AB dankt der National Science Foundation für die Förderung im Rahmen der Cyber-Physical Systems Programm (1239243) und Division of Undergraduate Education (1245680); und der Defense Advanced Research Project Agency (DARPA) für die Unterstützung der frühen Phasen dieser Arbeit. Die früheren Stadien dieser Arbeit wurde von Prof. AB in Amit Lal Labor an der Cornell University durchgeführt. Dank AB Ayesa Sinha und Prof. Lal für experimentelle Beratung und Ideenfindung in diesem Stadium. Manduca sexta (Linnaeus 1763) wurden aus einer Kolonie von der Abteilung für Biologie an der Duke University, Durham, NC, USA gepflegt erhalten. Motten wurden innerhalb von 5 Tagen nach dem Schlüpfen verwendet. Wir möchten Triangle Biosystems International, vor allem David Juranas und Katy Millay für ihre ausgezeichnete technische Unterstützung und Nutzung ihrer Neuroware System danken. Wir möchten auch an Will Caffey für seine Hilfe während der Experimente danken.

HINWEIS: Die Quelle der Materialien und Reagenzien benötigt, um das Protokoll zu folgen ist in der &quot;Reagenzien&quot; Tabelle unten. 1. Vorbereitung Printed Circuit Boards (PCB) für die Aufnahme Elektrodenanschluss HINWEIS: Um eine praktische experimentelle Verfahren bereitzustellen, werden Drahtelektroden auf eine Leiterplatte gelötet, um diese Elektroden in eine FFC (flexible Flachkabel)-Buchse steckt. <ol><li> Schneiden Sie ein 0.5x5 cm 2 Stück Kupfer verkleidet Laminat. </li><li> Mit einer feinen Spitze Marker, ziehen drei 0.1x5cm 2 Rechteck Pads als Ätzen Maskenmustern. </li><li> Ätzen des freiliegenden Laminat mit einem PCB-Ätzmittel in einem belüfteten Bereich oder Abzug. Decken Sie etwa 1 cm der Länge des Laminat Ausschnitt mit nicht-reaktiven Band. Füllen Sie einen Messbecher mit mindestens 100 ml PCB Ätzmittel und Band die Kupferlaminat Ausschnitt, um das Innere der Messbecher mit Klebeband. Die Hälfte der Kupferlaminat cutout ist in der PCB-Ätzmittel eingetaucht werden. </li><li> Das Becherglas wird auf einer rotierenden Plattform 20 Minuten. </li><li> Entfernen Sie den Ausschnitt aus dem Ätzmittel und legen Sie sie in einen Becher mit Wasser für 10 Minuten gefüllt. </li><li> Mit einem Seidenpapier, gelten Isopropyl-Alkohol und entfernen Sie die Markierungen, die nicht geätzten Kupfer-Pads aus. </li><li> Ca. 1 cm lange Schneiden Sie die Leiterplatte in kleinere Quadrate. </li><li> Schneiden Sie zwei Stücke von beschichteten, geglüht, Edelstahldraht (0,11 &quot;beschichtet, 0,008&quot; nackte) mit einer scharfen Klinge auf Längen von jeweils 3 cm. Diese Stücke von rostfreiem Stahldraht sind die aktiven Elektroden, die in den Thorax der Insekten eingesetzt werden. </li><li> Verwendung einer Klinge, entfernen 4-5 mm von der Kunststoffbeschichtung von jedem Ende jedes Drahtes. Verwendung eines Mikroskops wird empfohlen. </li><li> Schneiden Sie ein 0,7 cm Stück isolierten Edelstahldraht, um ein Spitzenverlängerung für die Masseelektrode erstellen. Die Beschichtung zu entfernen Sie vorsichtig mit einem Messer oder schmelzen sie mit der Hitze eines Löten irauf, wie in Schritt 1.9 durchgeführt. </li><li> Für die Masseverbindung, schneiden ein Stück flexibel (Litzen oder Induktivität) Draht auf eine Länge von 4,5 cm. </li><li> Löten Sie das 0,7 cm Stück Edelstahl in Schritt 1.10 auf den Boden Anschlussdraht in Schritt 1.11, hergestellt. Eine freiliegende Stahlspitze sollte am Ende der Masseverbindung ist. </li><li> Kleben Sie die vorbereitete Elektrodenplatte fest mit dem Löten Arbeitsbereich mit einem nicht-reaktiven Band. Verwenden Sie das Band an alle, aber 1-2 mm von den Pads auf der Leiterplatte, wo die Elektroden wird gelötet werden maskieren. Diese maskierten, lötfreie Ende der Pads in die in Schritt 4.1 beschrieben FFC Verbinder eingesetzt werden. </li><li> Ausrichten der drei Elektrodenleitungen, so dass ein Ende jedes zu den entsprechenden Pads auf der Elektrodenplatte gelötet werden. Bewerben Edelstahl Fluss über die Elektroden-Pads für eine einfachere Löten. </li><li> Löten jede der freiliegenden Elektroden auf den Pads. </li><li> Die Elektroden tauchen in Aceton und Isopropylalkohol für 10 minjeweils um die Lotreste reinigen. Verwendung eines Ultraschallbades verbessert die Reinigungsleistung. </li></ol> 2. Chirurgische Insertion in die Manduca Sexta Puppen HINWEIS: Die Insekten werden während der Übergänge zwischen Tag und Nacht aktiv sein. Daher sollte ein künstlicher Tag / Nacht-Zyklus innerhalb einer Insektenkammer mit Hilfe der automatischen Timer Steckdose eingerichtet werden. Diese sollte auf eine 7 Stunden und 17 Stunden dunkel Lichtzyklus zu simulieren. <ol><li> Untersuchen Sie die Manduca sexta Puppen täglich, eine geeignete Einführungszeit zu bestimmen. Die Puppen sind bereit zum Einsetzen ungefähr einen Tag, nachdem die Flügel weisen dunkle Flecken. </li><li> Um die Puppen zu betäuben, legen Sie sie in den Kühlschrank (4C) für ca. 6 Stunden. </li><li> Bereiten Sie die Einfügemarke Arbeitsbereich. Der Arbeitsbereich sollte Isopropyl-Alkohol, scharfe Pinzette, Messer, und eine 30 G Injektionsnadel gehören. Als Option können Cyanoacrylat-Klebstoff verwendet wird, um die Elektrode Fixierung zu verbessern.