Wir danken unseren Kollegen am Institut für Biologie der Universität Freiburg für fruchtbare Diskussionen. Wir danken der Bloomington Stock Center für die Bereitstellung von fly Aktien. Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt durch die Swiss National Science Foundation (PP00P3_123339) und der Velux Stiftung unterstützt SGS

Ein. Larvenaufzucht <ol><li> Halten Sie fliegen Stämmen oder genetische Kreuze in der Massenkultur bei 25 ° C auf Maismehl-Medium unter einer 12-Stunden-Licht-12-Stunden-Dunkel-Zyklus in eine Fliege Inkubator mit Licht und Timer ausgestattet. </li><li> Verdünnen backer Hefe in Wasser zu einer Flüssigkeit Paste (10 g Hefe Backer mit 3-4 ml destilliertem H 2 O verdünnt) zu bilden. Fügen Sie einen kleinen Tropfen auf die Maismehl Lebensmittel und decken die Fläschchen. Lassen Sie für mindestens eine Stunde trocken erwachsenen Fliegen kleben an den Hefepaste. Putting einen kleinen Tropfen von Hefe in Wasser verdünnt auf der Oberfläche des Nahrungsmittels verbessern können Eiablage. Alternativ Bäckerhefe Paste, 20% Essigsäure (AcOH) (Sigma Aldrich, Schweiz A6283-100ml) können verwendet werden. Dafür tauchen die Spitze eines Q-Tip auf die Lösung und die Ausbreitung auf der Oberfläche der Lebensmittel Maismehl. </li><li> Setzen erwachsenen Fliegen (mindestens vier Tage alt, aber nicht älter als 10 Tage) in Maismehl Lebensmittel Fläschchen. Legen Sie genügend Erwachsene in jedem Fläschchen, um genügend Larven erhalten den Vorzug wiederholenmehrmals testen und ermöglichen statistische Vergleich. Für genetische Kreuze, wir verwenden in der Regel ein Minimum von 20 Weibchen und Männchen 5-10 pro Fläschchen, aber einige Linien erfordern mehr Frauen, um eine ausreichende Larven Nachkommen zu erhalten. </li><li> Erlauben Erwachsenen Eier für 12 Stunden lag und sie auf neue Flaschen. Erwachsene können in der Früh und am Abend übertragen werden. Wir in der Regel übertragen Erwachsene für sieben bis zehn Tage und bei Bedarf nehmen neue Erwachsenen. </li><li> Halten Sie die Ei Sammlungen genommen alle 12 Stunden in den Inkubator und wachsen lassen die Larven bei 25 ° C, 12-Stunden-Licht-12-Stunden-Dunkel-Zyklus und 60% Luftfeuchtigkeit. Um zirkadianen Komponenten der visuellen Verhalten bewegen Larven ständigen Dunkelheit (DD) 48 Stunden nach der Ei-Sammlung (entsprechend zwei-Hell-Dunkel-Zyklen) zu testen. Verwenden Sie hierzu einen separaten Brutschrank ohne Licht aber halten alle anderen Bedingungen wie Temperatur und Luftfeuchtigkeit identisch. Achten Sie darauf, die Fläschchen der DD Inkubator übertragen kurz vor der Umstellung auf die dunkle Phase. Bevor die Fläschchen zu another Inkubator gestellt Fläschchen in einem Karton oder wickeln Sie die Fläschchen mit Aluminiumfolie Belichtung während der Übertragung (Verpackung im Karton oder in der Verpackung zu tun ist während der &quot;lights-on-Phase&quot; vor der Verschiebung zwischen Inkubatoren) zu verhindern. Verhindere, dass die Tiere vor der Belichtung nach diesem Zeitpunkt und bis Anfang Experimente. </li><li> Nach 4 Tagen (84-108 h von der Eiablage) sammeln früh L3 (Fütterung Larven) zu den Zeitpunkten getestet werden (siehe 4. Leichte Vorlieben Test, Punkt. 4.4.). </li></ol> 2. Test Setup <ol><li> Führen Sie Experimente in einem dunklen Raum mit konstanter Temperatur und Luftfeuchtigkeit. </li><li> Um zwei Quadranten der Petrischale im Dunkeln zu halten, decken Sie den Deckel mit schwarzem Klebeband und Alufolie. Um dies zu tun, die Mittelpunkte des Deckels Umfang. Auch markieren vier Punkte an der Grenze des Deckels um 90 ° der Trennung zwischen ihnen. Um es einfacher, ziehen Sie eine 20 cm im Quadrat in vier Quadranten von 10 cm Länge auf ein geteiltesBlatt Papier oder mit Hilfe eines Computers. Cut 10 cm große Quadrate aus Aluminiumfolie und schwarzem Klebeband (Abbildung 1A). Abdeckung zwei gegenüberliegenden Quadranten durch Kleben ein Quadrat aus Aluminiumfolie, als erste Schicht und schwarzem Klebeband abgedeckt wird, vorsichtig sein, um auch auf den Rand des Deckels. In den vergangenen zwei leicht unterschiedliche Formen dieser Assays wurden verwendet. Wir hier die &quot;Viertel-Platte&quot;-Assay, in dem der Petrischale in vier gleiche Viertel 10 geteilt wird. Bei der Alternative &quot;half-Platte&quot;-Assay wird die Petrischale unterteilt Hälfte (Hälfte ans Licht, halb in der Dunkelheit ausgesetzt) ​​1,7,8. Bis heute keine signifikanten Unterschiede zwischen den beiden Tests wurde veröffentlicht. </li><li> Kleben Sie einen Quadranten Blatt wie die für die Kennzeichnung der Deckel direkt unter der Lichtquelle auf dem Tisch eingesetzt. Markieren Sie den Umfang einer Petrischale auf dem Quadranten Kreuzung zentriert. Verwenden Sie die Markierungen als Referenz, um den Test zu platzieren Platte immer in der gleichen Position unter der Lichtquelle. </li><li> Installieren Sie einLampe, entweder eine einfache weiße Glühlampe (Phillips, Softtone 5W) oder eine LED-Lampe (LED-Lampe, 80012 Weiß, Osram) oberhalb der Petrischale mit Hilfe eines eisernen Stativ (Fisher Scientific, S47808). Stellen Sie die Höhe in einer Weise, dass die gesamte Prüfung Platte homogen ausgeleuchtet wird. Wir empfehlen dringend die Verwendung von LED-Lampen, da sie mehr spezifischen Wellenlängen als herkömmliche Glühbirnen emittieren. Außerdem LEDs emittieren weniger Wärme. </li><li> Passen Sie die Lichtintensität mit Hilfe eines Photometers (Umwelt Meter PCE EM882). Um die erforderliche Lichtintensität von 350 bis 760 Lux erreichen, bewegen Sie die Lampe nach oben oder unten erforderlich. Stecken Sie die Lampe auf eine einstellbare Spannungsversorgung bietet mehr Flexibilität, um Intensitäten ohne Verschieben der Lampe (Abbildung 1B) ändern. </li></ol> 3. Platten Vorbereitung <ol><li> Stellen Sie 200 ml von 2,5% Agar (Sigma-Aldrich, Schweiz A5093-500G) mit doppelt destilliertem Wasser (Millipore). </li><li> Zeigen Petrischalen auf einem Tisch (90 mm Durchmesser;Greiner Bio-One GmbH, bis 4550 Kremsmeinster, Österreich) in Reihen erlauben Gießen heißen Agarose. </li><li> Kochen Sie die Agarose in der Mikrowelle, bis die Lösung ist vollständig transparent und flüssig. Stellen Sie sicher, dass flüssige Lösung enthält keine Blasen. ACHTUNG: Transport sorgfältig auf den Tisch, da die Lösung kann sehr heiß sein! </li><li> Gießen Sie heißes Agarose in die Petrischalen, bis die gesamte Oberfläche ist homogen mit einer dünnen Schicht von der Lösung bedeckt sind etwa zwei bis drei Millimeter reichen. Seien Sie schnell an Agarose erstarrt vor der Beschichtung alle Platten zu verhindern. Lassen Sie die Platten abkühlen. Bewahren Platten bei Raumtemperatur und verwenden Sie sie am selben Tag der Vorbereitung. </li></ol> 4. Licht-Test Preference <ol><li> Arbeiten unter Rotlicht Bedingungen im Experiment Raum Lichteinfluss zu verhindern, bevor der Test seit Drosophila ist nicht in der Lage, roten Wellenlängen des Lichts zu erfassen. Verwenden Sie eine rote Glühbirne (Phillips, PFE712E * 8) in einer Lampe angebracht t beleuchtener Ort, um zu arbeiten. </li><li> Pflegen Temperatur durch alle Experimente bei 25 ° C. Regeln der Raumtemperatur durch eine Heiz-oder Kühleinrichtung, falls erforderlich. </li><li> Nehmen Sie sich etwas Nahrung von den Fläschchen aufgezogen für Zwei-Tage-Zyklen unter konstanter Dunkelheit (aus dem Abschnitt 1). Da Larven Regel Graben an der Oberfläche des Lebensmittels zu der obersten Schicht (ca. 5 mm tief) mit Hilfe eines Spatels (Fisher Scientific, 14-373-25A). Verbreiten Sie das Essen auf der Außenseite einer Petrischale Deckel, etwas Wasser zugeben und vorsichtig mischen mit dem Spatel. </li><li> Sammle Fütterung L3 Larven aus der Nahrung. Als Licht bevorzugt getestet werden, die Wahl nur früh / Fütterung L3 Larven ist entscheidend, da die negative Phototaxis gewährleistet ist. Verspätete / wandernde Larven L3 oder große Larve kriecht auf das Essen vermutlich bereits eingeschaltet ihre photobehavior. Füttern L3-Larven (negative phototaktischen) erkannt, weil ihre vorderen Luftlöcher offen sind und ragte nach außen in einem Finger-ähnliche Form werden. Die hintere spiracles haben jeweils drei Öffnungen, und vier Gruppen von großen verzweigten Haaren. Die Speicheldrüsen erweitern, um dem zweiten Abdominalsegment 11. Staging Larve unter dem Mikroskop ist bequem während kein weißes Licht verwendet werden. Ein rotes Licht Lampe ist notwendig, um die Larven zu beleuchten, wenn die Inszenierung unter Stereomikroskop vor Experimenten erforderlich. </li><li> Waschen Larven kurz in Leitungswasser und sammeln frühen Fütterung dritten Larvenstadium (noch in rotes Licht). Vor der Übertragung der Larven auf den Prüfstand Platte nehmen die Larven mit einem nassen Pinsel und sorgfältig absorbieren überschüssiges Wasser mit einem Papiertuch oder einem Filterpapier. Nicht trocken Larven zu übermäßig, da sie das Tier schaden könnte und sein Verhalten beeinflussen. </li><li> Mit dem nassen Pinsel sorgfältig übertragen die Larven zu den Platten. Legen Sie eine Gruppe von etwa 30 Larven in der Mitte der Platte. Die Platte mit der Deckel bereits mit den Quadranten vorbereitet und stellen Sie die Platte unter der Lichtquelle bereit für Experiment (siehe section 2). </li><li> Schalten Sie die Lampe des weißen Lichtes und den Timer zu starten. Lassen Sie sich die Larve frei bewegen auf der Platte für 5 min, dann schnell den Deckel abnehmen und die Anzahl der Larven in der Dunkelheit und im Licht Quadranten. Markieren Sie die Position der einzelnen Larve mit einem Marker erleichtern das Zählen. Alternativ nehmen Sie ein Bild von der Platte und zählen im Nachhinein. Larven, die eine leichte Präferenz unklar, wie Larven kriechen an den Wänden oder Wühlen in Agar sollte so neutral Vorlieben berücksichtigt werden und nur in der Gesamtzahl der Larven, wenn das Licht bevorzugt Index berechnet wird, einbezogen werden. </li><li> Nach dem Zählen, entsorgen Sie die Platte mit Larven und ersetzen mit einem neuen Test Platte für den nächsten Versuch. Sammeln Sie benutzten Teller in einem Autoklaven Plastiktüte für spätere Handhabung und Entsorgung. </li><li> Sobald Sie eine ausreichende Anzahl von Experimenten eine neue Genotyp getestet durchgeführt werden kann. 10-15 Versuchen pro Genotyp sind ausreichend für die Analyse. </li></ol> 5. Daten Analysis <ol><li> Der Einfachheit halber die Daten an einem Datenblatt als Excel (Microsoft) oder Herkunft (Origin Lab) auf einem Computer zur weiteren statistischen Analyse. Vereinbaren Sie in einer Spalte die Anzahl der Tiere in der Dunkelheit, in einer zweiten Spalte die Anzahl der Tiere in Licht Quadranten und in der dritten die Gesamtzahl der Tiere in der Platte (einschließlich &quot;neutral&quot; Larven). </li><li> Berechnen Sie die Präferenz-Index (Pref) ein für die Dunkelheit für jedes Experiment unter Verwendung der folgenden Formel: PREF (Dunkelheit) = (Anzahl der Larven in dark - Anzahl der Larven in Licht) / Gesamtzahl der Larven </li><li> Vergleichen statistisch eine Reihe von Daten mit einer geeigneten Analyse für Gruppen. Hier verwenden wir ein Wilcoxon-Test statistisch zwei Gruppen zu vergleichen. Ein Test mit einer ANOVA Tukey multiple Vergleiche post hoc Test kann getan werden, wenn die normale Verteilung Annahme in einem Verteiler-Group-Vergleich erfüllt ist. </li><li> Machen Sie Diagramme, die deutlich zeigen Vergleiche zwischen den Linien und Punkte entlang der Zeit-Tage-Zyklus. We Verwendung Origin Software (Origin Lab) zu testen, statistische Signifikanz und generieren entsprechende Graphen, aber jede andere Statistik-Software kann hilfreich sein. </li></ol>

