<p class="jove_content"&gt; Wir danken Dr. Yuval Gottlieb-Dror für die Elektroporation Illustration. Diese Arbeit wurde unterstützt durch Zuschüsse zu DSD aus dem Nationalen Institut für Psychobiologie in Israel und aus dem Niedersachsen-Israel Forschungskooperation Programm und durch Zuschüsse zu AK von der Israel Science Foundation, The Israel Ministerium für Gesundheit und The Center of Excellence Legacy Heritage unterstützt Biomedizinische Analytik Partnerschaft.</p&gt;

1. Rautenhirn Elektroporation 1.1 Egg Handling <ol><li> Legen Sie die Eier horizontal in einem befeuchteten Inkubator (37 bis 38,5 ° C). Die Embryonen werden nach 65-70 h Inkubation Elektroporation, wenn sie 16-17 (HH) Stufe (25-30 Somiten) zu erreichen. </li><li> Entfernen Sie die Eier aus dem Inkubator, sondern bleiben in der horizontalen Position. </li></ol> 1.2 Vorbereitungen <ol><li> Ziehen Glaskapillaren (0,5 mm Durchmesser). </li><li> Verbinden gebogenen L-förmigen Gold Genetrodes Elektroden (3 mm Durchmesser) mit einem Adapter Halter an den Impulsgenerator. Elektroporation Parameter umfassen 25 Volt, 5 Pulszahlen, 45 ms Pulslänge 300 ms Impulsintervalle. </li><li> Bereiten Sie eine Mund Pipette, 10 ml Spritze und Nadel, Parafilm-Streifen, mit einer weichen Bürste, scharfe Präparierscheren und 25 ml steriler PBS-Lösung. Dieser Betrag ist in der Regel ausreichend, um ein Ei Fach (18 Eier) zu behandeln. </li><li> Zur Vorbereitung eines angemessenen Mischung von DNA-Plasmide (5 ug / ul jeder) undfügen über 0,025% Fast Green Farbstoff DNA-Injektion zu visualisieren. Normalerweise wird ein Volumen von 4 ul ist ausreichend für die Injektion von einem Tablett. </li></ol> 1.3 Windowing, Injektion und Elektroporation <ol><li> Reinigen Eierschalen mit 70% Ethanol. </li><li> Griff ein Ei auf einmal zu embryonalen Belichtungszeit, um Luft zu minimieren. </li><li> Machen Sie ein Loch im Ei-Pol mit der Schere Enden entfernen und 3-4 ml Albumin mit der Spritze. Nehmen Sie eine größere Menge von Albumin als es Lebensfähigkeit reduziert. </li><li> Öffnen Sie eine kleine ovale Fenster (2,5 x 2 cm Größe) in der oberen Mitte der Eierschale mit den Präparierscheren. </li><li> Tropfen einige Tropfen PBS auf der Oberseite des Embryos bis zur Trockenheit während des gesamten Prozesses zu verhindern. </li><li> Legen Sie eine kleine Menge des DNA-Gemisch in die Glaskapillare mit dem Mund ansaugen. </li><li> Setzen Sie den Embryo mit seinem hinteren Ende in Richtung zu Ihnen. Keine Tinte Injektion wird in dieser Phase erforderlich, da der Embryo ist deutlich sichtbar. Vermeiden Tinte Injektion erhöhtembryonale Überleben. Dringen die Schwanzflosse hindbrain indem die Kapillare bei ~ 45 °. Entfernen Sie keine Membran aus der ganzen Embryo. Spritzen DNA-Lösung vorsichtig in den hindbrain Lumen und ausatmen ohne Bildung von Luftblasen. DNA-Lösung breitet vorn. </li><li> Unmittelbar nach der DNA-Injektion, legen Sie die parallele Elektroden genau an der AP und DV hindbrain Position, die Sie wollen Ziel. Drücken Sie die Elektroden leicht ventral ohne Berührung des Herzens, wie es Lebensfähigkeit verringern kann. Pulse die Elektroporator. Die Elektroden in Blasen abgedeckt werden, um elektrische Leitfähigkeit zeigen (Abb. 1A). </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Elektroden und tropft einige Tropfen PBS, um den Embryo zu kühlen und Luftblasen zu entfernen. Verschließen Sie die Öffnung Ei richtig mit einem Parafilm Streifen der Trocknung während der Inkubation zu verhindern. Waschen Elektroden in PBS mit der weichen Bürste. </li><li> Platzieren Ei in den Inkubator für die gewünschte Zeitdauer. Überleben von Embryonen etwa 90% 2-3 Tage nachElektroporation, reduziert und bis zu 50% 12 Tage nach der Elektroporation. </li></ol> 