</li><li> Sterilisieren Sie die Nadel, Pinzette, und die Elektroden, die durch Eintauchen in oder Abwischen mit Isopropyl-Alkohol. </li><li> Entfernen Sie die Puppe aus dem Kühlschrank und überträgt es auf den Arbeitsbereich. </li><li> Bestimmen Sie den Speicherort auf den Brustkorb, die zum Muskelgruppe von Interesse entspricht. Der Schwerpunkt der Arbeit in diesem Beispiel ist die dorsoventraler Muskeln für Flügel Aufschlag Bewegung verantwortlich. </li><li> Mit einem scharfen Messer vorsichtig kratzen ein 1x1 cm 2 Rechteck durch die exocutical Schicht. Mit der Pinzette langsam ablösen diese Stücke. </li><li> (Optional) Verwenden Sie einen Staubsauger an Flügel Haar von der freigelegten Bereich des Brustkorbes zu entfernen. </li><li> Sie die Nadel langsam ca. 5 mm in die mesothorax wo die Flügel zu befestigen, um den Brustkorb zu beiden Punkten gezielt den Muskelgruppe zu erstellen. </li><li> Mit einer Pinzette, führen die beiden Aufzeichnungselektroden in die beiden Einstichstellen. </li><li> (Optional) Zur Verbesserung der mechanischen Festigkeit, reinigen Sie die Haare um die Elektrodenund großzügig Cyanacrylatklebstoff anwenden um jeden Einfügemarke auf den Brustkorb mit einem Draht-Applikator. </li><li> Bereiten Sie einen Käfig für Entstehung mit der richtigen Material (rau und texturierte), die die Wände und die Decke, so dass die Insekten können beim Austritt klettern. Perforierte Kartonschachteln oder Packpapier verwendet werden. </li><li> Bereiten Sie eine starre Fixierung Stick mit etwa 6 cm Länge und 2 mm Durchmesser. Rührstäbchen, einem Wattebausch oder Metalldrähte können für diesen Schritt verwendet werden. </li><li> Schieben Sie diesen Stick durch das Loch unter dem vorstehenden Rüssel. </li><li> Fix beide Seiten der Stick auf den Käfig Fläche, so dass die Puppe kann nicht wälzen. Positionieren Sie die Puppe im Inneren des Käfigs, so dass die mesothorax nach oben zeigt. Umfangreiche Bewegung kann zu Schäden an der Elektrode, Verlust von Hämolymphe verursachen, oder machen das Einsetzen nutzlos. </li></ol> 3. Einsetzen der Masseelektrode in Manduca Sexta HINWEIS: Der Boden (sieheReferenzelektrode) sollte in den Bauch oder distalen Teile des Thorax eingeführt werden, um die Signalkopplung zu vermeiden. Diese Einführung kann entweder während der späteren Stadien der Puppenentwicklung oder nachdem der Insekten hervor erfolgen. Das Fenster für die Masseelektrode im Puppenstadium entweder für einen Erwachsenen oder Puppenstadium Masseelektrode Insertion hergestellt werden. <ol><li> Für Puppenstadium Einfügen: nach dem Schälen der mesothorakalen Nagelhaut um den aktiven Elektrode (siehe Schritt 2.7), kratzen ein weiteres Rechteck durch die exocutical Schicht auf der dorsalen Abdomen in der Nähe des Thorax (ca. 0.5x0.5 cm 2) mit der 30 G Injektions Nadel. Legen Sie die Masseelektrode in dieses Fenster mit dem im Abschnitt 2 beschriebenen Technik. </li><li> Für die Stufe Masseelektrode Einsetzen Erwachsenen: einmal das Insekt hat sich gezeigt, legen Sie sie im Kühlschrank bei 4 ° C für 6 bis 24 Stunden zu immobilisieren. Die restlichen Schritte sind die gleichen für beide Puppen und erwachsenen Stadium Insertionen. </li><li> Bereiten Sie die Insertion<html> tion Arbeitsbereich einschließlich Isopropyl-Alkohol, scharfe Pinzette, einer 30 G Injektionsnadel, Sekundenkleber, ein Stück Draht zum Auftragen von Leim, einer thermischen cauterizer (optional) und einem Dentalwachs-Stick (optional). </li><li> Suchen Sie eine Einfügemarke etwa 1-2 cm von der Aufzeichnungselektroden entlang der hinteren Bauch. </li><li> Sie die Nadel langsam, um den Bauch zu punktieren und bieten eine Einführungsstelle. </li><li> Mit einer Pinzette die Masseelektrode vorsichtig in die Einstichstelle und Druck ausüben, bis sie 3-4 mm tief ist. Halten Sie die Elektrode an Ort und Stelle und mit einem Draht zu kleben rund um die Einstichstelle bewerben. </li><li> (Optional) Zur Verbesserung der mechanischen Festigkeit, verwenden Sie die thermische cauterizer und sammeln eine kleine (2-3 mm) Perlen aus Wachs an der Spitze. Setzen Sie die Spitze in der Nähe der Einstichstelle und erwärmen, so dass das Wachs umgibt die Elektrode und hält es fest sitzt. </li></ol> 4. Vorbereitung der Adapterkarte NHALT &quot;&gt;. HINWEIS: Ein Adapterplatte wird benötigt, um die Elektrodenplatte mit dem drahtlosen Aufnahme heads durch eine FFC (Flexible Flachbandkabel)-Anschluss verbinden Dazu ein Brett ähnlich der Elektrodenplatte muss durch folgende Schritte vorbereitet werden 1,1 bis 1,7 . <ol><li> Löten Sie einen FFC-Stecker an einem Ende der vorbereitet Bord. </li><li> Löten drei 30 AWG (American Wire Gauge) anschließen Drähte zu drei Pads auf der anderen Seite. </li><li> Löten drei Mini-Anschlüsse zu den drei Kontaktstellen auf der Adapterplatine für die Oszilloskop-Messwerte als in der nächsten Stufe beschrieben. </li><li> Löten Sie das andere Ende dieser drei Drähte an der heads Anschluss. </li><li> Sichern Sie die headsLeiterPlatte, auf der Oberseite des Schweberahmen. </li></ol> 