Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health (NIH) K12 für Physikalische und Ergotherapeuten-umfassende Möglichkeiten in der Rehabilitation Research Training (K12 HD055931), der Stiftung für Physikalische Therapie und die Pittsburgh Claude D. Pfeffer Ältere Amerikaner Independence Center (P30 AG024827 finanziert ).

1. Vorbereitung der Elektrode <ul><li> Schneiden Sie ein 1 cm x 1 cm Abschnitt des Vektors Platine. </li><li> Stabilisieren 2 Drahtwickelstützen Stifte in eine Schraubzwinge Griff, mit Stiften Abstand von etwa 3,5 mm voneinander entfernt. Die gegabelten Enden der Stifte sollte nach oben zeigen. </li><li> Beugen Sie Drahtwickelstützen Pins im 90 °-Winkel, etwa auf halbem Weg entlang ihrer Länge, mit Spitzzange. </li><li> Setzen Sie die Kupferdrähte von Konnektoren, etwa 7 cm von der Lead-Verbindung, durch Strippen des Drahtisolierung. </li><li> Löt einem der Kupferdrähte am gegabelten Ende eines der Drahtwickelstützen Stifte. Wiederholen Sie Schritt für das Löten anderen Drahtwickelstützen Stift. </li><li> Ziehen Sie Schrumpfschläuche bei Lötverbindung zwischen Kupferleitungen und Gold Pins, um zu isolieren und zu stabilisieren. Erhitzen Sie den Schlauch mit der Lötspitze. </li><li> Legen Sie die abgelötet Spitzen der Stifte in Drahtwickelstützen benachbarten Öffnungen des Steckbrett Platine. </li><li> Sicherstellen, dass die Drahtwickelstützen Stifte parallel zueinander und sind strick durch das Steckbrett, dass die Spitzen den gleichen Abstand befinden, wenn durch die Platine platziert. </li><li> Einbetten gelöteten Enden der Stifte in klarem Epoxy. Lassen Sie das Epoxidharz für etwa 10 Minuten zu heilen, oder bis es komplett trocken. </li><li> Wiederholen Sie die Anwendung von Epoxid, bis die Stifte-und Vektor-Platine vollständig eingebettet sind, um die strukturelle Integrität und Zugentlastung der Zuleitungen bieten. </li><li> Schleifen Sie das Epoxidharz mit einem Metall-Datei, um die Spitzen der Stifte Gold freizulegen. </li><li> Benutzen Sie ein Multimeter, um sicherzustellen, dass die beiden Leitungen sind nicht elektrisch kurzgeschlossen und dass die Anschlussdrähte haben richtige Kontinuität </li><li> Befestigen Sie die Elektrode führt von der NMES Gerät an weiblichen 2-Wege-Draht-Anschluss (Pomona Patchkabel). </li></ul> 2. Tierische Vorbereitung <ul><li> Tiere werden betäubt durch Inhalation mit 2% Isofluran (Abbott Laboratories, North Chicago, IL) in 100% O 2-Gas. Das Tier sollte bleiben während t narkotisiertener NMES Sitzung. </li><li> Vor Beginn der NMES Protokoll auszuführen eine Zehe Quetschung um sicherzustellen, dass das Tier betäubt vollständig ist. </li><li> Tiere sollten regelmäßig auf Reaktion auf die Stimulation überprüft werden, um sicherzustellen, das Anästhetikum ausreichend ist. Die Narkose sollte nach Bedarf eingestellt werden. Bewegung außer, dass der stimulierten Bein, Änderungen in Atmungstiefe und die Farbe des Schleimhäuten alle regelmäßig geprüft werden, um Narkosetiefe überwachen. </li><li> Positionieren Sie das Tier in Seitenlage. </li><li> Apply Augen Schmiermittel für die Augen, um die Hornhaut Trocknung während des Verfahrens zu verhindern. </li><li> Rasieren Sie den hinteren Gliedmaßen zu behandelnden Fläche, und wischen Sie mit Alkohol. </li><li> Wischen Sie die Elektrode mit 3% Bleichmittel, dann mit Wasser abspülen. </li><li> Tragen Sie eine Schicht aus leitendem Gel über der Stelle, wo die Elektrode aufgebracht werden. Wenden nach Bedarf während des NMES Protokoll, um den Stromfluss zwischen der Elektrode und der Haut sicherzustellen. </li><li> Eine Wärmelampe or Zirkulationswasserbad Decke sollte verwendet werden, um normale Körperkerntemperatur Bereichen aufrecht zu erhalten. </li><li> Hinweis: Alle Verfahren wurden überarbeitet und von der University of Pittsburgh Institutional Animal Care und Use Committee gebilligt und trat in PHS versichert und AAALAC Int. akkreditiertes Programm und Einrichtungen. </li></ul> 3. Stimulation <ul><li> Platzierung der Elektroden: <ul><li> Für die Stimulation der vorderen Abteil Muskeln, einschließlich des M. tibialis anterior und dem M. extensor digitorum longus, legen Sie die Oberfläche Elektrode direkt über das Tier N. peronaeus profundus, die eine distale Abzweigung des N. peronaeus ist, und befindet sich unmittelbar vor dem die Fibulaköpfchen. </li><li> Für die Stimulation der vorderen Abteil Muskeln, wird die Platzierung der Elektrode bestätigt, wenn eine Stimulation auslöst volle Dorsalflexion und voller Streckung der Finger. Auf der anderen Seite, Dorsalflexion, in Abwesenheit von Stellenerweiterung vermuten, dass nur der Tibialis anterior Muskel wird angeregt. Eine solche gezielte Kontraktionsreaktion kann es wünschenswert sein, je nach Studiendesign. </li><li> Ein frei beweglicher, konzentrische Phase, die während der anfänglichen auftritt ~ 0,5 Sekunden: Die Muskelkontraktion ist in 2 Phasen unterteilt Stimulation. Während dieser ersten Phase bewegt sich die Pfote aus einer Ruheposition, um eine maximale Dorsalflexion und stelligen Durchwahl. Die zweite Phase der Stimulation ist eine isometrische Kontraktion bei End-Bereich und Dorsalflexion stellige Erweiterung entstanden sind. </li></ul></li><li> Stimulationsparameter: <ul><li> Dieses Modell nutzt die NMES 300 PV Empi Multifunktions-Elektrotherapie-Gerät, das zwei Kanäle konventionelles NMES (siehe Tabelle) zur Verfügung stellt. Für die Zwecke dieses Modell wird nur 1 Kanal. </li><li> Parameter verwendet werden, gehören symmetrische Wellenform, einer Pulsdauer von 150 us und einer Frequenz von 50Hz. Die Stimulation der Zeit ist auf 5 Sekunden gesetzt, mit einer Rampe 0,5 Sekunden bis 0,5 Sekunden und eine Rampe hinunter. Auf diese Weise können die Muskeln mehr schrittweise AkklimatisationKumpel auf die Stimulation. In der aktuellen Protokoll wurde in Aus-Zeit zwischen den Wehen auf 10 Sekunden eingestellt, aber dies kann in Abhängigkeit von der gewünschten Wirkung werden. Verminderte off-Zeiten