<ol>
	<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development.">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).</li><li>Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+and+larval+photoreceptors+use+different+mechanisms+to+specify+the+same+Rhodopsin+fates.">Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates.</a> Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).</li><li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons.">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454, 533-537 (2008).</li><li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall.">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921-926 (2010).</li><li>Diaz, N. N., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoreceptors:+unconventional+ways+of+seeing.">Photoreceptors: unconventional ways of seeing.</a> Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).</li><li>Emery, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+CRY+is+a+deep+brain+circadian+photoreceptor.">Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor.</a> Neuron. 26, 493-504 (2000).</li><li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response.">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293-300 (2005).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment.">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).</li><li>Gong, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+Pairs+of+Neurons+in+the+Central+Brain+Control+Drosophila+Innate+Light+Preference.">Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference.</a> Science. 330, 499-502 (2010).</li><li>Lilly, M., Carlson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=smellblind:+a+gene+required+for+Drosophila+olfaction.">smellblind: a gene required for Drosophila olfaction.</a> Genetics. 124, 293-302 (1990).</li><li>Bodenstein, D., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+postembryonic+development+of+Drosophila.">The postembryonic development of Drosophila.</a> Biology of Drosophila. , 275-367 (1950).</li><li>Pittendrigh, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+Entrainment.">Circadian systems: Entrainment.</a> Biological Rhythms. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, 95-124 (1981).</li><li>Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Balance+of+Activity+between+LN(v)s+and+Glutamatergic+Dorsal+Clock+Neurons+Promotes+Robust+Circadian+Rhythms+in+Drosophila.">Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila.</a> Neuron. 74, 706-718 (2012).</li><li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeing+the+light:+photobehavior+in+fruit+fly+larvae.">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das Licht bevorzugt beschriebenen Test nutzt die Larven angeborenen photobehavior. Der Test ist einfach zu schaffen, ermöglicht viele Wiederholungen bei niedrigen Kosten und liefert wertvolle Informationen über Licht sensing und Verarbeitung. Das experimentelle Paradigma ermöglicht relativ schnelle Quantifizierung, wie viele Menschen es vorziehen hell oder dunkel. Solche Vorlieben kann als Rohprodukt Prozentsätze oder alternativ als Preference Index (PREF) angezeigt werden. Die PREF wird als die Differenz von Tieren...

