Diese Arbeit wurde von der Ester und Joseph Klingenstein Fund, der McKnight Endowment Fund unterstützt und NINDS 1R01NS066408-01A1.

Ein. Übersicht der Komponenten <ol><li> Eine vollständige MicroDrive besteht aus mehreren Hauptkomponenten (Abbildung 1): ein Chassis, das als Überbau für den Antrieb, ein Motor mit einem Feingewinde Abtriebswelle, einem Gewinde-Shuttle, der die Elektroden trägt und liefert einen Punkt der elektrischen Verbindung dient, und einer Omnetics (oder gleichwertig) Anschluss. </li><li> Das Chassis, Elektroden-Shuttle und Shuttle Elektrode Rohre sind benutzerdefinierte Komponenten, die mit 3D-CAD-Software (SolidWorks) wurden entworfen und wurden von einem örtlichen Feinwerkmechaniker bearbeitet. Alle anderen Komponenten sind im Handel erhältlich. </li><li> Fahrgestell und Shuttle sind aus leichtem Polyetherimid (PEI) bearbeitet wird, während die Elektrode Shuttle Rohre auf Maß mit einer Drehbank aus Edelstahl hypodermische Schlauch (0,0293 &quot;AD x 0,00975&quot; ID) geschnitten werden. Obwohl diese Komponenten aus anderen Materialien geschnitten werden kann, haben wir festgestellt, dass PEI und Edelstahl die richtige Balance zwischen Verarbeitbarkeit, Festigkeit, und wacht für unsere Anwendung. </li><li> Um den Antrieb, einem Motor-Controller, der fähig ist Spinnen der niedrigen Gleichspannung Schrittmotor, montieren ist erforderlich. Wir verwenden eine individuelle Lösung auf einem Drei-Phasen-Motor-Treiber-IC (Faulhaber BLD05002 beim Hersteller erhältlich) in Verbindung mit einer IC-Timer, der Zeitschritt-Eingang vorsieht. Eine Vielzahl von Off-the-Shelf-Lösungen sind ebenfalls erhältlich (zB Faulhaber MCBL05002 oder Sutter Instruments MP-285). </li></ol> 2. Antrieb Fahrwerk Vorbereitung und Montage <ol><li> Mit feinen Seitenschneider, schneiden Sie die Kontaktstifte auf der Unterseite der Omnetics (oder gleichwertig)-Stecker - 1,5 mm für die hintere Reihe, 1 mm für die vordere Reihe (Abbildung 2A). Um die Festigkeit der Bindung zwischen dem Epoxidharz Antriebschassis und dem Verbinder zu verbessern, mit einem Skalpell, um die hinteren Oberflächen beider Komponenten aufzurauhen. </li><li> Mit einem Skalpell geschnitten vier 15 mm lange Abschnitte von Polyimid-Schlauch (0,0113 &quot;ID x 0,0133&quot; OD) zur Verwendung als Leiter-guides. Sorgfältig sichern das Chassis in einer kleinen Schraubstock mit der unten offenen Hohlraum (2B). Verwenden Sie Sekundenkleber, um die Polyimid-Röhrchen mit dem Chassis verbinden. Sie sollten lag mit dem hinteren Chassis Oberfläche bündig und orientiert werden parallel zueinander wie in 2B gezeigt. </li><li> Einmal trocken, schneiden das Polyimid Röhrchen bis ca. 6 mm in der Länge und entfernen die Abfallprodukte Abschnitte. Die übrigen Röhrchen sollten etwa 3 mm vom unteren Rand des Gehäuses liegen. </li><li> Um genügend Freiraum zum Zusammenpassen mit der Headstage oder Kabel zu gewährleisten, sollte der Verbinder einige Millimeter über dem Polyimid Rohren und parallel mit dem Chassis Oberfläche (2B) montiert werden. Verwenden Sie Epoxy (Torr Seal), ein kleines Podest für den Anschluss konstruieren, setzen Sie ihn auf mit der kürzeren Reihe von Stiften obersten, und fügen Sie weitere Epoxy um den Anschluss. Fahren Sie nicht fort, bis das Epoxid vollständig ausgehärtet ist. </li><li> Entfernen Sie das Chassis aus dem Laster, zu übertrageneine Spannvorrichtung, die zur Verbindung mit dem Motor-Controller ermöglicht (dh in unserem Fall ist dies einfach ein Einspannvorrichtung starren Stange mit dem zusammenpassenden Verbinder Omnetics mit einem Ende befestigt ist) und auszurichten mit der vorderen Oberfläche des Antriebes nach oben weist. Führen Sie die Motorleitungen durch das Loch im Chassis und schieben Sie den Motor in die Nut in der Basis. Der Motor und die