Este trabalho foi financiado pela Ester e Klingenstein Joseph Fundo, o Fundo de Dotação McKnight, e NINDS 1R01NS066408-01A1.

1. Visão geral dos componentes <ol><li> A microdrive completo consiste em diversos componentes principais (Figura 1): um chassis que serve como a superestrutura da unidade, um motor com um eixo de saída finamente roscado, um serviço de transporte que transporta roscado os eléctrodos e proporciona um ponto de ligação eléctrica, e um Omnetics conector (ou equivalente). </li><li> O chassi, transporte eletrodo, e tubos de transporte de eletrodos são componentes personalizados que foram criados com o software CAD 3D (SolidWorks) e foram usinadas por um mecânico de precisão local. Todos os outros componentes estão disponíveis comercialmente. </li><li> Chassis e transporte são fabricados a partir polieterimida leve (PEI), enquanto os tubos de transporte de eletrodos são cortados com um torno de tubos de aço inoxidável hipodérmica (0,0293 &quot;OD x 0,00975&quot; ID). Embora estes componentes possam ser cortadas a partir de outros materiais, verificou-se que a PEI e aço inoxidável têm o equilíbrio certo entre a usinabilidade, a força, e woito para a nossa aplicação. </li><li> Para montar a unidade, um controlador do motor, capaz de girar a baixa voltagem DC-motor de passo, é requerido. Empregamos uma solução personalizada com base em um de três fases controlador de motor IC (Faulhaber BLD05002 disponíveis do fabricante), em conjunto com um temporizador que fornece o IC timestep-entrada. Uma variedade de off-the-shelf soluções também estão disponíveis (por exemplo, Faulhaber MCBL05002 ou Sutter Instruments MP-285). </li></ol> 2. Preparação Motor Chassis e Montagem <ol><li> Com cortadores diagonais finas, corte os pinos de contacto na parte inferior dos Omnetics (ou equivalente) do conector de - 1,5 mm, para a fila de trás, de 1 mm para a primeira fila (Figura 2A). Para melhorar a resistência da ligação entre o chassis de epóxi de unidade e o conector, usar um bisturi para irritar as superfícies traseiras de ambos os componentes. </li><li> Utilizando um bisturi, cortar quatro secções 15 milímetros de comprimento de tubagem de poliimida (0,0113 &quot;x 0,0133 ID&quot; OD) para uso como fios guides. Cuidadosamente fixar o chassis de bancada pequena com a cavidade aberta para baixo (Figura 2B). Use cola de cianoacrilato para fixar os tubos de poliimida ao chassi. Eles deverão estabelecer nivelada com a superfície traseira do chassis e estar orientado paralelamente uns aos outros, como mostrado na Figura 2B. </li><li> Depois de seco, cortar a poliimida tubos de aproximadamente 6 mm de comprimento e remover as partes de resíduos. Os restantes tubos deve ser cerca de 3 mm a partir da borda inferior do chassi. </li><li> Para assegurar espaço adequado para acasalar com o andar de entrada ou de cabo, o conector deve ser montado de alguns milímetros acima da poliimida tubos e ser paralela com a superfície do chassis (Figura 2B). Use epóxi (Torr Seal) para a construção de um pequeno pedestal para o conector, coloque-o na parte superior com a mais curta fila de pinos de nível superior, e adicionar mais de epóxi em torno do conector. Não prossiga até o epóxi ter curado completamente. </li><li> Remova o chassi do vício, a transferência paraum gabarito que permite a ligação ao controlador do motor (isto é, no nosso caso, este gabarito é simplesmente uma haste rígida com os Omnetics conector de acoplamento afixado a uma extremidade) e orientar com a superfície frontal da unidade virada para cima. Guiar os fios do motor através do orifício no chassi e deslize o motor dentro da ranhura na base. O motor e veio de transmissão deve ser paralelo ao chassis e estar apertado contra a parte inferior e os lados. </li><li> Epoxy do motor ao chassi, tomando cuidado para não obstruir ou eixo da unidade ou o espaço onde os eletrodos serão instalados (ver Torr colocação do selo nas Figura 4). Permitir que o epoxi de cura. </li><li> Gire o chassi de forma que o conector é acessível. Para apoiar os fios do motor e evitar quebra acidental, adicionar uma pequena gota de fast-set epóxi para os fios de onde emergem do chassi. Trim, tira, e soldar os fios aos contactos adequados no conector (Figura 2A). Testar o motor paraassegurar a rotação do eixo liso em ambos os sentidos. </li></ol> 3. Assembléia Shuttle eletrodo <ol><li> Para minimizar o potencial para o movimento induzidas artefatos nas gravações, é essencial que o traslado do eletrodo de estar apertado no chassi. Testar o ajuste da lançadeira enfiando-o para o veio do motor e correndo para cima e para baixo a todo o comprimento do veio de baixa velocidade. Tenha cuidado para não entalar o ônibus na unidade e, assim, o excesso de torque do motor é muito fácil de danificar permanentemente o redutor de plástico nesta fase. Se um eixo do motor anteriormente fiação deixa de viragem, o redutor pode