Hier beschreiben wir eine Verhaltens-Assay basiert auf der Larven Vorliebe für dunkle (oder Licht). Larven reagieren mit einem starken und stereotypes photonegative Antwort während Nahrungssuche Stufen (L1 bis L3 früh) 1. Der Test wird das Ziel, die photophobic Verhalten der Larve bewerten und vergleicht das helle oder dunkle bevorzugt aus einer Gruppe von Larven sich frei in einer Petrischale mit Agar aufgetragen. Dieser Verhaltens-Assay bietet nicht nur Informationen über die Empfindlichkeit, Integration und zeitliche Plastizität des visuellen Systems, es weiterhin Hinweise, wie Lichtempfindlichkeit und seine Prozess wird durch den circadianen System gesteuert. Die Drosophila Larven Auge (auch als Bowlig Orgel; BO), ist das wichtigste Organ für leichte Wahrnehmung. Jedes Auge von 12 Photorezeptoren (PR) zusammengesetzt ist, zum Ausdruck bringen acht PRs die grün-empfindlichen rhodopsin6 (rh6) und vier Fotorezeptoren Ausdruck der blau-empfindlichen rhodopsin5 (RH5) 2,3. Neben Fotorezeptoren, also Klasse IV multidendritic Neuronen, die die Larven Körper Wand bedecken, sind identifiziert worden, um schädliche Lichtintensitäten 4,5 reagieren. Es ist auch bekannt, dass der Schrittmacher Neuronen im zentralen Larven Gehirn liegt das lichtempfindliche Protein Cryptochrome (Cry), die als intrinsische Uhr blaues Licht Sensor wirkt im Gehirn 6,7 auszudrücken. Interessanterweise photophobicity von Wildtyp-Tieren zeigt eine zirkadiane Komponente zu verschiedenen Zeitpunkten im Laufe des Tages und der Nacht, wenn die Prüfung mit diesem Test. Responses to Licht der Nahrungssuche L3 Larve zeigte stärkere photophobicity im Morgengrauen und in der Abenddämmerung unteren photophobicity wenn für Hell-Dunkel-Präferenz 7 getestet. Interessanterweise nur Rh5-PRS für leichte Vermeidung erforderlich, während Rh6-PRS entbehrlich sind. Sowohl Rh5-PRS und Rh6-PRS in Zurücksetzen des molekularen Uhr durch Licht 8 beteiligt. Der Schrei Weg muss mit den anderen lichtempfindlichen Wege koordiniert werden, um eine entsprechende Verhaltens-Ausgang in die orchestrierenLaufe des Tages. Acetylcholin in PRs spielt eine wesentliche Rolle in Licht Vermeidungsverhalten sowie Mitnahme der molekularen Uhr. Blocking Acetylcholin Neurotransmission von PRS circadianen Schrittmacher Neuronen reduziert die photophobic Antwort in der Hell-Dunkel-Präferenz-Test 8. Unter Verwendung des gleichen Assay wurden zwei symmetrische Paare von Neuronen vor kurzem identifiziert, um das Licht Vorlieben des dritten Larvenstadium von Drosophila 9 wechseln. Diese beiden Paare von Neuronen während der späten Larvenstadien zu funktionieren, wenn die Tiere die Nahrung verlassen, um vermutlich finden einen geeigneten Ort Puparium-Bildung. Allerdings bleibt die Frage, wie die Sehbahn interagieren und steuern Larven visuelle Verhalten in einem zirkadianen Weise weitgehend unbeantwortet. Das Licht Vorlieben Assay ermöglicht Vergleiche zwischen circadianen Zeitpunkten fliegen Linien und circadianen Zustand unter verschiedenen Lichtverhältnissen Qualitäten. Der Test ist einfach und kostengünstig und vorbereitet hat sich als nützlich erwiesen zuvor in verschiedene Labors zu beschreiben und zu studieren Licht abgeleitet Verhalten in der Larve.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agar</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A5093-500G</td>
 <td>2.5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Switzerland </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petri dishes</td>
 <td>Greiner Bio-One GmbH</td>
 <td>633180</td>
 <td>90-mm diameter; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>LEDs Lamp</td>
 <td>OSARAM </td>
 <td>80012 White</td>
 <td>LED lamp, 80012 White</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Environment Meter</td>
 <td>PCE</td>
 <td>PCE EM882</td>
 <td>Lux, Temp, RH%</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thermostatic cabinet</td>
 <td>Aqua Lytic (Liebherr)</td>
 <td>ET636-6</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Light timer</td>
 <td>Timer T</td>
 <td>6185.104</td>
 <td>230V/50HZ (check specifications for your country)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Universal thermostat</td>
 <td>Conrad</td>
 <td>UT200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Humidifier</td>
 <td>Boneco</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Balck tape</td>
 <td>Tesa</td>
 <td></td>
 <td>5 cm </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glue</td>
 <td>Uhu</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>lncubator lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>Softtone</td>
 <td>5W</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer clock</td>
 <td>Ziliss</td>
 <td></td>
 <td>Ziliss, Switzerland</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Excel Software</td>
 <td>Microsoft</td>
 <td></td>
 <td>Excel</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Origin Software 8.5</td>
 <td>OriginLab</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Backer Yeast</td>
 <td>Migros Switzerland</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iron support stand 17X28CM</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>S47808</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetic acid</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>A6283-100ML</td>
 <td>20% acetic acid dilluted in H2O</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Red light lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>PFE712E*8C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spatula </td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>14-373-25A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Power supply</td>
 <td>EA</td>
 <td>EA PS 2042-06B</td>
 <td>Optional</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aluminium foil</td>
 <td>Prix Coop</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heater</td>
 <td>GOON</td>
 <td>NSB200C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microwave Oven</td>
 <td>Intertronic</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Standard corn meal fly food</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Destilled water </td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in drosophila larvae