Antriebswelle sollten parallel zu dem Chassis und passen snuggly gegen den Boden und Seite. </li><li> Epoxy den Motor auf dem Chassis, dabei nicht, um entweder die Antriebswelle oder den Raum, wo die Elektroden montiert werden wird (siehe Torr Seal Platzierung in 4) zu behindern. Lassen Sie das Epoxidharz zu härten. </li><li> Drehen des Chassis so dass der Verbinder zugänglich ist. Um die Motorleitungen zu unterstützen und zu verhindern Bruchschäden, fügen Sie einen kleinen Tropfen schnell set Epoxy an den Drähten, wo sie entstehen aus dem Gehäuse. Trim, Streifen, und löten Sie die Kabel an die entsprechenden Kontakte des Steckers (Abbildung 2A). Testen Sie den Motor anreibungslose Drehung der Welle in beide Richtungen. </li></ol> 3. Elektrode Pendelvorrichtungsanordnung <ol><li> Um das Potential für Bewegungs-induzierte Artefakte in den Aufnahmen zu minimieren, ist es wichtig, dass die Elektrode Shuttle snuggly passen in das Gehäuse ein. Testen der Passung des Shuttles durch Einfädeln auf die Motorwelle und läuft nach oben und unten über die gesamte Länge der Welle mit niedriger Drehzahl. Achten Sie darauf, den Shuttle in das Laufwerk verkeilen und damit über-Anziehen der Motor-es ist sehr leicht zu einer dauerhaften Beschädigung des Kunststoff-Getriebe in diesem Stadium. Wenn eine zuvor Spinnerei Motorwelle nicht mehr drehen, kann das Getriebe beschädigt werden. </li><li> Wenn das Shuttle nicht reibungslos in den Schacht laufen, überprüfen Sie die Chassis-Oberflächen und die Antriebsschraube auf Fremdkörper. Entfernen Sie mit feinen Pinzette oder Druckluft, Mantel das Einfädeln in einigen leichtem Mineralöl und überprüfen Sie die Shuttle-fit. </li><li> Wenn das Shuttle ist zu eng, verwenden Pinzette und einer feinkörnigen Schleifstein zu behindern Material her entfernenm die Seite des Shuttle. Achten Sie darauf, um das Material gleichmäßig zu entfernen. </li><li> Wenn das Shuttle ist zu locker, so dass es und kippt Chatter während der Fahrt, Klebstoff ein kleines Scheibchen transparente Folie zum Shuttle, um die Lücke zwischen ihm und dem Chassis Oberfläche zu füllen. </li><li> Sobald das Shuttle hat richtig fit wurde, entfernen Sie den Shuttle-Bus von der Welle und drücken Sie eine der Edelstahl-Shuttle Rohre in jeder der vier großen Löcher im Shuttle. Jeder sollte auf dem Shuttle mit den Enden aller vier Rohre bündig (Abbildung 3) zentriert. Sichern sie mit einem kleinen Tropfen Sekundenkleber an die Basis des Rohrs. Seien Sie sehr vorsichtig, dass der Kleber an den Rändern des Shuttle oder in die Rohre zu bekommen. </li><li> Führen Sie das ausgefüllte Elektrode Shuttle zurück auf die Antriebswelle und bringen sie den ganzen Weg hinunter zum Boden des Threading. </li></ol> 4. Führungsrohr und Electrode Montage <ol><li> Cut vier 25 mm lange Abschnitte von Polyimid Tubing (0,0045 &quot;ID x 0.006&quot; OD) für den Einsatz als Elektrode führt. Darüber hinaus schneiden vier Elektroden auf 40 mm-Abschnitte zur Verwendung als Dummy-Elektroden, die die Führungsrohre in Position während der Montage wird halten. (Beachten Sie, dass diese Dummy-Elektroden für die Montage sind nur und wird nicht für die Aufnahme verwendet werden, so können Sie die gleichen, die für jede Assembly wiederverwenden.) Schieben jeden Abschnitt des Rohres auf auf eine Dummy-Elektrode, so dass die Elektrode ~ 10 mm über das hinausgeht, das Ende des Rohres. </li><li> Anordnen jeder der Polyimid-Röhren im Gehäuse, wie in 4A gezeigt. Dies wird in den Enden der Elektrode Führungen führen, bündig miteinander ausgerichtet und an der Basis der Motorwelle, abspreizende aus in Richtung der Elektrode Shuttle und die gegenüberliegenden Enden an der konvergierenden Unterseite des Laufwerks. Mischen Sie eine kleine Menge von Kwik-Cast und gelten etwa 2 mm unterhalb