ser danificado. </li><li> Se o traslado não funcionar sem problemas para baixo do eixo, inspecionar as superfícies de chassis e do parafuso da unidade de detritos. Retire com uma pinça fina ou ar comprimido, o revestimento do threading em um pouco de óleo mineral leve e verifique novamente o ajuste de transporte. </li><li> Se o transporte é muito apertado, utilize uma pinça e uma pedra de amolar de grão fino para remover o material obstruindo from lado do ônibus. Tome cuidado para remover o material uniformemente. </li><li> Se o transporte é muito solto de tal forma que ele se inclina e vibra durante cola de viagem, uma pequena lasca de filme de transparência do traslado para preencher a lacuna entre ele ea superfície do chassi. </li><li> Uma vez que a nave foi encaixar corretamente, remova o traslado do eixo e pressione um dos tubos de transporte de aço inoxidável em cada um dos quatro grandes buracos no transporte. Cada um deve ser centrado sobre o vaivém com as extremidades de todos os tubos de descarga de quatro (Figura 3). Protegê-los com uma pequena gota de cola de cianoacrilato aplicado à base do tubo. Tenha muito cuidado para não permitir que a cola para chegar nas bordas do ônibus ou dentro dos tubos. </li><li> Passe o transporte eletrodo concluído de volta para o eixo de transmissão e trazê-lo todo o caminho até a base da segmentação. </li></ol> 4. Tubo guia e instalação dos eletrodos <ol><li> Corte quatro 25 milímetros seções longas de poliimida Tubing (0,0045 &quot;ID x 0,006&quot; OD) para a utilização de guias de eléctrodos. Além disso, o corte de quatro eléctrodos de 40 mm para utilização secções como eléctrodos manequim que prendem os tubos de guia em posição durante a montagem. (Note que esses eletrodos são fictícios para a montagem só e não será usado para a gravação, assim você pode reutilizar os mesmos para cada conjunto.) Deslize cada seção de tubo sobre a um eletrodo de manequim de tal forma que o eletrodo se estende ~ 10 mm além a extremidade do tubo. </li><li> Providenciar cada um dos tubos de poli-imida do chassis, como mostrado na Figura 4A. Isto irá resultar nas extremidades das guias de eléctrodos, uns por cima dos outros e alinhados com a base do eixo do motor, splaying para fora para o eléctrodo de transporte e as extremidades opostas convergentes na parte inferior da unidade. Misturar uma pequena quantidade de Kwik-Cast e aplicar cerca de 2 mm abaixo da extremidade superior das guias de eléctrodos. Deixe secar. </li><li> Remova os eletrodos fictícios e reposicionar as extremidades livres do eletrodo orienta taisque formam um feixe apertado, na parte inferior da unidade. Pode ser útil usar um fio fino para segurá-los no lugar temporariamente (Figura 4B). Fixar a nova posição com mais Kwik-Cast. Deixe secar. </li><li> Com um bisturi afiado, cortar os tubos de eléctrodos de guia onde elas se estendem para além da parte inferior da microdrive. Quando implantada, estes tubos guiará os eléctrodos a partir da parte inferior da unidade (descansando sobre o crânio) para a superfície do cérebro. Assim, o comprimento em que os tubos devem ser aparados depende da anatomia do local do implante (Figura 5). Para aves canoras, isto é, aproximadamente, 1,5 mm. </li><li> Para ligar um eléctrodo para o conector, cortar uma secção de 30 mm de comprimento de fio de platina isolado (0,003 &quot;diâm.) E tira de 1 mm de isolamento a partir de uma extremidade. Solder lo a um dos terminais de sinal do conector. Dobrar o fio sob o conector e empurrá-lo através de um dos tubos de guia de arame. Puxe a provocação fio e enrole-a em torno da ranhura guia em tele parte superior do chassis. </li><li> Com uma tesoura ou cortadores de fio fino, corte um eletrodo para ~ 25 mm de comprimento. Ter o cuidado de fazê-lo sem dobrar o eléctrodo ou danificar a ponta, se qualquer ocorrer, o eléctrodo não pode ser utilizado. Com o eléctrodo de transporte agora no topo do eixo, introduzir o eléctrodo para um tubo de poliimida e puxá-la para cima através do tubo de aço inoxidável, em vaivém. Posicioná-lo de tal forma que a extremidade do eléctrodo é alinhada com a extremidade inferior do tubo de poliimida. Apare o eletrodo 1 mm acima do tubo de transporte. </li><li> Com um conjunto de pinça fina, retirar o material isolante da última mm 2 do eléctrodo e a 2 mm última o fio de platina. Reposicionar o eléctrodo dentro do tubo de transporte, inserir o fio de platina no interior do tubo, e os dois juntos pino deslizante por uma secção 1 mm curto de arame de tungsténio (0,008 dia &quot;) para dentro do tubo. Isto deve ser um ajuste apertado, que irá proporcionar tanto uma ligação mecânica e eléctrica entre um eléctrodo e o do arame (Figura3). </li><li> Executar o shuttle cima e para baixo do comprimento do veio de accionamento para um movimento contínuo. </li><li> Repita até que todos os 4,5-4,8 eletrodos foram instalados. </li><li> Cortar