XHTW ist ein WM Keck Foundation Distinguished Young Scholar in der medizinischen Forschung, und wird auch von NIH / NHLBI gewährt R01-HL089598 und R01HL091947 und Muscular Dystrophy Association Grant # 69238 unterstützt. Diese Arbeit ist auch zum Teil durch die Fondation Leducq Alliance for CaMKII Signalling in Herz unterstützt. NL ist der Empfänger die 2009-2010 Michel Mirowski International Fellowship in Cardiac Pacing und Elektrophysiologie von Heart Rhythm Society und 2009-2012 American Heart Association Postdoc-Stipendium.

Teil 1. OP-Vorbereitung <ol><li> Bei programmierten Elektrostimulation Experimente Überleben Operationen in Mäusen durchgeführt werden sterilen Bedingungen notwendig sein wird. Allerdings ist die häufigste Art von Experiment-Terminal in der Natur, für die regelmäßige klare chirurgische Techniken ausreichen. </li><li> Die Maus ist betäubt mit 2% Isofluran in 0,5 l / min 100% O 2. </li><li> Haarschneidemaschinen werden verwendet, um das Fell vom Halsausschnitt bis Mitte Brusthöhe rasieren. </li><li> Die narkotisierten Maus ist in Rückenlage gebracht, mit seinen Gliedmaßen auf EKG-Elektroden in einem Heiz-Board (Indus Instruments, Houston, TX) eingebaut abgeklebt. Und die OP-Bereich ist mit 10% Povidon Jod desinfiziert. Eine empfohlene System besteht aus einer rektalen Temperaturfühler verbunden mit einem Heizkissen von einem thermoanalyzer System gesteuert, so dass die Körpertemperatur bei 37,0 gehalten wird ° C ± 1,0 ° C. </li></ol> Part 2. Kanülierung und Einfügen von EP-Katheter in die rechte Vorhof und Kammer <ol><li> Nach der Bestätigung durch einen Zeh-Prise, dass die Maus vollständig betäubt ist, wird ein 1 / 2 Zoll-Schnitt auf der rechten Seite der Mittellinie mit der Schwanzflosse Endstation auf der Ebene des Schlüsselbeins gemacht. </li><li> Subkutanen Gewebe, Speicheldrüsen, und Lymphgewebe werden durch stumpfe Präparation getrennt, um die rechte Jugularvene zu visualisieren. </li><li> Das proximale Ende der Vene wird mit einem 6-0 Faden gebunden. Leichtes Ziehen an dieser Naht hält die innere Jugularvene gerade beim Einsetzen des Katheters. Eine weitere Naht wird unter der Vene am distalen Ende der visualisierten Segment platziert. Diese Naht wird um den Katheter verbunden werden, sobald der Katheter ist optimal in das Herz gelegt, um eine Hämostase Sicherung und Erhaltung des Katheters in die gewünschte Position (Abbildung 1). </li><li> Der Computer-gestützte Datenerfassung ist nun damit begonnen, Oberflächen-EKG und 4 führt der intrakardiale Elektrogramme gleichzeitig (dh IOX-2 Software zur Erfassung, Emka Technologies, Inc., USA) zu erfassen. Für intrakardialen Elektrogramm Aufnahme werden die Elektroden auf dem Katheter an einen externen Stimulator in &quot;Aufnahme&quot; (dh, Modell STG3008, MultiChannel Systems, Reutlingen, Deutschland) verbunden. </li><li> Mit Mikro-Schere, wird ein kleiner Schnitt in der Längsrichtung der Vene gemacht, und die 1.1f octapolar Katheter (EPR-800, Millar Instruments, Houston, TX) ist durch die Vene in den rechten Vorhof vorgeschoben. Leichtes Ziehen an der proximalen Naht wird helfen, die innere Halsschlagader gerade und wird leichtere Passage des Katheters in den rechten Vorhof und Ventrikel zu ermöglichen. Proper Position des Katheters wird durch die Visualisierung der Signale der 4 intrakardiale Elektrogramme auf der Ebene des Apex des rechten Ventrikels, die Basis des rechten Ventrikels, der AV-Knoten und dem rechten Vorhof, bzw. (Abbildung 2) überprüft. </li><li> Der distale Naht wird nun aus der Position des Katheters zu sichern und verhindern, dass mögliche Blutungen verbunden. </li></ol> Teil 3. Programmierte elektrische Stimulation <ol><li> Im Falle der selektiven Vorhofstimulation, ist das Elektrodenpaar im Atrium von &quot;Umschlüsselung&quot; auf &quot;Stimulation&quot;-Modus geschaltet, während die andere Elektrode Paare in &quot;Aufnahme&quot; zu bleiben. </li><li> Um festzustellen, ob eine Maus eine erhöhte Anfälligkeit für Vorhofarrhythmien hat, ist so programmiert, elektrische Stimulation des rechten Atriums durchgeführt. Zunächst wird der atrial Reizschwelle, indem 2-ms Stromimpulse (mindestens 50) auf verschiedenen grundlegenden Zykluslänge (BCL), um die Konsistenz der Reiz einzufangen Test bestimmt. Der BCL der ersten Impulsfolge ist etwas niedriger als die intrinsische BCL, und wird von 10 ms (z. B. 100 ms, 90 ms, 80 ms und 70 ms) verringert. Die typische Stromamplitude für Impulse erfassen erforderlich beträgt 100-200 uA. </li><li> Der Sinusknoten Erholzeit (SNRT) ist nach der Anwendung eines 15-s Vorhofstimulation Zug an einem BCL von 100 ms gemessen. SNRT ist als das Intervall zwischen dem letzten Reiz in der Stimulation Zug und dem Beginn der ersten spontanen Sinusschlag definiert. </li><li> Die atriale effektive Refraktärzeit (AERP) wird durch Anlegen Reihe von atrialen Züge zu einem festen BCLs (dh 100 ms) mit einem gekoppelten kürzeren S2 vorzeitigen Stimulus bestimmt. Die S1-S2-Intervall wird schrittweise durch 2-ms in jedem Tempo Zug von 70ms bis 20ms gesenkt. Die AERP ist