wird in einer schnelleren Einleitung der Muskelermüdung führen. Diese Stimulationsparameter wurden auf klinische Protokolle entwickelt, um die Muskelkraft mit neuromuskuläre elektrische Stimulation zu erhöhen, ohne Anreize für beträchtliche Schäden Skelettmuskulatur 1, 15, 16 basiert. </li><li> Mäuse vervollständigen zwei Sätze von 10 Kontraktionen, mit einer 5 Minuten Pause zwischen den Sätzen. </li><li> Für erwachsene Tiere ist NMES Intensität typischerweise bei 9 mA initiiert. Aus unserer Erfahrung ist dies in etwa der maximalen Intensität ab, die nicht zu induzieren ist eine spürbare Beeinträchtigung Gang unmittelbar nach Stimulation. Für nachfolgende NMES Sessions, wird die Intensität um 1 mA jedes Mal, wenn die Tiere in der Lage, 20 voll dorsiflexions abzuschließen erhöht. </li></ul></li><li> Nach Abschluss der Stimulation und Reco-Protokollsehr aus der Narkose, Tiere weisen typischerweise eine normale Gang und Haltung. Gangwerk sollte während der gesamten Dauer des Programms NMES bleiben unbeeinträchtigt. </li></ul> 4. Repräsentative Ergebnisse Wildtyp (B6/10), B6.SCID und MDX / SCID-Mäusen: Die NMES Protokoll in diesem Artikel beschrieben wurde in verschiedenen Mausstämmen, einschließlich umgesetzt worden. Repräsentative Ergebnisse der NMES über 4 Wochen (20 Sitzungen) in 3-5 Monate durchgeführt alten mdx / SCID werden vorgestellt. Die Tiere wurden durch Genickbruch menschlich, während der Narkose euthanasiert. Die Tibialis-anterior-Muskel wurde geerntet und sofort eingefroren 2-methyl-butan in flüssigem Stickstoff vorgekühlt, und bei -80 ° C Serielle Querschnitte (10 um) wurden erhalten und montiert auf Objektträger. Statistische Analysen wurden durchgeführt unter Verwendung von Standard Statistik-Softwarepakete (SPSS, V19.0 Software). Zunächst wurde Levene-Test verwendet werden, um zu beurteilen, ob es was Gleichheit der Varianzen. Unabhängige Proben t-Test wurde dann durchgeführt, um Unterschiede zwischen NMES und Kontrollgruppen zu untersuchen. Hämatoxylin und Eosin (H &amp; E) Flecken wurden durchgeführt, um zu untersuchen, ob die NMES Protokoll würde zu einer erhöhten Verletzungsgefahr im dystrophischen Muskel führen. Ein Abschnitt gewählt wurde, und Bilder wurden mit einem Lichtmikroskop (Nikon Eclipse E800; Nikon, Japan). Die Gesamtzahl der Fasern und der Anzahl der Fasern mit zentral gelegenen Kernen wurden manuell gezählt mit der National Institutes of Health (NIH) - entwickelten Bildanalyse-Software, Image J. Es gab keinen signifikanten Anstieg der Regeneration Index (Zahl der zentral kernhaltigen Fasern Abbildung 1); / Gesamtzahl der Fasern) in den Tieren vorgelegt NMES, als in der Kontrollgruppe (p = 0,802 verglichen. Dies deutet darauf hin, dass die Anwendung NMES erhöht nicht die Degeneration-Regeneration Kaskade in dystrophischen Tieren beobachtet, und ist daher nicht wahrscheinlich,zu werden, induzieren eine erhöhte Muskel-Verletzungen. Immunfluoreszenzfärbung für CD31 wurde durchgeführt, um die Wirkung der 4-Wochen-Protokoll NMES in Muskel Vaskularisation zu untersuchen. Kurz gesagt, wurden Muskel Abschnitte in 4% Formalin fixiert und blockiert mit 5% Pferdeserum (HS). Die Schnitte wurden mit einem Ratten-Anti-Maus-primären Antikörper (1:300 Verdünnung mit 5% HS) inkubiert und mit einer 555-markiertem Ziegen-Anti-Ratte sekundären Antikörper (1:300 Verdünnung mit 5% HS). Um die Anzahl der CD31-positiven Zellen zu quantifizieren, wurde ein Abschnitt ausgewählt ist, und fotografiert durch Fluoreszenzmikroskopie (Nikon Eclipse E800, Japan). Die Gesamtzahl der Kapillaren wurde manuell gezählt unter Verwendung von Northern Eclipse Software (Empix Imaging Inc.). Es gab eine signifikante Zunahme der Anzahl von CD31 positiven Zellen in der Tiere, die auf NMES zu Kontrollen (p &lt;0,01; 2) verglichen wird, anzeigt, dass die NMES Protokoll beschrieben fördert Skelettmuskel Angiogenese. <strong&gt; In-situ-kontraktilen Test: Vier Wochen nach Abschluss einer NMES Protokoll wurde kontraktilen Prüfung der vordere Kompartiment Muskeln unter Verwendung eines in situ Prüfgerät (Modell 809B, Aurora Scientific Inc, Kanada), Stimulator (Modell 701C, Aurora Scientific Inc , Kanada), und Kraftaufnehmer (Aurora Scientific Inc, Kanada). Kurz gesagt wurde die peroneus von betäubten Tieren durch einen kleinen Schnitt quer zur Knie isoliert. Die Mäuse wurden dann in Rückenlage auf eine Plattform zu stellen und der Fuß getestet wurde auf der Fußplatte positioniert. Die hinteren Gliedmaßen zu Testzwecken verwendet wurde mit Gewebeband auf dem Knie und Fuß stabilisiert. Muskeln stimuliert wurden mit Hilfe eines Hakens Elektroden unter der Haut eingesetzt. Muscle tetanische Kontraktion wurde bei einer Frequenz von 150 Hz für 350 ms getestet, um zu untersuchen, ob die 4-wöchige NMES Protokoll würde Verbesserungen der Muskelkraft zu induzieren. Die Ergebnisse wurden mit feuchten Muskel Gewicht normalisiert. Es gab einen ca. 30% ige Erhöhung der tetanic Kontraktion der Tiere, die auf NMES, wenn die Kontrollen (p = 0,005) (Abbildung 3) verglichen, was auf die beschriebene Protokoll verbessert die Skelettmuskulatur Stärke in mdx / SCID-Tieren. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . Abbildung 1 Hämatoxylin &amp; Eosin Färbung der Skelettmuskulatur dystrophischen (MDX) / immundefizienten Mäusen (4-5 Monate) (10fache Vergrößerung): a) unbehandelte Kontrollen, B) nach 4 Wochen NMES. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> Abbildung 2. CD31 Immunfluoreszenz (rot), als Marker für die Durchblutung der Skelettmuskulatur, in der Skelettmuskulatur von dystrophischen (MDX) / immundefizienten Mäusen (4-5 Monate) (20-facher Vergrößerung) A) unbehandelte Kontrollen, B) nach 4 Wochen NMES. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> Abbildung 3. Kontraktile Testsder vorderen Abteil Muskeln unter Kontrolle und Tiere mit NMES für 4 Wochen behandelt. mNm = milli Newtonmeter. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung anzuzeigen</a> .