Licht wirkt als Signal an die Umwelt das Verhalten der Tiere auf verschiedenen Ebenen zu steuern. Die Drosophila Larven Nervensystem wird als einzigartiges Modell verwendet, um grundlegende Fragen auf, wie leicht Informationen verarbeitet und geteilt zwischen schnellen und zirkadiane Verhalten zu beantworten. Drosophila-Larven zeigen eine stereotype Vermeidungsverhalten, wenn sie dem Licht ausgesetzt. Um Licht abhängige Verhaltensweisen vergleichsweise einfachen Licht-Dunkel-Präferenz Tests angewendet werden können, zu untersuchen. Bei Wirbeltieren und Arthropoden die Nervenbahnen in der Sensorik und der Verarbeitung visueller Vorleistungen teilweise überschneiden sich mit denen Verarbeitung photic zirkadianen Informationen. Die faszinierende Frage, wie das Licht Sensing-System und der circadianen Systems interagieren zu halten Verhaltensstörungen Ausgänge koordiniert bleibt weitgehend unerforscht. Drosophila ist ein biologisches Modell auswirken, diese Fragen zu nähern, wegen einer kleinen Anzahl von Neuronen im Gehirn und die Verfügbarkeit von genetischen Werkzeuge für neuronale manipulation. Das vorgestellte Hell-Dunkel-Präferenz Assay ermöglicht die Untersuchung einer Reihe von visuellen Verhaltensweisen einschließlich circadianen Kontrolle phototaxis.

