Wir danken Michael Dubbert, Oliver Hoffmann, Hans Scharstein, Jan Sydow und Anne Wosnitza für hervorragende technische Unterstützung. Diese Studie wurde vom DFG Bu 857 / 8,10 zum AB unterstützt

1. Die Lauffläche Der schwarze Lauffläche besteht aus zwei vernickelten Messingplatten dauerhaft verbunden nebeneinander und voneinander elektrisch durch einen 2 mm breiten Streifen von 2-Komponenten-Epoxid-Kleber (UHU plus, UHU GmbH, Deutschland) isoliert direkt unterhalb der Längsachse des das Tier. Sie produzieren eine Fläche von insgesamt 13.5x15.5cm (Abbildung 1). Die Trennung der Halbebenen für linke und rechte Beine erlaubt unabhängige tarsal Kontakt Überwachung für ein einzelnes Bein auf jeder Seite. <ol><li> Die Platte ist mit einem Glycerin / Wasser-Mischung im Verhältnis von 95 Teilen Glycerin bis 5 Teilen gesättigter NaCl-Lösung für Glätte und die elektrische Leitfähigkeit zu vermitteln geschmiert; die Viskosität beträgt ca. 430cStokes (Shankar und Kumar, 1994). </li><li> Die Mischung wird direkt auf die Oberfläche aufgetragen und mit einem Stück weichem Gewebe zu einer Gesamtdicke von 0,1-0.2mm versichern verteilt. </li></ol> 2. Optische Stimulation Setup- <ol><li> Wandern Episoden sind hervorgerufen durch zwei Projektoren wie Scharstein (1989) beschrieben, um ein Streifenmuster auf zwei runden, Mattscheiben (Durchmesser 130mm, Marata Bildschirme, Linos Photonics, Göttingen, Deutschland), die in einem Abstand von ca. positioniert sind Projekts. 70mm aus den Augen, und in einem Winkel von 45 ° auf der linken und rechten vorderen Ende der Platte (Abb. 1). Die Wellenlänge des Streifenmuster wird konstant bei λ = 21 °. Der Kontrast Frequenz des bewegten Reizen kann zwischen 0,35, 0,72, 1,07 und 1.49Hz variiert werden. Da die Reaktion der Tiere hängt nur von der Frequenz ω Gegensatz / λ (ω = Winkelgeschwindigkeit, λ = Muster Wellenlänge), wenn das Muster Kontrast ist hoch genug (Fermi und Reichhardt, 1963), haben wir nicht variieren λ während der Experimente . Die Leuchtdichte der hellen Streifen an der Seite des Tieres ist ca. 15cd/m2 und der Kontrast 0,8. Das Facettenauge der Stabheuschrecke (Carausius morosus) hat 24 Ommatidien in der dorso-ventralen Achse (Friza, 1928) und ein paar mehr in der rostro-caudalen Achse. Wie der Divergenzwinkel der Stabheuschrecke Auge ist im Durchschnitt 6,2 ° (Jander und Volk-Henrichs, 1970) unser Muster Wellenlänge lag bei ca. 4-mal den Winkel der Facettenaugen. Die Experimente werden in einem abgedunkelten Faraday-Käfig gesetzt und durchgeführt in einem abgedunkelten Raum bei 20-22 ° C. </li><li> Vorwärts zu Fuß durch eine progressive Muster auf beiden Bildschirmen induziert, wo der Streifen auf jedem Bildschirm nach außen bewegen, oder eine einzelne schwarze Balken auf weißem Hintergrund zwischen den Bildschirmen platziert </li><li> Drehen wird durch Streifen Umzug in die gleiche Richtung auf beiden Bildschirmen induziert. Wir haben nicht einen Zusammenhang zwischen der Geschwindigkeit des sich bewegenden Streifen und der Winkel des Zuges gefunden. Sobald Leuchtdichte des Streifenmuster wird sich bewegen zu Fuß, es erfordert normalerweise keine weitere Einstellung, aber es kann für verschiedene Tiere nach der Spannung der Halogenlampen in den Projektoren müssen angepasst werden. </li></ol> 3. Vorbereitung der Versuchstiere <ol><li> Weibliche Erwachsene Stabschrecken (Carausius morosus) geklebt (Zahnzement, ProTempII, 3M ESPE, Seefeld, Deutschland) Bauchseite nach unten auf eine dünne Balsa-Stick (3x5x100mm, BxHxT), die