uma secção de 30 mm de comprimento de fio de prata (0,005 dia &quot;) para utilização como um fio de terra. Strip 1 mm de isolamento de uma extremidade e solda para o pino de terra. </li></ol> 5. Montagem Final e Pré-Implantação Preparação <ol><li> Para reduzir o atrito dos eléctrodos contra os tubos de guia, encher os tubos de guia com o óleo mineral leve. Acção capilar é suficiente para encher os tubos a partir de uma gota de óleo colocado numa das extremidades. </li><li> Para criar uma cobertura de protecção para o motor e os eléctrodos, corte um rectângulo de 12 mm x 25 mm de transparência e dobrá-lo em uma larga em forma de U. Use cola de cianoacrilato para a cobertura das superfícies exteriores do chassis (Figura 6). Corte um rectângulo de 15 mm x 6 mm de transparência e de usar cola de cianoacrilato para ele em torno do conector. Para evitar interferênciacia com o conector, o lado mais comprido do transparência deve estar nivelada com a extremidade superior do conector. </li><li> Antes da implantação, esterilizar os eléctrodos e os tubos de guia, reduzindo os eléctrodos estendidos para uma solução de água DI 10:01 branqueador durante 10 min. Em seguida, lave com água estéril. </li><li> Um jig semelhante ao utilizado no passo 2.5 pode ser utilizado para segurar o microdrive num manipulador estereotáxica durante o implante. </li></ol> 6. Resultados representativos Este protocolo requer aproximadamente 5 horas de hands-on tempo de montagem com um 6-8 horas adicionais intercaladas para o epóxi e cola secar. No entanto, uma vez que o microdrive foi montado pela primeira vez, ele pode ser preparado para reutilização (ou seja, os eléctrodos, os tubos de guia de eléctrodos e fios dos eléctrodos podem ser substituídos), em menos de 2 horas. A qualidade e à natureza das gravações obtidas seguindo este protocolo irá, é claro, ser, em parte, dependente daalvo de gravação, a escolha de eléctrodos, e qualquer processamento realizado no andar de entrada ou mais a montante do microdrive. O lado, é possível obter gravações estáveis ​​a partir de um animal de comportar mais de um período de tempo de mais de 10 semanas. Exemplos de gravações única unidade do núcleo sólido do archistriatum (RA) em um songbird comportando é mostrado na Figura 7A; unidade multi-actividades da mesma região é mostrado na Figura 7B. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" /> Figura 1. Modelo 3D do montado motorizado microdrive. O microdrive consiste em vários componentes principais: (i) o chassis, (ii) motor com veio de saída da rosca, (iii) de transporte do eléctrodo, os tubos (iv) de transporte, (v) os eléctrodos, (vi) tubos de guia de eléctrodo, e (vii ) conector. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" /> Figura 2. A)Modelo e diagrama de conexão do conector. Os fios do motor: b, i, l. Fios de eletrodos: c, d, e, f. Fio terra: k. Todos os outros pinos disponíveis para instrumentação auxiliar. B) Foto do conector ligado ao chassi com Torr Seal epóxi. Note-se a posição de um conector e os tubos de guia de arame subjacentes. A cola de cianoacrilato que prende os tubos de guia em posição de secagem claros e, portanto, não é visível na imagem. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" /> Figura 3. Montagem de transporte eletrodo. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" /> Figura 4. A) Os tubos de guia de eléctrodos posicionados no chassis, antes de aplicar Kwik-Cast. B) A fim de assegurar que os eléctrodos de saída na parte inferior da unidade, em paralelo, trazer a extremidade inferior dos tubos de guia para um feixe apertado antes da adição da última gota do Kwik-Cast. Figura 5. A quantidade de que os tubos de guia de eléctrodos estender para além da parte inferior da unidade é especificada pela anatomia do local de implantação. O diagrama ilustra as dimensões que são relevantes para a determinação do comprimento dos tubos de guia. Para implantar no songbird, 1,5 mm é suficiente. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" /> Figura 6. Terminou o Microdrive motorizado com tampas de proteção anexado. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" /> Figura 7. Gravações representativos do núcleo sólido do archistriatum (RA) na comportando zebra finch. A) unidade única atividade registrada com 10MΩ de platina-irídio eletrodos. Top: gravação exemplo feito uma semana após a implantação. Parte inferior: gravação exemplo do mesmo eléctrodocomo acima, nove semanas depois. B) Multi-unit atividade gravado com eletrodos de platina 1MΩ. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver maior figura</a> . Arquivos adicionais: o chassi, de transporte e tubos de eletrodos foram projetados com o software SolidWorks CAD 2010. Esses arquivos componentes são fornecidos em ambos os proprietário (* sldprt.) E vendor-neutral (*. IGES) formatos e desenhos cotados de produção são fornecidos em formato PDF.