als die längste S1-S2-Kopplung Intervall für Atrien, die zu einer vermehrten Beat mit S2 (S1 wird die regelmäßige Zug Puls und S2 der vorzeitigen Stimulus) erzeugen nicht definiert. Zwischen den einzelnen Stimulationsprotokoll, gab es eine Erholungszeit von mindestens 30 Sekunden. </li><li> Die effektive Refraktärzeit des AV (AV) Knoten (AVNERP) wird durch Anlegen Reihe von atrialen Züge am BCL von 100 ms mit einem gekoppelten S2 vorzeitigen Stimulus bestimmt. Die S1-S2-Intervall wird schrittweise verringertvon 2 ms jeder Stimulation Zug von 70 ms bis 20 ms. Die AVNERP ist als die längste S1-S2-Kopplung, in welchem ​​Intervall die vorzeitige Stimulation geliefert an das Atrium durch einen Sein Potential, aber nicht durch eine QRS-Komplex folgt definiert ist. Zwischen den einzelnen Stimulationsprotokoll, gab es eine Erholungszeit von mindestens 30 Sekunden. </li><li> Induzierbarkeit von atrialen Arrhythmien, einschließlich Vorhofflimmern (AF), kann unter Verwendung des Burst-Stimulation Protokoll, das von Verheule et al. 2 A-Serie von 2 Sekunden platzt angewendet wird, um Induzierbarkeit atrialer Arrhythmien zu bestimmen. Die ersten 2 Sekunden Burst hat eine Zykluslänge (CL) von 40 ms, und mit jeder neuen 2 Sekunden Burst hat eine CL von 2-ms kürzer als die vorherige platzen, bis zur endgültigen CL von 20 ms. In Ermangelung einer arrhythmogene Substrat, wird das Herz Sinusrhythmus sofort wieder nach der Stimulation Protokoll. Im Falle von Vorhofflattern, wird es ein regelmäßiges Muster von schnellen A-Wellen auf die atriale Elektrogramm gesehen werden, während die Frequenz der ventrikulären Reaktion ist in der Regel langsamer, als auf der ventrikulären Elektrogramm gesehen. Im Falle von Vorhofflimmern wird die Oberflächen-EKG unregelmäßige RR-Intervalle in der Abwesenheit von P-Wellen zeigen. Darüber hinaus wird die atriale Elektrogramm offenbaren eine schnelle und unregelmäßige A-Wellen, während der ventrikulären Elektrogramm unregelmäßig und langsamer ventrikulärer Wellen (Abbildung 3) zeigen wird. Arrhythmie-Induktion-Protokolle sind in der Regel in dreifacher Ausführung durchgeführt und eine Arrhythmie gilt als vorhanden, wenn es in mindestens 2 von 3 Studien hervorgerufen werden können. 3,4. </li></ol> Teil 4. Entfernen des Katheters <ol><li> Nach all Stimulation Protokolle fertig sind, ist die Datenerfassung gestoppt. Die Naht am distalen Ende des Katheters wird sanft abgeschnitten, um den Katheter loslassen. </li><li> Im Falle von Terminal EP-Studien, ist der Knoten sanft gelockert werden, um den Katheter loslassen. </li><li> Am Ende der Studie, wird die Maus human eingeschläfert werden, während unter Isofluran mit Genickbruch. </li></ol> Repräsentative Ergebnisse Oberflächen-EKG und intrakardiale Elektrogramme sind gleichzeitig in der in vivo Elektrophysiologie Studie aufgenommen und werden im Detail nach Abschluss der alle Protokolle überprüft. Die Baseline-elektrophysiologischen Parametern gehören PR-Intervall, PQ-Intervall, QRS-Dauer, QT-Intervalle und QRS-Morphologie. Diese Parameter können manuell gemessen werden, oder automatisch über die Software zur Datenerfassung IOX-2-oder EKG-AUTO (Emka Technologies, Inc., USA). Die SNRT, AERP und AVNERP geben Auskunft über den Sinus-Knoten &quot;Schrittmacher&quot;-Funktion, Vorhofflimmern und AV-Knoten-Leitung Eigenschaften bzw.. Beispiele für Tempo-induzierten Episoden von Vorhofflimmern kann in dem Aufsatz von Chelu et al. 4. <img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Illustration von intrakardialen Katheter für elektrophysiologische Untersuchungen an Mäusen. A. mit der rechten inneren Halsschlagader ist isoliert und eine Kanüle eingeführt. Das distale Ende der Vene ab, sobald korrekte Position des Katheters erreicht gebunden. B. Die Maus ist in Rückenlage für dieses Verfahren angebracht. C. Cartoon Darstellung der intrakardialen Position des Katheters. Paar von Elektroden werden auf der Ebene des Apex des rechten Ventrikels, die Basis des rechten Ventrikels, der AV-Knoten und dem rechten Vorhof positioniert sind. D. Close-up der 1.1f octapolar Katheter. Abbildung modifiziert nach Mathur et al. mit freundlicher Genehmigung von Circ Arrhtyhm Electrophys 5. <img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Vertreter Oberflächen-EKG und intrakardiale Elektrogramme in eine Maus. (A) Oberflächen-EKG in Ableitung II-Konfiguration, welche regelmäßigen Sinusrhythmus mit einer Frequenz von 540 Schlägen pro Minute. (BE) Bipolar intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen auf der Ebene der den rechten Vorhof (B), AV-Knoten (C), und die Basis des rechten Ventrikels (D), und die Spitze des rechten Ventrikels (E), bzw.. Beachten Sie, dass die intrakardiale A-Welle im Panel B auf die P-Welle im Oberflächen-EKG entspricht. Die V-Welle auf der ventrikulären Elektrogramm entspricht der QRS-Welle im Oberflächen-EKG. <img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Vertreter Oberflächen-EKG und intrakardiale Elektrogramme in eine Maus, die Vorhofflimmern nach atrial Burst-Stimulation entwickelt.

