1. Odor Verdünnungen <ol><li> Die meisten Riechstoffe sind löslich in Paraffinöl. Allerdings kann DMSO oder Ethanol auch als alternative Lösungsmittel für bestimmte Gerüche eingesetzt werden. Bereiten Sie geeigneten Verdünnungen (zB 1:10 Volumen: Volumen, v: v) aus reinem Geruchsstoffe in Glasflaschen. Die meisten Geruch Verdünnungen sind bei Raumtemperatur stabil, aber für leichtflüchtigen Verbindungen ist es besser, arbeiten Verdünnungen auf einer wöchentlichen Basis zu machen. Jeder Sensillum reagiert auf verschiedene Gerüche in einem anderen Konzentrationsbereich. Für Drosophila, ein nützliches Look-Up-Tabelle für entsprechende Konzentrationen mit einer bestimmten Sensillum verwenden können in 6, 7 zu finden. Für die Video-Experiment verwenden wir Paraffinöl als Lösungsmittel-Steuerung und Methylacetat (10 -6 v: v in Paraffinöl) und 1-Octen-3-ol (10 -7 v: v in Paraffinöl) zur Drosophila und Anopheles Aufnahmen, jeweils. </li><li> Mit Schere, schnitt die Chromatographie Papier in 3 mm x 5 cm Streifen so, dass sie innerhalb Pasteurpipetten fit. </li><li> Pipette 30 ul der gewünschten Geruch auf ein Filterpapier Streifen und legen Sie sie in der Glaspipette. Cut ~ 3 cm Luft line Schlauch und stecken Sie ihn in das offene Ende der Pipette und schloss es mit einem Stecker. Der Stecker wird verwendet, um die Pipette, die dann an der Luft-line-Schlauch einer Luftpumpe angeschlossen werden wird, wenn es Zeit ist, den Geruch während des Experiments zu liefern ist zu versiegeln. </li></ol> 2. Odor Liefersystem <ol><li> Mit einem kleinen Bohrer, schneiden Sie ein 10 mL Kunststoff serologischen Pipette (z. B. im 4 mL-Marke) und erstellen Sie zwei Löcher (z. B. am -1,5 mL bzw. -0,5 mL markiert), die verwendet werden, um die Pipetten mit den Gerüchen zu halten sein wird. Legen Sie eine 200 ul Pipettenspitze in den Stacheldraht-Koppler und Einführung der Koppler in das stumpfe Ende der 10-ml-Pipette. Die Pipette wird als Teil der Lieferung für Geruchsstoffe verwendet werden. </li><li> Bringen Sie die Pipette auf einem Magnetfuß mit einer Pipette Klemme und positionieren Sie es in der Nähe des Mikroskops. </li></ol> 3. Schärfen Elektroden <ol><li> Zum Schärfen Elektroden, bereiten eine 0,5 M Lösung von Kaliumhydroxid (KOH) und zu filtern, um feine Partikel (z. B. mit einem 45 &amp;mgr; m-Filter) zu entfernen. Nehmen Sie einen 20 ml-Spritze und machen ein kleines Loch (~ 2 mm Durchmesser) mit einer Nadel an der Wand in der Nähe der Spitze (~ 1 cm von der Spitze), in dem der elektrische Draht eingelegt ist (Abbildung 1A). </li><li> Füllen Sie die Spritze mit 0,5 M KOH, und klemmen Sie sie auf einem Stand unter dem Mikroskop, so dass die Spitze in das Sichtfeld (Abbildung 1B, C) gelegt wird. Legen Sie die elektrischen Draht in das kleine Loch auf der Spritze Wand (Abbildung 1B), um sicherzustellen, dass der Draht nicht direkt vor dem Eingang der Spritze. Verbinden Sie dieses Kabel an die Kathode einer DC-Stromversorgung (z. B. Wild Heerbrugg MTR32, siehe Methoden) oder ein Pol einer AC-Stromversorgung (z. B. Wild Heerbrugg-LEP 990018). Befestigen Sie den Elektrodenhalter Welle, auf die manuelle Mikromanipulator auf der rechten Seite des Mikroskops, und befestigen Sie ein elektrisches Kabel an der Basis der Elektrodenhalter Welle mit einer Krokodilklemme. Schließen Sie das Kabel an der Anode der DC-Netzteil oder den anderen Pol der AC-Netzteil (Abbildung 1A). </li><li> Legen Sie die Wolframdraht (~ 5 cm Länge) in den Elektrodenhalter, und hängen Sie es an den Elektrodenhalter Welle, auf der Manipulator. Stellen Sie die Stromversorgung 6 V, und legen Sie die Spitze des Drahtes in die Spritze wiederholt, um es zu verfeinern, wobei darauf geachtet, die Spitze unter dem Mikroskop während des Prozesses (Abbildung 1C) zu überwachen. Um eine ideale Elektrode für die Aufnahme, statt 90% seiner Länge in der