5. Voraufzeichnung mit Oszilloskop (Optional) HINWEIS: Um die Zuverlässigkeit der Elektroden zu beurteilen und beobachten das Signal-Rausch-Verhältnis, Fessel Oszilloskop-Aufnahmen können vor der Bereitstellung der wirel erhalten werdeness Aufzeichnungssystem. Die Mini-Draht-Anschlüsse auf der Adapterplatine sollte dafür verwendet werden. <ol><li> Schließen Sie das Oszilloskop an einen extrazellulären neuronalen Aufzeichnungsverstärker. Einstellen der Parameter des Verstärkers an eine Hochpass-Grenzfrequenz von 1 Hz, einen Tiefpass-Grenzfrequenz von 20 kHz und einer Verstärkung von 100. </li><li> Schließen Sie jede der weiblichen Mini-Draht-Anschlüsse auf der Adapterplatine mit den Verstärkereingangskanäle. </li><li> Entfernen Sie das Insekt mit der implantierten Elektrodenplatte aus dem Käfig, wenn es in einem aktiven Zustand (während der Morgendämmerung Zeit). Legen Sie ein Stück Seidenpapier unter der Insekten für sie zu ruhen, bevor Messungen vorgenommen werden. </li><li> Mit einer Pinzette, schieben Sie die Elektrodenplatte in die FFC-Rezeptor auf der Adapterplatine. Beachten Sie eine flache und Niederspannungsausgangs, wenn das Insekt ruht und die Erzeugung von Elektromyogramm (EMG) Spikes als das Insekt mit den Flügeln schlägt. HINWEIS: Siehe Abschnitt 6: Beobachten Insektenflug mit dem Wireless-Aufnahmesystem für representative Oszilloskop Ergebnisse. </li><li> Anpassen der Anzeigeparameter des Oszilloskops nach Bedarf. Erfassen Sie die Daten auf dem Oszilloskop und speichern Sie die Daten. </li></ol> 6. Observing Insect Flug mit dem Wireless-Aufnahmesystem HINWEIS: Eine elektromagnetische Schwebeplattform kann für die drahtlose Erfassung von EMG-Signale während Manduca sexta Fesselflug gebaut werden. Die Schwebeplattform besteht aus einem Rahmen ausgebildet, um einen Halteseilmechanismus auszugleichen. Das ermöglicht es dem Schweberahmen und damit das Insekt, bei der Prüfung ohne den Zwang Anbinden Drähte Gieren. Der Rahmen kann Rapid-Prototyp mit einem Fused Deposition Modeling (FDM)-Maschine. Ein Magnet muss an der Unterseite dieser Rahmen durch eine Reihe von Magneten in der Basisplattform Schwebe werden angebracht werden. Das Insekt an dem FFC Verbinder von der Oberseite des Rahmens aufgehängt ist. Diese schwebenden Plattform innerhalb der LED-Arena, die usin gebaut wurde entfernt60 g Platten einer Anordnung von 5x7 einzelnen LEDs zusammengesetzt. Dieses System wurde auf bewährte Methoden für die Entwicklung einer Umgebung für visuelle Stimulation von Fruchtfliegen, 15, 16, 17 basiert. Die Arena ist von einem Mikrocontroller so Simulation sowohl im Uhrzeigersinn und entgegen dem Uhrzeigersinn eine Drehung sowie Steuerung der Drehgeschwindigkeit gesteuert. <ol><li> Richten Sie die WLAN-Aufzeichnungssystem, indem Sie den heads auf der Adapterplatine Anschluss auf der Schwebeplattform. </li><li> Entfernen Sie die Insekten aus dem Käfig, wenn es in einem aktiven Zustand vorzugsweise während der Dämmerung der Zeit. </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig die Elektrodenplatte einfügen in die FFC-Rezeptor auf der Schweberahmen, so dass das Insekt fest im Setup eingestellt. </li><li> Setzen Sie den Magnetstab in der Nähe der Magnetschalter an der heads um drahtlose Datenübertragung zu aktivieren. Ein blaues Licht auf die anzeigt, dass die heads aktiv ist gekommen. </li><li> Schalten Sie das Licht in derRaum für völliger Dunkelheit. Eine rote Lampe kann verwendet werden, um Licht in den Raum hinzuzufügen. Öffnen Sie die Telemetriedatenerfassungs-Software auf einem Computer und wählen Sie die entsprechende Konfigurationsdatei vorgespannten, wenn vorgesehen ist. Starten Sie die Datenerfassung, um die Betrachtung Signale beginnen. </li><li> Wählen Sie das entsprechende Benutzerschnittstelle zur Beobachtung der EMG-Signale auf dem Wireless-Aufzeichnungssystem, eine zuverlässige drahtlose Verbindung und Elektroden Betrieb zu gewährleisten. </li><li> Schalten Sie alle LED Arena Komponenten: Geregelte Gleichstromversorgung und Mikrocontroller. Der Mikrocontroller kann die Umdrehungen pro Minute der zyklischen Lichtmuster einstellen und kann auch die Richtung des Lichtdreh steuern. </li><li> Langsam Gleichgewicht der Schwebeplattform in der Arena. Ausrichten des Rahmens über der Mitte des Schwebebasis sorgfältig, da sonst der Rahmen wird schnell auf den Boden gezogen werden, möglicherweise Verletzungen des Insekts. </li><li> Starten Sie die Videoaufzeichnungssystem. </li><li> Wählen Sie die entsprechende Registerkarte Aufnahme der SoftwareSchnittstelle. Bestimmen Sie die Aufnahmezeit und Dateispeicherziel. Wählen Sie die entsprechenden Ausgabe-Einstellungen, um die Daten zu speichern. Klicken Sie auf die Start-Taste, um eine Aufnahme-Session in der Software initiieren. So sparen Sie die Datendatei, die in numerische Rechenumgebungen importiert werden kann. </li><li> Beobachten, wie das Insekt fliegt in der Richtung, die mit der Bewegung der LEDs entspricht. Kehren Sie die Richtung der LEDs und bestätigen, dass die Insekten die Richtung umkehrt. Führen Sie dies so oft wie gewünscht. </li></ol>