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P., Fu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+differences+in+expression+of+VEGF+mRNA+in+rat+gastrocnemius+following+1+hr+exercise+or+electrical+stimulation.">Regional differences in expression of VEGF mRNA in rat gastrocnemius following 1 hr exercise or electrical stimulation.</a> BMC Physiology. 2, 8 (2002).</li><li>Putman, C. T., Dusterhoft, S., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+satellite+cell+content+and+myosin+isoforms+in+low-frequency-stimulated+fast+muscle+of+hypothyroid+rat.">Changes in satellite cell content and myosin isoforms in low-frequency-stimulated fast muscle of hypothyroid rat.</a> Journal of Applied Physiology. 86, 40-51 (1999).</li><li>Monaghan, B., Caulfield, B., O'Mathuna, D. 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A., Azuma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuromuscular+electrical+stimulation+and+volitional+exercise+for+individuals+with+rheumatoid+arthritis:+a+multiple-patient+case+report.">Neuromuscular electrical stimulation and volitional exercise for individuals with rheumatoid arthritis: a multiple-patient case report.</a> Physical Therapy. 87, 1064-1077 (2007).</li><li>Delitto, A., Rose, S. J., McKowen, J. M., Lehman, R. C., Thomas, J. A., Shively, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+versus+voluntary+exercise+in+strengthening+thigh+musculature+after+anterior+cruciate+ligament+surgery.[erratum+appears+in+Phys+Ther+1988+Jul;68(7):1145].">Electrical stimulation versus voluntary exercise in strengthening thigh musculature after anterior cruciate ligament surgery.[erratum appears in Phys Ther 1988 Jul;68(7):1145].</a> Physical Therapy. 68, 660-663 (1988).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Diese Ergebnisse legen nahe, dass unser entwickeltes Mausmodell der NMES Skelettmuskel Angiogenese (Abbildung 2) und Verstärkung (Abbildung 3) fördert, aber nicht induziert Skelettmuskel Schaden (Abbildung 1). Es sei darauf hingewiesen, dass die Stimulation hier beschriebenen Parameter wurden entwickelt, um einen Muskel Überlastung zu den vorderen Kammer Muskeln zu induzieren. Wie es der Fall für die klinische Situationen kann Elektrodenplatzierung eingestellt auf andere Muskelgruppen zu stimulieren, wenn der Muskel Reaktion auf NMES verschieden sein können, je nach Faserzusammensetzung werden. NMES Dauer, Anzahl der Behandlungen, und die Gesamtzahl der Wiederholungen kann entsprechend dem Studiendesign geändert werden. Wie bei jedem Protokoll, hat dieses Verfahren Einschränkungen, die beachtet werden sollte. In der vorliegenden Studie wurde die Stimulation über den N. peronaeus profundus durchgeführt. Doch in der Klinik, Stimulation is typischerweise an der Motoreinheit verabreicht. Im Tiermodell, würde Stimulation des Nervs einen niedrigeren Intensität, um eine vollständige Muskelkontraktion hervorzurufen. Eine weitere Einschränkung des Modells vorgestellt ist, dass wir keine Informationen bezüglich Komfort bei der Anwendung von NMES zu erhalten sind, da die Tiere betäubt sind. Deshalb ist die Verträglichkeit von vergleichbarer Intensität in einer klinischen Population schwer zu beurteilen. Allerdings deuten unsere Ergebnisse unserer histologischen NMES Modell, wie beschrieben, nicht induziert Muskelverletzung. Die Entwicklung von Modellen, die Modalitäten Tiere üblicherweise in der Klinik umgesetzt liefern uns nützliche Tools, die im Labor für ein besseres Verständnis der zellulären und molekularen Ansprechen auf die Behandlung Interventionen können zu imitieren. Darüber hinaus sind solche Modelle sinnvoll, prä-klinischen Studien, sowohl zu verfeinern bestehenden Reha-Protokolle und entwickeln neuartige Indikationen durchzuführen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Vector Wire-Wrap-Pfosten mit gegabelten Lötanschluss </td><td> Newark </td><td> T68 </td></tr><tr><td> Vector Platine </td><td> Newark </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> Pomona Patchkabel </td><td> Newark </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> 5 Minuten Epoxy </td><td> VO Baker Co. </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> Spectra 360 Elektrodengel </td><td> Milliken Medical </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> Tragbares Gerät neuromuskuläre Stimulation </td><td> EMPI </td><td> 300PV </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

