Wir sind Drs. Aravinthan Samuel und Marc Gershow dankbar, die an der Entwicklung der ursprünglichen Version des Verhaltensapparates mitgewirkt haben, und Matthew Batie, der den Verhaltensapparat modifizierte. Diese Forschung wurde von Trustee Grant von Cincinnati Children es Hospital, JST/PRESTO, March of Dimes und NIH R01 GM107582 to F.N.H. unterstützt.

1. Vorbereitung von Fliegen
<ol><li>Light Dark (LD) Experimente
	<ol>
<li>Heben Sie Fliegen in Inkubatoren (25 °C/40-60%relative Luftfeuchtigkeit (RH)) unter lichten 12 Std/dunkel 12 Std.(LD) Zyklen. Die Lichtintensität der Inkubatoren beträgt 500-1.000 Lux.</li>
		<li>Zwei Inkubatoren sind notwendig, um die Verhaltenstests über einen Zeitraum von 24 Stunden abzuschließen. Beide Inkubatoren sollten ein programmierbares Licht mit ON OFF-Funktionen haben. Sie sollten auch feste Türen haben, die nicht lichtdurchlässig sind(d.h. kein Glas oder Plexiglas). Hinweis: Ein Inkubator sollte als "Tag"-Inkubator bezeichnet und auf einen LD-Zyklus von 12 Stunden Licht und 12 Stunden Dunkelheit eingestellt werden. Der zweite Inkubator sollte als "Nacht"-Inkubator bezeichnet und auf die Umkehrung des ersten mit 12 Stunden Dunkelheit, gefolgt von 12 Stunden Licht gesetzt werden. Der Nachtbrutkasten muss in dem Raum platziert werden, der im Dunkeln zugänglich ist, so dass Fliegen, die Nachtbedingungen erleben, für die Experimente leicht zugänglich sind.</li>
		<li>Platzieren Sie die Fliegenfläschchen entweder in Tages- oder Nachtbrutstätten. Sammeln Sie frisch geschlüpfte Fliegen in einer frischen Durchstechflasche, 20-30 pro Test und halten Sie im gleichen Inkubator für 2-3 Tage.</li>
		<li>Nach 2-3 Tagen, verwenden Sie Fliegen für die Temperatur Präferenz Verhaltenstest.<ol>
<li>Für Tag (Zeitgeber Zeit (ZT) 0-12) Experimente, sammeln Fliegen aus dem Tag Inkubator.</li>
			<li>Unmittelbar vor den Verhaltensexperimenten nehmen Sie die gesammelten Fliegenfläschchen aus dem Tagesbrutkasten.</li>
			<li>Für nächtliche (ZT 13-24) Experimente, sammeln Fliegen aus dem Nachtbrutzentrum.</li>
			<li>Unmittelbar vor den Verhaltensexperimenten die gesammelten Fliegenfläschchen aus dem Nachtbruthaus nehmen, mit Aluminiumfolie umwickeln und in eine Box im dunklen Raum unter einer roten Lampe legen. Anmerkung: Da der Temperaturpräferenz-Verhaltenstest bei Dunkelheit für die Nachtexperimente durchgeführt wird, muss die Lichtexposition gegenüber den Fliegen bis zum Ende der Verhaltensexperimente verhindert werden. Hinweis: Die Fliegen sollten am Tag der Experimente nicht Kohlendioxid ausgesetzt werden.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Experimenten der konstanten Dunkelheit (DD)
	<ol>
<li>
DD-Tag
		<ol>
<li>Für DD-Tagesexperimente, die wir als "Übergangs-Inkubator" für den Rest des Manuskripts bezeichnen, ist ein zusätzlicher Inkubator notwendig. Der Übergangsinkubator muss in dem raumgreifenden Raum platziert werden, der im Dunkeln zugänglich ist, so dass Fliegen, die DD-Bedingungen erleben, für die Experimente leicht zugänglich sind. Ein Beispiel lichte Zeitplan für einen Übergangs-Inkubator hätte das Licht einein von 13-19 Uhr und das Licht OFF von 19.00-13.00 Uhr(Abbildung 1).</li>
			<li>Sammeln Sie die Fliegen, die im Gründerzentrum des Tages aufgezogen wurden. Legen Sie die Fliegenfläschchen zwischen 13 und 19 Uhr in den Übergangsinkubator, wenn das Licht eingeschaltet ist. Auf diese Weise werden die Fliegen bis 19 Uhr richtig dem Licht ausgesetzt, dann schaltet sich das Licht aus.</li>
			<li>Am nächsten Tag, vor 13 Uhr, unter dunklen Bedingungen, nehmen Sie die Fliegenfläschchen aus dem Übergangsbrutkasten, wickeln Sie sie mit Aluminiumfolie und legen Sie sie in eine Schachtel. Bewahren Sie die Box noch einen Tag in jedem Inkubator auf.</li>
		</ol>
</li>
		<li>
DD Nacht
		<ol>
<li>Sammeln Sie die Fliegen, die im Nachtbruthaus im Dunkeln unter einer roten Lampe angehoben wurden. Oder sammeln Sie zusätzlich die Fliegen, wenn das Nacht-Inkubator-Licht eingeschaltet ist.</li>
