Diese Arbeit wurde vom NIH / NIDCR Stipendium 1R01DE019796 unterstützt.

Die vorgestellten LeO-Workflows ermöglichen die stabile Isotopenmarkierung von Proteinverdaus und synthetischen Peptiden. Diese zeitliche Verlauf Experimente (Abbildung 1) sind für vergleichende und quantitativen Proteomik Studien sowie Protease Forschung. Jeder Workflow besteht aus zwei experimentellen Schritte (Abbildung 2): A) Die zeitaufgelöste Abtastung des jeweiligen 18 O-stabilen Isotopen-codierten Reaktion (Protease-katalysierten Peptidspaltung; Protease-katalysierten Carboxyl-Sauerstoff-Austausch; säurekatalysierte Carboxyl Sauerstoffaustausch Reaktion) und B) Analyse durch Massenspektrometrie und grafische Darstellung der 18 O-Einbau Kinetik. A. Zeitverlauf Experimente I. Paleo-Zeitverlauf: Protease-katalysierten Kennzeichnung von proteolytischen Spaltungen <ol><li> (Optional) Disulfidbindungen von Proteinen (10 uM) und Peptide (250 uM) mit DTT (Endkonzentration 2,5 mM) reduziertin 25 mM NH 4 HCO 3 (beide frisch zubereiteten) durch Inkubation für 30 min bei 50 ° C. </li><li> (Optional) herunter Cysteine ​​mit Iodacetamid alkyliert (Endkonzentration 10 mM) in 25 mM NH 4 HCO 3 durch Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur im Dunkeln. </li><li> Je nach Protease von Interesse, benötigen Protein / Peptid-Lösungen zu sein bereinigten um restliche Puffer und Alkylierungsmittel entfernen. Verwenden PepClean C-18 Spin-Säulen (Thermo) für Peptid-Bereinigung und Vivaspin Zentrifugalkonzentratoren (Sartorius) Puffer für Protein-Proben austauschen. </li><li> Abgeblasen / exchange Peptide / Proteine ​​in 20 ul Protease Reaktionspuffer (ECE-1: 50 mM MES-KOH, pH 5,5; Trypsin: 25 mM NH 4 HCO 3, pH 8,0), 1:1 (v / v) H 2 endgültige 18 O (95%, Sigma Isotec). </li><li> Entnommen wird eine Null Zeitpunkt Probe vor der Zugabe der Protease: Mix 0,5 ul des Reaktionsgemisches und 0,5 ul alpha Cyano-4-HydroxyzimtsäureSäure-Matrix (10 mg / ml in 50% Acetonitril, 0,1% TFA). Spot-Probe auf einem Opti-TOF 384 MALDI Zieltafel (AB SCIEX) und lassen Sie die Lösungsmittel-Tröpfchen bei Raumtemperatur bis trocken (ca. 5 min). </li><li> Teilen Sie die Reaktionslösung in zwei Aliquots. Bei Raumtemperatur oder der empfohlenen Temperatur für das jeweilige Enzym:;: der erste Aliquot wird mit der Protease von Interesse (0,04 nM 75 nM Trypsin ECE-1) inkubiert werden. Das zweite Aliquot wird ohne Protease inkubiert werden und wird als Kontrollprobe zu dienen. Das erste Aliquot eine Standardprobe für Protease-katalysierte 18 O-Kennzeichnung und kann für Peptid-und Protein-Identifizierung, Detektion von proteolytischen Wirkungen und Überwachung der proteolytischen Spaltung Reaktionen eingesetzt werden. Das zweite Aliquot wird verwendet um zu zeigen, dass 18 O-Einbau durch die Protease induziert wird, daher weder Kennzeichnung noch Spaltung wird für diese Probe erwartet. </li><li> Befolgen Sie die Reaktion durch Entfernen Reaktionsaliquots und Schmierblutungen sie als described unter Schritt 5 in Zeitabständen scheinen, als fit. Die oben beschriebenen Reaktionsbedingungen werden verwendet, um eine proteolytische Reaktion für bis zu vier Tagen (ca. 24 Punkte) zu überwachen. Starten Probenahme alle 5 min bis 30 min, dann erkennen alle 30 min bis 2 h, dann ist jede Stunde bis 8 Stunden und alle 8 Stunden bis 4 Tage. Spaltprodukte sollte innerhalb der ersten 12 Stunden erscheinen und das Substrat sollte vollständig hydrolysiert nach 24 Stunden. Verlängerte Reaktionszeit Inkubationszeiten gestatten, um stabile Reaktionsprodukte, die aus diskreten Reaktionszwischenprodukte, das weiter verarbeitet werden, sind zu definieren. Je nach Fragestellung und bestimmten Enzym-Substrat-Paare haben Spotting Zeiten und Inkubationstemperatur moduliert werden, um eine optimale Reaktion Probenahme zu gewährleisten. </li><li> Nachdem die letzte Reaktion Zeitpunkt ist fleckig oder zwischen ausgedehnten Spotting Zeitabständen die MALDI-Target Platte wird auf MALDI-TOF/TOF MS / MS-Analyse vorgelegt, wie unten (Abschnitt B) beschrieben. </li></ol> II. Paleo-Zeitverlauf: Postdigestion Etikettierung von proteolytischen Termini <ol><li> (Optional) Disulfidbindungen von Proteinen (10 uM) und Peptide (250 pM) mit DTT (Endkonzentration 2,5 mM) in 25 mM NH 4 HCO 3 (beide frisch hergestellt) durch Inkubation reduziert und 30 min bei 50 ° C. </li><li> (Optional) herunter Cysteine ​​mit Iodacetamid alkyliert (Endkonzentration 10 mM) in 25 mM NH 4 HCO 3 durch Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur im Dunkeln. </li><li> Abhängig von der Protease von Interesse, benötigen Protein / Peptid-Lösungen zu sein bereinigten um restliche Puffer und Alkylierungsmittel entfernen. Verwenden PepClean C-18 Spin-Säulen für die Peptid-Bereinigung und Vivaspin Zentrifugalkonzentratoren für Protein-Puffer Austausch. </li><li> Abgeblasen / tauschen die bereinigten Peptid products / Proteine ​​in 20 ul Protease Reaktionspuffer (z. B. Trypsin: 25 mM NH 4 HCO 3, pH 8,0) und Verdau mit Protease von Interesse bis zur Fertigstellung (z. B. Trypsin: 0,04 nM; 37 ° C; 12 h). </li><li> Cleanup Spaltprodukte mit PepClean C-18 Spin-Säulen. Dieser Schritt wird Eliminierung restlicher Proteaseaktivitäten. </li><li> Abgeblasen / tauschen die bereinigten Peptid Produkte in 20 ul Protease Reaktionspuffer (Trypsin: 25 mM NH 4 HCO 3, pH 8,0), 1:1 (v / v) final H 2 18 O </li><li> Entnommen wird eine Null Zeitpunkt Probe vor der Zugabe des Enzyms: Mix 0,5 ul des Reaktionsgemisches und 0,5 ul alpha Cyano-4-Hydroxyzimtsäure Matrix (10 mg / ml in 50% Acetonitril, 0,1% TFA). Spot-Probe auf einem MALDI-Target Platte und lassen Sie die Lösungsmittel-Tröpfchen bei Raumtemperatur bis trocken (ca. 5 min). </li><li> Teilen Sie die Reaktionslösung in zwei Aliquots. Bei Raumtemperatur oder der empfohlenen Temperatur für das jeweilige Enzym: der erste Aliquot wird mit Protease von Interesse (0,04 nM zB Trypsin) inkubiert werden. Das zweite Aliquot wird ohne Protease inkubiert werden und wird als Kontrolle zu dienen. Die ersteAliquot eine Standardprobe für Protease-katalysierten 18 O-postdigestion Beschriftungen und können für Peptid-und Protein-Quantifizierung verwendet werden. Das zweite Aliquot wird