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Não há conflitos de interesse declarados.

O protocolo apresentado aqui resultará em um dispositivo capaz de gravações de alta qualidade com o mínimo de artefatos de movimento somente se é bom tomar cuidado com a construção. O ajuste da lançadeira no chassis se de importância crítica: muito apertado e o risco de sobrecarga do motor é elevada; muito solto e o risco de artefacto de movimento significativo é alta. Um ajuste ideal vai permitir o transporte para viajar por todo o comprimento do veio roscado sem inclinação para fora da posição ou vibra...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; Nome do item</strong</td&gt;<td<strong&gt; Empresa</strong</td&gt;<td<strong&gt; Número de catálogo</strong</td&gt;<td<strong&gt; Comentários</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Chassis</td&gt;<td&gt; Personalizado</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Shuttle Eletrodo</td&gt;<td&gt; Personalizado</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Tubos Shuttle</td&gt;<td&gt; Personalizado</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de aço inoxidável</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Conector</td&gt;<td&gt; Omnetics</td&gt;<td&gt; A7886-001</td&gt;<td&gt; Mates para A7877-001</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Motor w / Gearhead</td&gt;<td&gt; Faulhaber</td&gt;<td&gt; 0206-A-001-B-021-47: 1</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Guia de Arame</td&gt;<td&gt; Peças pequenas, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0113-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Guia de Eletrodo</td&gt;<td&gt; Peças pequenas, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0045-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 10MΩ Pt-Ir eletrodos</td&gt;<td&gt; Microprobes, Inc</td&gt;<td&gt; PI2PT310.0H3</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fio Platinum</td&gt;<td&gt; AM Sistemas</td&gt;<td&gt; 772000</td&gt;<td&gt; Para fios de eletrodos</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fio de Prata</td&gt;<td&gt; AM Sistemas</td&gt;<td&gt; 786000</td&gt;<td&gt; Para o fio terra</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fio de tungstênio</td&gt;<td&gt; AM Sistemas</td&gt;<td&gt; 797000</td&gt;<td&gt; Para pinos eletrodos</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Transparência</td&gt;<td&gt; 3M</td&gt;<td&gt; AF4300</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Torr Seal</td&gt;<td&gt; Varian</td&gt;<td&gt; 9530001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kwik-Cast</td&gt;<td&gt; WPI</td&gt;<td&gt; KWIK-CAST</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cianoacrilato</td&gt;<td&gt; Krazy Glue</td&gt;<td&gt; KG517</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Epoxy Fast-Set</td&gt;<td&gt; Hardman</td&gt;<td&gt; 04001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Óleo Mineral Luz</td&gt;<td&gt; Sigma</td&gt;<td&gt; M5310</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; O cloro alvejante</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cortadores diagonais</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Lâmina de bisturi</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinças</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Unidade de gabarito</td&gt;<td&gt; Personalizado</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Epoxy conector acoplado a uma seringa ou de um stick</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Vice Pequeno</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