			<li>Wrap gesammeltFläschchen mit Aluminiumfolie in der Dunkelheit jedes Mal, wenn die Lichter aus sind und legen Sie die Fläschchen in einer Box. Bewahren Sie die Box für zwei weitere Tage in einem Inkubator auf (Abbildung 1B). Anmerkung: Da der Temperaturpräferenz-Verhaltenstest bei Dunkelheit für die Nachtexperimente durchgeführt wird, muss die Lichtexposition gegenüber den Fliegen bis zum Ende der Verhaltensexperimente verhindert werden.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Experimente mit konstantem Licht (LL)
	<ol>
<li>
LL Day
		<ol>
<li>Für LL-Tagesexperimente ist ein zusätzlicher Inkubator erforderlich. Dieser Inkubator behält den LL-Zustand (25 °C, 800 Lux) bei, wobei das Licht kontinuierlich eingeschaltet ist.</li>
			<li>Sammeln Sie Fliegen, die im Gründerzentrum des Tages aufgezogen wurden. Legen Sie die Fliegenfläschchen jederzeit während ihres "Tages" in den LL-Inkubator.</li>
		</ol>
</li>
		<li>
LL Night
		<ol>
<li>Sammeln Sie Fliegen, die im Nachtbruthaus angehoben wurden. Übertragen Sie die Fliegenfläschchen vom Nachtbrutschrank zum LL-Inkubator während der Zeit, in der das Licht im Nachtbrutschrank eingeschaltet ist. Hinweis: Zum Beispiel schaltet sich das Licht um 7 Uhr im Nacht-Inkubator aus. Übertragen Sie die Fliegenfläschchen vom Nachtbrutschrank vor 7 Uhr morgens in den LL-Inkubator und bewahren Sie die Fläschchen noch 4 Tage im LL-Inkubator auf. Anmerkung: An Tag 4 unter LL-Bedingungen wird die Schwingung der Bewegungsaktivität15,16abgeschafft, während die TPR noch 3aufrechterhalten wird.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Das Gerät für den Temperaturpräferenz-Verhaltenstest
<ol><li>Legen Sie eine Plexiglasabdeckung (29 cm x 19,2 cm) (Abbildung 4) auf eine Aluminiumplatte.</li>
	<li>Überwachen Sie die Lufttemperatur zwischen der Platte und der Abdeckung. Sechs Temperatursonden werden an verschiedenen Stellen an der Innenseite der Abdeckung innerhalb einer der Fahrspuren angebracht (Abbildung 2). Hinweis: Stellen Sie sicher, dass die Sonden weder die Aluminiumplatte noch die Plexiglasabdeckung berühren. Die Lufttemperatur sollte auf einen Gradienten von 18-32 °C eingestellt werden.</li>
	<li>Stellen Sie das Gerät in einen Umgebungsraum, der bei 25 °C/65-75% RH gehalten wird. Dieses Zimmer muss von jeder Außenleuchte abgeriegelt werden. Ein Umgebungsraum ist normalerweise mit Ventilatoren ausgestattet, um eine bestimmte Temperatur und Luftfeuchtigkeit zu halten. Hinweis: Die Luft des Lüfters stört wahrscheinlich einen stabilen Temperaturgradienten am Gerät. Um dies zu verhindern, verwenden wir ein transparentes Blatt, das den Bereich um das Gerät abdeckt.</li>
	<li>Bereiten Sie ein Thermometer und Hygrometer vor, um die Temperatur und Luftfeuchtigkeit im Umgebungsraum zu überprüfen. Hinweis: Licht beeinflusst die Temperaturpräferenz von Drosophila3. Die gleiche Lichtintensität sollte gleichmäßig auf das Gerät geliefert werden. Die Intensität unserer Umgebungsraumleuchten beträgt 800 Lux. Hinweis: Wenn die Verhaltensexperimente durchgeführt werden, legen Sie ein Rohr aus demCO2-Tank verbunden oder liefern Sie in der Nähe des Lochs der Oberseite des Geräts, um zu beästhesieren und die Fliegen loszuwerden.</li>
</ol>3. Vorbereitung von Geräten für den Einsatz
<ol><li>Schalten Sie das Gerät mindestens 30 min ein, um den Temperaturgradienten auf der Plattenoberfläche richtig zu bestimmen (Abbildung 3).</li>
	<li>Beschichten Sie die Abdeckung des Verhaltensgeräts mit wasserabweisend, um zu verhindern, dass Fliegen auf die Wände oder die Decke der Abdeckung klettern. Wischen Sie das überschüssige Wasser abweisend ab und lassen Sie die Abdeckung für 25-30 min trocknen.</li>
	<li>Entfernen Sie jegliche Kondensation auf der Aluminiumplatte. Legen Sie die Plexiglasabdeckung auf die Aluminiumplatte und sichern Sie sie mit sechs C-Klemmen (Abbildung 2). Hinweis: Es ist sehr wichtig, dass die Abdeckung gut versiegelt ist, falls erforderlich, Doppelklebeband verwendet werden kann.</li>
	<li>Lassen Sie die Abdeckung für mindestens 15 min. Der Temperaturgradient zwischen der Aluminiumplatte und der Abdeckung wird von 18-32 °C erzeugt.</li>
</ol>4. Temperaturpräferenz Verhalten Assay
<ol><li>Laden Sie die Fliegen in den Raum zwischen der Aluminiumplatte und der Plexiglasabdeckung des Geräts durch kleine Löcher in der Mitte jeder Spur der Abdeckung (Abbildungen 2 und 4). Bedecken Sie die Löcher mit Abdeckungsschlüpfern, um zu verhindern, dass die Fliegen entkommen.</li>