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Authors have no conflict of interest in this study.

Es gibt mehrere wichtige Schritte bei der chirurgischen Insertion der Aufzeichnungselektroden, die die Fähigkeit, Daten in den späteren Schritten des Protokolls aufzunehmen beeinflussen. Die Aufzeichnungselektroden sollten in der Puppe einen Tag nach der ausstellenden Flügel Flecken auf seiner dorsalen Seite eingefügt werden. Wenn das Einsetzen von zwei oder mehr Tage nach diesem Zeitpunkt durchgeführt wird, wird das Insekt die Gewebe nicht genug Zeit, um sich zu entwickeln und stabilisieren die Elektroden eingeset...

Einfügen von Elektroden, auch mit angehängten elektronischen Systemen, um Insekten zur telemetrischen Aufnahme-Anwendungen, hat eine große Methode, wie neuronale Systeme funktionieren bei Naturflug 1 zu verstehen. Der An-oder Einbau künstlicher Systeme in Insekten hat viele Herausforderungen, denen das Potenzial, die natürlichen Flug der Insekten stören gestellt. Oberflächliche Anhang oder chirurgische Einsetzen von künstlichen Plattformen im erwachsenen Insekt ist unzuverlässig wegen der möglichen Verschiebung der eingesetzten Geräte durch Körper-induzierte Trägheitskräfte und Stress verursacht werden. Oberflächlich angebracht oder chirurgisch eingeführt Elektroden anfällig für von den Insekten als Fremdkörper zurückzuweisen sind. Darüber hinaus ist die Implantation erfordert die Entfernung von Schuppen und Haufen rund um den Exoskelett. Der dicke Schuppenschicht muss auch für chirurgische Innervationen, die Sicherheiten Gewebeschäden führen können durchdrungen werden, was mit dem natürlichen Flug der Insekten stören. Alle tiese Faktoren können eine chirurgische oder oberflächliche Implantation eine schwierige und heikle Aufgabe zu machen. Um diese Bedenken in externes Anbringen Steuerung und Sensorsysteme für die Insekten beteiligt zu lindern, wird ein neues Verfahren mit metamorphen Wachstums in diesem Artikel beschrieben werden. Die Entwicklung der metamorphen holometabolen Insekten beginnt mit der Umwandlung der Larve (oder Nymphe) in einen Erwachsenen mit einem Zwischenpuppenstadium (Abbildung 1). Die Metamorphose Prozess beinhaltet eine umfangreiche Neuprogrammierung Gewebe einschließlich Degeneration gefolgt von Umbau. Diese Transformation macht aus einem terrestrischen Larve zu einem erwachsenen Insekt demonstrieren mehrere komplexe Verhaltensweisen 2,3. Das Überleben der Insekten nach extremen Parabiose Operationen hat sich gezeigt, wo die Operationen wurden in den frühen Stadien metamorphen 4,5 durchgeführt. Bei diesen Operationen, die Entwicklungs Histogenese caused Operationswunden in kürzere Laufzeiten repariert werden. Aufgrund dieser Beobachtungen wurde eine neue Technik entwickelt, bei dem die Implantation von elektrisch leitenden Elektroden während der Anfangsphase der metamorphen Wachstum (Fig. 1) durchgeführt. Dies ermöglicht eine sichere Befestigung biomechanisch auf das Insekt 6. Eine sehr zuverlässige Schnittstelle ist auch mit neuronalen und neuromuskuläre Systeme 7 des Insekts gesichert. Diese Technik wird als &quot;Early Metamorphosis Insertion Technology&quot; (EMIT) 8 bekannt. Nach dem Wiederaufbau der gesamten Gewebesystem, Strukturen in der Puppe gesteckt entstehen mit dem erwachsenen Insekt. Flugmuskelgruppen machen bis zu 65% der Gesamtkörpermasse thorakalen und somit ist eine relativ bequeme Zielscheibe für die EMIT Verfahren 9. Während der Grundflügelschlag, die Veränderungen in der Morphologie des Flugstromversorgung dorsolongitudinal (dl) und dorsoventraler (dv) Muskeln verursachen die Flügel articulatIonen-Geometrie, um den Auftrieb zu erzeugen 10. Deshalb ist die funktionelle Koordination von dl und dv Muskeln hat ein aktives Forschungsgebiet Neurophysiologie unter der Flug gewesen. Tethering Insekten in elektronisch programmiert visuelle Umgebungen wurde für die Untersuchung der Neurophysiologie von komplexen Bewegungsverhalten 11,12 die häufigste Methode. Zylindrische Arenen der Leuchtdiode Platten zusammengesetzt wurden für diese Virtual-Reality-Umgebungen, in denen fliegende Insekten sind in der Mitte angebunden und die Bewegung wird durch die dynamische Aktualisierung die umliegende Panorama-Sichtanzeige simuliert verwendet. Im Falle kleinerer Insekten, wie Fruchtfliege Drosophila wird Anbinden durch Anbringen eines Metallstift auf den dorsalen Thorax der Insekten und Platzieren des Stifts unter einem Dauermagneten 13,14 erreicht. Diese Methode erlaubt nur Quantifizierung der motorischen Reaktionen durch visuelle Beobachtungen mit Hochgeschwindigkeitskameras ohne elektrophysiologische Analysen. Darüber hinaus diese Method ist ineffizient, die größer und schwerer Körper von Manduca sexta auszusetzen. Um dieses Problem zu lösen, profitierten wir von magnetisch schwebende Bilder, bei denen geringes Gewicht Rahmen mit Magneten, ihre Unterseite angebracht werden durch elektromagnetische Kräfte schwebte. Wenn mit handelsüblichen neuronalen Verstärker und LED-Arrays kombiniert, bietet diese eine Plattform, um Flug-Motorleistung zu kontrollieren und erfassen die bezogene Elektrophysiologie des Manduca sexta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="579">
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Coated stainless steel wire</td>
			<td style="width:113px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:137px;">791900</td>
			<td style="width:135px;">0.008&#8217;&#8217; bare, 0.011&#8217;&#8217; coated, annealed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Flexible electrode wire</td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;">Litz or inductor wire can be used.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:195px;">Surface-mount FFC connector</td>
			<td style="width:113px;">Hirose Connector</td>
			<td style="width:137px;">FH28E-20S-0.5SH(05)</td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Tweezers</td>
			<td style="width:113px;">Grobet USA</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Clean with 70% alcohol before use on the insect.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">Kim-Wipes</td>