des oberen Endes der Elektrode führt. Trocknen lassen. </li><li> Entfernen Sie die Dummy-Elektroden und positionieren die freien Enden der Elektrode führt wiedass sie ein enges Bündel bilden an der Unterseite des Antriebs. Es kann hilfreich sein, um einen feinen Draht verwenden, um sie an Ort und Stelle vorübergehend (4B) zu halten. Befestigen Sie die neue Position mit mehr Kwik-Cast. Trocknen lassen. </li><li> Mit einem scharfen Skalpell, schneiden Sie die Elektrode Führungsrohre, wo sie sich über den Boden des Microdrive. Wenn sie implantiert werden diese Rohre die Elektroden von der Unterseite des Laufwerks (Auflage auf dem Schädel) an der Oberfläche des Gehirns zu führen. Somit hängt die Länge, bei der die Röhren geschnitten werden sollte auf der Anatomie des Implantationsstelle (Abbildung 5). Für Singvögel, ist dies etwa 1,5 mm. </li><li> Um eine Elektrode mit dem Verbinder verbinden, schnitt ein 30 mm langer Abschnitt der isolierten Platindraht (0,003 &quot;Durchmesser). Und isolieren 1 mm der Isolierung von einem Ende. Solder es einem der Signalpins am Anschluss. Biegen den Draht unter der Stecker und schieben Sie sie durch eine der Führungsrohren. Ziehen Sie den Draht Spott und wickeln Sie es um den Führungsschlitz in tEr Oberseite des Gehäuses. </li><li> Mit einer Schere oder feinen Drahtschneider, schneiden eine Elektrode auf ~ 25 mm in der Länge. Kümmern, dies ohne Biegen der Elektrode oder eine Beschädigung der Spitze zu tun; auftreten, wenn entweder die Elektrode nicht verwendet werden kann. Mit der Elektrode Shuttle jetzt an der Spitze der Welle, legen Sie die Elektrode in eine Polyimid-Schlauch und ziehen Sie es durch die Edelstahl-Rohr im Shuttle. Positionieren, so dass die Spitze der Elektrode bündig mit dem unteren Ende des Rohres ist Polyimid. Schneiden Sie die Elektrode 1 mm oberhalb des Shuttle-Röhre. </li><li> Mit einer Reihe von schönen Pinzette, abisolieren der letzten 2 mm der Elektrode und die letzten 2 mm des Platindraht. Positionieren der Elektrode in der Shuttle-Röhre, legen Platindraht in das Rohr, und die beiden zusammen Stift durch Verschieben einer kurzen 1 mm Abschnitt Wolframdraht (0,008 &quot;Durchmesser) in das Rohr. Dies sollte ein Festsitz bereitzustellen, die sowohl wird eine mechanische und eine elektrische Verbindung zwischen der Elektrode und dem Draht (Abbildung3). </li><li> Führen Sie das Shuttle nach oben und unten die Länge der Antriebswelle auf fortgesetzte Bewegung zu gewährleisten. </li><li> Wiederholen 4,5-4,8 bis alle Elektroden installiert wurden. </li><li> Schneiden Sie ein 30 mm langer Abschnitt aus Silberdraht (0,005 &quot;Durchmesser) für die Verwendung als Schutzleiter. Strip 1 mm der Isolierung von einem Ende und Lot auf dem Erdungsstift an. </li></ol> 5. Endmontage und Pre-Implantation Vorbereitung <ol><li> Um die Reibung der Elektroden gegen den Führungsrohren reduzieren, füllen die Führungsrohre mit leichtem Mineralöl. Kapillarwirkung ausreicht, um die Rohre aus einem Öltropfen an einem Ende angeordnet zu füllen. </li><li> Um eine Schutzabdeckung für den Motor und die Elektroden erzeugen, schneiden Sie ein 12 mm x 25 mm Rechteck von Transparenz und falten Sie es in einem breiten U-Form. Verwenden Cyanoacrylat zu kleben die Abdeckung auf die äußeren Oberflächen des Gehäuses (Abbildung 6). Schneiden Sie einen 15 mm x 6 mm Rechteck von Transparenz und verwenden Cyanacrylat zu kleben es um den Anschluss. Um Störungen zu vermeidenErfahrungen mit dem Verbinder, sollte der langen Kante der Transparenz bündig mit der Oberkante des Verbinders. </li><li> Vor der Implantation sterilisiert den Elektroden und Führungsrohre durch Absenken der verlängerten Elektroden in einem 10:1-DI-Wasser-Bleichlösung für 10 min. Dann gründlich mit sterilem Wasser. </li><li> Eine Setzmaschine ähnlich zu dem in Schritt 2.5 verwendet werden verwendet, um den Mikroantrieb in einen stereotaktischen Manipulators während der Implantation zu halten. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Dieses Protokoll erfordert ca. 5 h hands-on Montagezeit mit einem zusätzlichen 6-8 h für die Epoxid-und Leim trocknen durchsetzt. Sobald jedoch die MicroDrive wurde das erste Mal zusammengebaut, kann es zur Wiederverwendung (dh die Elektroden, Elektroden Führungsrohre und Elektrodendrähte ersetzt werden kann) in weniger als 2 Stunden, hergestellt werden. Die Qualität und Charakter der Aufnahmen, indem Sie dieses Protokoll erhalten wird natürlich zum Teil abhängig von der zuAufzeichnungsträger, der Wahl der Elektroden, und eine Verarbeitung auf der Headstage oder weiter stromaufwärts des MicroDrive durchgeführt. Davon abgesehen, ist es möglich, stabile Aufnahmen von einer verhalten Tier über eine Zeitspanne von mehr als zehn Wochen erhalten. Beispiele für einzelne Einheit Aufnahmen aus dem Kern des robusten archistriatum (RA) in einem verhalten singvogel ist in 7A gezeigt; mehrgliedrigen Aktivität aus der gleichen Region wird in 7B gezeigt. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" /> Abbildung 1. 3D-Modell des zusammengebauten motorisierten MicroDrive. Die MicroDrive besteht aus mehreren Hauptkomponenten: (i) das Gehäuse, (ii) Motor mit Gewinde versehenen Ausgangswelle, (iii) Elektrode Shuttle, (iv) Shuttle Röhren, (v)-Elektroden, (vi) Elektrode Führungsrohre, und (vii )-Anschluss. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" /> Abbildung 2. A)Modell und Anschlussschema für den Connector. Motor Drähte: b, i, l. Elektrodendrähte: c, d, e, f. Erdungskabel: k. Alle anderen Pins für zusätzliche Instrumentierung. B) Foto des Steckers auf das Chassis mit Torr Seal Epoxy befestigt. Beachten Sie die Position sowohl der Anschluss und die zugrunde liegenden Führungsrohren. Der Sekundenkleber hält die Führungsrohre in Position trocknet klar und somit nicht sichtbar im Bild. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" /> Abbildung 3. Elektrode Shuttle Montage. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" /> Abbildung 4. A) Die Elektrode Führungsrohre im Chassis vor dem Aufbringen Kwik-Cast positioniert. B) Um sicherzustellen, dass die Elektroden der Unterseite des Laufwerks zu beenden parallel, bringen Sie das untere Ende der Führungsrohre in einem engen Bündel vor der Zugabe der letzte Tropfen des Kwik-Cast. Abbildung 5. Die Menge, daß die Elektrode Führungsrohre erstrecken über die Unterseite des Antriebs wird durch die Anatomie der Implantationsstelle angegeben. Das Diagramm zeigt die Abmessungen, die relevant für die Bestimmung der Länge der Führungsrohre sind. Zum Implantieren in den Singvogel, ist 1,5 mm ausreichend. <img alt="Abbildung 6" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" /> Abbildung 6. Das fertige motorisierten Microdrive mit Schutzdeckel befestigt. <img alt="Abbildung 7" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" /> Abbildung 7. Vertreter Aufnahmen aus dem robusten Kern der archistriatum (RA) in der benehmen Zebrafinken. A) Single-Unit-Aktivität mit 10 M Platin-Iridium-Elektroden aufgezeichnet. Top: zB Aufnahme gemacht eine Woche nach Implantation. Unten: Beispiel Aufnahmen von derselben Elektrodewie oben, neun Wochen später. B) Multi-unit Aktivität mit 1MΩ Platinelektroden aufgezeichnet. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . Zusätzliche Dateien: Das Fahrwerk, Shuttle und Elektrodenrohre wurden mit SolidWorks 2010 CAD-Software entwickelt. Diese Teil-Dateien sind sowohl im proprietären (*. Sldprt) und vendor-neutral (*. Iges) Formaten zur Verfügung gestellt und dimensioniert Fertigungszeichnungen im PDF-Format bereitgestellt werden.