verwendet um zu zeigen, dass 18 O-Einbau durch die Protease katalysiert wird, daher wird keine Markierung für diese Probe erwartet. </li><li> Befolgen Sie die Reaktion durch Entfernen Reaktionsaliquots und Spotting ihnen wie unter Schritt 7 beschrieben.) In zeitlichen Abständen scheinen, als fit. Zum Beispiel sahen wir zunächst alle 5 min bis zu 30 min und jede 15 min nach, dass die Carboxyl-Sauerstoff-Austausch durch Trypsin katalysiert überwachen. </li><li> Nachdem die letzte Reaktion Zeitpunkt ist fleckig oder zwischen ausgedehnten Spotting Abständen die MALDI-Target Platte wird auf MALDI-TOF/TOF MS / MS-Analyse vorgelegt, wie unten (Abschnitt B) beschrieben. </li></ol> III. Aleo-Zeitverlauf: Säurekatalysierte Kennzeichnung von Carboxylgruppen <ol><li> Inkubieren einzelnen Peptide (50 nM) mit 1:1 (v / v) 18 O-angereicherte Wasser in ter An-oder Abwesenheit (Kontrolle) von 0,1% (v / v) Trifluoressigsäure endgültige (Gesamtvolumen 30 ul). </li><li> Probe die Reaktionsprodukte täglich für 48 Tage durch Co-Spotting eine 0,5 ul Aliquots der Mischung mit 0.5μl von alpha Cyano-4-Hydroxyzimtsäure Matrix (10 mg / ml in 50% Acetonitril, 0,1% TFA) direkt auf ein MALDI-Target Platte. </li><li> Zwischen Spotting Abständen und nach dem Spotten der endgültigen Reaktion Zeitpunkt einzureichen MALDI Zieltafel für MALDI-TOF/TOF MS / MS-Analyse wie in Abschnitt B beschrieben </li></ol> B. MALDI-TOF/TOF MS / MS Datenerfassung und-analyse <ol><li> Massenspektren werden auf einem 4800 MALDI TOF / TOF-Analysator (AB SCIEX) erworben. </li><li> Vor der Analyse wird das Gerät mit einer Mischung von Peptid-Standards (Mass Standards Kit zur Kalibrierung von AB SCIEX TOF / TOF Instrumente) mit einer zulässigen Gesamtmasse Messfehler von ± 50 ppm und einer minimalen Anzahl von sechs Gipfeln passend kalibriert. </li><li> MS-Spektren (MassenbereichSchrittgröße 50) mit einer annehmbaren Base Peakintensität Bereich von 2.000 - 45.000; 400 - 3.800 - 4.000 m / z) werden in dreifacher Ausfertigung mit positiven Ionen-Modus mit einer einstellbaren Laserintensität (3.400 erworben. Einzelaufnahmen für Sub-Spektren erworben werden, mit insgesamt 400 Schuss / Spektrum, Stopp-Bedingungen in Kraft nach 800 sub-Spektren kommen erworben werden (bestanden oder nicht bestanden) oder 400 sub-Spektren Pass Akzeptanzkriterien. Im Falle einer low-reiche Proben oder in Gegenwart komplexer biologischer Herkunft das untere Ende des MS Erfassungsbereich sollte bis 800 m / z erhöht werden. Darüber hinaus kann es erforderlich sein, Salz und anderen störenden Verbindungen mit einer Probe Aufräumsegments wie früher oder durch LC-Trennung beschrieben zu entfernen. </li><li> MS-Dateien (. T2d Dateien) werden von der 4000 Series Explorer Datenerfassungs-Software exportiert und importiert in unsere in-house Labor-Informations-System, das MASCOT Distiller-Software (Matrix Science) zur spektralen Verarbeitung und Peak-Erkennung nutzt. Isotopic Umschlägesind entfalteten und 18 O-Einbau-Verhältnisse automatisch unter Verwendung eines Algorithmus ähnlich dem von Mason et al. 12 beschrieben und angepasst durch unsere Gruppe 9. Alternativ Software-Tools wie ZoomQuant 13 und Viper 14, als auch kommerzielle Software-Pakete wie Als BioWorks Xpress (Thermo Fisher Scientific) und Mascot Distiller Quantifizierung Toolbox (Matrix Science) können dekonvolutieren 18 O-Typ-Daten 15,16. 18 O-Einbau-Verhältnisse als die relativen Beiträge der einzelnen Peptid-Isotop Arten ausgedrückt werden (dh Peptide mit 16 O, 18 O 18 O 1 oder 2) auf die gesamte isotopischen Umschlag. </li><li> Für jede Zeitverlauf Experiment wurden die molekularen Massen ([M + H] +) für alle detektierten Peptidspezies werden aus den zugehörigen MS-Daten extrahiert, und die Werte bei einer 100 ppm Masse Breite klassierten. </li><li> At mindestens drei [M + H] + sind so eingestellt, erforderlich, um eine bin zu füllen. Im Falle der bekannten Substrate wird das gefilterte bin Liste in eine Liste von proteolytischen Spaltprodukten vorhergesagten von dem Substrat unter Verwendung der Peptidsequenz ExPASy FindPept Werkzeug 17 (Vergleich <a href="http://au.expasy.org/tools/findpept.html" target="_blank">http://au.expasy.org/tools/findpept.html</a> ) und einen 200 ppm Masse Fehler Akzeptanz Toleranz. </li><li> MS / MS-Spektren sind für alle Massewerte von Spaltprodukten durch den FindPept Tool und bin Werte, die 18 O-Gründungen mit ihnen verknüpft sind vorausgesagt erworben. MS / MS-Daten werden auf dem 4800 MALDI TOF / TOF Analyzer in 1kV Reflektor positive Ionen-Modus erworben, mit einer festen Laserintensität von 4200 und CID-Gas im ausgeschalteten Zustand. 50 Aufnahmen werden in einem randomisierten Muster pro Sub-Spektren bis zu einem Gesamtbetrag von 40 sub-Spektren pro Spot (was eine Gesamtmenge von 2.000 Schuss / spot) erworben. </li><li> MS / MS-Daten-Dateien (. T2d Dateien) werden von der 4000 Series Explo exportiertrer Datenerfassungs-Software importiert und in unsere in-house Labor-Informations-System, werden Peaks erkannt und MS / MS Peaklisten werden mit den entsprechenden klassierte MS Daten verbunden sind. </li><li> Für Peptid-Identifizierung, werden MS / MS Peaklisten gegen die SwissProt Datenbank mit dem MASCOT Suchmaschine mit folgenden Suchparametern gesucht: kein Enzym Spezifität, 150 ppm Vorläufer-Ion und 0,2 Da Fragment Ionenmasse Toleranzen. </li><li> Peptid Identifikationen kann zusätzlich unter Verwendung des validierten Daten-Explorer-Software (AB SCIEX) durch Bestätigen der charakteristischen 18 O-Inkorporation Muster über y-Reihe Fragmentionen wie durch Shevchenko et al. 18. </li></ol> C. Herstellung von Spectral Zeit und 18 O-Einbau Plots Spectral Zeitdiagramme: MS-Dateien (. T2d Dateien) für jede Reaktion Zeitpunkt werden aus dem Data Explorer-Software als exportiert ASCII-Dateien mit einerMakro-und Importieren in eine Datenanalyse und Grafik-Software-Programm (zB Origin von OriginLab) und als Wasserfall Plots (Abbildung 3). 18 O-Inkorporation Plots: Für jede klassierte Peptidspaltungsproduktes, die jeweiligen Beiträge der einzelnen Peptid Isotop Spezies (16 O, 18 O 18 O 1 oder 2) sind in allen Punkten Reaktionszeit extrahiert und gegen die Zeit aufgetragen (Abb. 4).