<ol><li>Nattel, S., Shiroshita-Takeshita, A., Brundel, B. J., Rivard, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+atrial+fibrillation%3A+lessons+from+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Cardiovasc+Dis%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of atrial fibrillation: lessons from animal models.</a> Prog Cardiovasc Dis. 48, 9-9 (2005).</li>
<li>Verheule, S., Sato, T., Everett, T. t, Engle, S. K., Otten, D., Rubart-von der Lohe, M., Nakajima, H. O., Nakajima, H., Field, L. J., Olgin, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+transgenic+mice+with+selective+atrial+fibrosis+caused+by+overexpression+of+TGF-beta1%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Increased vulnerability to atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by overexpression of TGF-beta1.</a> Circ Res. 94, 1458-1458 (2004).</li>
<li>Sood, S., Chelu, M. G., Oort, R. J. van, Skapura, D., Santonastasi, M., Dobrev, D., Wehrens, X. H., H, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5, 1047-1047 (2008).</li>
<li>Chelu, M. G., Sarma, S., Sood, S., Wang, S., van Oort, R. J., Skapura, D. G., Li, N., Santonastasi, M., Muller, F. U., Schmitz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2%2B+leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119, 1940-1940 (2009).</li>
<li>Mathur, N., Subeena, S., Wang, S., van Oort, R. J., Sarma, S., Li, N., Skapura, D., Bayle, J. H., Valderrabano, M., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sudden+Infant+Death+Syndrome+in+Mice+With+an+Inherited+Mutation+in+RyR%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Arrhythmia+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Sudden Infant Death Syndrome in Mice With an Inherited Mutation in RyR.</a> Circ Arrhythmia Electrophysiol. , Forthcoming (2009).</li>
</ol>