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Das Protokoll präsentiert hier in einem Gerät, das qualitativ hochwertige Aufnahmen mit minimalen Bewegungsartefakten führen nur dann, wenn die richtige Pflege mit dem Bau genommen wird. Die Passung des Schiffchens im Chassis wenn von entscheidender Bedeutung: zu fest und das Risiko einer Überlastung des Motors hoch ist, zu lose und die Gefahr von erheblichen Bewegungsartefakt ist hoch. Eine ideale Passform ermöglicht das Shuttle über die gesamte Länge des Gewindeschaftes ohne Kippen aus der Position oder Rattern...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; Bezeichnung des Gegenstands</strong</td&gt;<td<strong&gt; Unternehmen</strong</td&gt;<td<strong&gt; Katalog-Nummer</strong</td&gt;<td<strong&gt; Kommentare</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Chassis</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Von PEI Cut</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Elektrode Shuttle</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Von PEI Cut</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Shuttle Tubes</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Aus Edelstahl Cut</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Steckverbinder</td&gt;<td&gt; Omnetics</td&gt;<td&gt; A7886-001</td&gt;<td&gt; Mates zu A7877-001</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Motor w / Getriebe</td&gt;<td&gt; Faulhaber</td&gt;<td&gt; 0206-A-001-B-021-47: 1</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Wire Guide</td&gt;<td&gt; Small Parts, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0113-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Elektrodenführung</td&gt;<td&gt; Small Parts, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0045-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 10 M Pt-Ir-Elektroden</td&gt;<td&gt; Mikrosonden, Inc</td&gt;<td&gt; PI2PT310.0H3</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Platinum Draht</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 772000</td&gt;<td&gt; Für Elektrodendrähte</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Silver Wire</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 786000</td&gt;<td&gt; Für Erdungskabel</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Wolfram Draht</td&gt;<td&gt; AM Systems</td&gt;<td&gt; 797000</td&gt;<td&gt; Für Elektrodenstiften</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Transparenz</td&gt;<td&gt; 3M</td&gt;<td&gt; AF4300</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Torr Seal</td&gt;<td&gt; Varian</td&gt;<td&gt; 9530001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kwik-Cast</td&gt;<td&gt; WPI</td&gt;<td&gt; KWIK-CAST</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cyanacrylat</td&gt;<td&gt; Krazy Glue</td&gt;<td&gt; KG517</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fast-Set Epoxy</td&gt;<td&gt; Hardman</td&gt;<td&gt; 04001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Light Mineral Oil</td&gt;<td&gt; Sigma</td&gt;<td&gt; M5310</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Chlorbleiche</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Seitenschneider</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Skalpellklingen</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinzetten</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Drive jig</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Epoxid der Gegenstecker an einer Spritze oder Stick</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kleine Vice</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