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	<li>Bender, M., Kemp, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen-18+Studies+of+the+Mechanism+of+the+alpha-Chymotrypsin-catalyzed+Hydrolysis+of+Esters.">Oxygen-18 Studies of the Mechanism of the alpha-Chymotrypsin-catalyzed Hydrolysis of Esters.</a> Journal of the American Chemical Society. 79, 111-116 (1957).</li><li>Sharon, N., Grisaro, V., Neumann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pepsin-catalyzed+exchange+of+oxygen+atoms+between+water+and+carboxylic+acids.">Pepsin-catalyzed exchange of oxygen atoms between water and carboxylic acids.</a> Archives of Biochemistry and Biophysics. 97, 219-221 (1962).</li><li>Antonov, V., Ginodman, L., Rumsh, L., Kapitannikov, Y., Barshevskaya, T., Yavashev, L., Gurova, A., Volkova, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+mechanisms+of+action+of+proteolytic+enzymes+using+heavy+oxygen+exchange.">Studies on the mechanisms of action of proteolytic enzymes using heavy oxygen exchange.</a> European Journal of Biochemistry. 117, 195-200 (1981).</li><li>Fenselau, C., Yao, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=18O2-labeling+in+quantitative+proteomic+strategies:+a+status+report.">18O2-labeling in quantitative proteomic strategies: a status report.</a> Journal of Proteome Research. 8, 2140-2143 (2009).</li><li>Miyagi, M., Rao, K. 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J., Hardt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acid-catalyzed+oxygen-18+labeling+of+peptides.">Acid-catalyzed oxygen-18 labeling of peptides.</a> Analytical Chemistry. 81, 2804-2809 (2009).</li><li>Bender, M., Stone, R., Dewey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+Isotopic+Oxygen+Exchange+between+Substituted+Benzoic+Acids+and+Water.">Kinetics of Isotopic Oxygen Exchange between Substituted Benzoic Acids and Water.</a> Journal of the American Chemical Society. 78, 319-321 (1956).</li><li>Kuster, B., Schirle, M., Mallick, P., Aebersold, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scoring+proteomes+with+proteotypic+peptide+probes.">Scoring proteomes with proteotypic peptide probes.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 6, 577-583 (2005).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Durch die Kombination von stabilen Isotopenmarkierung und hochauflösende Massenspektrometrie in einer zeitaufgelösten Weise ermöglicht die Paleo-Zeitverlauf-Methode für eine dynamische Analyse der Erzeugung von Peptid-Produkte. Der Assay kann verwendet werden, um stabile isotopenmarkierte Peptide für die quantitative und qualitative Proteomstudien erzeugen und die Kinetiken, mit denen proteotypischen Peptiden erzeugt werden ausgewertet werden. Weiterhin ist Paleo-Zeitverlauf zur proteolytischen Wege unter spezielle...

