Wir bedanken uns für die Unterstützung aus dem NIH (NS047073 zu HJC). Wir sind auch dankbar, dass Catherine Kehl für ihre frühen Experimente mit Kwik-Sil, die uns, sie für unsere Anwendung gefördert.

1. Electrode Fabrication <ol><li> So erstellen Sie die Elektrode mit einer Schere ein Stück Emaille-Beschichtung 0,001 Zoll Durchmesser Edelstahldraht ca. 2 Meter lang geschnitten. Bringen Sie einen kleinen Ball aus Kitt an jedem Ende des Drahtes, falten Sie die Kabel in zwei Hälften, und drehen Sie die Enden mit einer Twisted-Pair zu schaffen, eine so genannte Differential-Elektrode. </li><li> Band an beiden Enden des Drahtes zu entwirren zu verhindern. Machen Sie vier differentielle Elektroden, mit einer anderen Farbe des Bandes für jedes Differential Elektrode zum Zwecke der Identifizierung (Abbildung 1A). </li><li> Twist zwei der Differential-Elektroden zusammen, so dass zwei Zoll aufgedreht an einem Ende und 1 Zoll am anderen Ende. Wiederholen Sie mit den restlichen zwei Differential-Elektroden (Abbildung 1B). </li><li> Twist beide Sätze von zwei differenzielle Elektroden zusammen, um sicherzustellen, dass die Enden aufgedreht bleiben. Halten Sie die Elektroden-Einheit und wenden Haushalt Silikonkleber an der Kreuzung der vier Differential-Elektroden, wobei die Enden frei. Hang und damit der Leim für mindestens 4 Stunden (Abbildung 1C) trocken. </li><li> Zur Isolierung der Filialen lag der Elektroden-Einheit nach unten auf eine ebene, beweglich, Oberfläche wie ein Stück Holz. Fan aus den Enden und sichern Sie sie mit Klebeband. Mit einem kleinen Stück Plastik um die Elektroden-Einheit, kurz bevor es Niederlassungen erheben und zu sichern, die mit Klebeband. </li><li> Bei einem Binokular, verwenden Pinzette zur Beschichtung der Filialen mit Silikonkleber. Die 1-Zoll langen Enden wird im Inneren des Tieres sein, so sollten sie eine sehr dünne Schicht Kleber haben. Lassen Sie den Kleber für mindestens 3 Stunden trocknen lassen. </li><li> Kürzen Sie die 1-Zoll langen Ende eines Differential-Elektrode bis zwei Zentimeter. Auf jeden Draht, entfernen 1cm von Silikon-und Schmelz. Locken eine nackte Draht zu einem Haken für die Aufnahme. Biegen Sie den anderen Draht nach oben und weg vom Haken, dies wird als das Erdungskabel dienen. Wiederholen Sie für die restlichen drei Elektroden. </li><li> Wählen Sie eine der vier Elektroden auf dem 2 Zoll zu beenden. Verwenden einer Pinzette zu Silikon kratzen und Email aus, auszusetzen 1cm bloßen Edelstahldraht auf jeder der 2 Drähte. Löten Sie eine Gold-Stecker an jeder der beiden Drähte. Verwenden Sie ein Stück Labor-Band bis zum Ende zu sichern und zu pflegen eine Trennung zwischen dem Boden und Aufnahme Pins. Wiederholen Sie für die restlichen drei Elektroden. </li><li> Bringen Sie einen 1-2cm Ball der Silikon-Kleber, um die Kabel, ca. 1,5 cm von der Hakenende an die Elektroden im Inneren des Tieres zu verankern. Lassen Sie für mindestens 1 Stunde (Abbildung 1D) trocken. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Electrode Assembly Fabrication. (A) Single Differential Elektrode, bestehend aus einem gefalteten und verdreht Draht mit seinen Enden mit Klebeband befestigt. (B) Zwei Differential Elektroden miteinander verdrillt, so dass ungedreht Raum an den Enden. Verschiedenfarbige Band oder eine andere Kennzeichnung sollte verwendet werden, um die Enden zu identifizieren. (C) Alle vier Differential-Elektroden in einem einzigen Elektroden-Einheit bilden, ein einziges Kabel mit getrennten Zweige der einzelnen Elektroden an jedem Ende, mit verschiedenen Farben des Bandes markiert kombiniert. (D) endgültige Form der Elektroden-Einheit. Auf der linken Seite gibt es Haken für Aufnahmen und Masseleitungen für jeden Differentialelektrode geringelt. Auf der rechten Seite, haben Gold Anschlusspins zu den Drähten wurden für den Anschluss an den Verstärker gelötet. Eine Verankerung Kugel aus Silikon-Kleber hat auch in Richtung der linken Seite der Baugruppe platziert. </li></ol> 2. Vorbereitung der Tiere für die Implantation <ol><li> Wählen Sie ein gesundes Tier, das etwa 350-450g wiegt. In Reaktion auf kleine Algen, sollte das Tier beißt in Abständen von 3 bis 5 Sekunden. Die komplette Chirurgie mit Elektrodenimplantation sollte etwa eine Stunde dauern. </li><li> Um das Tier zu betäuben, spritzen sie mit 30% w / v isotonischer MgCl 2. Um zu verhindern, der Verlust der Hämolymphe und MgCl 2, kann der Injektionsstelle in Sekundenkleber vor dem Entfernen der Nadel überzogen werden. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Schematische Darstellung, wie das Tier für Elektrodenimplantation wird merken, und die Lage des Einschnitts (angezeigt durch ein bar). </li><li> Legen Sie den narkotisierten Tier in einer Dissektion Tablett mit dem Fuß nach unten. Mit Blick auf das Tier den Kopf auf, Verschiebung der Kiemen-Bereich auf der linken Seite, so dass das Tier teilweise auf seiner Seite und lehnte ab. Pin auf der vorderen Tentakeln (Abbildung 2). </li><li> Legen Sie das Tablett auf der Bühne eines Binokular. Prop das Tablett auf ca. 20 Grad-Winkel auf den Kopf zu erheben und sammeln Sie die Hämolymphe in den Schwanz, weit weg von den Einschnitt. </li><li> Mit Dissektion Schere, starten Sie einen Schnitt leicht nach rechts von der Augenfleck und erweitern es 1 bis 1,5 cm nach vorn. Verwenden Sie Retraktoren, an den Kanten des Tabletts den Einschnitt offen zu halten (Abbildung 2; beachten Bar in der Nähe eyespot Angabe Schnitt). </li><li> Zur Freilegung der bukkalen Masse, verwenden ForcePs zu heben das klare Membran unter der Haut und mit einer Schere, um eine Öffnung passend zur wichtigsten Einschnitt geschnitten. Tuck die Ränder der Membran in die Retraktoren. </li></ol> 3. Elektrodenimplantation <ol><li> Platzieren Sie die Elektroden-Einheit auf einem Mikromanipulator und bewegen Sie ihn über das Tier Einschnitt. </li><li> Die radular Nerv ist am schwierigsten zu zugreifen, und sollte zuerst angegangen werden. Es gibt zwei Möglichkeiten für den Zugriff auf die radular Nerven. </li><li> Die erste Option, was bevorzugt ist, wird unter der bukkalen Ganglion zwischen BN1 und BN2 aussehen. Wenn ein Zweig der radular Nerven sichtbar ist, verwenden Sie spitzen Pinzette gebogen in einen Haken zu heben aus der Branche (Abbildung 3, Schleife von RN unter Ganglion bezeichnet 1). </li><li> Wenn ein Zweig der radular Nerven nicht zugänglich ist über dem Muskel, wird eine zweite Option, um sie über einen kleinen Einschnitt in I2 neben dem Bindegewebe an der Basis der bukkalen Ganglion (Abb. 3, RN unter Muskel bezeichnet 2) zugreifen. Der Einschnitt in I2 muss durch zwei Lagen des I2 Muskel gehen. Halten Sie an den Rand des Muskels Schnitt mit geraden Pinzette und verwenden Sie den Haken Zange herauszuziehen ein RN Branche. </li><li> Halten Sie die Nerven mit dem Haken Zange, eine andere Reihe von Zangen an der Elektrode Haken auf die Nerven zu manipulieren. </li><li> Verwenden Sie den Mikromanipulator an den Haken zu erhöhen, so dass der Nerv sich weg von der bukkalen Masse abgehoben und frei von jeglichen anderen Nerven oder Gewebe. Nicht überdehnen den Nerv. </li><li> Trocknen Sie die Elektrode mit einem Kim-Wipe oder Absaugen der überschüssigen Flüssigkeit mit einer Spritze. Wasser Spannung kann dazu führen, den Mut, sich zusammenstürzen, oder ein Wasser-Dichtung unter dem Nerven bilden. In jedem Fall sollte die Fläche vollständig getrocknet sein, bevor Klebstoff aufgetragen wird. </li><li> Tragen Sie eine kleine Klecks Sekundenkleber, wo die Basis des Hakens ist in Kontakt mit dem Boden des Nervs. Tragen Sie einen Tropfen von Aplysia Kochsalzlösung oder Hämolymphe der Sekundenkleber gesetzt. Wenn der Kleber nass ist nichts als sollte verschoben werden immer Leim zwischen Draht und Nerven blockieren würde die elektrische Verbindung. </li><li> Trocknen Sie die Haken wieder. Mix Kwik-Sil Kleber auf einen Eisbeutel. </li><li> Verwenden