2. Analyse von Embryonen 2.1 Flat-Mount Vorbereitung und Immunfluoreszenz <ol><li> Flat-Mount-Präparaten der hindbrain können bis E6.5 durchgeführt werden, um einfach visualisieren Axone unter einem Mikroskop oder einem Stereo-Mikroskop. </li><li> Präparieren Sie die Embryo sorgfältig trennt sie vom umgebenden Membranen und Blutgefäße. Setzen Sie den Embryo in einem kleinen Silikon - beschichtete Petrischale mit PBS. Befestigen Sie den Embryo in die Schale mit Wolfram Pins nach dorsal. Führen Sie einen dorsalen Schlitz in der hindbrain Dach-Platte mit scharfen Glaskapillaren. </li><li> Mit scharfen Pinzette und Mikro-Schere halten Sie den oberen Teil des Kopfes und ziehen Sie den hindbrain Gewebe sehr sorgfältig von rostral nach kaudal. Nach der Abtrennung der hindbrain entfernen restlichen ventralen Gewebe, um eine saubere Vorbereitung zu erreichen. </li><li> Inkubieren Sie die hindbrain mit 4% Paraformaldehyd (PFA)-Lösung für 1-2 h bei Raumtemperatur (RT). Waschen Sie die hindbrain mit PBT (PBS/0.1% Triton X-100) zu PFA entfernen. </li><li> Für Immunfluoreszenz in Flachbild-montiert hindbrains hinzufügen 500 l Blocking-Lösung (5% Ziegenserum in PBT und Inkubation für 2 Stunden bei RT inkubieren mit 1. Antikörper ON bei 4 ° C. Waschen mit PBT (15 min x 3) inkubieren. mit 2. Antikörper für 2 Stunden bei RT. mit PBT (15 min x 3) zu waschen. </li><li> Setzen Sie den Blick auf hindbrain dorsal auf einem Glasträger. In fluoreszierenden Eindeckmitteln auf die hindbrain. Verwenden Glaskapillaren oder Wolfram Nadeln, um die hindbrain auf der Folie zu glätten. </li><li> In wenig Fett an jeder Ecke zu quetschen des Gewebes durch das Deckglas zu verhindern. Vorsichtig ein Deckglas auf der Oberseite des hindbrain und vermeiden Sie Luftblasen. Zur Einhaltung hinzufügen Nagellack Glaskanten decken. </li></ol> 2.2 Cryo-Abschnitte und Immunfluoreszenz <ol><li> Cryo-Abschnitten des Hirnstamms ca.n in jedem Stadium zu axonalen Bahnen visualisieren durchgeführt werden. Doch nach E6.5 dies das bevorzugte Verfahren, da es schwierig zu Axone in der Wohnung montiert Embryo, der zu dick wird visualisieren. Darüber hinaus erfordert Demonstration von Synapsen Schneiden des Gewebes und hoher Vergrößerung Ansicht unter dem Mikroskop. </li><li> Präparieren Sie den Embryo und entfernen Sie alle umgebenden Gewebe. Abspülen mit PBS. Schneiden Sie den Embryo im kaudalen Teil der Medulla mit Mikro-Schere und Pinzette scharf. Einen breiten Einschnitt zwischen dem Kleinhirn und dem Mittelhirn und entfernen Sie das gesamte Hirnstamm. Das Gewebe sollte die Medulla, Pons und Kleinhirn. </li><li> Fix den Hirnstamm in 4% PFA über Nacht (ON) bei 4 ° C, Spülen mit PBS (10 min x 3), und Inkubation mit 30% Saccharose ON bei 4 ° C bis Untergang. </li><li> Einbetten hindbrain in einer Kryo-Form mit OCT (Optimal Cutting Temperatur)-Verbindung, und legen Sie sie bei -20 ° C bis Einfrieren, wie an anderer Stelle beschrieben 11. </li><li&gt; Setzen Sie das Office-Block in den Kryostaten an der gewünschten Schnittachse. Feldbreite ist 12 um. </li><li> Trocknen Sie die Dias. 100 l Blocking-Lösung auf jeder Folie für 2 h bei RT. 100 ul Antikörper (verdünnt in Blocking-Lösung auf die gewünschte Konzentration). Inkubationszeit für 1. und 2. Antikörper ist ON bei 4 ° C oder 2 Stunden bei RT, beziehungsweise. Für jede Inkubationszeit sanft hinzufügen Parafilm Streifen auf der Oberseite der Folie, um Trockenheit zu verhindern. Waschen mit PBS (10 min x 3) zwischen Antikörpern. Falls erforderlich, fügen 1:1.000 Dapi (4&#39;-6-Diamidino-2-phenylindol), in PBS für 20 min bei RT verdünnt. Abspülen mit PBS. </li><li> Montage des Schlittens mit fluoreszierenden Montage Medien. Lassen Sie für 1 Stunde vor der Analyse trocken. </li></ol>