<table border="1"><tbody><tr><td> Bezeichnung des Gutes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> PepClean C-18 Spin Columns </td><td> Thermo </td><td> 89870 </td></tr><tr><td> Opti-TOF 384 MALDI Zieltafel </td><td> AB SCIEX </td><td> 1016629 </td></tr><tr><td> 4800 MALDI TOF / TOF </td><td> AB SCIEX </td><td></td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Materials <table border="1"><tbody><tr><td> Namen Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Alpha cyano-4-Hydroxyzimtsäure </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 70.990-1G-F </td></tr><tr><td> Rinderserumalbumin (BSA) </td><td> Sigma Aldrich </td><td> A3294-10G </td></tr><tr><td> Dithiothreitol (DTT) </td><td&gt; Acros </td><td> 16568-0050 </td></tr><tr><td> Iodacetamid (IAM) </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 1149-5G </td></tr><tr><td> Endothelin converting enzyme-1 (ECE-1) </td><td> R &amp; D Systems </td><td> 1784-ZN </td></tr><tr><td> Trypsin Gold- </td><td> Promega </td><td> V5280 </td></tr><tr><td> Wasser-18 O, 97 O 18 Atom% </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 329.878-1G </td></tr><tr><td> Trifluoressigsäure (TFA) </td><td> Thermo </td><td> 28904 </td></tr><tr><td> Messe Standards Kit zur Kalibrierung von AB SCIEX TOF / TOF-Geräte </td><td> AB SCIEX </td><td> 4333604 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2. Reagenzien