Sie die Spitze eines Stiftes, eine kleine Menge des Kwik-Sil Kleber gelten, vollständig bedecken freiliegende Leiter des Hakens, aber nicht das Erdungskabel. </li><li> Lassen Sie den Kleber für ca. 5 Minuten eingestellt, Nachjustierung der Leim, wenn sie wegzieht von Teilen der Haken. Der Leim wird gesetzt, wenn es nicht mehr klebt, wenn sie mit dem Stift berührt (Abbildung 4 zeigt die endgültige Konfiguration). </li><li> Sobald die radular Nerven Elektrode eingestellt ist, kann der I2 Muskel zugegriffen werden. Im Bereich zwischen BN1 und BN2, die süchtig Pinzette Haken und 2 Bänder des I2 Muskel vom Rest des Muskels getrennt durch leichtes Ziehen die Bands nach oben. Befestigen Sie die Elektrode mit dem gleichen Verfahren. </li><li> Bukkalen Nerven 2 und 3 sind leicht zugänglich und Elektroden sind mit dem gleichen Verfahren angebracht. </li><li> Nachdem alle Elektroden angebracht sind, schieben Sie die Elektroden-Einheit in das Tier bis das Silikon zu verankern. </li><li> Suture der Einschnitt verschlossen um den hervorstehenden Elektrodenkabel, halten die Anker in das Tier. Sekundenkleber die Stiche, um eine gute Abdichtung zu gewährleisten. </li><li> Legen Sie die Gold-Anschlussstecker am anderen Ende der Elektrode in einem kleinen Block aus Styropor. Zurück das Tier an den Haupttank in einem belüfteten Isolation Behälter für Erholung über Nacht. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Ein Diagramm der Aplysia Zuführvorrichtung als die bukkale Masse bekannt. Dargestellt sind die bukkalen Nerven (BN1, BN2, BN3), die radular Nerven (RN), die Ausgänge der Unterseite des bukkalen Ganglion, dann taucht unter dem Muskel, und die Lage auf dem I2 Muskel, wo die Elektroden angebracht ist. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Schematische Darstellung der einzelnen Elektrode an einen Nerv (oder Muskel) und verklebt. Beachten Sie, dass die de-isolierten Region des gewellt Haken in direkten Kontakt mit den Nerven (oder Muskel), an Stelle mit Sekundenkleber verankert ist, und elektrisch von dem fluiden Medium mit Kwik-Sil isoliert. Beachten Sie auch, dass die deinsulated Spitze der Masseelektrode, um das flüssige Medium ausgesetzt ist. 4. Aufnahme <ol><li> Akklimatisieren das Tier in einem belüfteten Behälter während des Kontrollgeräts für mindestens 1,5 Stunden angebracht. Monitor das Signal, während das Tier gewöhnen, um sicherzustellen, dass alle Elektroden arbeiten und dass das Geräuschniveau niedrig sind. </li><li> Verwenden Sie eine Videokamera an Fressverhalten aufzeichnen, während Sie den Computer auf Signale von der Nerven-und Muskel-Elektroden aufnehmen. Synchronisieren Sie die Video-und Elektroden-Aufnahmen mit einem Rechtecksignal, dass ein digitaler Zähler in die Kamera-Ansicht steuert, während es gleichzeitig als zusätzlicher Kanal auf dem Computer in Axosc aufgezeichnetOPE. </li><li> Feeding Verhaltensweisen sind von den Techniken in Morton und Chiel 1993 beschrieben ausgelöst. </li></ol> Obwohl wirbellosen Tieren nicht eine formelle Genehmigung durch eine institutionelle Nutzung von Tieren und Pflege Ausschuss haben wir sichergestellt, dass alle Behandlungen der Aplysia Schaden zu minimieren und Leiden für das Tier, und dass alle chirurgischen Techniken sind fertig, während das Tier vollständig betäubt. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="Abbildung 5" /> Abbildung 5. (A) Gleichzeitige Vier-Kanal-Aufnahmen aus einem Muskel (dem Winkelmesser Muskel I2), und aus drei bukkalen Nerven (die radular Nerven, RN, N. buccalis 2, BN2 und N. buccalis 3, BN3) während eines Schlucken Antwort. (B) ein Standbild aus der gleichzeitigen Video-Aufzeichnung der frei verhalten Tier, als es schluckt eine vorgeschnittene Algen Streifen (0,5 cm in der Breite), die bei 0,5 cm Abstand mit weißen Bändern markiert wurde, so dass seine Bewegungen können leicht sichtbar gemacht werden, wie der Tierfutter.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