	<li>Für die dunklen Bedingungen, schalten Sie alle Lichter im Umweltraum aus. Eine rote Lampe kann verwendet werden, wenn die Fliegen in das Gerät gelegt werden. Stellen Sie sicher, dass die Fliegen bis zur Verhaltensexperimente keinem Licht außer einer roten Lampe ausgesetzt sind.</li>
	<li>Verwenden Sie für jede Studie 20-25 erwachsene Fliegen, die in nachfolgenden Versuchen nicht wiederverwendet werden sollen. Der Verhaltenstest wird 30 min lang durchgeführt. Nehmen Sie ein paar Bilder mit oder ohne Blitz. Achten Sie darauf, während der Experimente nicht viel Lärm oder plötzliche Bewegungen zu machen.</li>
	<li>Zeichnen Sie die Temperatur aller sechs Sonden auf dem Gerät auf. Beachten Sie die Raumtemperatur sowie die Luftfeuchtigkeit.</li>
	<li>Anästhetisieren Sie die Fliegen im Gerät mit Kohlendioxidgas, lösen Sie die Klammern, entfernen Sie die Plexiglasabdeckung und entfernen Sie die Fliegen von der Platte. Nach jedem Experiment werden die Fliegen verworfen. Wischen Sie jegliche Kondensation oder Feuchtigkeit von der Platte ab. Ersetzen Sie die Abdeckung auf der Platte und ziehen Sie sie mit den Klemmen in Vorbereitung auf das nächste Experiment fest.</li>
	<li>Um eine Darstellung der Temperaturpräferenz über den ganzen Tag zu haben, wird der 24-Stunden-Zeitraum in acht Zeitzonen aufgeteilt, vier tagsüber und vier in der Nacht. Zum Beispiel verwenden wir diese ZT oder CT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 und 22-24. Anmerkung: Da Phänotypschwankungen, die durch Maskierungseffekte verursacht werden, unmittelbar nach dem Einschalten des Lichts (ZT0) oder OFF (ZT12) zu erwarten sind, untersuchen wir nicht das Temperaturpräferenzverhalten in diesen Zeiten (ZT oder CT 0-1, 11.5-13 und 23.5-24). In jeder Zeitzone müssen mindestens fünf Versuche durchgeführt werden, damit die Ergebnisse statistisch einwandfrei sind.</li>
</ol>5. Datenanalyse
<ol><li>Berechnen Sie den Temperaturgradienten wie folgt: Bestimmen Sie, wo die Temperaturfühler platziert werden, basierend auf den beiden Linealen, die auf der oberen und unteren Seite der Plexiglasabdeckung entlang der Kanten platziert werden (Abbildung 2A).</li>
	<li>Der Temperaturgradient zwischen den Temperatursonden wird als linear geschätzt. Basierend auf den Positionen der Temperaturfühler sowie den entsprechenden aufgezeichneten Temperaturen zeichnen Sie Linien, die jeden Temperaturgrad in der entsprechenden Position auf den Bildern darstellen. Zählen Sie die Anzahl der Fliegen in jedem Gradintervall. Schließen Sie alle Fliegen an den Wänden oder der Decke der Abdeckung aus.</li>
	<li>Berechnen Sie den Prozentsatz der Fliegen in jedem Temperaturbereich jeder Spur. Eine mittlere bevorzugte Temperatur wird berechnet, indem die Produkte des prozentualen Anteils der Fliegen und der Temperatur jedes Intervalls summiert werden, wie unten gezeigt: % der Fliegen x 18,5 °C + % der Fliegen x 19,5 °C + % der Fliegen x 20,5 °C ....+ % der Fliegen x 31,5 °C + % der Fliegen x 32,5 °C.</li>
	<li>Berechnen Sie die durchschnittliche bevorzugte Temperatur in jeder Zeitzone: Das Temperaturpräferenzverhalten wird >5 Mal während jeder Zeitzone durchgeführt (ZT 1-3, 4-6, 7-9, 10-12, 13-15, 16-18, 19-21 und 22-24). Um die durchschnittliche bevorzugte Temperatur in jeder Zeitzone zu berechnen, wird die mittlere bevorzugte Temperatur jeder Versuchszeit zusammen gemittelt. Die s.e.m.-Fehlerleisten sind gleich dem Fehler zwischen den Versuchen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krauchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thermophysiological+cascade+leading+to+sleep+initiation+in+relation+to+phase+of+entrainment.">The thermophysiological cascade leading to sleep initiation in relation to phase of entrainment.</a> Sleep Med. Rev. 11, 439-451 (2007).</li><li>Krauchi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+human+sleep-wake+cycle+reconsidered+from+a+thermoregulatory+point+of+view.">The human sleep-wake cycle reconsidered from a thermoregulatory point of view.</a> Physiol. Behav. 90, 236-245 (2007).</li><li>Kaneko, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+Rhythm+of+Temperature+Preference+and+Its+Neural+Control+in+Drosophila.">Circadian Rhythm of Temperature Preference and Its Neural Control in Drosophila.