protease- and acid-catalyzed labeling workflows employing 18o-enriched water

Stabile Isotope sind unverzichtbare Werkzeuge in der biologischen Massenspektrometrie. Historisch gesehen, haben 18 O-stabilen Isotopen wurde ausgiebig genutzt, um die katalytischen Mechanismen von proteolytischen Enzymen 1-3 studieren. Mit dem Aufkommen der Massenspektrometrie basierenden Proteomik ist die enzymatisch-katalysierten Einbau von 18 O-Atomen, die aus stabilen Isotopen angereicherte Wasser zu einem beliebten Methode quantitativ zu vergleichen Proteinexpression Ebenen (Übersichtsartikel von Fenselau und Yao 4, Miyagi und Rao 5 und Ye et al. 6). 18 O-Kennzeichnung stellt eine einfache und preiswerte Alternative zur chemischen (zB iTRAQ, ICAT) und metabolische (zB SILAC) Markierungstechniken 7. Abhängig von der Protease verwendet wird, kann 18 O-Kennzeichnung in der Einarbeitung von bis zu zwei 18 O-Atomen in der C-terminalen Carboxylgruppe der Spaltprodukt 3 führen </sup&gt;. Die Markierungsreaktion kann in zwei unabhängige Prozesse, die Peptidbindungsspaltung und die Carboxyl Sauerstoff Austauschreaktion 8 unterteilen. In unserem Paléo (p rotease-a ssisted l Abeling e mploying 18 O-angereichertem Wasser) Anpassung der enzymatischen 18 O-Kennzeichnung, verwendeten wir 50% 18 O-angereichertem Wasser Unterscheidungskraft Isotopensignaturen ergeben. In Kombination mit hochauflösende Matrix-Assisted Laser Desorption Ionisation Time-of-Flight-Tandem-Massenspektrometrie (MALDI-TOF/TOF MS / MS) können die charakteristischen Isotop Umschläge zu Spaltprodukten mit einem hohen Maß an Spezifität zu identifizieren. Wir haben vorher haben die Paläo-Methodik zur Erfassung und Charakterisierung endogene Proteasen 9 und überwachen proteolytische Reaktionen 10-11. Da Paleo kodiert das Wesen der proteolytischen Spaltung, ist der Versuchsaufbau einfache und biochemische enrichment Schritte von Spaltprodukten umgangen werden kann. Das Paléo-Verfahren kann leicht an (i) Zeitverlauf Experimente, die die Dynamik der proteolytischen Spaltung Reaktionen und (ii) die Analyse der Proteolyse in komplexen biologischen Proben, die physiologischen Bedingungen stellen zu überwachen erweitert werden. Paleo-Zeitverlauf Experimente helfen identifizieren geschwindigkeitsbestimmenden Verarbeitungsschritte und Intermediate in komplexen proteolytischen Stoffwechselweg Reaktionen. Weiterhin erlaubt die Paleo-Reaktion wir proteolytische Enzyme wie die Serinprotease Trypsin, die fähig, ihre Spaltprodukte binden und katalysieren den Einbau eines zweiten 18 O-Atom ist identifizieren. Solche &quot;double-Kennzeichnung&quot; Enzyme können für postdigestion 18 O-Kennzeichnung, bei denen Peptide ausschließlich durch die Carboxyl-Sauerstoff-Austausch sind beschriftet werden. Unsere dritte Strategie erstreckt Kennzeichnung beschäftigt 18 O-angereichertem Wasser über Enzyme und nutzt sauren pH-Bedingungen, um 18 O-stabilen Isotopen Zeichen einzuführenturen in Peptide.

Wir nutzten die Paleo-Zeitverlauf Workflow dynamisch überwachen den Einbau von 18 O-stabilen Isotopen in Peptid Spaltprodukte durch proteolytische Enzyme erzeugt. Der vorgestellte Ansatz ist ein vielseitiges Werkzeug vergleichsweise studieren proteolytische Prozessierung Wege für unterschiedliche Substrat und Protease-Kombinationen. Durch Abtasten proteolytischen Reaktionen wiederholt über den Verlauf der Reaktion stellt das Paleo-Zeitverlauf Experiment zeitaufgelösten Momentaufnahmen von Substrat und Pro...

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Protease- and Acid-catalyzed Labeling Workflows Employing 18O-enriched Water

Stabile Isotopenmarkierung Workflows Einsatz<sup&gt; 18</sup&gt; O-angereichertem Wasser (Leo-Workflows) sind vielseitige Werkzeuge zur quantitativen und qualitativen Proteomstudien. In Protease-assisted (Paleo) Workflows,<sup&gt; 18</sup&gt; O-Atome werden durch proteolytische Spaltung und Carboxyl-Sauerstoff-Austausch durch Proteasen vermittelt eingeführt. In der Säure-katalysierten (Aleo) Workflow,<sup&gt; 18</sup&gt; O-Atome durch Carboxyl Sauerstoffaustausch bei niedrigen pH eingeführt.

Protease-und Acid-katalysierten Labeling Workflows beschäftigt<sup&gt; 18</sup&gt; O-angereichertem Wasser

Stable isotopes are essential tools in biological mass spectrometry. Historically, 18O-stable isotopes have been extensively used to study the catalytic ...

protease-acid-catalyzed-labeling-workflows-employing-18o-enriched

Research

JoVE Journal

Biology

Protease- and Acid-catalyzed Labeling Workflows Employing 18O-enriched Water

11.9K Aufrufe.  Boston Biomedical Research Institute. Stabile Isotopenmarkierung Workflows Einsatz 18 O-angereichertem Wasser (Leo-Workflows) sind vielseitige Werkzeuge zur quantitativen und qualitativen Proteomstudien. In Protease-assisted (Paleo) Workflows, 18 O-Atome werden durch proteolytische Spaltung und Carboxyl-Sauerstoff-Austausch durch Proteasen vermittelt eingeführt. In der Säure-katalysierten (Aleo) Workflow, 18 O-Atome durch Carboxyl Sauerstoffaustausch bei ni...