Während Herzkatheter konnten umfangreiche Blutungen während der Katheterisierung Erhöhung der Herzfrequenz durch Hypovolämie. In diesem Fall könnte eine intraperitoneale Injektion von steriler Kochsalzlösung (0,3 1,0 mL) zu normalisieren Fülldruck und reduzieren hämodynamischen Stress in der Maus. Die Exposition gegenüber Isofluran länger als 2 Stunden, oder höhere Konzentrationen von Isofluran (&gt; 2%) könnte zu unterdrücken Herz-und Atemfunktion in der Maus. Daher wird empfoh...

programmed electrical stimulation in mice

Gentechnisch veränderte Mäuse haben als eine bevorzugte Tiermodell, um die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen Erregungsleitungsstörungen, atriale und ventrikuläre Arrhythmien und plötzlicher Herztod Studie hervor.<sup&gt; 1</sup&gt; Intrakardiale Stimulation Studien können in Mäusen mit einem 1.1f octapolar Katheter in die Halsschlagader eingebracht durchgeführt werden, und in den rechten Vorhof und Kammer. Hier zeigen wir die Schritte in der Durchführung programmiert elektrische Stimulation in Mäusen beteiligt. Oberflächen-EKG und intrakardiale Elektrogramme werden gleichzeitig in die Vorhöfe, AV-Kreuzung und Myokard erfasst, während intrakardiale Stimulation des Atriums ist mit einem externen Stimulator. So bietet programmiert elektrische Stimulation bei Mäusen einzigartige Möglichkeiten zur molekularen Mechanismen Reizleitungsstörungen und Herzrhythmusstörungen zu erkunden.

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Programmed Electrical Stimulation in Mice

Programmierte elektrische Stimulation bietet die Möglichkeit, Leitungseigenschaften des Herzens zu bestimmen, und die Möglichkeit zu induzieren und zu beenden Herzrhythmusstörungen mit verschiedenen Stimulation Protokolle. Mit einem transvenösen Katheter kann intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen in Mäusen nach programmierten Elektrostimulation Protokolle arrhythmogene Substrate zu identifizieren eingeholt werden.