</a> Curr. Biol. 22, 1851-1857 (2012).</li><li>Allada, R., Chung, B. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+organization+of+behavior+and+physiology+in+Drosophila.">Circadian organization of behavior and physiology in Drosophila.</a> Annu. Rev. Physiol. 72, 605-624 (2010).</li><li>Garrity, P. A., Goodman, M. B., Samuel, A. D., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Running+hot+and+cold:+behavioral+strategies,+neural+circuits,+and+the+molecular+machinery+for+thermotaxis+in+C.+elegans+and+Drosophila..">Running hot and cold: behavioral strategies, neural circuits, and the molecular machinery for thermotaxis in C. elegans and Drosophila..</a> Genes Dev. 24, 2365-2382 (2010).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Hong, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP+signalling+in+mushroom+bodies+modulates+temperature+preference+behaviour+in+Drosophila.">cAMP signalling in mushroom bodies modulates temperature preference behaviour in Drosophila.</a> Nature. 454, 771-775 (2008).</li><li>Dillon, M. E., Wang, G., Garrity, P. A., Huey, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review:+Thermal+preference+in+Drosophila.">Review: Thermal preference in Drosophila.</a> J. Therm. Biol. 34, 109-119 (2009).</li><li>Viswanath, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposite+thermosensor+in+fruitfly+and.">Opposite thermosensor in fruitfly and.</a> Nature. 423, 822-823 (2003).</li><li>Gallio, M., Ofstad, T. A., Macpherson, L. J., Wang, J. W., Zuker, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+coding+of+temperature+in+the+Drosophila+brain.">The coding of temperature in the Drosophila brain.</a> Cell. 144, 614-624 (2011).</li><li>Stevenson, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relative+importance+of+behavioral+and+physiological+adjustments+controlling+body+temperature+in+terrestrial+ectotherms.">The relative importance of behavioral and physiological adjustments controlling body temperature in terrestrial ectotherms.</a> Am. Nat. 126 (3), (1985).</li><li>Refinetti, R., Menaker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+circadian+rhythm+of+body+temperature.">The circadian rhythm of body temperature.</a> Physiol. Behav. 51, 613-637 (1992).</li><li>Duffy, J. F., Dijk, D. J., Klerman, E. B., Czeisler, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Later+endogenous+circadian+temperature+nadir+relative+to+an+earlier+wake+time+in+older+people.">Later endogenous circadian temperature nadir relative to an earlier wake time in older people.</a> Am. J. Physiol. 275, 1478-1487 (1998).</li><li>Saper, C. B., Lu, J., Chou, T. C., Gooley, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hypothalamic+integrator+for+circadian+rhythms.">The hypothalamic integrator for circadian rhythms.</a> Trends Neurosci. 28, 152-157 (2005).</li><li>Konopka, R. J., Pittendrigh, C., Orr, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reciprocal+behaviour+associated+with+altered+homeostasis+and+photosensitivity+of+Drosophila+clock+mutants.">Reciprocal behaviour associated with altered homeostasis and photosensitivity of Drosophila clock mutants.</a> J. Neurogenet. 6, 1-10 (1989).</li><li>Qiu, J., Hardin, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=per+mRNA+cycling+is+locked+to+lights-off+under+photoperiodic+conditions+that+support+circadian+feedback+loop+function.">per mRNA cycling is locked to lights-off under photoperiodic conditions that support circadian feedback loop function.</a> Mol. Cell Biol. 16, 4182-4188 (1996).</li><li>Crocker, A., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+sleep.">Genetic analysis of sleep.</a> Genes Dev. 24, 1220-1235 (1220).</li><li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state.">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25, 129-138 (2000).</li><li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster.">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287, 1834-1837 (2000).</li><li>Parisky, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDF+cells+are+a+GABA-responsive+wake-promoting+component+of+the+Drosophila+sleep+circuit.">PDF cells are a GABA-responsive wake-promoting component of the Drosophila sleep circuit.</a> Neuron. 60, 672-682 (2008).</li></ol>