			<td style="width:113px;">Kimberly-Clark Worldwide</td>
			<td style="width:137px;">34155</td>
			<td style="width:135px;">Any size delicate-wipe tissues can be used.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Teflon tape</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">5 mm width Teflon tape.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Hypodermic Needle</td>
			<td style="width:113px;">Becton Dickinson &#38; Co.</td>
			<td style="width:137px;">30511</td>
			<td style="width:135px;">20-30 gauge hypodermic needle can be used. Video showed 30 gauge.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Rigid Fixation Stick</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Variety of materials can be used (e.g. coffee stirrers)</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:195px;">Insect Emergence Cage</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Plastic pet cage lined with packing paper or similar padding. Ventilation holes are needed.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Thermal Cauterizer</td>
			<td style="width:113px;">Advanced Meditech International</td>
			<td style="width:137px;">CH-HI CT2103 (tip)</td>
			<td style="width:135px;">Optional equipment used for application of dental wax.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:195px;">Dental Wax</td>
			<td style="width:113px;">Orthomechanics LC., Broken Arrow, Oklahoma</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Optional material used for stabilizing the electrodes on the insect.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">Magnetic Levitation Platform</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">Custom designed frame fabricated in-house with 3D prototyping</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">CA40 Instant Adhesive</td>
			<td style="width:113px;">3M</td>
			<td style="width:137px;">62-3803-0330-5</td>
			<td style="width:135px;">Avoid skin contact. Use gloves when handling.</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:195px;">70% Isopropyl alcohol</td>
			<td style="width:113px;">store brand</td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;">Commercially available from many suppliers.</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:195px;">PCB Etchant</td>
			<td style="width:113px;">RadioShack</td>
			<td style="width:137px;">276-1535</td>
			<td style="width:135px;">Toxic if swallowed or ingested, skin irritant&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:195px;"></td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EQUIPMENT:</td>
			<td style="width:113px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:195px;">Name of Reagent/Material</td>
			<td style="width:113px;">Company</td>
			<td style="width:137px;">Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="231">
			<td height="231" style="height:231px;width:195px;">TBSI Neuroware Software</td>
			<td style="width:113px;">Triangle Biosystems International</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">NeuroWare v1.4. Software for importing .nex files obtained at Technologies, N. NeuroExplorer Code and Scripts. (2012).at http://www.neuroexplorer.com/code.html</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:195px;">TBSI Wireless Recording System</td>
			<td style="width:113px;">Triangle Biosystems International</td>
			<td style="width:137px;">W5 FI</td>
			<td style="width:135px;">USB Base station, headstage unit, charger</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">16 Channel Amplifier A-C Amplifier</td>
			<td style="width:113px;">A-M Systems&#160;</td>
			<td style="width:137px;">950000</td>
			<td style="width:135px;">Model 3500 (110 V)</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:195px;">Oscilloscope&#160;</td>
			<td style="width:113px;">Agilent Technologies&#160;</td>
			<td style="width:137px;">DSO1014A</td>
			<td style="width:135px;">Oscilloscope, 100 MHz, 4 channel</td>
		</tr>
		<tr height="120">
			<td height="120" style="height:120px;width:195px;">Microscope</td>
			<td style="width:113px;">N/A</td>
			<td style="width:137px;">N/A</td>
			<td style="width:135px;">5x magnification microscope to assist visualization during electronics construction.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:195px;">Ultrasonic Cleaner</td>
			<td style="width:113px;">ColeParmer</td>
			<td style="width:137px;">EW-08848-10</td>
			<td style="width:135px;">Ultrasonic Cleaner with Timer,&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

early metamorphic insertion technology for insect flight behavior monitoring

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on insects during their metamorphic development. Here, the implants are fused within the structure and function of the neuromuscular system as a result of metamorphic tissue remaking. The implants emerge with the insect where the development of tissue around the electronics during pupal development results in a bioelectrically and biomechanically enhanced tissue interface. This relatively more reliable and stable interface would be beneficial for many researchers exploring the neural basis of the insect locomotion with alleviated traumatic effects caused during adult stage insertions. In this article, we implant our electrodes into the indirect flight muscles of Manduca sexta. Located in the dorsal-thorax, these main flight powering dorsoventral and dorsolongitudinal muscles actuate the wings and supply the mechanical power for up and down strokes. Relative contraction of these two muscle groups has been under investigation to explore how the yaw maneuver is neurophysiologically coordinated. To characterize the flight dynamics, insects are often tethered with wires and their flight is recorded with digital cameras. We also developed a novel way to tether Manduca sexta on a magnetically levitating frame where the insect is connected to a commercially available wireless neural amplifier. This set up can be used to limit the degree of freedom to yawing &#8220;only&#8221; while transmitting the related electromyography signals from dorsoventral and dorsolongitudinal muscle groups.