Neuromuskuläre elektrische Stimulation (NMES) ist eine häufige klinische Modalität, die häufig verwendet wird wieder Anspruch 1, 2 oder aufrechtzuerhalten erweitern 3-5 Muskel Leistungsfähigkeit. Transkutane Oberflächenstimulation der Skelettmuskulatur beinhaltet einen Stromfluss zwischen einer Kathode und einer Anode, wodurch die Spannung der Induktion der Motoreinheit und den umliegenden Muskelfasern. NMES ist eine attraktive Behandlungsmöglichkeit, um Skelettmuskel adaptive Reaktionen aus mehreren Gründen zu bewerten. Erstens bietet es einen reproduzierbaren experimentellen Modell, in dem physiologischen Anpassungen wie myofiber hypertophy und Muskelkräftigung 6, 7-9 Angiogenese, Wachstumsfaktoren Sekretion 9-11, und Muskel-Vorläufer-Zell-Aktivierung 12 gut dokumentiert sind. Solche physiologischen Reaktionen können sorgfältig titriert werden unter Verwendung verschiedener Parameter der Stimulation (für Cochrane-Review, siehe 13). Darüber hinaus NMES Rekrutenmotorischen Einheiten nicht selektiv, und in einer räumlich und zeitlich fixiert synchron 14, mit dem Vorteil der Ausüben einer Wirkung der Behandlung auf allen Fasern, unabhängig von Fasertyp. Zwar gibt es Kontraindikationen für die angegebenen NME im klinischen Populationen, einschließlich der peripheren venösen Erkrankungen oder maligne Erkrankungen, zum Beispiel, ist NMES sicher und machbar, auch für diejenigen, die krank und / oder bettlägerig sind und für die Bevölkerung, in denen strenge Ausübung eine Herausforderung sein kann. Hier zeigen wir, das Protokoll zur Anpassung der im Handel erhältlichen Elektroden und der Durchführung einer NMES-Protokoll mit einem Maus-Modell. Dieses Tiermodell hat den Vorteil der Verwendung eines klinisch verfügbare Gerät und ein sofortiges Feedback hinsichtlich Positionierung der Elektrode, um den gewünschten Muskel kontraktile Wirkung zu entlocken. Für die Zwecke dieses Manuskripts, beschreiben wir das Protokoll zur Muskelstimulation der vorderen Abteil Muskeln einer Maus Hinterlauf.