Es gibt nichts zu verraten.

Hier veranschaulichen wir die Details des Temperaturpräferenzverhaltensapparates und die Analyse des TPR-Verhaltens. Drosophila weist die markanten, robusten und reproduzierbaren Eigenschaften des uhrgesteuerten TPR auf. Unsere Daten deuten jedoch darauf hin, dass mindestens zwei Faktoren, Umgebungslicht und Alter, die TPR-Verhaltensphänotypen erheblich stören.
Wir beobachten, dass Licht die Temperaturpräferenz in Drosophilaerheblich beeinflusst. Es stimmt mit der Tatsach...

Temperatur ist ein allgegenwärtiger Umwelthinweis. Tiere zeigen eine Vielzahl von Verhaltensweisen, um schädliche Temperaturen zu vermeiden und bequeme zu suchen. Drosophila weisen ein robustes Temperaturpräferenzverhaltenauf 6,7. Wenn Fliegen in einen Temperaturgradienten von 18-32 °C freigesetzt werden, vermeiden die Fliegen sowohl warme als auch kalte Temperaturen und wählen schließlich eine bevorzugte Temperatur von 25 °C am Morgen3. Die Warmtemperatursensoren sind eine Reihe von thermosensorischen Neuronen, AC-Neuronen, die Drosophila transienten Rezeptor-Potential (TPR) Kanal, TRPA16,9express. Die Kalttemperatursensoren befinden sich in den 3. Antennensegmenten, da das Abtragen der 3. Antennensegmente das Fehlen von Kalttemperaturvermeidung6verursacht. Kürzlich wurde das TRPP-Protein Brivido (Brv) identifiziert10. Da Brv in den 3. Antennensegmenten exprimiert wird und die Kalterkennung vermittelt, ist Brv ein mögliches Kaltsensormolekül, das für das Temperaturpräferenzverhalten entscheidend ist. Insgesamt verwenden die Fliegen diese beiden Temperatursensoren, um die warmen und kalten Temperaturen zu vermeiden und eine bevorzugte Temperatur zu finden.
Während Säugetiere Wärme erzeugen, um ihre Körpertemperatur zu regulieren, passen Ektoremen ihre Körpertemperaturen in der Regel an die Umgebungstemperatur11an. Einige Ektothermen sind dafür bekannt, ein tägliches TPR-Verhalten zu zeigen, von dem angenommen wird, dass es eine Strategie für die Ektothermen ist, ihre BTR12zu regulieren. Um festzustellen, ob die Fliegen TPR aufwiesen, wiederholten wir die Temperaturpräferenz-Verhaltensanalyse an verschiedenen Punkten während einer Spanne von 24 Stunden. Wir fanden heraus, dass Drosophila eine tägliche TPR aufweisen, die morgens niedrig und abends hoch ist und einem ähnlichen Muster wie BTR beim Menschen folgt13.
In Drosophilagibt es 150-Uhr-Neuronen im Gehirn. Die Uhrenneuronen, die die motorische Aktivität regulieren, werden M- und E-Oszillatoren genannt. Interessanterweise regulieren M- und E-Oszillatoren jedoch tPR nicht, stattdessen zeigten wir, dass DN2-Uhrenneuronen im Gehirn TPR regulieren, aber nicht die motorische Aktivität. Diese Daten deuten darauf hin, dass TPR unabhängig von der Motoraktivität reguliert wird. Insbesondere ist die BTR von Säugetieren auch unabhängig von der motorischen Aktivität reguliert. Ablationsstudien an Ratten zeigen, dass BTR durch spezifische SCN-Neuronen gesteuert wird, die auf eine andere Teilmenge subparaventrikulärer Zonenneuronen abzielen als solche, die die motorische Aktivität steuern14. Daher sehen unsere Daten die Möglichkeit in Betracht, dass die Säugetier-BTR und die Fliege TPR evolutionär konserviert sind3, da sowohl Fliegen-TPR als auch Säugetier-BTR zirkadiane uhrabhängige Temperaturrhythmen aufweisen, die unabhängig von der motorischen Aktivität reguliert werden.
Hier beschreiben wir die Details, wie man den TPR-Verhaltenstest in Drosophilaanalysiert. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung nicht nur des molekularen Mechanismus und der neuronalen Schaltkreise von TPR, sondern auch, wie das Gehirn verschiedene Umwelthinweise und innere biologische Uhren integriert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="578">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:172px;">Bright Lab Jr. Safelight</td>
			<td style="width:109px;">Amazon</td>
			<td style="width:153px;">#B00013J8UY</td>
			<td style="width:144px;">Red light for dark rooms</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:172px;">Rain X</td>
			<td style="width:109px;">SOPUS products</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">Water repellent: Apply the plexiglass cover</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:172px;">C-Clamp</td>
			<td style="width:109px;">Home Depot</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="32">
			<td height="32" style="height:32px;width:172px;">Temperature/hygrometer</td>
			<td style="width:109px;">Fisher</td>
			<td style="width:153px;">15-077-963</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:172px;"></td>
			<td style="width:109px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:172px;">Peltier devices</td>
			<td style="width:109px;">TE Technology, Inc.</td>
			<td style="width:153px;">HP-127-1.4-1.15-71P</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:30px;width:172px;">Thermometer</td>
			<td style="width:109px;">Fluke</td>
			<td style="width:153px;">Fluke 52II</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:172px;">Bench top controller</td>
			<td style="width:109px;">Oven Industries</td>
			<td style="width:153px;">5R6-570-15R and 5R6-570-24R</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:172px;">Temperature sensor probe</td>
			<td style="width:109px;">Oven Industries</td>
			<td style="width:153px;">TR67-32</td>
			<td style="width:144px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:172px;">Generic 480 Watt ATX power supply</td>
			<td style="width:109px;"></td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:172px;">MCR220-QP-RES Dual 120 mm Radiator with reservoir&#160;</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="50">
			<td height="50" style="height:50px;width:172px;">MCP350 In-Line 12V DC pump</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="49">
			<td height="49" style="height:49px;width:172px;">MCW50 graphics Card liquid cooler</td>
			<td style="width:109px;">Swiftech</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:172px;">Scythe Kaze-Jyuni SY1225SL12SH fan</td>
			<td style="width:109px;">Crazy PC</td>
			<td style="width:153px;"></td>
			<td style="width:144px;">computer cooling system</td>
		</tr>
	</tbody>
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design and analysis of temperature preference behavior and its circadian rhythm in drosophila