in einem Messingrohr, die mehrere Anschlüsse hat eingesetzt wird. Das Tier ist nach etwa einer Minute gehalten, bis der Leim ist zumindest teilweise gehärtet. </li><li> Der Kopf und die Beine von vorne und der Seite des Dübels ragen, um ihren freien Verkehr zu ermöglichen. Der Bereich der coxae aller Beine sowie der größte Teil des Bauches ist nach links frei von Kleber sein. </li><li> Insect Kopf, Thorax, und die distalen Enden der einzelnen Ober-und Unterschenkels sind mit fluoreszierenden Pigmenten (Dr. Kremer Farbmühle, Aichstetten, Deutschland) mit Zahnzement für spätere Video Tracking gemischt markiert. </li></ol> 4. Platzierung der EMG-Elektroden Muscle Aktivität verschiedener Beinmuskeln wie in diesem Beispiel ist der Winkelmesser und Retraktor coxae Muskeln, die in den Brustkorb und verursachen protraction (Vorwärtsbewegung) und Abfahren (Rückwärtsbewegung) des Beins befinden, mit Hilfe von EMG-Elektroden aufgezeichnet implantiert in den Brustkorb. Alle EMG-Aufnahmen sind differentiell verstärkt. Das Signal wurde 100x in einem Vorverstärker (Elektronik-Workshop, Zoologisches Institut, Köln), Bandpass-gefiltert (100Hz-2000Hz) verstärkt, weiter verstärkt (10x) und importiert über einen AD-Wandler in Spike2 (Vers.5.05, CED, Cambridge, UK). <ol><li> Die Elektroden sind aus beschichtetem Kupferdrähten (Elektrisola, Eckernhagen, Deutschland; 47μm Außendurchmesser). Für eine Elektrode, zwei Drähte werden zunächst mit Leim bestrichen, dann sind die beiden klebrigen Drähte miteinander verdrillt </li><li> An einem Ende der verdrillten Drahtenden sind mit einem Mini-Stecker gelötet. Am anderen Ende der Drähte geschnitten zu reinigen endet ohne Isolierung für die Insertion in das Tier geben. </li><li> Die EMG-Elektroden sind Plugged in den kleinen Stecker am Ende des Messingrohr. </li><li> Ein minuten Pin wird verwendet, um kleine Löcher in die Kutikula punch </li><li> Die abgeschnittenen Enden der Elektrode werden dann getrennt und in einen Muskel bei ca. 1mm Abstand zueinander, die in unserer Erfahrung, gibt ein gutes Signal-Rausch-Verhältnis. Es sollte darauf geachtet werden, dass die Elektroden zu tief in den Muskel einzulegen, um seine Schäden zu vermeiden. Abbildung 2 zeigt die Lage der Elektroden in den Brustkorb des Tieres. Abbildung 3 zeigt ein Tier mit dem Elektrodendrähte statt. </li><li> Wir verwenden einen kleinen Tropfen histoacrylic Kleber (3M Vetbond, St.Paul, MN, USA), um die Drähte in Position zu halten. </li><li> Ein Erdungskabel ist in den Bauchraum eingeführt. </li></ol> 5. Die Aufzeichnung der Fußwurzel Kontakt Tarsal Kontakt wird immer zusammen mit EMG Spuren aufgezeichnet. Da die rutschige Oberfläche in zwei Hälften geteilt ist, können maximal zwei kontralaterale tarsal Kontakte gleichzeitig registriert werden. Zu diesem Zweck wird das Bein als &quot;Schalter&quot; an einen Stromkreis zwischen der Platte und der Verstärker in der Nähe verwendet. Der Strom kann auf die Platten aufgebracht werden separat durch zwei Buchsen an der Basis jeder Platte. Wir können erzeugen zwei Rechtecksignale mit 2-4mV Amplituden mit einem Impulsgeber (Model MS501-, Elektronik-Werkstatt, Zoologisches Institut, Köln), die um 90 ° phasenverschoben sind. Die Signale werden von 60dB (/ 1000) und auf die beiden Hälften der rutschigen Oberfläche. In diesem Experiment verwenden wir nur eines der beiden Signale. Es ist gleichzeitig in einen Lock-in-Verstärker als Referenzsignal zugeführt. Die 2-Phasen Lock-in-Verstärker (Elektronik-Workshop, Zoologisches