Nach dem oben beschriebenen Protokoll haben wir getestet, Hell-Dunkel-Präferenz in frühen dritten Larvenstadium Stadion von Wildtyp Canton-S fliegt bei zwei unterschiedlichen circadianen Zeiten CT0 und CT12. Erwachsene wurden 12-Stunden-Licht-12-Stunden Dunkelheit gehalten und nach links, um Eier für 12 Stunden lag. Larven wachsen die ersten beiden Tage unter dem gleichen Licht-Dunkel-Regimes. Da wir zirkadiane Modulation unter konstanten Bedingungen (Lauf der circadianen Uhr) testen wollte, wurden Larven dann konsta...

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Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Hier beschreiben wir eine Hell-Dunkel-Präferenz-Test für Drosophila Larve. Dieser Test liefert Informationen zur angeborenen und zirkadiane Regulierung von Licht Abtasten und Verarbeiten photobehavior.

Licht Vorlieben Assay zur angeborenen und Circadian geregelten Photobehavior in Studie<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

light-preference-assay-to-study-innate-circadian-regulated

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

12.8K Aufrufe.  University of Fribourg. Hier beschreiben wir eine Hell-Dunkel-Präferenz-Test für Drosophila Larve. Dieser Test liefert Informationen zur angeborenen und zirkadiane Regulierung von Licht Abtasten und Verarbeiten photobehavior.

Serie: Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

Laser Capture Mikrodissektion von Drosophila Peripheren Neuronen

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Forschung

Neurowissenschaften

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying Bewegungsaktivität zu zirkadianen Rhythmen Study and Sleep Parameter in Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

Mess-und Circadian Akute Licht Responses in Mäuse mit Rad Laufen Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Lokale und globale Methoden zur Beurteilung der thermischen Nozizeption in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisierung von Propriozeptoren in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven und Puppen

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Geschmackspräferenz Assay für Erwachsene<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Neuartige Assay für kalte Nozizeption in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

Einzellige Auflösung Fluoreszenz Imaging von Drosophila zirkadiane Uhren in Larven Gehirn Kultur Leben

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...