Eine wichtige Innovation, die aus diesen Aufnahmen bewährt hat sich die Kombination der Elektroden in einem Kabel. Zwei Elektroden Aufnahmen wurden bereits verwendet, sondern baut auf vier einzelnen Elektroden führte zur Bildung von chirurgischen Adhäsionen, die oft verhindert das Tier aus machen normale Fress-Bewegungen. Die Kombination der Elektroden in einem Kabel reduziert die Masse der Elektroden im Inneren des Tieres, das wiederum reduziert die Immunantwort und ermöglicht es dem Tier, sich freier zu bewegen. <...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

Aufnahme von wichtigen Nerven und Muskeln<em&gt; Aplysia</em&gt; Während der Fütterung Verhalten ermöglicht es uns, die Muster der neuronalen Kontrolle in einer intakten Tier zu studieren. Gleichzeitig Aufnahme von mehreren Nerven und Muskeln gibt präzise Auskunft über den Zeitpunkt der neuronalen Aktivität. Vorherige Aufnahme Methoden sind für zwei Elektroden gearbeitet, aber die Studie von zusätzlichen Nerven oder Muskeln benötigt die Kombination und die Mittelung der Aufnahmen von mehreren Tieren, die es schwierig, feine Details von Timing-und Ausstieg zu bestimmen hat, weil der Variabilität aus der Reaktion auf Ansprechen, und von Tier zu Tier. Die Implantation vier einzelnen Elektroden hat eine sehr niedrige Erfolgsquote aufgrund der Bildung von Verwachsungen, dass die Tiere von der Durchführung normaler Fütterung Bewegungen zu verhindern. Wir entwickelten eine neue Methode zur Herstellung Elektrode, dass der Großteil der Elektroden im Inneren des Tieres ermöglicht für die normale Ernährung Bewegungen reduziert. Mit einer Kombination von Klebstoffen zu den Elektroden führt zu einer zuverlässigen Isolierung der Elektrode, die länger dauert legen, die es ermöglichen, für einen Zeitraum, solange in der Woche aufzunehmen. Die Herstellungstechnik, die wir beschreiben, könnte erweitert werden, um mehrere zusätzliche Elektroden enthalten sein, und wäre für Wirbeltiere.

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Eine Technik ist für die Implantation vier beschriebenen<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroden auf die neuromuskuläre Kontrolle der Fütterung Verhalten im Monitor<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

Electrode Herstellung und Implantation in Aplysia californica Für Multi-Channel-Neuro-und Muskel-Recordings in Intact, Frei Behaving Tiere

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K Aufrufe.  Case Western Reserve University. Eine Technik ist für die Implantation vier beschriebenen In vivo Elektroden auf die neuromuskuläre Kontrolle der Fütterung Verhalten im Monitor Aplysia californica.

Serie: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Forschung

Neurowissenschaften

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

Ein<em&gt; In Vitro</em&gt; Vorbereitung zur Auslösung und Aufzeichnung Feeding Motor Programme mit Physiologische Bewegungen in<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extrazellulär identifizieren Motor Neurons für einen Muscle Motor Pool in<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Isolation von sensorischen Neuronen von<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Für Patch-Clamp-Recordings von Glutamaterge Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Ein Verfahren für die Implantation von Mikrodrähte Organisierte Arrays für Einzel-Einheit Recordings in Awake, Behaving Tiere

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Design und Fertigung von Ultraleichtgewicht, verstellbare Multi-Elektroden-Sonden für elektrophysiologischen Ableitungen in Mäuse

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Visuelle evozierte möglichen Aufnahmen bei Mäusen mit einer trockenen nichtinvasive Mehrkanal Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

Langfristige sensorischen Konflikt in Mäusen frei Verhalten

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...