Die zirkadiane Uhr reguliert viele Aspekte des Lebens, einschließlich Schlaf, Bewegungsaktivität, und Körpertemperatur (BTR) Rhythmen1,2. Wir identifizierten vor kurzem eine neuartige Drosophila zirkadiane Ausgabe, genannt die Temperaturpräferenz Rhythmus (TPR), in dem die bevorzugte Temperatur in Fliegen steigt während des Tages und fällt in der Nacht 3. Überraschenderweise werden die TPR und die motorische Aktivität durch verschiedene zirkadiane Neuronen3gesteuert. Drosophila-Bewegungsaktivität ist eine bekannte zirkadiane Verhaltensleistung und hat starke Beiträge zur Entdeckung vieler konservierter zirkadianer Uhrgene und-mechanismen4 geleistet. Daher wird das Verständnis von TPR zur Identifizierung bisher unbekannter molekularer und zellulärer zirkadianer Mechanismen führen. Hier beschreiben wir, wie der TPR-Assay durchgeführt und analysiert wird. Diese Technik ermöglicht nicht nur die Sezieren der molekularen und neuronalen Mechanismen von TPR, sondern bietet auch neue Einblicke in die grundlegenden Mechanismen der Gehirnfunktionen, die verschiedene Umweltsignale integrieren und tierseuchenverhalten regulieren. Darüber hinaus deuten unsere kürzlich veröffentlichten Daten darauf hin, dass die Fliegen-TPR Merkmale mit dem Säugetier BTR3teilt. Drosophila sind Ektothermen, bei denen die Körpertemperatur in der Regel verhaltensreguliert ist. Daher ist TPR eine Strategie, die verwendet wird, um eine rhythmische Körpertemperatur in diesen Fliegen5-8zu erzeugen. Wir glauben, dass eine weitere Erforschung von Drosophila TPR die Charakterisierung der Mechanismen erleichtern wird, die der Körpertemperaturkontrolle bei Tieren zugrunde liegen.

Ein Beispiel für den Temperaturpräferenzrhythmus ist in Abbildung 5dargestellt. Wenn das Verhaltensverfahren erfolgreich durchgeführt wird, sollten die Fliegen eine TPR aufweisen, in der sie eine niedrige Temperatur am Morgen und höhere Temperatur am Abend bevorzugen. Der Anstieg der Temperaturpräferenz von 1-1,5 °C während des Tages sollte im Laufe des Tages beobachtet werden, unabhängig vom genetischen Hintergrund, da wir gezeigt haben, dass w1118, yw und Canton...

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Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Wir haben vor kurzem eine neuartige Drosophila circadiane Ausgabe, Temperaturpräferenz Rhythmus (TPR), in dem die bevorzugte Temperatur in Fliegen steigt während des Tages und fällt während der Nacht identifiziert. TPR wird unabhängig von einem anderen zirkadianen Ausgang, der Motoraktivität, reguliert. Hier beschreiben wir das Design und die Analyse von TPR in Drosophila.

Design und Analyse des Temperaturpräferenzverhaltens und seines circadianen Rhythmus in Drosophila

The circadian clock regulates many aspects of life, including sleep, locomotor activity, and body temperature (BTR) rhythms1,2. We recently identified a ...

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Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Unit 1

Alternative Signaling Routes in Gene Expression

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8.0K Aufrufe.  Cincinnati Childrens Hospital Medical Center. Wir haben vor kurzem eine neuartige Drosophila circadiane Ausgabe, Temperaturpräferenz Rhythmus (TPR), in dem die bevorzugte Temperatur in Fliegen steigt während des Tages und fällt während der Nacht identifiziert. TPR wird unabhängig von einem anderen zirkadianen Ausgang, der Motoraktivität, reguliert. Hier beschreiben wir das Design und die Analyse von TPR in Drosophila.

Serie: Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Forschung

Biologie

Lens Transplantation in Zebrafish and its Application in the Analysis of Eye Mutants

The lens plays an important role in the development of the optic cup[1,2]. Using the zebrafish as a model organism, questions regarding lens development can be addressed. The zebrafish is useful for genetic studies due to several advantageous characteristics, including small size, high fecundity, short lifecycle, and ease of care. Lens development occurs rapidly in zebrafish. By 72 hpf, the zebrafish lens is functionally mature [3]. Abundant genetic and molecular resources are available to support research in zebrafish. In addition, the similarity of the zebrafish eye to those of other vertebrates provides basis for its use as an excellent animal model of human defects[4-7]. Several zebrafish mutants exhibit lens abnormalities, including high levels of cell death, which in some cases leads to a complete degeneration of lens tissues [8]. To determine whether lens abnormalities are due to intrinsic causes or to defective interactions with the surrounding tissues, transplantation of a mutant lens into a wild-type eye is performed. Using fire-polished metal needles, mutant or wild-type lenses are carefully dissected from the donor animal, and transferred into the host. To distinguish wild-type and mutant tissues, a transgenic line is used as the donor. This line expresses membrane-bound GFP in all tissues, including the lens. This transplantation technique is an essential tool in the studies of zebrafish lens mutants.

Lens development involves interactions with other tissues. Several zebrafish eye mutants are characterized by an abnormally small lens size. Here we demonstrate a lens transplantation experiment to determine whether this phenotype is due to intrinsic causes or defective interactions with tissues that surround the lens.

Objektiv Transplantation in Zebrafisch und ihre Anwendung in der Analyse von Eye-Mutanten

The lens plays an important role in the development of the optic cup[1,2]. Using the zebrafish as a model organism, questions regarding lens development ...

