Ein Merit Grant von der Department of Veteran Affairs und eine T32-HL098062 Zuschuss von der NHLBI von den National Institutes of Health unterstützt diese Arbeit. Wir wollen danken für die Beratung von Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. und die Beratung und Unterstützung der Veterinärmedizinischen Einheit der VA San Diego Healthcare System.

1. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Erhalten Mäuse, die älter als 8 Wochen und mehr als 20 g (kleiner Mäuse können von einem Fachmann intubiert werden) sind. </li><li> Anästhesie <ol><li> Injizieren Mäuse mit 20 mg / kg, jeweils, von Ketamin und Xylazin intraperitoneal als präanästhetische. (Diese Dosis reicht nicht aus, um die Maus komplett zu betäuben, aber erleichtert die sichere Übertragung, nach der Intubation, mechanische Belüftung.) Jedoch die Einstellung der Dosierungen können nach der Narkose Antwort in Absprache mit dem Tierarzt institutionellen erforderlich.) </li><li> Induzieren Narkose bei Mäusen mit 3,5% Isofluran / Sauerstoff in einer Induktionskammer für 90-120 Sekunden. </li><li> Beachten Sie die Atemfrequenz sorgfältig. Es sollte nach und nach auf nicht weniger als 45 bpm verlangsamen. </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung zur Intubation <ol><li> Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und Scruff fest. </li><li> Verwenden Sie gepolsterte feinen Pinzette nach Gently erweitern die Zunge aus dem Mund. </li><li> Pflegen Verlängerung der Zunge, indem die Zunge zwischen zwei Finger und Anwendung sanfter Gewalt. </li><li> Ziehen Sie die Maus auf dem Spekulum aus dem Otoskop mit einer vertikalen Bewegung. </li><li> Schauen Sie durch das Okular des Otoskop während Scruffing fest und ziehen Sie die Maus nach oben sanft mit der Zunge und das Genick. </li><li> Schauen Sie genau für die Stimmbänder. Sie sollten zu diesem Zeitpunkt leicht sichtbar sein. Die laryngis aditus (die Struktur der Kehlkopföffnung) sollte relativ weißen aussehen. Es sollte Bewegung der Schnüre mit jedem Atemzug sein. Wenn die Kabel nicht bewegen oder schlecht sichtbar, drehen Sie das Tier leicht und sanft den Hals überstrecken. </li><li> Mit der dominanten Hand, halten Sie die 20 G, 1 in Katheter, mit einem 1 cm Länge der PE10 Schlauch, der sich durch die Spitze des Katheters, wie ein Bleistift und legen Sie sie in die Seite des Speculum. Der PE-Schlauch dient als Sonde oder Bougie. </li><li> Richten Sie die PE10 tubing (Stilett) durch die Stimmbänder und vorab die 20 G-Katheter (Tubus) über den PE-Schlauch, bis der Hub ist auf der Ebene der unteren Schneidezähne. Entfernen Sie dieses Stilett schnell. </li><li> Nehmen Sie vorsichtig das Tier aus der Speculum und überprüfen Sie die Schlauchstelle, indem das Tier auf einem mechanischen Beatmungsgerät mit kontinuierlicher 2% Isofluran Vollnarkose während des Experiments zu erhalten. Visualisieren ausgeatmeten Luft (Blasen) gehen durch eine Falle, um PEEP Intubation bestätigen. Obwohl Ösophagusintubation kann in wenigen Blasen führen, wird es nicht so ausgeprägt oder als mit endotrachealer Intubation. Beachten Sie außerdem, eine Atemwegsdruck Verfolgung für negative Ausschläge (Abbildung 1). Diese bestätigen die richtige Platzierung der Röhre. Alternativ legen Sie eine kleine Menge Wasser in IV-Schlauch, und verbinden Sie es mit der ET-Tubus. Überprüfen der Bewegung zu und von der Maus mit 2 Atmung. Im Fall von Ösophagus Intubation pruck Verfolgung deutlich höhere Drücke und keine negativen Ausschläge zeigen. Obwohl endexspiratorischen CO 2 wäre hilfreich, technisch wäre dies sehr schwierig, da die kleinen Tidalvolumina (~ 200 ul) und die Ausrüstung zu tun, wäre dies sehr teuer werden. Die beschriebene einfache Verfahren sind völlig ausreichend und viel weniger teuer. Wenn Isofluran-Narkose nicht verfügbar ist, können alle Verfahren unter Verwendung von Ketamin 80-120 mg / kg Xylazin in Verbindung mit 10-20 mg / kg für die allgemeine Anästhesie durchgeführt werden. </li></ol> 3. Alternative Technik: Direkte Laryngoskopie mit dem Otoskop-Technik wird leicht für andere Zwecke verwendet, vor allem für Direkt Instillation von Studien Stoffe in die Lunge. <ol><li> Induzieren Anästhesie in der Tiere mit Isofluran allein für dieses Verfahren bei 3,5% für 90 bis 120 sec in der Induktionskammer. </li><li> Scruff das Tier dicht an der Basis des Schädels und verlängern die Zunge sanftmit feinen Pinzette. </li><li> Halten Sie die Zunge sanft, ziehen Sie das Tier gerade auf dem Speculum (unveränderte), bis das Tier kann nicht weiter gezogen werden. </li><li> Die Stimmbänder können häufig durch diese Technik allein visualisiert werden, aber drehen Sie die Tier-und überstreckt den Hals, um sie in Großansicht zu bringen. </li><li> Voraus ein Gel-loading Pipette, die die Instillat auf die Stimmritze und die Flüssigkeit einzuflößen. Da der Spiegel macht eine Dichtung mit dem Hypopharynx die Maus Restflüssigkeit, die nicht durch die Schnüre nicht gehen abzusaugen. Dies ist leicht durch die rhonchorous prüft klingt die Maus macht jetzt beim Atmen, bis die Flüssigkeit vollständig in der Lunge verteilt. </li><li> Alternativ verbinden PE10 Schlauch auf eine 0,5 ml Spritze mit 50 ul von Flüssigkeit mit einer Luft Bolus hinter der Flüssigkeit. Schieben Sie den PE-Schlauch vorsichtig durch die Stimmbänder 0,5 cm und entladen den Inhalt langsam in die Atemwege. , Gelegentlich Trauma der unteren Atemwege auftritt u jedochsingen, diese Technik ohne eine bessere Lieferung der Probe. </li></ol>