Serie: Protease- and Acid-catalyzed Labeling Workflows Employing 18O-enriched Water

Measuring Exocytosis in Neurons Using FM Labeling

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time imaging of vesicles labeled with FM dye to monitor the rate of presynaptic vesicle release.  FM4-64 is a red fluorescent amphiphilic styryl dye that embeds into the membranes of synaptic vesicles as endocytosis is stimulated.  Lipophilic interactions cause the dye to greatly increase in fluorescence, thus emitting a bright signal when associated with vesicles and a nominal one when in the extracellular fluid. After a wash step is used to help remove external dye within the plasma membrane, the remaining FM is concentrated within the vesicles and is then expelled when exocytosis is induced by another round of electrical stimulation. The rate of vesicles release is measured from the resulting decrease in fluorescence.  Since FM dye can be applied external and transiently, it is a useful tool for determining rates of exocytosis in neuronal cultures, especially when comparing the rates between transfected synapses and neighboring control boutons.



The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission. Here we used real-time imaging of vesicles labeled with the red fluorescent dye FM 4-64 to measure the rate of presynaptic vesicle release in hippocampal neuronal cultures.

Mess-Exocytose in Neuronen mit FM Labeling

The ability to measure the kinetics of vesicle release can help provide insight into some of the basics of neurotransmission.  Here we used real-time ...

Forschung

Biologie

Morris Water Maze Experiment

The Morris water maze is widely used to study spatial memory and learning. Animals are placed in a pool of water that is colored opaque with powdered non-fat milk or non-toxic tempera paint, where they must swim to a hidden escape platform. Because they are in opaque water, the animals cannot see the platform, and cannot rely on scent to find the escape route. Instead, they must rely on external/extra-maze cues. As the animals become more familiar with the task, they are able to find the platform more quickly. Developed by Richard G. Morris in 1984, this paradigm has become one of the "gold standards" of behavioral neuroscience.

The Morris water maze is a well-accepted tool used to document the involvement of the hippocampus in a behavioral task.

Morris Water Maze-Experiment

The Morris water maze is widely used to study spatial memory and learning. Animals are placed in a pool of water that is colored opaque with powdered ...

Sigma's Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate

Proteases break peptide bonds. In the lab, it is often necessary to measure and/or compare the activity of proteases. Sigma's non-specific protease activity assay may be used as a standardized procedure to determine the activity of proteases, which is what we do during our quality control procedures. In this assay, casein acts as a substrate. When the protease we are testing digests casein, the amino acid tyrosine is liberated along with other amino acids and peptide fragments. Folin and Ciocalteus Phenol, or Folin's reagent primarily reacts with free tyrosine to produce a blue colored chromophore, which is quantifiable and measured as an absorbance value on the spectrophotometer. The more tyrosine that is released from casein, the more the chromophores are generated and the stronger the activity of the protease. Absorbance values generated by the activity of the protease are compared to a standard curve, which is generated by reacting known quantities of tyrosine with the F-C reagent to correlate changes in absorbance with the amount of tyrosine in micromoles. From the standard curve the activity of protease samples can be determined in terms of Units, which is the amount in micromoles of tyrosine equivalents released from casein per minute.
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Sigma&#039;s Non-specific Protease Activity Assay - Casein as a Substrate

Proteases break peptide bonds. In the lab, it is often necessary to measure and/or compare the activity of proteases. Sigma's non-specific protease activity assay may be used as a standardized procedure to determine the activity of proteases.

Sigma Unspezifische Protease Activity Assay - Casein als Substrat

Proteases break peptide bonds. In the lab, it is often necessary to measure and/or compare the activity of proteases.  Sigma's non-specific protease ...

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells that align along each side of the heart wall, supportive alary muscles and, in adults, a layer of ventral longitudinal muscle cells. The contractile fibers house conserved constituents of the muscle cytoarchitecture including densely packed bundles of myofibrils and cytoskeletal/submembranous protein complexes, which interact with homologous components of the extracellular matrix. Here we describe a protocol for the fixation and the fluorescent labeling of particular myocardial elements from the hearts of dissected larvae and semi-intact adult Drosophila. Specifically, we demonstrate the labeling of sarcomeric F-actin and of &alpha;-actinin in larval hearts. Additionally, we perform labeling of F-actin and &alpha;-actinin in myosin-GFP expressing adult flies and of &alpha;-actinin and pericardin, a type IV extracellular matrix collagen, in wild type adult hearts. Particular attention is given to a mounting strategy for semi-intact adult hearts that minimizes handling and optimizes the opportunity for maintaining the integrity of the cardiac tubes and the associated tissues. These preparations are suitable for imaging via fluorescent and confocal microscopy. Overall, this procedure allows for careful and detailed analysis of the structural characteristics of the heart from a powerful genetically tractable model system.

Fluorescent Labeling of Drosophila Heart Structures

Here we describe a basic protocol for fluorescent labeling of different elements of heart tubes from larva and adult Drosophila melanogaster. These specimens are well-suited for imaging via fluorescent or confocal microscopy. This technique permits detailed structural analysis of the features of the hearts from a powerful model organism.

Fluoreszenzmarkierung Drosophila Herz Structures

The Drosophila melanogaster dorsal vessel, or heart, is a tubular structure comprised of a single layer of contractile cardiomyocytes, pericardial cells ...