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle microtubules to prevent anaphase onset until the chromosomes are properly connected. Cells use this mechanism to prevent aneuploidy or genomic instability, and hence cancers and other human diseases like birth defects and Alzheimer's1. A number of the SAC components such as Mad1, Mad2, Bub1, BubR1, Bub3, Mps1, Zw10, Rod and Aurora B kinase have been identified and they are all kinetochore dynamic proteins2. Evidence suggests that the kinetochore is where the SAC signal is initiated. The SAC prime regulatory target is Cdc20. Cdc20 is one of the essential APC/C (Anaphase Promoting Complex or Cyclosome) activators3 and is also a kinetochore dynamic protein4-6. When activated, the SAC inhibits the activity of the APC/C to prevent the destruction of two key substrates, cyclin B and securin, thereby preventing the metaphase to anaphase transition7,8. Exactly how the SAC signal is initiated and assembled on the kinetochores and relayed onto the APC/C to inhibit its function still remains elusive.
Drosophila is an extremely tractable experimental system; a much simpler and better-understood organism compared to the human but one that shares fundamental processes in common. It is, perhaps, one of the best organisms to use for bio-imaging studies in living cells, especially for visualization of the mitotic events in space and time, as the early embryo goes through 13 rapid nuclear division cycles synchronously (8-10 minutes for each cycle at 25 &deg;C) and gradually organizes the nuclei in a single monolayer just underneath the cortex9.
Here, I present a bio-imaging method using transgenic Drosophila expressing GFP (Green Fluorescent Protein) or its variant-targeted proteins of interest and a Leica TCS SP2 confocal laser scanning microscope system to study the SAC function in flies, by showing images of GFP fusion proteins of some of the SAC components, Cdc20 and Mad2, as the example.

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

The kinetochore is where the SAC initiates its signal monitoring the mitotic segregation of the sister chromatids. A method is described to visualize the recruitment and turnover of one of the kinetochore proteins and its coordination with the chromosome motion in Drosophila embryos using a Leica laser scanning confocal system.

Studieren mitotischen Checkpoint durch Veranschaulichung Dynamische Kinetochor Protein Verhalten und Chromosome Motion in Lebens-<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial Embryonen

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Extraction and Analysis of Cortisol from Human and Monkey Hair

The stress hormone cortisol (CORT) is slowly incorporated into the growing hair shaft of humans, nonhuman primates, and other mammals. We developed and validated a method for CORT extraction and analysis from rhesus monkey hair and subsequently adapted this method for use with human scalp hair. In contrast to CORT &#34;point samples&#34; obtained from plasma or saliva, hair CORT provides an integrated measure of hypothalamic-pituitary-adrenocortical (HPA) system activity, and thus physiological stress, during the period of hormone incorporation. Because human scalp hair grows at an average rate of 1 cm/month, CORT levels obtained from hair segments several cm in length can potentially serve as a biomarker of stress experienced over a number of months.
In our method, each hair sample is first washed twice in isopropanol to remove any CORT from the outside of the hair shaft that has been deposited from sweat or sebum. After drying, the sample is ground to a fine powder to break up the hair&#39;s protein matrix and increase the surface area for extraction. CORT from the interior of the hair shaft is extracted into methanol, the methanol is evaporated, and the extract is reconstituted in assay buffer. Extracted CORT, along with standards and quality controls, is then analyzed by means of a sensitive and specific commercially available enzyme immunoassay (EIA) kit. Readout from the EIA is converted to pg CORT per mg powdered hair weight. This method has been used in our laboratory to analyze hair CORT in humans, several species of macaque monkeys, marmosets, dogs, and polar bears. Many studies both from our lab and from other research groups have demonstrated the broad applicability of hair CORT for assessing chronic stress exposure in natural as well as laboratory settings.

Cortisol (CORT) accumulates in the growing hair shaft of humans and nonhuman primates. We describe methods for extracting and analyzing hair CORT with high precision and sensitivity. Measurement of hair CORT is particularly well-suited for assessing chronic stress over periods of weeks to months.

Extraktion und Analyse von Cortisol aus Menschen-und Affen-Haar

The stress hormone cortisol (CORT) is slowly incorporated into the growing hair shaft of humans, nonhuman primates, and other mammals. We developed and ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

Die zytologische Analyse der Spermatogenese: Live-und Fest Zubereitungen aus<em&gt; Drosophila</em&gt; Hoden

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Rapid Analysis of Circadian Phenotypes in Arabidopsis Protoplasts Transfected with a Luminescent Clock Reporter

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable biotic and abiotic stress. Conversely, disruption of circadian timekeeping severely compromises plant health and reduces agricultural crop yields. It is therefore imperative that we understand the intricate regulation of circadian rhythms in plants, including the factors that affect motion of the transcriptional clockwork itself.
Testing circadian defects in the model plant Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) traditionally involves crossing specific mutant lines to a line rhythmically expressing firefly luciferase from a circadian clock gene promoter. This approach is laborious, time-consuming, and could be fruitless if a mutant has no circadian phenotype. The methodology presented here allows a rapid initial assessment of circadian phenotypes. Protoplasts derived from mutant and wild-type Arabidopsis are isolated, transfected with a rhythmically expressed luminescent reporter, and imaged under constant light conditions for 5 days. Luminescent traces will directly reveal whether the free-running period of mutant plants is different from wild-type plants. The advantage of the method is that any Arabidopsis line can efficiently be screened, without the need for generating a stably transgenic luminescent clock marker line in that mutant background.