<ol>
	<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy.">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li><li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice.">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li><li>Orebaugh, S. 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Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

In diesem Bericht beschreiben wir eine einfache, zuverlässige Technik, um Mäuse, die nichttrauma ist und wiederholt in der gleichen Tier verwendet werden intubieren. Diese Technik kann mit einfachen Labor-und medizinische Geräte, die für eine bescheidene Summe gekauft werden können, durchgeführt werden. Die Technik der direkten Laryngoskopie, die ursprünglich von Hastings und Kollegen 4 angegeben, können auch für eine Vielzahl von Zwecken verwendet werden, vor allem aber, um genau zu liefern Testsubs...

Die Labormaus hat nahezu alle Arten als Hauptsäugetiermodell der Biologie und Pathobiologie verdrängt. Die Labormaus ist die kleinste Säugetier-Spezies, die klar und ausführlich dargestellt worden ist, um der Wert als ein Modell der menschlichen Krankheit und wurde in Fortschritte der unser Verständnis der menschlichen Biologie und Krankheiten von unschätzbarem Wert erwiesen. Die kurze Tragzeit und wesentlich geringeren Kosten hat die Entwicklung und Untersuchung von null und transgenen Mäusen als alltäglich Werkzeug in der biomedizinischen Forschung erlaubt. Allerdings hat die Größe der durchschnittlichen Labormaus (20-25 g) in ihrer Studie physiologisch oder chirurgisch basierte Studien begrenzt und folglich untersuchen einige Forscher größeren Säugetieren. Ein Hindernis für die Verwendung von Mäusen in diesen Studien ist die Schwierigkeit, mit Intubation Techniken, die physiologischen Messungen oder umfangreiche chirurgische Eingriffe unter Narkose tief erlauben würde angetroffen. Tracheotomie 1 wurde als Standard verwendet technique statt Intubation wegen der leichteren Durchführung dieser Technik und bescheidenen Fähigkeiten erforderlich. Allerdings ist nicht förderlich für die Tracheotomie chronischen oder Wiederherstellung Chirurgie Studien; somit ist es begrenzt auf akute Experimenten. Tracheotomie, kann auch eine verwirrende Variable in der Forschung, in der Entzündung oder empfindliche physiologische Reflexe sind wichtig. Unser Labor hat die meisten der von anderen Forschern beschriebenen Techniken ausprobiert und fand sie nicht ausreichend für eine Vielzahl von Gründen. Tracheotomie ist zu traumatisch und induziert Blutungen und Entzündungen der Atemwege. Viel problematischer ist, dass es praktisch nicht wiederholt werden können. Viele relativ nicht-invasive Techniken, die eine bescheidene Investition in Ausrüstung erfordern, sind nicht zuverlässig genug. Andere Techniken erfordern teure Geräte, die schwierig, ohne zu wissen, ob das Gerät wird in einer bestimmten Anwendung arbeiten zu rechtfertigen ist. So haben wir versucht, eine nicht-traumatische Technik, die nicht mehr benötigt t entwickelnhan eine bescheidene Investition in Spezialausrüstung konnte schnell durchgeführt werden und zuverlässig, könnte bei chronischen Modellen wiederholt werden, und konnte in einer großen Anzahl von Tieren verwendet werden. Eine solche Technik Hier berichten wir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="706">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:411px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:144px;">Welch Allyn</td>
			<td align="right" style="width:83px;">21700</td>
			<td style="width:69px;">&#160;$188.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Otoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">71000</td>
			<td>&#160;$112.20</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Reuseable Speculum</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">22002</td>
			<td>&#160;$ 3.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fine Forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>18-779</td>
			<td>&#160;$107.18</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Small clamp stand to hold otoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Optional Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td>
			<td>Summit Medical</td>
			<td></td>
			<td align="right">$3,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Flexivent (Animal Ventilator)</td>
			<td>SCIREQ</td>
			<td></td>
			<td align="right">$35,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Intravenous catheter (20 ga x 1 inch)</td>
			<td>BD</td>
			<td align="right">381233</td>
			<td>&#160;$&#160; 9.62</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft</td>
			<td>Intramedic, Clay-Adams</td>
			<td align="right">427401</td>
			<td>&#160;$115.70</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td>
			<td>Butler</td>
			<td align="right">23061</td>
			<td>&#160;$10.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Xylazine (100 ml bottle)</td>
			<td>Vedco</td>
			<td align="right">24105</td>
			<td>&#160;$20.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane (250 ml bottle)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>&#160;$15.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NDC 0069-0094-01</td>
			<td align="right">$15.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope

Mäusen, sowohl Wildtyp-und transgenen, sind die wichtigsten Säugetiermodell in der biomedizinischen Forschung aktuell. Intubation und Beatmung sind für ganze Tierversuche, die eine Operation unter Vollnarkose oder tiefe Messungen der Lungenfunktion benötigen notwendig. Tracheotomie, hat den Standard für Intubation der Atemwege in diesen Mäusen die mechanische Belüftung zu ermöglichen. Orotracheale Intubation ist wegen der erheblichen technischen Schwierigkeiten oder eine Anforderung für hoch spezialisierte und teure Ausrüstung wurde berichtet, aber nicht erfolgreich in vielen Studien verwendet. Hier berichten wir über eine Technik der direkten Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum ausgestattet und mit einer 20 G intravenösen Katheter als Endotrachealtubus. Wir haben diese Technik umfassend und zuverlässig zur intubieren und führen eine genaue Beurteilung der Lungenfunktion bei Mäusen. Diese Technik hat sich als sicher erwiesen, im Wesentlichen ohne Tierverlust in erfahrenen Händen. Darüber hinaus ist diese Technikkann für wiederholte Untersuchungen von Mäusen chronische Modelle verwendet werden.

Intubation mit dem obigen Verfahren ist zuverlässig und schnell. Die geeignete Platzierung des Endotrachealtubus ist am einfachsten durch die Beobachtung ausgeatmeten Gas aus dem Blasentaucht Ausatmungsglied verifizierter die des Beatmungskreislauf (in der Regel in einem PEEP-Falle) und negativen Auslenkungen auf einer Atemwegsdruck Verfolgung (Fig. 1). Die negativen Ausschläge auf Atemwegsdruck Verfolgung sind die zuverlässigsten. Andere haben die Bewegung einer kleinen Flüssigkeitströpfchen in in...

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Wir haben eine einfache, zuverlässige und relativ kostengünstiges Verfahren zur Intubation bei Mäusen durch direkte Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum entwickelt. Diese Technik ist atraumatisch und für wiederholte Messungen bei chronischen Experimente eingesetzt werden. Wir finden es besser als zuvor berichtet, Tracheostoma oder chirurgischen Techniken.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

30.8K Aufrufe.  VA San Diego Healthcare System.  Wir haben eine einfache, zuverlässige und relativ kostengünstiges Verfahren zur Intubation bei Mäusen durch direkte Laryngoskopie mit einem Otoskop mit einem 2,0-mm-Spekulum entwickelt. Diese Technik ist atraumatisch und für wiederholte Messungen bei chronischen Experimente eingesetzt werden. Wir finden es besser als zuvor berichtet, Tracheostoma oder chirurgischen Techniken. 

Serie: Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

Mittels quantitativer real-time PCR zum Donor Cell Engraftment in einem Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Modell fest

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

Forschung

Medizin

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

Heterotope Mucosal-Transplantationsverfahren für Direkt Drug Delivery zum Gehirn bei Mäusen

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Blinde Endotrachealintubation bei neonatalen Kaninchen

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

Direkte Medikamentenabgabe an die Niere über die Nierenarterie

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Endotracheale Intubation mit einem flexiblen Intubationsendoskop als standardisiertes Modell für ein sicheres Atemwegsmanagement bei Schweinen

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

<meta charset="utf8"></head><body>Tracheotomie-basiertes endotracheales Intubationsprotokoll für Rattenmodelle, die nicht überleben

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...