Eine schematische Darstellung der Gesamt EMIT-Verfahren ist in Fig. 1 dargestellt, welche die Hauptphasen des hawkmoth der metamorphen Zyklus und den entsprechenden Elektrodeneinführungsschritte. Das Einsetzen der Elektrode sollte in den späten Puppenstadium 4 bis 7 Tage vor dem Schlüpfen durchgeführt werden. Dadurch können die Muskelfasern um die Elektroden zu entwickeln und zu sichern, das Implantat im Insekt. Das typische Ergebnis einer abgeschlossenen spät Einsetze...

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Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

Frühe Metamorphic Insertion Technologie für Fluginsektenverhaltensüberwachung

Early Metamorphosis Insertion Technology (EMIT) is a novel methodology for integrating microfabricated neuromuscular recording and actuation platforms on ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

14.4K Aufrufe.  North Carolina State University. We present a novel surgical procedure to implant electrodes in Manduca sexta during its early metamorphic stages. This technique allows mechanically stable and electrically reliable coupling with the neuromuscular tissue to study flight neurophysiology dynamics. We also present a novel magnetic levitation platform for tethered studies of insect yaw.

Serie: Early Metamorphic Insertion Technology for Insect Flight Behavior Monitoring

Examining Recall Memory in Infancy and Early Childhood Using the Elicited Imitation Paradigm

The ability to recall the past allows us to report on details of previous experiences, from the everyday to the significant. Because recall memory is commonly assessed using verbal report paradigms in adults, studying the development of this ability in preverbal infants and children proved challenging. Over the past 30 years, researchers have developed a non-verbal means of assessing recall memory known as the elicited or deferred imitation paradigm. In one variant of the procedure, participants are presented with novel three-dimensional stimuli for a brief baseline period before a researcher demonstrates a series of actions that culminate in an end- or goal-state. The participant is allowed to imitate the demonstrated actions immediately, after a delay, or both. Recall performance is then compared to baseline or to performance on novel control sequences presented at the same session; memory can be assessed for the individual target actions and the order in which they were completed. This procedure is an accepted analogue to the verbal report techniques used with adults, and it has served to establish a solid foundation of the nature of recall memory in infancy and early childhood. In addition, the elicited or deferred imitation procedure has been modified and adapted to answer questions relevant to other aspects of cognitive functioning. The broad utility and application of imitation paradigms is discussed, along with limitations of the approach and directions for future research.

The elicited imitation procedure was established to examine the development of recall memory in infancy and early childhood. This procedure has been widely used to establish a solid foundation of the nature of recall memory in infancy and early childhood.

Untersuchen Recall Memory im Säuglings- und Kleinkind Mit dem elizitierte Imitation Paradigm

The ability to recall the past allows us to report on details of previous experiences, from the everyday to the significant. Because recall memory is ...

Forschung

Verhalten

Protocol for Data Collection and Analysis Applied to Automated Facial Expression Analysis Technology and Temporal Analysis for Sensory Evaluation

We demonstrate a method for capturing emotional response to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial expression analysis (AFEA) software. Additionally, we demonstrate a method for extracting relevant emotional data output and plotting the emotional response of a population over a specified time frame. By time pairing each participant's treatment response to a control stimulus (baseline), the overall emotional response over time and across multiple participants can be quantified. AFEA is a prospective analytical tool for assessing unbiased response to food and beverages. At present, most research has mainly focused on beverages. Methodologies and analyses have not yet been standardized for the application of AFEA to beverages and foods; however, a consistent standard methodology is needed. Optimizing video capture procedures and resulting video quality aids in a successful collection of emotional response to foods. Furthermore, the methodology of data analysis is novel for extracting the pertinent data relevant to the emotional response. The combinations of video capture optimization and data analysis will aid in standardizing the protocol for automated facial expression analysis and interpretation of emotional response data.

A protocol for capturing and statistically analyzing emotional response of a population to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial expression analysis software is described.

Protokoll für die Datenerhebung und Analyse Applied zu Automatische Gesichtsausdruck Analysis Technologie und zeitliche Analyse für die sensorische Prüfung

We demonstrate a method for capturing emotional response to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial ...

An Objective and Child-friendly Assessment of Arm Function by Using a 3-D Sensor

Progressive and irreversible muscle atrophy characterizes Spinal Muscular Atrophy (SMA) and other similar muscle disorder diseases. Objective assessment of muscle functions is an essential and important, although challenging, prerequisite for successful clinical trials. Current clinical rating scales restrain the movement abnormalities to certain predefined coarse-grained individual items. The Kinect 3-D sensor has emerged as a low-cost and portable motion sensing technology used to capture and track people&#39;s movement in many medical and research fields. A novel approach using this 3-D sensor was developed and a game-like test was designed to objectively measure the upper limb function of patients with SMA. The prototype test targeted joint movement capability. While sitting in a virtual scene, the patient was instructed to extend, flex, and lift the whole arm in order to reach and place some objects. Both kinematic and spatiotemporal characteristics of upper limb movement were extracted and analyzed, e.g., elbow extension and flexion angles, hand velocity, and acceleration. The first study included a small cohort of 18 ambulant SMA patients and 19 age- and gender-matched healthy controls. A comprehensive analysis of arm movement was achieved; however, no significant difference between the groups were found due to the mismatch of patient&#39;s capability and the test difficulty. Based on this experience, a second version of the test consisting of a modified version of the first game with increased difficulties and a second game targeting muscle endurance were designed and implemented. The new test has not been conducted in any patient groups yet. Our work has demonstrated the potential capability of the 3-D sensor in assessing such muscle function and suggested an objective approach to complement the clinical rating scales.

An objective measure of muscle functions is challenging especially in children. Based on a commercially available digital 3-D sensor, a child-friendly gaming test was developed to assess upper limb function for clinical trials.

