td>For attaching to the Hamilton syringe for brain injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml BD Tuberculin Syringes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309659</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Gauge Needle (0.5&#34;)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD305106</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Electronic CS Series Scale (Ohaus)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>65500-202</td>
			<td>For weighing animals to determine anesthesia dose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate (Top Plate Dims. 7.25x7.25in)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>47751-148</td>
			<td>For warming animals post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>S1173</td>
			<td>For closing wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive (3M)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-361931</td>
			<td>Optional: for aiding in wound closure; Use with suture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped Wooden-Shaft Sterile Applicators</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>22-029-488</td>
			<td>For cleaning and drying surgical wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>For collecting brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393241</td>
			<td>For mounting microscope slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nalgene Syringe Filter 0.2 &#956;m</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>194-2520</td>
			<td>For sterilizing saline solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile dual tip skin markers by Viscot Medical</td>
			<td>Medline</td>
			<td>VIS1422SRL91</td>
			<td>For marking coordinates on the skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stereotaxic infusion of oligomeric amyloid-beta into the mouse hippocampus

Alzheimer-Krankheit ist eine neurodegenerative Erkrankung, die die Alterung der Bevölkerung. Ein wesentliches Merkmal der neuropathologischen Erkrankungen ist die Überproduktion von Amyloid-beta und die Ablagerung von Amyloid-beta-Plaques in Hirnregionen der betroffenen Individuen. Im Laufe der Jahre haben Wissenschaftler zahlreiche Alzheimer Mausmodelle, die die Amyloid-beta-Pathologie zu replizieren versuchen generiert. Leider sind die Maus-Modellen nur selektiv imitieren die Krankheitsmerkmale. Neuronalen Tod, ein bekannter Effekt im Gehirn von Alzheimer-Patienten wird spürbar fehlt in diesen Mäusen. Formen von Amyloid-beta, die nachweislich die meisten Neuronen toxisch zu sein - - stereotaktisch in das Gehirn Daher haben wir und andere ein Verfahren zum direkten Infusion löslichen oligomeren Spezies von Amyloid-beta beschäftigt. In diesem Bericht verwenden wir männliche C57BL / 6J-Mäusen, diese Operationstechnik zur Erhöhung Amyloid-beta Ebenen in einer ausgewählten Region des Gehirns zu dokumentieren. DieInfusions Ziel dem Gyrus dentatus des Hippocampus, weil diese Gehirnstruktur, zusammen mit dem basalen Vorderhirns, die durch das cholinerge Schaltung verbunden ist, für einen der Bereiche der Degeneration bei der Krankheit. Die Ergebnisse der Hebe Amyloid-beta im Gyrus dentatus über stereotaktischen Infusions offenbaren Steigerungen Verlust von Nervenzellen im Gyrus dentatus innerhalb von 1 Woche, während es einen entsprechenden Anstieg in Zelltod und cholinergen Neuronenverlust in der vertikalen Schenkel des diagonalen Bandes von Broca des basalen Vorderhirns. Diese Effekte werden bis zu 2 Wochen beobachtet. Unsere Daten weisen darauf hin, dass die aktuelle Beta-Amyloid-Infusion Modell bietet eine alternative Maus-Modell zu Region spezifische Neuronen Tod in einem kurzfristig anzugehen. Der Vorteil dieses Modells ist, dass Amyloid-beta in einer räumlichen und zeitlichen Weise erhöht werden.

Das vorliegende Verfahren zur Herstellung von humanem rekombinantem oligomeren A &amp; bgr; 1-42 ergibt lösliche oligomere Spezies, bestehend aus Monomeren, Dimeren, Trimeren und Tetrameren (1A). Diese niedermolekularen Aß 1-42 Spezies, aber nicht die Fibrillen und Plaques wurden in zahlreichen Einstellungen gezeigt, die meisten Neuronen toxisch 1,4,9,17-19 sein. Um festzustellen, ob oligomeren Aß 1-42 induziert Neuron Tod im Gehirn der Maus Aß 1-42</...