Institut, Köln) selektiv verstärkt nur die Signale der gleichen Frequenz und Phase wie die bereitgestellten Referenzsignal. Ein zweiter Kanal erkennt nur die 90 °-Phase verzögerte Signal. Störsignale auf anderen Frequenzen als die Referenzfrequenz werden zurückgewiesen und haben keinen Einfluss auf die Messung. Der Verstärker-Ausgangssignal wird in einem AD-Wandler (Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK) und digitalisiert mit Spike2 zugeführt. Zwischen Touch-down-und Lift-off des Tarsus auf und von der glatten Oberfläche, fließt ein Strom von der Platte durch Tarsus und Tibia in den Kupferdraht (siehe unten: 5,3-5,8). Der gewählte Verstärker hat einen hohen Eingangswiderstand (1MΩ) und die Signalspannung ist sehr klein, um zu vermeiden, die den Fuß Verhalten des Tieres. Der Strom durch Tarsus und Tibia liegt zwischen 2 und 4NA. Das Signal Vorlaufzeit beim Touch-down zwischen dem Eintritt in die Schmier-und das Berühren der Oberfläche ist weniger als 1 ms. Der Kontakt Signalwechsel während lift-off ist weniger steil und mehr verzögert. Dies ist wegen der verspäteten Abreißen des Schmiermittels aus dem Tarsus durch eine kapillare Aufstieg Wirkung und durch die Bewegung des Beines ohne vollständige lift-off in der Schwungphase. <ol><li> Die Messing-Rohr mit dem Balsa-Stick, auf die das Tier geklebt wird in einem Mikromanipulator eingefügt, um Höhenverstellung des Tieres zwischen 7 und 12 mm oberhalb der glatten Oberfläche, die der Höhe entspricht beim freien Gehen zu ermöglichen. </li><li> Um den Stromfluss zu messen, wenn das Insekt Tarsus der überwachten Bein auf den Boden wird ein Draht (47μm Durchmesser) in etwa 15cm lange Stücke geschnitten. </li><li> Die Isolierung eines Kupfer wird durch die Verbrennung es weg mit Alkohol entfernt. </li><li> Eine Schleife wird mit einem Ende des Drahtes gebildet und rutschte über den Tarsus des Tieres </li><li> Die Schleife wird am distalen Ende der Tibia verbunden um einen guten Kontakt zwischen Tier und Draht bieten. </li><li> Der Draht wird dann auf den Brustkorb des Tieres mit einem Minus von Zwei-Komponenten-Kleber (ProTempII, siehe oben) fest, und mit dem Differenzverstärker durch eine Krokodilklemme. </li><li> Zur Verbesserung der Leitfähigkeit des Drahtes an den Enden, was einem Rückgang von Elektroden-Creme angewendet wird (Marquette Hellige, Freiburg, Deutschland) auf die Bereiche zu kontaktieren. </li><li> Die Signalstärke wird dann auf dem Monitor getestet. Aufgrund der Low-Pass-Filter-Eigenschaften des Lock-in-Verstärker (10ms Zeitkonstante) und die schrittweise lift-off/touch-down des Tarsus, wird das Signal nicht ein exaktes Quadrat-Signal. Man muss sich daher auf geeignete Schwellenwerte zu schließen, um den Übergang Punkt gesetzt, um den genauen Zeitpunkt der Fußwurzel Kontakt zu bestimmen und manuell überprüfen jedes Ereignis durch die Digitalisierung Software bestimmt. Basierend auf der Fußwurzel Kontakt, definierten wir die Zeit, als der Tarsus eines bestimmten Bein auf den Boden, als Haltung und die Zeit, wenn es in die Luft, als Schwungphase war. </li><li> Die Trigger-Signal für die Kamera ist gleichzeitig mit dem EMG-Trace und der Fußwurzel Kontakt Signal aufgezeichnet, und ermöglicht eine präzise Frame für Frame Korrelation des Verhaltens und der aufgezeichneten Spuren. </li></ol> 6. Optische Erfassung der Beinbewegungen für Digital Analysis Die Schrittfrequenz von Stabheuschrecken auf rutschigem Untergrund erreichen 3-4Hz (Graham und Cruse, 1981). <ol><li>Vor