<ol>
	<li>Altman, J., Bayer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+precerebellar+nuclei+in+the+rat:+II.+The+intramural+olivary+migratory+stream+and+the+neurogenetic+organization+of+the+inferior+olive.">Development of the precerebellar nuclei in the rat: II. The intramural olivary migratory stream and the neurogenetic organization of the inferior olive.</a> J. Comp. Neurol. 257, 490-512 (1987).</li><li>Rose, M. F., Ahmad, K. A., Thaller, C., Zoghbi, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+neurons+of+the+proprioceptive,+interoceptive,+and+arousal+hindbrain+networks+share+a+developmental+requirement+for+Math1.">Excitatory neurons of the proprioceptive, interoceptive, and arousal hindbrain networks share a developmental requirement for Math1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 22462-22467 (2009).</li><li>Storm, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bHLH+transcription+factor+Olig3+marks+the+dorsal+neuroepithelium+of+the+hindbrain+and+is+essential+for+the+development+of+brainstem+nuclei.">The bHLH transcription factor Olig3 marks the dorsal neuroepithelium of the hindbrain and is essential for the development of brainstem nuclei.</a> Development. 136, 295-305 (2009).</li><li>Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cellular+basis+of+segmentation+in+the+developing+hindbrain.">The cellular basis of segmentation in the developing hindbrain.</a> Trends Neurosci. 13, 329-335 (1990).</li><li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+precerebellar+neuron+development+by+Olig3+bHLH+transcription+factor.">Control of precerebellar neuron development by Olig3 bHLH transcription factor.</a> J. Neurosci. 28, 10124-10133 (2008).</li><li>Muller, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bHLH+factor+Olig3+coordinates+the+specification+of+dorsal+neurons+in+the+spinal+cord.">The bHLH factor Olig3 coordinates the specification of dorsal neurons in the spinal cord.</a> Genes Dev. 19, 733-743 (2005).</li><li>Avraham, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+and+dorsal+root+ganglion+axons+serve+as+choice+points+for+the+ipsilateral+turning+of+dI3+axons.">Motor and dorsal root ganglion axons serve as choice points for the ipsilateral turning of dI3 axons.</a> J. 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Cell Biol. 181, 831-846 (2008).</li><li>Gardzinski, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+synaptotagmin+I+C2A+calcium-binding+domain+in+synaptic+vesicle+clustering+during+synapse+formation.">The role of synaptotagmin I C2A calcium-binding domain in synaptic vesicle clustering during synapse formation.</a> J. Physiol. 581, 75-90 (2007).</li><li>Nowack, A., Yao, J., Custer, K. L., Bajjalieh, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SV2+regulates+neurotransmitter+release+via+multiple+mechanisms.">SV2 regulates neurotransmitter release via multiple mechanisms.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 299, C960-C967 (2010).</li><li>Itasaki, N., Sharpe, J., Morrison, A., Krumlauf, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reprogramming+Hox+expression+in+the+vertebrate+hindbrain:+influence+of+paraxial+mesoderm+and+rhombomere+transposition.">Reprogramming Hox expression in the vertebrate hindbrain: influence of paraxial mesoderm and rhombomere transposition.</a> Neuron. 16, 487-500 (1996).</li><li>Clarke, J. D., Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segmental+repetition+of+neuronal+phenotype+sets+in+the+chick+embryo+hindbrain.">Segmental repetition of neuronal phenotype sets in the chick embryo hindbrain.</a> Development. 118, 151-162 (1993).</li><li>Diaz, C., Glover, J. C., Puelles, L., Bjaalie, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+hodological+and+cytoarchitectonic+organization+in+the+vestibular+complex+of+the+11-day+chicken+embryo.">The relationship between hodological and cytoarchitectonic organization in the vestibular complex of the 11-day chicken embryo.</a> J. Comp. Neurol. 457, 87-105 (2003).</li><li>Marin, F., Puelles, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+fate+of+rhombomeres+in+quail/chick+chimeras:+a+segmental+analysis+of+hindbrain+nuclei.">Morphological fate of rhombomeres in quail/chick chimeras: a segmental analysis of hindbrain nuclei.</a> Eur. J. Neurosci. 7, 1714-1738 (1995).</li><li>Niwa, H., Yamamura, K., Miyazaki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+selection+for+high-expression+transfectants+with+a+novel+eukaryotic+vector.">Efficient selection for high-expression transfectants with a novel eukaryotic vector.</a> Gene. 108, 193-199 (1991).</li></ol>