Use of the Protease Fluorescent Detection Kit to Determine Protease Activity

The Protease Fluorescent Detection Kit provides ready-to-use reagents for detecting the presence of protease activity. This simple assay to detect protease activity uses casein labeled with fluorescein isothiocyanate (FITC) as the substrate.
Protease activity results in the cleavage of the FITC-labeled casein substrate into smaller fragments, which do not precipitate under acidic conditions. After incubation of the protease sample and substrate, the reaction is acidified with the addition of trichloroacetic acid (TCA). The mixture is then centrifuged with the undigested substrate forming a pellet and the smaller, acid soluble fragments remaining in solution. The supernatant is neutralized and the fluorescence of the FITC-labeled fragments is measured.
The described kit procedure detects the trypsin protease control at a concentration of approximately 0.5 &mu;g/ml (5 ng of trypsin added to the assay). This sensitivity can be increased with a longer incubation time, up to 24 hours. The assay is performed in microcentrifuge tubes and procedures are provided for fluorescence detection using either cuvettes or multiwell plates.

The Protease Fluorescent Detection Kit is designed for the measurement of protease activity using fluorometry. It is also suitable for detection of trace amounts of protease contamination. The method is based on the proteolytic hydroysis of a proprietary formulation of a FITC-labeled casein substrate.

Die Nutzung der Protease Fluorescent Detection Kit für Protease-Aktivität zu bestimmen

The Protease Fluorescent Detection Kit provides ready-to-use reagents for detecting the presence of protease activity. This simple assay to detect ...

GC-based Detection of Aldononitrile Acetate Derivatized Glucosamine and Muramic Acid for Microbial Residue Determination in Soil

Quantitative approaches to characterizing microorganisms are crucial for a broader understanding of the microbial status and function within ecosystems. Current strategies for microbial analysis include both traditional laboratory culture-dependent techniques and those based on direct extraction and determination of certain biomarkers1, 2. Few among the diversity of microbial species inhabiting soil can be cultured, so culture-dependent methods introduce significant biases, a limitation absent in biomarker analysis.
The glucosamine, mannosamine, galactosamine and muramic acid have been well served as measures of both the living and dead microbial mass, of these the glucosamine (most abundant) and muramic acid (uniquely from bacterial cell) are most important constituents in the soil systems3, 4. However, the lack of knowledge on the analysis restricts the wide popularization among scientific peers. Among all existing analytical methods, derivatization to aldononitrile acetates followed by GC-based analysis has emerged as a good option with respect to optimally balancing precision, sensitivity, simplicity, good chromatographic separation, and stability upon sample storage5.
Here, we present a detailed protocol for a reliable and relatively simple analysis of glucosamine and muramic acid from soil after their conversion to aldononitrile acetates. The protocol mainly comprises four steps: acid digestion, sample purification, derivatization and GC determination. The step-by-step procedure is modified according to former publications6, 7. In addition, we present a strategy to structurally validate the molecular ion of the derivative and its ion fragments formed upon electron ionization. We applied GC-EI-MS-SIM, LC-ESI-TOF-MS and isotopically labeled reagents to determine the molecular weight of aldononitrile acetate derivatized glucosamine and muramic acid; we used the mass shift of isotope-labeled derivatives in the ion spectrum to investigate ion fragments of each derivatives8. In addition to the theoretical elucidation, the validation of molecular ion of the derivative and its ion fragments will be useful to researchers using &delta;13C or ion fragments of these biomarkers in biogeochemical studies9, 10.

We describe a method protocol for the GC-based analysis of the aldonitrile acetate derivatives of glucosamine and muramic acid extracted from soil. For elucidation of the chemical mechanism, we also present a strategy to confirm the structure of the derivative and the ion fragments formed upon electron ionization.

GC-basierte Erkennung von Aldononitrile Acetat Derivatisierte Glucosamin und Muraminsäure für Mikrobielle Rückstandsbestimmung im Boden

Quantitative approaches to characterizing microorganisms are crucial for a broader understanding of the microbial status and function within ecosystems. ...

Mouse Islet of Langerhans Isolation using a Combination of Purified Collagenase and Neutral Protease

The interrogation of beta cell gene expression and function in vitro has squarely shifted over the years from the study of rodent tumorigenic cell lines to the study of isolated rodent islets. Primary islets offer the distinct advantage that they more faithfully reflect the biology of intracellular signaling pathways and secretory responses. Whereas the method of islet isolation using tissue dissociating enzyme (TDE) preparations has been well established in many laboratories1-4, variations in the consistency of islet yield and quality from any given rodent strain limit the extent and feasibility of primary islet studies. These variations often occur as a result of the crude partially purified TDEs used in the islet isolation procedure; TDEs frequently exhibit lot-to-lot variations in activity and often require adjustments to the dose of enzyme used. A small number of reports have used purified TDEs for rodent cell isolations5, 6, but the practice is not widespread despite the routine use and advantages of purified TDEs for human islet isolations. In collaboration with VitaCyte, LLC (Indianapolis, IN), we developed a modified mouse islet isolation protocol based on that described by Gotoh7, 8, in which the TDEs are perfused directly into the pancreatic duct of mice, followed by crude tissue fractionation through a Histopaque gradient9, and isolation of purified islets. A significant difference in our protocol is the use of purified collagenase (CIzyme MA) and neutral protease (CIzyme BP) combination. The collagenase was characterized by the use of a6 fluorescence collagen degrading activity (CDA) assay that utilized fluorescently labeled soluble calf skin fibrils as substrate6. This substrate is more predictive of the kinetics of collagen degradation in the tissue matrix because it relies on native collagen as the substrate. The protease was characterized with a sensitive fluorescent kinetic assay10. Utilizing these improved assays along with more traditional biochemical analysis enable the TDE to be manufactured more consistently, leading to improved performance consistency between lots. The protocol described in here was optimized for maximal islet yield and optimal islet morphology using C57BL/6 mice. During the development of this protocol, several combinations of collagenase and neutral proteases were evaluated at different concentrations, and the final ratio of collagenase:neutral protease of 35:10 represents enzyme performance comparable to Sigma Type XI. Because significant variability in average islet yields from different strains of rats and mice have been reported, additional modifications of the TDE composition should be made to improve the yield and quality of islets recovered from different species and strains.