The circadian clock regulates about a third of the Arabidopsis transcriptome, but the percentage of genes that feed back into timekeeping remains unknown. Here we visualize a method to rapidly assess circadian phenotypes in any mutant line of Arabidopsis using luminescent imaging of a circadian reporter transiently expressed in protoplasts.

Schnelle Analyse von Circadian Phänotypen in Arabidopsis Protoplasten Transfizierte mit einem lumineszenten Clock Reporter

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable ...

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. To improve the mating efficiency of B. Xylophilus and to increase the chances of mating observation, virgin adults were cultured and used for the investigation. Eggs were obtained by keeping the nematodes in water and allowing the females to lay eggs for 10 min. The second-stage juveniles (J2) were synchronized by incubating the eggs for 24 h at 25 &#176;C in the dark, and the early J4 were obtained by culturing the J2 with grey mold, Botrytis cinerea, for another 52 h. At this time point, most J4 nematodes could be clearly distinguished as being male or female using their genital morphology. The male and female J4 were collected and cultured separately in two different Petri dishes for 24 h to get virgin adult nematodes. A virgin male and a virgin female were paired in a drop of water in the well of a concave slide. The mating behavior was filmed with a video recorder under a stereomicroscope. The whole period of the mating process was 82.8 &#177;3.91 min (mean &#177;SE) and could be divided into 4 different phases: searching, contacting, copulating, and lingering. The mean minutes of duration were 21.8 &#177; 2.0, 28.0 &#177; 1.9, 25.8 &#177; 0.7 and 7.2 &#177; 0.5, respectively. Eleven sub-behaviors were described: cruising, approaching, encountering, touching, hooping, locating, attaching, ejaculating, separating, quiescence, and roaming. Interestingly, obvious intra-sexual competition was observed when one female was grouped with 3 males or one male with 3 females. This protocol is useful and valuable, not only in investigating the mating behavior of B. xylophilus, but also in acting as a reference for ethological studies of other nematodes.

Observation and Quantification of Mating Behavior in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

A protocol for investigating the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is presented. Behavioral features of B. xylophilus are described in the mating process.

Beobachtung und Quantifizierung der Paarungsverhalten in der Pinewood Nematode,<em&gt; Bursaphelenchus xylophilus</em

A method for observing and quantifying the mating behavior of the pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, was established under a stereomicroscope. ...

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light conditions, which are preferably variable in quantity and quality so that studies under different setups can be conducted. These requirements are met by climatic chambers featuring light emitting diodes (LED) lights, which can &#8211; in contrast to fluorescent lights &#8211; be set to different wavelengths. LEDs are energy conserving and emit virtually no heat even at light intensities, which often constitutes a problem with other light sources. The presented protocol provides a step-by-step guidance of how to program a climatic chamber equipped with variable LED lights as well as describing several approaches for in depth analysis of growth phenotypes. Depending on the experimental set-up various characteristics of the growing plants can be observed and analyzed. Here we describe how to determine fresh weight, leaf area, photosynthetic activity, and stomatal density. We demonstrate that in order to obtain reliable data and draw valid conclusions it is mandatory to use a sufficient number of individuals for statistical evaluation. Taking too few plants for this kind of analysis results in high statistical errors and consequently in less clear interpretations of the data.

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Here, we present a protocol for studying plant growth behavior and especially phenotypes in a reproducible manner. We show how to provide variable and at the same time stable light conditions. Proper analyses depend on sufficient sample numbers and valid statistical evaluations.

Analyse von Arabidopsis Thaliana Wuchsverhalten in verschiedenen Licht-Qualitäten

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Circadian Entrainment von Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Dissecting, Fixing, and Visualizing the Drosophila Pupal Notum

The pupae of Drosophila melanogaster are immobile for several days during metamorphosis, during which they develop a new body with a thin transparent adult integument. Their immobility and transparency make them ideal for in vivo live imaging experiments. Many studies have focused on the dorsal epithelial monolayer of the pupal&#160;notum because of its accessibility and relatively large size. In addition to the studies of epithelial mechanics and development, the notum has been an ideal tissue to study wound healing. After an injury, the entire epithelial repair process can be captured by live imaging over 6-12 h. Despite the popularity of the notum for live imaging, very few published studies have utilized fixed notum samples. Fixation and staining are common approaches for nearly all other Drosophila tissues, taking advantage of the large repertoire of simple cellular stains and antibodies. However, the pupal notum is fragile and prone to curling and distortion after removal from the body, making it challenging to complement live imaging. This protocol offers a straightforward method for fixing and staining the pupal notum, both intact and after laser-wounding. With this technique, the ventral side of the pupa is glued down to a coverslip to immobilize the pupa, and the notum is carefully removed, fixed, and stained. The notum epithelium is mounted on a slide or between two coverslips to facilitate imaging from the tissue&#39;s dorsal or ventral side.

Dissecting, Fixing, and Visualizing the Drosophila Pupal Notum

The present protocol details the preparation and visualization of fixed tissue of the Drosophila pupal notum. It can be used for either intact or wounded tissue, and the original architecture of the tissue is preserved. The procedures for dissecting, fixing, and staining are all described in this article.

Sezieren, Fixieren und Visualisieren der Drosophila pupal notum

The pupae of Drosophila melanogaster are immobile for several days during metamorphosis, during which they develop a new body with a thin transparent ...