<p class="jove_content"&gt; Keine Interessenskonflikte erklärt.</p

In ovo Elektroporation ist eine praktikable, zuverlässige und wirksames Instrument, um Zellspezifikation und axonalen Wegfindung während der Entwicklung des Nervensystems chick 20 zu untersuchen. In diesem Protokoll beschreiben wir einen Modus der Elektroporation in das Küken hindbrain bei E2.75 mit Enhancer-Elemente, die die bedingte Kennzeichnung bestimmter Interneurone aktivieren. Diese Strategie wird mit dem PiggyBac-vermittelte Umsetzung System, um fremde Gene in das Genom Küken, die der axo...

Die hindbrain stellt einen wichtigen Relais Nabe des Nervensystems durch die Kommunikation zwischen den zentralen und peripheren Nervensystems über-und absteigenden neuronalen Netzen. Es regelt grundlegende Funktionen wie Atmung, Bewusstsein, Gehör und Motorik 1-3. Während der frühen embryonalen Entwicklung wird der Wirbeltiere hindbrain transient entlang seiner anterior-posterioren (AP) Achse in sich wiederholenden Rhombomere, in denen verschiedene neuronale Zelltypen gebildet werden und erzeugen mehrere Hirnstammkerne Zentren 4 unterteilt. Die hindbrain wird auch entlang der dorsal-ventralen (DV) Achse in eine basale und alar Platte, an dem diskreten neuronalen Vorläuferzellen werden angegeben und differenzieren in verschiedene Standorte DV 3,5,6 unterteilt. Wie die frühen AP und DV-spezifische neuronale Muster sind für die Errichtung von funktionellen Schaltkreisen Hirnstamm ist weitgehend unbekannt. Um Wissen zu diesem grundlegenden gewinnenFrage, sind Werkzeuge erforderlich, um bestimmte Untergruppen von Neuronen im frühen hindbrain beschriften und ihre axonalen Bahnen und Konnektivität bei fortgeschrittenen Stadien zu verfolgen. Wir haben zuvor spezifische Enhancer-Elemente verwendet, und eine Cre / loxP-basierten bedingten Ausdruck System für die Verfolgung axonal Flugbahn des dorsalen spinalen Interneuronen in den frühen Hühnerembryozellen 7-9. In der aktuellen Manuskript haben wir die hindbrain gezielt und aktualisiert die experimentelle Paradigma zur Kennzeichnung späten embryonalen hindbrain Interneuronen, Axone und deren synaptischen Ziele, mit einer modifizierten Elektroporation Strategie und die PiggyBac - vermittelte DNA Umsetzung. Unsere neue Strategie ermöglicht die Kennzeichnung von verschiedenen neuronalen Subtypen in einer Seite des hindbrain und die Verfolgung ihrer axonalen Projektionen und synaptische Sites an verschiedenen embryonalen Stadien, von 2 bis 12 Tage nach der Elektroporation. Basierend auf dieser Methode, beschriftet wir die meisten dorsal-Untergruppe von hindbrain Interneuronen (dA1/Atoh1 + </sup&gt; Zellen) und zeigte zwei kontralaterale steigend axonale Projektion Muster leitet jeder von einem anderen AP Lage und dehnt sich in einer