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

programmed-electrical-stimulation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

20.4K Aufrufe.  Baylor College of Medicine (BCM). Programmierte elektrische Stimulation bietet die Möglichkeit, Leitungseigenschaften des Herzens zu bestimmen, und die Möglichkeit zu induzieren und zu beenden Herzrhythmusstörungen mit verschiedenen Stimulation Protokolle. Mit einem transvenösen Katheter kann intrakardialen Elektrogramm Aufnahmen in Mäusen nach programmierten Elektrostimulation Protokolle arrhythmogene Substrate zu identifizieren eingeholt werden.

Serie: Programmed Electrical Stimulation in Mice

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential cellular mechanism underlying learning and information storage, have long been used to elucidate the physiology of various neuronal circuits in the hippocampus, amygdala, and other limbic and cortical structures. With this in mind, transgenic mouse models of neurological diseases represent useful platforms to conduct long-term&#160;potentiation (LTP) studies to develop a greater understanding of the role of genes in normal and abnormal synaptic communication in neuronal networks involved in learning, emotion and information processing. This article describes methodologies for reliably inducing LTP in the freely behaving mouse. These methodologies can be used in studies of transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neurodegenerative diseases.

Transgenic and knockout mouse models of neurological diseases are useful for studying the role of genes in normal and abnormal neurophysiology. This article describes methodologies which can be used to study long-term potentiation, a cellular mechanism which may underlie learning and memory, in transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neuropathology.

Langzeit-Potenzierung der perforant Pathway-Gyrus dentatus Synapse in Frei Behaving Mäuse

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Forschung

Verhalten

A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional capacity. Transcutaneous surface stimulation of skeletal muscle involves a current flow between a cathode and an anode, thereby inducing excitement of the motor unit and the surrounding muscle fibers. 
NMES is an attractive modality to evaluate skeletal muscle adaptive responses for several reasons. First, it provides a reproducible experimental model in which physiological adaptations, such as myofiber hypertophy and muscle strengthening6, angiogenesis7-9, growth factor secretion9-11, and muscle precursor cell activation12 are well documented. Such physiological responses may be carefully titrated using different parameters of stimulation (for Cochrane review, see 13). In addition, NMES recruits motor units non-selectively, and in a spatially fixed and temporally synchronous manner14, offering the advantage of exerting a treatment effect on all fibers, regardless of fiber type. Although there are specified contraindications to NMES in clinical populations, including peripheral venous disorders or malignancy, for example, NMES is safe and feasible, even for those who are ill and/or bedridden and for populations in which rigorous exercise may be challenging. 
Here, we demonstrate the protocol for adapting commercially available electrodes and performing a NMES protocol using a murine model. This animal model has the advantage of utilizing a clinically available device and providing instant feedback regarding positioning of the electrode to elicit the desired muscle contractile effect. For the purpose of this manuscript, we will describe the protocol for muscle stimulation of the anterior compartment muscles of a mouse hindlimb.

A murine model of neuromuscular electrical stimulation (NMES), a safe and inexpensive clinical modality, to the anterior compartment muscles is described. This model has the advantage of modifying a readily available clinical device for the purpose of eliciting targeted and specific muscle contractions in mice.

Einem Mausmodell der Muscle Training durch neuromuskuläre Elektrostimulation

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

Medizin

Two Different Real-Time Place Preference Paradigms Using Optogenetics within the Ventral Tegmental Area of the Mouse

Understanding how neuronal activation leads to specific behavioral output is fundamental for modern neuroscience. Combining optogenetics in rodents with behavioral testing in validated paradigms allows the measurement of behavioral consequences upon stimulation of distinct neurons in real-time with high spatial and temporal selectivity, and thus the establishment of causal relationships between neuronal activation and behavior. Here, we describe a step-by-step protocol for a real-time place preference (RT-PP) paradigm, a modified version of the classical conditioned place preference (CPP) test. The RT-PP is performed in a three-compartment apparatus and can be utilized to answer if optogenetic stimulation of a specific neuronal population is rewarding or aversive. We also describe an alternative version of the RT-PP protocol, the so-called neutral compartment preference (NCP) protocol, which can be used to confirm aversion. The two approaches are based on extensions of classical methodology originating from behavioral pharmacology and recent implementation of optogenetics within the neuroscience field. Apart from measuring place preference in real time, these setups can also give information regarding conditioned behavior. We provide easy-to-follow step-by-step protocols alongside examples of our own data and discuss important aspects to consider when applying these types of experiments.