design and assembly of an ultra-light motorized microdrive for chronic neural recordings in small animals

A capacidade de gravar a partir de cronicamente populações de neurônios em animais livremente comportando tem se mostrado uma ferramenta de valor inestimável para dissecar a função dos circuitos neurais subjacentes a uma variedade de comportamentos naturais, incluindo navegação 1, tomada de decisão 2,3, e da geração de seqüências motoras complexas 4 , 5,6. Avanços em usinagem de precisão permitiu a fabricação de peso-leve de dispositivos adequados para gravações de crônicas em pequenos animais, como ratos e pássaros. A capacidade para ajustar a posição do eléctrodo com pequenos motores controlados remotamente aumentou ainda mais o rendimento de gravação em vários contextos comportamentais, reduzindo manipulação de animais. 6,7 Aqui nós descrevemos um protocolo para construir um microdrive ultra-leve motorizada para gravações a longo prazo crônicas em pequenos animais. Nossa concepção evoluiu de uma versão anterior publicada em 7, e foi adaptado para facilidade de uso e de custo apropriado e eficazVeness para ser mais prático e acessível a uma ampla gama de pesquisadores. Este design comprovado 8,9,10,11 permite um posicionamento fino remoto de eléctrodos durante um intervalo de aproximadamente 5 mm e pesa menos de 750 mg, quando completamente montado. Nós apresentamos o protocolo completo de como construir e montar essas unidades, incluindo desenhos de CAD 3D para todos os componentes microdrive personalizados.

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Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

O desenho, fabrico e montagem de um ultra-leve motorizado microdrive é descrito. O dispositivo fornece uma solução de custo eficaz e fácil de usar para gravações de crônicas de unidades individuais em pequenos animais se comportando.

Concepção e montagem de um Microdrive Ultra-leve motorizada para doenças crônicas Recordings Neurais em Pequenos Animais

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

design-assembly-an-ultra-light-motorized-microdrive-for-chronic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabricação de eletrodos e Implantação de Aplysia californica Para gravações multi-canal neural e muscular na Intact, Animais Livremente Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Neurociência

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

A Técnica de Janela crânio-fino para Crônica de dois fótons In vivo Imaging da Microglia murino em Modelos de Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Combinando Behavioral Endocrinologia e Economia Experimental: Decisão da testosterona e Social Fazendo

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Gravações de alta densidade EEG dos Ratos movimentando-se livremente usando Polyimide baseado microeletrodos

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Um Procedimento para Implantação de Arrays organizado de microfios para gravações a única unidade em Awake, comportando-se Animais

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Projeto e fabricação de Ultraleve Peso, ajustável Sondas Multi-eletrodo para gravações eletrofisiológicas em Ratos

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gravações simultâneas de potenciais de campo corticais Local, eletrocardiograma, eletromiograma e respirar o ritmo de um rato andando livremente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Crônica implantação de matriz Electrocorticographic todo-cortical no sagui comum

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Técnicas de necropsia da raiva em animais grandes e pequenos

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Fotometria de múltiplas fibras para gravar atividade neural em animais em movimento livre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...