deutlichen funiculus. dA1 Axone wurden Projekt und das Formular Synapsen im auditorischen Kerne, Mittelhirn und in mehreren Schichten des Kleinhirns 10 gefunden. Die Kombination von Küken Elektroporation genetischen Rückverfolgung von Neuronen und Analyse Projektionsstellen bei viel fortgeschrittenen Entwicklungsstadium bietet eine einzigartige Plattform, um die Bildung von neuronalen Netzwerken im Gehirn zu untersuchen und molekularen Mechanismen, die Schaltung Bildung regeln aufzuklären.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>L-shaped gold Genetrodes 3 mm electrodes</td>
			<td>BTX, Harvard Apparatus</td>
			<td>45-0162 </td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>pulse generator, ECM 830</td>
			<td>BTX, Harvard Apparatus</td>
			<td>45-0002</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>OCT (Optimal Cutting Temperature) Compound</td>
			<td>Tissue-Tek
				Sakura</td>
			<td>4583 O.C.T. Compound </td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Nail Polish</td>
			<td>From Any Commercial Supplier </td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

electroporation of the hindbrain to trace axonal trajectories and synaptic targets in the chick embryo

Elektroporation des Kükenembryonen Neuralrohr hat viele Vorteile, als schnell und effizient zur Expression fremder Gene in neuronalen Zellen. In diesem Manuskript bieten wir eine Methode, die eindeutig zeigt, wie DNA in das Vogelgrippe hindbrain elektroporieren bei E2.75 um spezifisch zu markieren eine Teilmenge von neuronalen Vorläuferzellen, und wie sie ihre axonalen Projektionen und synaptische Ziele bei viel fortgeschrittenen Stadien der Entwicklung zu folgen, bis E14.5. Basierten Plasmiden und der PiggyBac DNA-vermittelte Umsetzung System GFP-Expression in einem Subtyp von hindbrain Zellen (die dorsale meisten Untergruppe von Interneuronen dA1) fahren - Wir haben neue genetische Werkzeuge einschließlich spezifischer Enhancer-Elemente, Cre / Lox genutzt. Axonal Bahnen und Ziele dA1 Axone sind in der frühen und späten embryonalen Stadien an verschiedenen Hirnstamm Regionen gefolgt. Diese Strategie trägt fortgeschrittene Techniken zur gezielten Zellen von Interesse in der embryonalen hindbrain und traCing Schaltung Bildung in mehreren Stufen der Entwicklung.

Dieses Protokoll wurde kürzlich verwendet, um die Muster und axonale Projektion Websites von dA1 Untergruppe von Interneuronen im chick hindbrain 10 aufzudecken. Um spezifisch zu markieren diese Axone, wurde ein Enhancer-Element (ATOH1), die zuvor als spezifisch für spinale Neuronen dI1 8,12,13 charakterisiert wurde, bestätigt, dass in hindbrain dA1 Zellen 10 ausgedrückt werden. Das Element wurde stromaufwärts nach Cre-Rekombinase und E2.75 zusammen mit einem Cre abhängige zytoplas...