Eine objektive und kinderfreundlichen Bewertung der Arm-Funktion mithilfe eines 3-d-Sensors

Progressive and irreversible muscle atrophy characterizes Spinal Muscular Atrophy (SMA) and other similar muscle disorder diseases. Objective assessment ...

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means to lure the insect into a population control or monitoring trap. Light emitting diodes (LEDs) have created customizable lighting options with specific wavelengths (colors), intensities, and bandwidths, all of which can be customized to the target insects. Photo-attraction behavioral bioassays can use LEDs to optimize the attractive color(s) for an insect species down to specific life history stages or behaviors (mating, feeding, or seeking shelter). Researchers must then confirm the bioassay results in the field and understand the limited attractive distance of the visual attractants.
The cloverleaf bioassay arena is a flexible method to assess photo attraction while also assessing a range of natural insect behaviors such as escape and feeding responses. The arena can be used for terrestrial or aerial insect experiments, as well as diurnal, and nocturnal insects. Data collection techniques with the arena are videotaping, counting contact with the lights, or physically collecting the insects as they are attracted towards the lights. The assay accounts for insects that make no-choice and the arenas can be single (noncompetitive) color or multiple (competitive) colors. The cloverleaf design causes insects with strong thigmotaxis to return to the center of the arena where they can view all the options in a competitive LED tests. The cloverleaf arena presented here has been used with mosquitoes, bed bugs, Hessian fly, house flies, biting midges, red flour beetles, and psocids. Bioassays are used to develop accurate and effective insect traps to guide the development and optimization of insect traps used to monitor pest population fluctuations for disease vector risk assessments, the introduction of invasive species, and/or be used for population suppression.

Photo-attraction bioassay arenas are used to determine the optimal light color(s) to maximize insect attraction; however bioassays and methods are specific to target insect behaviors and habitats. Customizable equipment and modifications are explained for nocturnal or diurnal and terrestrial or aerial insects.

Schlüsselelemente des Foto-Attraktion-Bioassay für Insekten Studien oder Monitoring Programme

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

A Wind Tunnel for Odor Mediated Insect Behavioural Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study insect chemical ecology. Insects can locate point sources in a three-dimensional environment through the sensory interaction and sophisticated behavior. The quantification of this behavior is a key element in the development of new tools for pest control and decision support. A wind tunnel with a suitable flight section with laminar air flow, visual cues for in-flight feedback and a variety of options for the application of odors can be used to measure complex behaviour which subsequently may allow the identification of attractive or repellent odors, insect flight characteristics, visual-odor interactions and interactions between attractants and odors lingering as background odors in the environment. A wind tunnel holds the advantage of studying the odor mediated behavioural repertoire of an insect in a laboratory setting. Behavioural measures in a controlled setting provide the link between the insect physiology and field application. A wind tunnel must be a flexible tool and should easily support the changes to setup and hardware to fit different research questions. The major disadvantage to the wind tunnel setup described here, is the clean odor background which necessitates special attention when developing a synthetic volatile blend for field application.

Here, we describe the construction and use of a wind tunnel for odor mediated behavioural assays with insects. The wind tunnel design facilitates the release of odor sources by several methods, with and without visual stimuli. Wind tunnel experiments are important methods to identify behaviorally active volatile chemicals.

Ein Windkanal für Geruch vermittelt Insekt Behavioral Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study ...

Using Flight Mills to Measure Flight Propensity and Performance of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

The western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae), is an economically important pest of corn in the northern United States. Some populations have developed resistance to management strategies including transgenic corn that produces insecticidal toxins derived from the bacterium Bacillus thuringiensis (Bt). Knowledge of western corn rootworm dispersal is of critical importance for models of resistance evolution, spread, and mitigation. Flight behavior of an insect, especially over a long distance, is inherently difficult to observe and characterize. Flight mills provide a means to directly test developmental and physiological impacts and consequences of flight in the laboratory that cannot be obtained in field studies. In this study, flight mills were used to measure the timing of flight activity, total number of flights, and the distance, duration, and speed of flights taken by female rootworms during a 22-h test period. Sixteen flight mills were housed in an environmental chamber with programmable lighting, temperature, and humidity control. The flight mill described is of a typical design, where a flight arm is free to rotate about a central pivot. Rotation is caused by flight of an insect tethered to one end of the flight arm, and each rotation is recorded by a sensor with a time-stamp. Raw data are compiled by software, which are subsequently processed to provide summary statistics for flight parameters of interest. The most difficult task for any flight mill study is attachment of the tether to the insect with an adhesive, and the method used must be tailored to each species. The attachment must be strong enough to hold the insect in a rigid orientation and to prevent detachment during movement, while not interfering with natural wing motion during flight. The attachment process requires dexterity, finesse, and speed, making video footage of the process for rootworms of value.

Using Flight Mills to Measure Flight Propensity and Performance of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera LeConte

Flight mills are important tools for comparing how age, sex, mating status, temperature, or various other factors may influence an insect&#8217;s flight behavior. Here we describe protocols to tether and measure the flight propensity and performance of western corn rootworm under different treatments.

Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) verwendet Flugmühlen zur Messung der Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms

The western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae), is an economically important pest of corn in the northern ...

Nest Building Behavior as an Early Indicator of Behavioral Deficits in Mice

Nest building is an innate behavior in male and female rodents, even when raised in laboratory settings. As such, many researchers provide rodents synthetic and/or natural materials (such as twine, tissue, cotton, paper, and hay) as a gauge of their overall well-being and as an ancillary assessment to predict the possible decline in cognition. Typically, changes in nesting behaviors, such as failure to create a nest, indicate a change in health or welfare. In addition, nesting behavior is sensitive to many environmental and physiological challenges, as well as many genetic mutations underlying pathological disease states. The following protocol describes a nesting behavior paradigm that explores the usage of four types of nesting material. In addition, the protocol utilizes intraclass correlations to demonstrate that inter-rater reliability is higher when nests are constructed out of shredded paper compared to other common nesting materials such as cotton squares, paper twists, and soft cob bedding. The chosen methodology and statistical considerations (i.e., intraclass correlation) for this assay may be of interest for those conducting experiments assessing the quality of living of mice.&#160;

Here, we present a protocol to quantify nest building behavior in mice, which is known to be impaired in several neurological disorders and diseases. This protocol examines the utility of four materials and offers the opportunity to quantify the rater agreement in scoring, improving the validity and reliability of the assay.