Here we present two easy-to-follow step-by-step protocols for place preference paradigms using optogenetics in mice. Using these two different setups, preference and avoidance behaviors can be solidly assessed within the same apparatus with high spatial and temporal selectivity, and in a straightforward manner.

Zwei verschiedene Echtzeit-Ortspräferenzparadigmen mit Optogenetik im Ventral-Tegmental-Bereich der Maus

Understanding how neuronal activation leads to specific behavioral output is fundamental for modern neuroscience. Combining optogenetics in rodents with ...

Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity to Modulate Behavior in Freely Moving Mice

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of single neurons and region-specific transmitter release, up to whole neuronal circuitries in the central nervous system, and allows the direct measurement of behavioral outcomes. Neurons express optogenetic tools via an injection of viral vectors carrying the DNA of choice, such as Channelrhodopsin2 (ChR2). Light is brought into specific brain regions via chronic optical implants that terminate directly above the target region. After two weeks of recovery and proper tool-expression, mice can be repeatedly used for behavioral tests with optogenetic stimulation of the neurons of interest.
Optogenetic modulation has a high temporal and spatial resolution that can be accomplished with high cell specificity, compared to the commonly used methods such as chemical or electrical stimulation. The light does not harm neuronal tissue and can therefore be used for long-term experiments as well as for multiple behavioral experiments in one mouse. The possibilities of optogenetic tools are nearly unlimited and enable the activation or silencing of whole neurons, or even the manipulation of a specific receptor type by light.
The results of such behavioral experiments with integrated optogenetic stimulation directly visualizes changes in behavior caused by the manipulation. The behavior of the same animal without light stimulation as a baseline is a good control for induced changes. This allows a detailed overview of neuronal types or neurotransmitter systems involved in specific behaviors, such as anxiety. The plasticity of neuronal networks can also be investigated in great detail through long-term stimulation or behavioral observations after optical stimulation. Optogenetics will help to enlighten neuronal signaling in several kinds of neurological diseases.

With optogenetic manipulation of specific neuronal populations or brain regions, behavior can be modified with high temporal and spatial resolution in freely moving animals. By using different optogenetic tools in combination with chronically implanted optical fibers, a variety of neuronal modulations and behavioral testing can be performed.

Optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität, um das Verhalten bei frei beweglichen Mäusen zu modulieren

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Neurowissenschaften

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

An Invasive Method for the Activation of the Mouse Dentate Gyrus by High-frequency Stimulation

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for various neurological and psychiatric disorders. HFS in the deep region of the brain, also named deep-brain stimulation (DBS), is becoming increasingly important in clinical trials. Recent progress in the field of high-frequency DBS (HF-DBS) surgery has begun to spread the possibility of utilizing this invasive technique to other situations, such as treatment for major depression disorder (MDD), obsessive-compulsive disorder (OCD), and so on. 
Despite these expanding indications, the underlying mechanisms of the beneficial effects of HF-DBS remain enigmatic. To address this question, one approach is to use implanted electrodes that sparsely activate distributed subpopulations of neurons by HFS. It has been reported that HFS in the anterior nucleus of the thalamus could be used for the treatment of refractory epilepsy in the clinic. The underlying mechanisms might be related to the increased neurogenesis and altered neuronal activity. Therefore, we are interested in exploring the physiological alterations by the detection of neuronal activity as well as neurogenesis in the mouse dentate gyrus (DG) before and after HFS treatment. 
In this manuscript, we describe methodologies for HFS to target the activation of the DG in mice, directly or indirectly and in an acute or chronic manner. In addition, we describe a detailed protocol for the preparation of brain slices for c-fos and Notch1 immunofluorescent staining to monitor the neuronal activity and signaling activation and for bromodeoxyuridine (BrdU) labeling to determine the neurogenesis after the HF-DBS induction. The activation of the neuronal activity and neurogenesis after the HF-DBS treatment provides direct neurobiological evidence and potential therapeutic benefits. Particularly, this methodology can be modified and applied to target other interested brain regions such as the basal ganglia and subthalamic regions for specific brain disorders in the clinic.