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Electroporation of the Hindbrain to Trace Axonal Trajectories and Synaptic Targets in the Chick Embryo

Wie neuronale Netze sind in der embryonalen Gehirn etabliert ist eine grundlegende Frage in Entwicklungsneurobiologie. Hier haben wir eine Elektroporation kombiniert Technik mit neuartigen genetischen Werkzeugen, wie Cre / Lox-Plasmiden und DNA-vermittelte PiggyBac Umsetzung System in der aviären hindbrain nach dorsal Interneuronen kennzeichnen und verfolgen ihre axonalen Projektionen und synaptische Ziele auf verschiedenen Entwicklungsstadien.

Elektroporation des Hinterhirn zu Axonal Trajectories und Synaptic Treffer in der Embryo-Küken Trace

Electroporation of  the chick embryonic neural tube has many advantages such as being quick and efficient  for the expression of foreign genes into ...

electroporation-hindbrain-to-trace-axonal-trajectories-synaptic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.8K Aufrufe.  The Hebrew University of Jerusalem. Wie neuronale Netze sind in der embryonalen Gehirn etabliert ist eine grundlegende Frage in Entwicklungsneurobiologie. Hier haben wir eine Elektroporation kombiniert Technik mit neuartigen genetischen Werkzeugen, wie Cre / Lox-Plasmiden und DNA-vermittelte PiggyBac Umsetzung System in der aviären hindbrain nach dorsal Interneuronen kennzeichnen und verfolgen ihre axonalen Projektionen und synaptische Ziele auf verschiedenen Entwicklungsstadien.

Serie: Electroporation of the Hindbrain to Trace Axonal Trajectories and Synaptic Targets in the Chick Embryo

Labeling and Imaging Cells in the Zebrafish Hindbrain

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish embryos, injection of plasmid DNA results in mosaic expression, allowing for the visualization of single cells or small clusters of cells 1 . We describe how injection of plasmid DNA encoding membrane-targeted Green Fluorescent Protein (mGFP) under the control of a ubiquitous promoter can be used for imaging cells undergoing neurulation. Central to this protocol is the methodology for imaging labeled cells at high resolution in sections and also in real time. This protocol entails the injection of mGFP DNA into young zebrafish embryos. Embryos are then processed for vibratome sectioning, antibody labeling and imaging with a confocal microscope. Alternatively, live embryos expressing mGFP can be imaged using time-lapse confocal microscopy. We have previously used this straightforward approach to analyze the cellular behaviors that drive neural tube formation in the hindbrain region of zebrafish embryos 2. The fixed preparations allowed for unprecedented visualization of cell shapes and organization in the neural tube while live imaging complemented this approach enabling a better understanding of the cellular dynamics that take place during neurulation.

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early embryo is the ability to image cells at high resolution. We describe here a technique for labeling single cells or small clusters of cells in whole zebrafish embryos with membrane-targeted Green Fluorescent Protein.

Labeling und Imaging Cells in der Zebrafisch Hinterhirn

Key to understanding the morphogenetic processes that shape the early vertebrate embryo is the ability to image cells at high resolution. In zebrafish ...

Forschung

Neurowissenschaften

Production of Chick Embryo Extract for the Cultivation of Murine Neural Crest Stem Cells

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent progenitor cells to be an integral part of the neural crest1. Phenotypically, neural crest stem cells (NCSC) are defined by simultaneously expressing p75 (low-affine nerve growth factor receptor, LNGFR) and SOX10 during their migration from the neural crest2,3,4,5. These progenitor cells can differentiate into smooth muscle cells, chromaffin cells, neurons and glial cells, as well as melanocytes, cartilage and bone6,7,8,9. To cultivate NCSC in vitro, a special neural crest stem cell medium (NCSCM) is required10. The most complex part of the NCSCM is the preparation of chick embryo extract (CEE) representing an essential source of growth factors for the NCSC as well as for other types of neural explants. Other NCSCM ingredients beside CEE are commercially available. Producing CCE using laboratory standard equipment it is of high importance to know about the challenging details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes. In this protocol we describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE.

To cultivate neural crest stem cells (NCSC) in vitro, a special medium (NCSCM) is required. Essential part of NCSCM is chick embryo extract (CEE). We here describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE, including details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes.