Lösung für bis zu 1 min, und ziehen Sie sie langsam heraus. Dann nur von ~ 50% der Elektrode weiter zu dünn für 30 s, und wiederholen Sie es auf die Spitze des Drahtes geschärft (~ 10 mal) zu bekommen. Die Spitze der Elektrode sollte fein genug, um in die Sensillum geben, aber nicht so fein wie zu beugen, wenn er sie berührt, während der Aufnahmen (Schritte 6 und 7). Obwohl gerade die Spitze der Elektrode unter dem Binokular, während es geschärft ist ein gutes Indiz für seine Dicke, nur Blick auf sie unter dem Mikroskop Aufnahme bei hoher Vergrößerung wird eine klare Vorstellung davon, ob eine bestimmte Elektrode geeignet für die Aufnahme geben. </li></ol> 4. Insect prep: Drosophila-Antenne <ol><li> Baue eine Fliege Aspirator. Schneiden Sie ein Stück Luftleitung Schlauch lang genug, um bequem zu hängen um den Hals (ca. 90 bis 120 cm). Schneiden Sie die Spitze eines 200 pl Pipettenspitze und legen Sie sie in das eine Ende des Rohres. Am anderen Ende, Position a ~ 1,5 cm x 1,5 cm großes Stück Gewebe, so dass es schafft eine physische Barriere, aber nicht verhindern, dass Luft fließt aus der Tube. Schneiden Sie die Spitze eines 1 mL Pipette und die Position der breiteren Ende auf der Oberseite des Röhrchens öffnen, blockiert das Netz dazwischen. Dieser Teil wird benutzt, um abzuholen und zu manipulieren erwachsenen Fruchtfliegen (Abbildung 2). </li><li> Werfen Sie einen Mikroskop-Objektträger und ein Stück von Dentalwachs etwa in der Mitte der Längsseite. Oben drauf positiona Deckglas leicht geneigt nach oben (~ 30), um sicherzustellen, dass das Wachs nicht direkt unter dem obersten Teil, die Visualisierung der Fruchtfliege unter dem Mikroskop verhindern würde. Ziehen Sie eine Glaselektrode mit der vertikalen Abzieher. Die Spitze sollte dünn und flexibel genug, um zwischen der zweiten und dritten Antennensegment fit, und halten Sie die Antenne stabil für die Aufnahmen. Position der Glaselektrode auf einem anderen Stück Wachs und legen Sie es auf der Seite des Deckglases, weit genug, dass, wenn die Spitze abgesenkt wird er um die Ecke des Deckglases (Abbildung 3A) erreicht. </li><li> Arbeiten aus einer Flasche oder Fläschchen erwachsenen Fliegen des gewünschten Genotyp, pick up eines Erwachsenen fliegen Essig mit der Fliege Aspirator. Obwohl Frauen in der Regel wegen ihrer größeren Größe verwendet werden, können Männer ebenfalls verwendet werden. Legen Sie eine 200 ul Pipettenspitze auf der Oberseite des 1 mL Spitze, die Fliege an der Flucht zu verhindern. Schlag in die Röhre, so dass die Fliege am Ende der 200 ul Pipettenspitze gedrückt wird. Trim das breite Ende der Pipettenspitze mit der Rasierklinge ein paar Millimeter weg von der Fliege selbst, dann legen Sie etwas Wachs auf die Fliege aus Rückzieher zu verhindern. Unter dem Mikroskop geschnitten wieder in die Nähe der Spitze der Essig fliegen, achten nicht auf das Tier Schaden. Mit einer kleinen Pipettenspitze, drücken Sie die Wachs-the-fly Kopf verdrängen, so dass etwa die Hälfte der Augen von der Spitze (Abbildung 3B) extrudieren. Stellen Sie sicher, dass seine Beine nicht herauskommen, wie gut, oder sie könnten zu bewegen und mit den Aufnahmen stören. </li><li> Montieren Sie die Fliege auf ein Stück Wachs, mit dem Kopf nach oben, und legen Sie es auf der Folie vor dem Deckglas. Drücken Sie den Kopf leicht gegen die Ecke des Glases, so dass die Antennen und erweitern Rest auf dem Glas. Senken Sie die Spitze der Glaskapillare zwischen der zweiten und dritten Antennensegment (Abbildung 3B). </li><li> Verschiedene Teile der Antenne wird der Zugang zu verschiedenen Sensillen-Typen geben. Je nach bestimmten experimentellen muss, wird die Antenne müssen anders orientiert, den Zugang zu verschiedenen Sensillen-Typen ermöglichen. Zur Aufnahme von großen basiconic Sensillen wie in unserem Beispiel ist das arista unten auf das Glas (Abbildung 