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A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Ein Mausmodell einer neuromuskulären Elektrostimulation (NME) eine sichere und kostengünstige klinische Modalität, um den vorderen Abteil Muskeln beschrieben. Dieses Modell hat den Vorteil, Modifizieren eines leicht verfügbaren klinischen Einrichtung zum Zweck hervorzurufen gezielten und spezifischen Muskelkontraktionen in Mäusen.

Einem Mausmodell der Muscle Training durch neuromuskuläre Elektrostimulation

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K Aufrufe.  University of Pittsburgh. Ein Mausmodell einer neuromuskulären Elektrostimulation (NME) eine sichere und kostengünstige klinische Modalität, um den vorderen Abteil Muskeln beschrieben. Dieses Modell hat den Vorteil, Modifizieren eines leicht verfügbaren klinischen Einrichtung zum Zweck hervorzurufen gezielten und spezifischen Muskelkontraktionen in Mäusen.

Serie: A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Forschung

Medizin

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

Mit Hilfe Transkranielle Magnetstimulation auf die menschliche neuromuskuläre System zu studieren

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Breathing-gesteuerte elektrische Stimulation (BreEStim) für die Verwaltung von neuropathischen Schmerzen und Spastik

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Mausmodell der Wundheilung

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproduzierbare Paraplegie von thorakalen Aorta Occlusion in einem Mausmodell der Spinal Cord Ischämie-Reperfusion

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Beurteilung der rechtsventrikulären Struktur und Funktion in Maus-Modell der Lungenarterie Verengung durch transthorakale Echokardiographie

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Exzitotoxische Stimulation der Hirn Microslices als<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell der Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

Klinische Bewertung der Spatiotemporal Gangparameter bei Patienten und ältere Erwachsene

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.