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Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Stereotaktische Infusion von oligomeren Amyloid-beta in die Maus-Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

stereotaxic-infusion-oligomeric-amyloid-beta-into-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.9K Aufrufe.  Columbia University Medical Center. Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Serie: Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date this tool has been widely used to study the regulation of cellular proliferation, differentiation and neuronal migration especially in the developing cerebral cortex 6-8. Here we detail our protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus and provide evidence that this approach can be used to study dendrites and spines in these two cerebral regions.
Visualization and manipulation of neurons in primary cultures have contributed to a better understanding of the processes involved in dendrite, spine and synapse development. However neurons growing in vitro are not exposed to all the physiological cues that can affect dendrite and/or spine formation and maintenance during normal development. Our knowledge of dendrite and spine structures in vivo in wild-type or mutant mice comes mostly from observations using the Golgi-Cox method 9. However, Golgi staining is considered to be unpredictable. Indeed, groups of nerve cells and fiber tracts are labeled randomly, with particular areas often appearing completely stained while adjacent areas are devoid of staining. Recent studies have shown that IUE of fluorescent constructs represents an attractive alternative method to study dendrites, spines as well as synapses in mutant / wild-type mice 10-11 (Figure 1A). Moreover in comparison to the generation of mouse knockouts, IUE represents a rapid approach to perform gain and loss of function studies in specific population of cells during a specific time window. In addition, IUE has been successfully used with inducible gene expression or inducible RNAi approaches to refine the temporal control over the expression of a gene or shRNA 12. These advantages of IUE have thus opened new dimensions to study the effect of gene expression/suppression on dendrites and spines not only in specific cerebral structures (Figure 1B) but also at a specific time point of development (Figure 1C).
Finally, IUE provides a useful tool to identify functional interactions between genes involved in dendrite, spine and/or synapse development. Indeed, in contrast to other gene transfer methods such as virus, it is straightforward to combine multiple RNAi or transgenes in the same population of cells. 
In summary, IUE is a powerful method that has already contributed to the characterization of molecular mechanisms underlying brain function and disease and it should also be useful in the study of dendrites and spines.

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

This article describes in detail a protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus at E14.5 in mice. We also show that this is a valuable method to study dendrites and spines in these two cerebral regions.

Visualisierung und genetische Manipulation von Dendriten und Dornen in der Maus Hirnrinde und im Hippocampus mit<em&gt; In utero</em&gt; Die Elektroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date ...

Forschung

Neurowissenschaften

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

Stereotaktische Injektion eines viralen Vektors für Conditional Gene Manipulation im Maus-Rückenmark

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill), using industry standard stepper motors and CNC controlling software. Each axis has variable speed control and may be operated simultaneously or independently. The robot&#39;s flexibility and open coding system (g-code) make it capable of performing custom tasks that are not supported by commercial systems. Its applications include, but are not limited to, drilling holes, sharp edge craniotomies, skull thinning, and lowering electrodes or cannula. In order to expedite the writing of g-coding for simple surgeries, we have developed custom scripts that allow individuals to design a surgery with no knowledge of programming. However, for users to get the most out of the motorized stereotax, it would be beneficial to be knowledgeable in mathematical programming and G-Coding (simple programming for CNC machining).
The recommended drill speed is greater than 40,000 rpm. The stepper motor resolution is 1.8&#176;/Step, geared to 0.346&#176;/Step. A standard stereotax has a resolution of 2.88 &#956;m/step. The maximum recommended cutting speed is 500 &#956;m/sec. The maximum recommended jogging speed is 3,500 &#956;m/sec. The maximum recommended drill bit size is HP 2.

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (computer numeric controlled; CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill).

Der Aufbau einer Open-Source Robotic stereotaktischen Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS<i&gt; über</i&gt; Die Arteria carotis interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Stereotaktischen Chirurgie für Genmanipulation in Striatale Zellen des Neugeborenen Mäusegehirnen

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Aufzeichnung von räumlich eingeschränkt Schwingungen im Hippocampus Verhalten der Mäuse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Transplantation of Chemogenetically Engineered Cortical Interneuron Progenitors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is a complicated task, which is particularly difficult in regards to the development of &#947;-aminobutyric acid (GABA)ergic cortical interneurons (CIs). CIs are the main inhibitory neurons in the cerebral cortex, and they play key roles in neuronal networks, by regulating both the activity of individual pyramidal neurons, as well as the oscillatory behavior of neuronal ensembles. They are generated in transient embryonic structures (medial and caudal ganglionic eminences -&#160;MGE and CGE) that are very difficult to efficiently target using in utero electroporation approaches. Interneuron progenitors migrate long distances during normal embryonic development, before they integrate in the cortical circuit. This remarkable ability to disperse and integrate into a developing network can be hijacked by transplanting embryonic interneuron precursors into early post-natal host cortices. Here, we present a protocol that allows genetic modification of embryonic interneuron progenitors using focal ex vivo electroporation. These engineered interneuron precursors are then transplanted into early post-natal host cortices, where they will mature into easily identifiable CIs. This protocol allows the use of multiple genetically encoded tools, or the ability to regulate the expression of specific genes in interneuron progenitors, in order to investigate the impact of either genetic or environmental variables on the maturation and integration of CIs.