3B) geschoben. </li></ol> 5. Insect prep: Anopheles Oberkiefer Palpen <ol><li> Mit einem elektrischen Aspirator (Abb. 2E), sammeln von 40 bis 60 3-5 Tage alte Mücken (mixed Männchen und Weibchen) in dem kleinen Käfig aus Kunststoff (Abb. 2F). Mücken sollte unter normalen Bedingungen aufgezogen worden sind, dh in ein Insekt Inkubator oder Insektarium bei 25-28 ° C mit 70-80% Luftfeuchtigkeit. Legen Sie die kleinen Plastik-Käfig mit den Tieren auf Eis ~ 15 min, bis sie betäubt durch die Kälte sind. Sobald die Tiere gestoppt haben Bewegung, des Transfers nur 4-6 Tiere auf die Bühne unter dem Mikroskop zu einem beliebigen Zeitpunkt, so dass der Rest der Tiere auf dem Eis während der Verfahren. Obwohl Frauen in der Regel wegen ihrer Empfindlichkeit gegenüber CO 2 verwendet werden, können Männer ebenfalls eingesetzt werden. Wählen Sie männlich oder weiblich Mücken, die Beurteilung durch die Struktur ihrer Antenne (Feder-wie bei Frauen, fadenförmigen bei Männern), und entfernen Sie die Flügel und Beine mit feinen Pinzetten, um sie zu fixieren. Halten Sie sie in einem kleinen Plastikbecher mit einem nassen Papier an der Unterseite, um zu verhindern, austrocknenden. </li><li> Legen Sie zwei Stück doppelseitiges Klebeband (~ 1 cm in der Länge) parallel zueinander (~ 1 cm Abstand), in der Mitte und an der Seite des Objektträgers (Abbildung 3C). Mit feinen Pinzetten, statt eine Mücke auf dem zentralen Band unter dem Binokular, und drehe sie seitwärts und halten ihren Körper und ein Auge auf dem Band. Passen Sie die Position der oberen Tastern, so dass beide Palpen parallel auf dem Band (Abbildung 3D). Fix den oberen Tastern, indem dünne Saiten (z. B. menschliche Haare) sowohl an der Basis und an der Spitze der Palpen (Abb. 3D). Die seitlichen Band ist als Endlager für dünne Saiten benutzt, während das zentrale Band muss nach jeder Aufnahme (Abbildung 3C) ersetzt werden. </li></ol> 6. Recording Drosophila melanogaster <ol><li> Legen Sie den Objektträger unter dem Mikroskop (Abbildung 4A) bei geringer Vergrößerung und die Position der Antenne etwa in der Mitte des Feldes (FOV) (Abbildung 4B). Senken Sie die Elektroden, so dass die Referenzelektrode nahe dem Auge der Fliege und der Aufnahme-Elektrode ist in der Nähe der Antenne (4C) befindet. Erhöhen Sie die Vergrößerung und eine neue Position der Antenne in der Mitte des FOV (Abbildung 4D). </li><li> Setzen Sie den Geruch Fördereinrichtung dicht am Kopf der Fliege und zeigt auf der Antenne. </li><li> Bei geringer Vergrößerung (Abbildung 4C), legen Sie die Referenz-Elektrode in das Auge der Fliege. Senken Sie die Aufnahme-Elektrode auf der Oberseite der Antenne ohne Berührung der Oberfläche. </li><li> Die Umstellung auf hoher Vergrößerung, Kontrolle der Aufnahme-Elektrode mit dem Mikromanipulator und legen Sie sie in einem ausgewählten Sensillum (Abbildung 4D). Jeder Punkt entlang der Sensillum Länge ist gut für die Aufnahme. Einmal in der Sensillum kann die Elektrode weiter eingeschoben werden (manchmal den ganzen Weg durch)Um ein besseres Signal-Rausch-Verhältnis. Sobald die Elektrode in die Sensillum, kann die spontane Aktivität der Zellen erkannt werden. </li></ol> 7. Recording Anopheles gambiae <ol><li> Legen Sie den Objektträger unter dem Mikroskop bei geringer Vergrößerung (10x) und die Position des Oberkiefers Palpen etwa in der Mitte des FOV und der Kopf an der Spitze (Abbildung 4E). Drehen der Bühne, bis einer der Palpen ist in einem rechten Winkel mit der Aufnahme-Elektrode. </li><li> Stellen Sie die Höhe der Elektroden, so dass die Referenzelektrode knapp über dem Auge der Mücke und der Aufnahme-Elektrode liegt in der Nähe der oberen Palpen positioniert ist. </li><li> Setzen Sie den Geruch Zuführeinrichtung so, dass es so nah wie möglich an den Tastern. </li><li> Legen Sie die Referenz-Elektrode in das Auge bei geringer Vergrößerung (10x), und die Umstellung auf die höhere Vergrößerung (100x), legen Sie die Aufnahme-Elektrode in die peg Sensillum auf der palp (Abb. 4F). Sobald die Elektrode in die Sensillum, kann die spontane Aktivität der Zellen erkannt werden. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse Je nach Sensillum und die Qualität der Aufnahme kann man eine unterschiedliche Anzahl von olfaktorischen Neuronen innerhalb einer einzigen Spur zu unterscheiden. In der großen basiconic Sensillen von Drosophila melanogaster, zum Beispiel, sollte zwischen 2 und 4 Zellen, die in Spike Amplitude unterscheiden bei der Aufnahme 9, 10 erscheinen. In unserem Video-Experiment zeigt die Drosophila ab2 Sensillum zwei Zellen, einer A-Zelle (Abb. 5, blau Spikes) und eine B-Zelle (Abb. 5, grün Spikes). Weder Zelle ist während der Anwendung von Paraffinöl (Abbildung 5A) aktiviert, während nur die Eine Zelle reagiert auf die 10 -6 Verdünnung von Methylacetat (Abbildung 5B). In der oberen palp der Anopheles gambiae, enthält die geriffelten peg Sensillum drei Zellen, aber nur zwei sind leicht unterschieden (Abbildung 5C, blau und grün Spikes bezeichnet). In der Video-Experiment, das wir zeigen, wie die B-Zelle zu einer 10 -7 Verdünnung von 1-Octen-3-ol (Abb. 5D) reagiert. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Electrode Spitzer (A) Allgemeine Ansicht der Elektrode Spitzer Apparat. (B) Die Spritze mit 0,5 M KOH (links) verwendet werden, um die Elektrode (rechts) zu schärfen. (C) Close-up der Elektrodenspitze neben der Öffnung der Spritze. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Wie bereitet man eine Fliege Aspirator und Moskito-Sauger (A) Ausgangsmaterial:... Luftleitung Kunststoffschlauch, zwei schneiden Pipettenspitzen und mesh (B) Die Fliege Aspirator, sobald es abgeschlossen ist (C) Detail vom Ende, mit dem Essig Fliegen zu fangen ist (D) Detail das andere Ende der Fliege Aspirator. (E) Die elektrische Aspirator für Moskito-Kollektion besteht aus einem Grundkörper und einem abnehmbaren Kunststoff-Käfig. (F) Der abnehmbare Kunststoff-Käfig für Mücken. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Vorbereiten einer Fruchtfliege (Drosophila melanogaster) und eine Malaria-Mücke (Anopheles gambiae) für die Aufnahme (A) Bild von einem Essig fly on the slide vor der Positionierung unter dem Mikroskop montiert. (B) Close-up der Fruchtfliege Kopf mit der Antenne an Stelle von der Glaskapillare gehalten. (C) Bild von einer Mücke montiert auf der Folie. (D) Close-up der Mücke Kopf mit Rüssel und Palpen kleben auf dem Band. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Aufnehmen von einem Essig (Drosophila melanogaster) und eine Malaria-Mücke (Anopheles gambiae) (A) der Elektrophysiologie Setup anzeigen. (B) Close-up of the fly Vorbereitung auf das Mikroskop angebracht. Beachten Sie die jeweilige Position der Aufnahme-Elektrode (links), der Geruch Abgabesystem (Mitte Pipette), und die Aufnahme-Elektrode (rechts). (C) Bild der Fliege unter dem 10fach Objektiv. (D) Bild der Fliege Antenne unter das 100x-Objektiv;. big basiconic Sensillen (Pfeile), unter den Nicht-Sinneshärchen (Pfeilspitzen) durchsetzt (E) 10x Sicht einer Mücke für die Aufnahme montiert (F) Hohe Vergrößerung Blick auf die Mücke palp und einen Stift Sensillum (Pfeil). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Abbildung 5" /> Abbildung 5. Beispiele für Aufnahmen von Drosophila melanogaster undAnopheles gambiae (A) Die ab2 Sensillum von Drosophila melanogaster beherbergt zwei sensorischen Neuronen,.. Die A-Zelle (blau Spikes) und B-Zellen (grün Spikes) (B) Die A-und B-Zellen während der Anwendung von 10 -6 Methylacetat (C) Das peg Sensillum der Anopheles gambiae beherbergt zwei sensorischen Neuronen, die A-Zelle (blau Spikes) und B-Zellen (grün Spikes) (D) Anwendung von 10 -7 1-Octen-3-ol an die Stange Sensillum..