This protocol shows how to set up a reliable HFS method in mice. Neurons throughout the hippocampal dentate gyrus are electrically stimulated by HFS directly and indirectly in vivo. Neuronal activity and molecular signaling are examined by c-fos and Notch1 immunofluorescent staining, respectively; neurogenesis is quantified by bromodeoxyuridine labeling assay.

Eine Invasive Methode zur Aktivierung der Maus Dentate Gyrus durch hochfrequente Stimulation

Electrical high-frequency stimulation (HFS), using implanted electrodes targeting various brain regions, has been proven as an effective treatment for ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Kartierung des zerebralen Blutflusses und der elektrischen Felder: Elektrodenplatzierung bei Mäusen

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and variations in the substrate supply to the brain. This paper describes a protocol for measuring CBF responses to transcranial alternating current stimulation (tACS). Dose-response curves are estimated both from the CBF change occurring with tACS (mA) and from the intracranial electric field (mV/mm). We estimate the intracranial electrical field based on the different amplitudes measured by glass microelectrodes within each side of the brain. In this paper, we describe the experimental setup, which involves using either bilateral laser Doppler (LD) probes or laser speckle imaging (LSI) to measure the CBF; as a result, this setup requires anesthesia for the electrode placement and stability. We present a correlation between the CBF response and the current as a function of age, showing a significantly larger response at higher currents (1.5 mA and 2.0 mA) in young control animals (12-14 weeks) compared to older animals (28-32 weeks) (p &lt; 0.005 difference). We also demonstrate a significant CBF response at electrical field strengths &lt;5 mV/mm, which is an important consideration for eventual human studies. These CBF responses are also strongly influenced by the use of anesthesia compared to awake animals, the respiration control (i.e., intubated vs. spontaneous breathing), systemic factors (i.e., CO2), and local conduction within the blood vessels, which is mediated by pericytes and endothelial cells. Likewise, more detailed imaging/recording techniques may limit the field size from the entire brain to only a small region. We describe the use of extracranial electrodes for applying tACS stimulation, including both homemade and commercial electrode designs for rodents, the concurrent measurement of the CBF and intracranial electrical field using bilateral glass DC recording electrodes, and the imaging approaches. We are currently applying these techniques to implement a closed-loop format for augmenting the CBF in animal models of Alzheimer's disease and stroke.

Autor im Rampenlicht: Stimulationsbasierter Ansatz zur Verbesserung des zerebralen Blutflusses im Alzheimer-Modell 

We describe a protocol for assessing dose-response curves for extracranial stimulation in terms of brain electrical field measurements and a relevant biomarker-cerebral blood flow. Since this protocol involves invasive electrode placement into the brain, general anesthesia is needed, with spontaneous breathing preferred rather than controlled respirations.

[Platzierung von extrakraniellen Stimulationselektroden und Messung des zerebralen Blutflusses und intrakranieller elektrischer Felder bei anästhesierten Mäusen

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

Programmierte elektrische Stimulation in Mäuse

Zusammenfassung

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Langzeit-Potenzierung der perforant Pathway-Gyrus dentatus Synapse in Frei Behaving Mäuse

Einem Mausmodell der Muscle Training durch neuromuskuläre Elektrostimulation

Zwei verschiedene Echtzeit-Ortspräferenzparadigmen mit Optogenetik im Ventral-Tegmental-Bereich der Maus

Optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität, um das Verhalten bei frei beweglichen Mäusen zu modulieren

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Eine Invasive Methode zur Aktivierung der Maus Dentate Gyrus durch hochfrequente Stimulation

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

[Platzierung von extrakraniellen Stimulationselektroden und Messung des zerebralen Blutflusses und intrakranieller elektrischer Felder bei anästhesierten Mäusen

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