design and assembly of an ultra-light motorized microdrive for chronic neural recordings in small animals

Die Fähigkeit, chronisch aus Populationen von Neuronen in frei lebenden Tier aufzunehmen hat ein unschätzbares Werkzeug zum Präparieren der Funktion neuronaler Schaltkreise zugrunde eine Vielzahl von natürlichen Verhaltensweisen, einschließlich Navigation 1, Entscheidungsfindung 2,3 bewährt und die Erzeugung von komplexen motorischen Sequenzen 4 , 5,6. Advances in Präzisionsbearbeitung ist für die Herstellung von leichten Vorrichtungen, für chronische Aufnahmen in Kleintiere, wie Mäuse und Singvögel erlaubt. Die Fähigkeit, die Position der Elektrode mit kleinen Motoren ferngesteuert einzustellen hat weiter die Aufzeichnung Ausbeute in verschiedenen Kontexten Verhaltensstörungen durch Reduzieren tierischen Handhabung erhöht. 6,7 Hier beschreiben wir ein Protokoll, eine ultra-light motorisierten Microdrive für langfristige chronische Aufnahmen in kleinen Tiere zu bauen. Unser Design aus einer früher veröffentlichten Version 7 entwickelt und ist für Einfachheit der Handhabung und Kosteneffizienz wirkungs angepasstfähigkeit zu sein praktischer und zugänglicher zu einer breiten Palette von Forschern. Das bewährte Design 8,9,10,11 ermöglicht feine, remote Positionierung der Elektroden über einen Bereich von ~ 5 mm und wiegt weniger als 750 mg wenn sie vollständig zusammengebaut. Wir präsentieren Ihnen die komplette Protokoll für wie zu bauen und montieren diese Laufwerke, einschließlich 3D-CAD-Zeichnungen für alle benutzerdefinierten Microdrive Komponenten.

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Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Das Design, die Fertigung und Montage von einer ultra-light motorisierten Microdrive beschrieben. Das Gerät bietet eine kostengünstige und einfach zu bedienende Lösung für chronische Aufnahmen von einzelnen Einheiten in kleinen verhaltenden Tier.

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

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Research

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Neuroscience

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Serie: Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Electrode Herstellung und Implantation in Aplysia californica Für Multi-Channel-Neuro-und Muskel-Recordings in Intact, Frei Behaving Tiere

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Forschung

Neurowissenschaften

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

Ein Thin-Schädel Fenster-Technik für chronische Zwei-Photonen- In-vivo- Imaging von Murine Mikrogliazellen in Modelle der Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Die Kombination Behavioral Endokrinologie und Experimentelle Wirtschaftsforschung: Testosteron und Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Design und Fertigung von Ultraleichtgewicht, verstellbare Multi-Elektroden-Sonden für elektrophysiologischen Ableitungen in Mäuse

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Chronische Implantation des gesamten kortikalen Electrocorticographic Arrays in der Weißbüschelaffe

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Multi-Fiber Photometrie zur Aufzeichnung neuronaler Aktivität bei frei beweglichen Tieren

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...