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Olfaktorische Signale werden von Organismen verwendet werden, um Nahrung, potenzielle Partner und Raubtieren zu erkennen. Riechzellen (OSN) sind die ersten Relais-Center zwischen externen Reizen und höheren Zentren des Gehirns, wo die Informationen weiterverarbeitet wird. In Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae sind OSNs leicht zugänglich und ihre elektrische Aktivität kann überwacht werden, während durch Geruch Puffs stimuliert werden. Die einzigen Sensillum ...

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
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single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

Der Geruchssinn ist für Insekten wichtig, Nahrungsmittel, Kollegen, Raubtiere, und Eiablage Seiten 3 zu finden. Insect Riechzellen (OSN) sind in Sinneshärchen genannte Sensillen, die die Oberfläche des Geruchsorgane Abdeckung umschlossen. Die Oberfläche jedes Sensillum ist mit winzigen Poren bedeckt, durch die Geruchs-und Pass lösen sich in einer Flüssigkeit namens Sensillum Lymphe, welche die sensorischen Dendriten der OSN in einem bestimmten Sensillum untergebracht badet. Die OSN Dendriten ausdrückliche Geruchsrezeptoren (OR)-Proteine, die in Insekten Funktion als Geruchs-gesteuerte Ionenkanäle 4, 5. Das Zusammenspiel von Geruchsstoffen mit ORs entweder erhöht oder verringert den basalen Feuerrate der OSN. Diese neuronale Aktivität in Form von Aktionspotentialen verkörpert die erste Darstellung der Qualität, Intensität und zeitlichen Eigenschaften des Geruchs 6, 7. Angesichts der leichten Zugang zu diesen Sinneshärchen, ist es möglich, extrazelluläre Ableitungen von einzelnen OSNs durch die Einführung einer Aufnahme-Elektrode in die Sensillum Lymphe, während die Referenz-Elektrode in die Lymphe des Auges oder Körper des Insekts platziert ist durchzuführen. In Drosophila, Sensillen Haus zwischen einem und vier OSNs, aber jeder OSN zeigt typischerweise eine charakteristische Spitze Amplitude. Spike Sortierung Techniken machen es möglich, Aufstocken Antworten auf individuelle OSNs zuweisen. Diese Single Sensillum Aufnahme (SSR)-Technik überwacht die Potentialdifferenz zwischen den Sensillum Lymphe und die Referenzelektrode als elektrische Spikes, die durch den Rezeptor-Aktivität auf OSNs 1, 2, 8 erzeugt werden. Änderungen in der Anzahl der Spikes in Reaktion auf den Duftstoff bilden die zelluläre Basis der Duftkodierung in Insekten. Hier beschreiben wir das Verfahren zur Herstellung derzeit in unserem Labor verwendet werden, um SSR auf Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae durchzuführen, und zeigen repräsentative Spuren durch die Geruchsstoffe in einer Sensillum-spezifische Weise induziert.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Elektrophysiologische Reaktionen der Riechzellen auf Duftstoffe können bei Insekten mit einzelnen Sensillum Aufnahmen gemessen werden. In diesem Video-Artikel werden wir zeigen, wie man einzelne Sensillum Aufnahmen in den Antennen der Fruchtfliege führen (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) Und der oberen Palpen der Malaria-Mücke (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

single-sensillum-recordings-insects-drosophila-melanogaster-anopheles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K Aufrufe.  Rockefeller University. Elektrophysiologische Reaktionen der Riechzellen auf Duftstoffe können bei Insekten mit einzelnen Sensillum Aufnahmen gemessen werden. In diesem Video-Artikel werden wir zeigen, wie man einzelne Sensillum Aufnahmen in den Antennen der Fruchtfliege führen ( Drosophila melanogaster) Und der oberen Palpen der Malaria-Mücke ( Anopheles gambiae).

Serie: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Single-Einheit In-vivo- Aufnahmen aus dem Chiasma der Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Forschung

Neurowissenschaften

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Elektrophysiologischen Ableitungen aus dem Riesen-Fiber Pathway der D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisierung von Propriozeptoren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven und Puppen

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...