Herstellung von Hühnerembryo-Extrakt für die Kultivierung von Murine Neural Crest Stem Cells

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Schnelle Micro-Iontophorese von Glutamat und GABA: Ein nützliches Tool, um Synaptic Integration Untersuchen

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Use of pHluorin to Assess the Dynamics of Axon Guidance Receptors in Cell Culture and in the Chick Embryo

During development, axon guidance receptors play a crucial role in regulating axons sensitivity to both attractive and repulsive cues. Indeed, activation of the guidance receptors is the first step of the signaling mechanisms allowing axon tips, the growth cones, to respond to the ligands. As such, the modulation of their availability at the cell surface is one of the mechanisms that participate in setting the growth cone sensitivity. We describe here a method to precisely visualize the spatio-temporal cell surface dynamics of an axon guidance receptor both in vitro and in vivo in the developing chick spinal cord. We took advantage of the pH-dependent fluorescence property of a green fluorescent protein (GFP) variant to specifically detect the fraction of the axon guidance receptor that is addressed to the plasma membrane. We first describe the in vitro validation of such pH-dependent constructs and we further detail their use in vivo, in the chick spinal chord, to assess the spatio-temporal dynamics of the axon guidance receptor of interest.

We describe here the use of a pH-sensitive green fluorescent protein variant, pHluorin, to study the spatio-temporal dynamics of axon guidance receptors trafficking at the cell surface.&#160;The pHluorin-tagged receptor is expressed both in cell culture and in vivo, using electroporation of the chick embryo.

Verwendung von pHluorin zur Bewertung der Dynamik von Axon-Leitrezeptoren in der Zellkultur und im Küken-Embryo

During development, axon guidance receptors play a crucial role in regulating axons sensitivity to both attractive and repulsive cues. Indeed, activation ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Die gleichzeitige Zwei-Photonen<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging der synaptischen Eingänge und Postsynaptische Targets in der Maus retrosplenialen Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

Die Verwendung von Trace Eyeblink klassische Konditionierung hippocampale Funktionsstörung in einem Rattenmodell der Fetal Alcohol Spectrum Disorders bewerten

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Use of Synaptic Zinc Histochemistry to Reveal Different Regions and Laminae in the Developing and Adult Brain

Characterization of anatomical and functional brain organization and development requires accurate identification of distinct neural circuits and regions in the immature and adult brain. Here we describe a zinc histochemical staining procedure that reveals differences in staining patterns among different layers and brain regions. Others have utilized this procedure not only to reveal the distribution of zinc-containing neurons and circuits in the brain, but also to successfully delineate areal and laminar boundaries in the developing and adult brain in several species. Here we illustrate this staining procedure with images from developing and adult ferret brains. We reveal a zinc-staining pattern that serves as an anatomical marker of areas and layers, and can be reliably used to distinguish visual cortical areas in the developing and adult visual cortex. The main goal of this protocol is to present a histochemical method that allows the accurate identification of layers and regions in the developing and adult brain where other methods fail to do so. Secondarily, in conjunction with densitometric image analysis, this method allows one to assess the distribution of synaptic zinc to reveal potential changes throughout development. This protocol describes in detail the reagents, tools, and steps necessary to successively stain frozen brain sections. Although this protocol is described using ferret brain tissue, it can easily be adapted for use in rodents, cats, or monkeys as well as in other brain regions.

We describe a histochemical procedure that reveals characteristic laminar and areal zinc staining patterns in different brain regions. The zinc-staining pattern may be used in conjunction with other anatomical markers to reliably distinguish layers and regions in the developing and adult brain.

Verwendung von synaptischen Zink Histochemie, verschiedene Regionen und Schichten im Entwicklungs- und Erwachsenen Gehirn zu offenbaren

Characterization of anatomical and functional brain organization and development requires accurate identification of distinct neural circuits and regions ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

Kombination von Optogenetik mit künstlichen Mikro-RNAs, die Effekte gen Knockdown präsynaptischen Funktion innerhalb intakte neuronale Schaltkreise zu charakterisieren

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...