Nest building Behavior als Frühindikator für Verhaltensdefizite bei Mäusen

Nest building is an innate behavior in male and female rodents, even when raised in laboratory settings. As such, many researchers provide rodents ...

A Novel Pavlovian Fear Conditioning Paradigm to Study Freezing and Flight Behavior

Fear- and anxiety-related behaviors significantly contribute to an organism&#8217;s survival. However, exaggerated defensive responses to perceived threat are characteristic of various anxiety disorders, which are the most prevalent form of mental illness in the United States. Discovering the neurobiological mechanisms responsible for defensive behaviors will aid in the development of novel therapeutic interventions. Pavlovian fear conditioning is a widely used laboratory paradigm to study fear-related learning and memory. A major limitation of traditional Pavlovian fear conditioning paradigms is that freezing is the only defensive behavior monitored. We recently developed a modified Pavlovian fear conditioning paradigm that allows us to study both conditioned freezing and flight (also known as escape) behavior within individual subjects. This model employs higher intensity footshocks and a greater number of pairings between the conditioned stimulus and unconditioned stimulus. Additionally, this conditioned flight paradigm utilizes serial presentation of pure tone and white noise auditory stimuli as the conditioned stimulus. Following conditioning in this paradigm, mice exhibit freezing behavior in response to the tone stimulus, and flight responses during the white noise. This conditioning model can be applied to the study of rapid and flexible transitions between behavioral responses necessary for survival.

Defensive behavioral responses are contingent upon threat intensity, proximity, and context of exposure. Based on these factors, we developed a classical conditioning paradigm that elicits clear transitions between conditioned freezing and flight behavior within individual subjects. This model is crucial for the understanding the pathologies involved in anxiety, panic, and post-traumatic stress disorders.

Ein neuartiges Pavlovian Fear Conditioning Paradigma zur Untersuchung von Einfrieren und Flugverhalten

Fear- and anxiety-related behaviors significantly contribute to an organism&#8217;s survival. However, exaggerated defensive responses to perceived threat ...

The Participant-Reported Implementation Update and Score (PRIUS): A Novel Method for Capturing Implementation-Related Data Over Time

"Implementation" of new initiatives in healthcare settings typically encompasses two distinct components: a "clinical intervention" plus accompanying "implementation strategies" that support putting the clinical intervention into day-to-day practice. A novel clinical intervention, for example, might consist of a new medication, a new protocol, a new device, or a new program. As clinical interventions are not self-implementing, however, they nearly always require effective implementation strategies in order to succeed. Implementation strategies set out to engage healthcare providers, staff and patients in ways that increase the likelihood of the new initiative being successfully adopted, a process that often involves behavior change and new ways of thinking by participants. One of the challenges in studying implementation is that it can be difficult to collect data about the status and progress of implementation, including participants' own perspectives and experiences concerning implementation to date. This protocol describes a novel method for collecting and analyzing data related to ongoing implementation called the Participant-Reported Implementation Update and Score, or PRIUS. The PRIUS method allows for the efficient and systematic capture of qualitative and quantitative data that can provide a detailed and nuanced account of implementation over time and from multiple viewpoints. This longitudinal method can enable researchers, as well as implementation leaders and organizational stakeholders, to monitor implementation progress more closely, conduct formative evaluation, identify improvement opportunities, and gauge the effect of any implementation changes on a rolling basis.

The Participant-Reported Implementation Update and Score PRIUS: A Novel Method for Capturing Implementation-Related Data Over Time

This protocol describes a novel method for collecting and analyzing data related to ongoing implementation called the Participant-Reported Implementation Update and Score (PRIUS). The PRIUS method allows for the efficient and systematic capture of data over time and from multiple viewpoints in healthcare settings.

Der Participant-Reported Implementation Update and Score (PRIUS): eine neuartige Methode zur Erfassung implementierungsbezogener Daten im Zeitverlauf

"Implementation" of new initiatives in healthcare settings typically encompasses two distinct components: a "clinical intervention" plus accompanying ...

Embryo Microinjection and Knockout Mutant Identification of CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera (H&#252;bner)

The cotton bollworm, Helicoverpa armigera, is one of the most destructive pests in the world. A combination of molecular genetics, physiology, functional genomics, and behavioral studies has made H. armigera a model species in Lepidoptera Noctuidae. To study the in vivo functions of and interactions between different genes, clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/ associated protein 9 (Cas9) genome editing technology is a convenient and effective method used for performing functional genomic studies. In this study, we provide a step-by-step systematic method to complete gene knockout in H. armigera using the CRISPR/Cas9 system. The design and synthesis of guide RNA (gRNA) are described in detail. Then, the subsequent steps consisting of gene-specific primer design for guide RNA (gRNA) creation, embryo collection, microinjection, insect rearing, and mutant detection are summarized. Finally, troubleshooting advice and notes are provided to improve the efficiency of gene editing. Our method will serve as a reference for the application of CRISPR/Cas9 genome editing in H. armigera as well as other Lepidopteran moths.

Embryo Microinjection and Knockout Mutant Identification of CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera H&amp;#252;bner

Presented here is a protocol of Helicoverpa armigera (H&#252;bner) embryo microinjection and knockout mutant identification created by CRISPR/Cas9 genome editing. Mutant insects enable further research of gene function and interaction among different genes in vivo.

Embryo-Mikroinjektion und Knockout-Mutanten-Identifizierung von CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera (Hübner)

The cotton bollworm, Helicoverpa armigera, is one of the most destructive pests in the world. A combination of molecular genetics, physiology, functional ...