Here we present a protocol, designed to use chemogenetic tools to manipulate the activity of cortical interneuron progenitors transplanted into the cortex of early postnatal mice.

Transplantation von chemogenetisch hergestellten kortikalen Interneureuren in frühpostnatale Maushirne

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is ...

Microdissection of Mouse Brain into Functionally and Anatomically Different Regions

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain consists of an outer covering of grey matter over the hemispheres known as the cerebral cortex. Underneath this layer reside many other specialized structures that are essential for multiple phenomenon important for existence. Acquiring samples of specific gross brain regions requires quick and precise dissection steps.&#160;It is understood that at the microscopic level, many sub-regions exist and likely cross the arbitrary regional boundaries that we impose for the purpose of this dissection.
Mouse models are routinely used to study human brain functions and diseases. Changes in gene expression patterns may be confined to specific brain areas targeting a particular phenotype depending on the diseased state. Thus, it is of great importance to study regulation of transcription with respect to its well-defined structural organization. A complete understanding of the brain requires studying distinct brain regions, defining connections, and identifying key differences in the activities of each of these brain regions. A more comprehensive understanding of each of these distinct regions may pave the way for new and improved treatments in the field of neuroscience. Herein, we discuss a step-by-step methodology for dissecting the mouse brain into sixteen distinct regions. In this procedure, we have focused on male mouse C57Bl/6J (6-8 week old) brain removal and dissection into multiple regions using neuroanatomical landmarks to identify and sample discrete functionally-relevant and behaviorally-relevant&#160;brain regions. This work will help lay a strong foundation in the field of neuroscience, leading to more focused approaches in the deeper understanding of brain function.

We present a hands-on, step-by-step, rapid protocol for mouse brain removal and dissection of discrete regions from fresh brain tissue. Obtaining brain regions for molecular analysis has become routine in many neuroscience labs. These brain regions are immediately frozen to obtain high quality transcriptomic data for system level analysis.

Mikrodissektion des Mausgehirns in funktionell und anatomisch unterschiedliche Regionen

The brain is the command center for the mammalian nervous system and an organ with enormous structural complexity. Protected within the skull, the brain ...

Full- versus Sub-Regional Quantification of Amyloid-Beta Load on Mouse Brain Sections

Extracellular accumulation of amyloid-beta (A&#946;) plaques is one of the major pathological hallmarks of Alzheimer's disease (AD), and is the target of the only FDA-approved disease-modifying treatment for AD. Accordingly, the use of transgenic mouse models that overexpress the amyloid precursor protein and thereby accumulate cerebral A&#946; plaques are widely used to model human AD in mice. Therefore, immunoassays, including enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and immunostaining, commonly measure the A&#946; load in brain tissues derived from AD transgenic mice. Though the methods for A&#946; detection and quantification have been well established and documented, the impact of the size of the region of interest selected in the brain tissue on A&#946; load measurements following immunostaining has not been reported. Therefore, the current protocol aimed to compare the A&#946; load measurements across the full- and sub-regions of interest using an image analysis software. The steps involved in brain tissue preparation, free-floating brain section immunostaining, imaging, and quantification of A&#946; load in full- versus sub-regions of interest are described using brain sections derived from 13-month-old APP/PS1 double transgenic male mice. The current protocol and the results provide valuable information about the impact of the size of the region of interest on A&#946;-positive area quantification, and show a strong correlation between the A&#946;-positive area obtained using the full- and sub-regions of interest analyses for brain sections derived from 13-month-old male APP/PS1 mice that show widespread A&#946; deposition.

The present protocol describes and compares the procedure to perform a full-region or sub-region of interest analysis of sagittal mouse brain sections to quantify amyloid-beta load in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer's disease.

Voll- versus subregionale Quantifizierung der Amyloid-Beta-Belastung von Hirnschnitten der Maus

Extracellular accumulation of amyloid-beta (A&#946;) plaques is one of the major pathological hallmarks of Alzheimer's disease (AD), and is the target of ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.