A detailed description of mouse islet isolation is described using the technique of in situ pancreatic ductal cannulation and perfusion of a combination of purified collagenase and neutral protease.

Maus Islet der Langerhans Isolation durch eine Kombination von gereinigtem Collagenase und Neutral Protease

The interrogation of beta cell gene expression and function in vitro has squarely shifted over the years from the study of rodent tumorigenic cell lines ...

Determining Membrane Protein Topology Using Fluorescence Protease Protection (FPP)

The correct topology and orientation of integral membrane proteins are essential for their proper function, yet such information has not been established for many membrane proteins. A simple technique called fluorescence protease protection (FPP) is presented, which permits the determination of membrane protein topology in living cells. This technique has numerous advantages over other methods for determining protein topology, in that it does not require the availability of multiple antibodies against various domains of the membrane protein, does not require large amounts of protein, and can be performed on living cells. The FPP method employs the spatially confined actions of proteases on the degradation of green fluorescent protein (GFP) tagged membrane proteins to determine their membrane topology and orientation. This simple approach is applicable to a wide variety of cell types, and can be used to determine membrane protein orientation in various subcellular organelles such as the mitochondria, Golgi, endoplasmic reticulum and components of the endosomal/recycling system. Membrane proteins, tagged on either the N-termini or C-termini with a GFP fusion, are expressed in a cell of interest, which is subject to selective permeabilization using the detergent digitonin. Digitonin has the ability to permeabilize the plasma membrane, while leaving intracellular organelles intact. GFP moieties exposed to the cytosol can be selectively degraded through the application of protease, whereas GFP moieties present in the lumen of organelles are protected from the protease and remain intact. The FPP assay is straightforward, and results can be obtained rapidly.

Determining Membrane Protein Topology Using Fluorescence Protease Protection FPP

Here, we present a protocol to determine the orientation and topology of integral membrane proteins in living cells. This simple protocol relies on selective protease sensitivity of chimeras between the protein of interest and GFP.

Bestimmen Membrane Protein Topologie Mit Fluorescence Protease Schutz (FPP)

The correct topology and orientation of integral membrane proteins are essential for their proper function, yet such information has not been established ...

TEM-Workflows, Ergebnisanalyse und Datenmanagement mit einem Machine-Vision-Ansatz

A Machine-Vision Approach to Transmission Electron Microscopy Workflows, Results Analysis and Data Management

Transmission electron microscopy (TEM) enables users to study materials at their fundamental, atomic scale. Complex experiments routinely generate thousands of images with numerous parameters that require time-consuming and complicated analysis. AXON synchronicity is a machine-vision synchronization (MVS) software solution designed to address the pain points inherent to TEM studies. Once installed on the microscope, it enables the continuous synchronization of images and metadata generated by the microscope, detector, and in situ systems during an experiment. This connectivity enables the application of machine-vision algorithms that apply a combination of spatial, beam, and digital corrections to center and track a region of interest within the field of view and provide immediate image stabilization. In addition to the substantial improvement in resolution afforded by such stabilization, metadata synchronization enables the application of computational and image analysis algorithms that calculate&#8239;variables between images. This calculated metadata can be used to analyze trends or identify key areas of interest within a dataset, leading to new insights and the development of more sophisticated machine-vision capabilities in the future. One such module that builds on this calculated metadata is dose calibration and management. The dose module provides state-of-the-art calibration, tracking, and management of both the electron fluence (e-/&#197;2&#183;s-1) and cumulative dose (e-/&#197;2) that is delivered to specific areas of the sample on a pixel-by-pixel basis. This enables a comprehensive overview of the interaction between the electron beam and the sample. Experiment analysis is streamlined through a dedicated analysis software in which datasets consisting of images and corresponding metadata are easily visualized, sorted, filtered, and exported. Combined, these tools facilitate efficient collaborations and experimental analysis, encourage data mining and enhance the microscopy experience.

Autor im Rampenlicht: Ein Machine-Vision-Ansatz für Arbeitsabläufe in der Transmissionselektronenmikroskopie, Ergebnisanalyse und Datenmanagement  

Here, we present a protocol to utilize machine-vision software to stabilize dynamic processes during TEM imaging, while concurrently indexing multiple streams of metadata to each image into a navigable timeline. We demonstrate how this platform enables automated calibration and mapping of the electron dose over the course of an experiment.