der Aufnahme Walking-Sequenzen, ist ein Spiegel in einem Winkel von 45 ° hinter dem Tier in der Lage, eine zusätzliche visuelle Überwachung für Touch-down haben. Die Kamera ist extern ausgelöst und Bilder werden in einem PC über eine FireWire-Schnittstelle eingespeist. </li><li> Wir erfassen Walking-Sequenzen von oben mit einer Hochgeschwindigkeits-Videokamera (Marlin F-033c, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Deutschland) bei 100fps auf die Beinbewegungen digital zu analysieren und zu korrelieren sie mit EMG-Aktivität und tarsal kontaktieren. </li><li> Während der Aufnahmen zu Fuß Sequenzen, wird das Tier mit blauen LED-Arrays (30-50V DC, Leuchtdichte 24cd, Electronics Workshop, Zoologisches Institut, Universität zu Köln), die in ihrer Intensität angepasst werden, um das fluoreszierende Marker beleuchten beleuchtet. Nach Angaben der Literatur (Schlegtendal, 1934), zu tun Stabheuschrecken nicht über Farbwahrnehmung und wir haben keine negativen Auswirkungen der UV-Beleuchtung auf der Dreh-Antwort beobachtet. Ein gelber Filter vor das Objektiv der Kamera unterdrückt die kurze Wellenlänge der Aktivierung Licht und gibt einen höheren Kontrast zu den Videoaufnahmen. </li><li> Die Videodateien können analysiert mit Motion-Tracking-Software (WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak Service, Berlin, Deutschland). </li></ol> 7. Aufnahme von Walking-Sequenzen <ol><li> Als Kontrolle wird zunächst ein Fuß-Sequenz mit einer intakten Tier wird aufgezeichnet. </li><li> Die Geschwindigkeit der Streifenmuster gesetzt ist, und das Muster und die Video-Aufzeichnung sind etwa zur gleichen Zeit gestartet. </li><li> Wenn das Tier nicht startet Fortbewegung spontan, kann es an den Bauch mit einem Pinsel (Bässler und Wegener, 1983), oder durch einen Luftstoß auf die Antennen stimuliert werden. In diesem Fall berührt Tiere auf der linken Seite des Bauches neigen dazu, nach links und umgekehrt. Das Streifenmuster ist in Bewegung gehalten, bis das Tier bleibt stehen oder erst nach 3 Minuten der kontinuierlichen Aufnahmen. </li><li> Um zu testen, wie weit die muskuläre Aktivität in einem Bein ist abhängig von sensorischen Input aus dem benachbarten Beinen, ist das Tier veranlasst, seine Beine autotomize. Die Website der Autotomie schließt sich natürlich innerhalb von Sekunden. Ein Beispiel für ein Tier mit autotomized Vorder-und Hinterbeinen ist in Abbildung 3 dargestellt. </li><li> Zum Beispiel für Experimente mit Tieren, die nur eine mittlere Bein, bewegen wir Autotomie der Pro-und metathoracic Beine durch Kneifen des proximalen Femurs mit einer Pinzette (Schmidt und Grund, 2003) oder schneiden Sie die Beine auf der Ebene der coxae nach der Aufnahme aus dem intakten Tier. Danach mindestens 30 Minuten für die Wiederherstellung der Zeit ist, das Tier gegeben. </li><li> Dann erfassen wir neue Walking-Sequenzen wie zuvor. In reduzierter Vorbereitungen, müssen wir oft zu induzieren Gehen mit Pinsel Striche. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse: <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1 Versuchsaufbau; A:. Fotografie einer Stabheuschrecke über die rutschige Oberfläche angebunden, mit fluoreszierenden Pigmenten für Bein-Tracking markiert und verdrahtet für EMG-Aufzeichnung und Fußwurzel berührungslose Messung. B: Schaltplan für Dual Bein tarsal Kontakt Aufnahme während des Gehens auf der rutschigen Oberfläche. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Positionen für die Platzierung der EMG-Elektroden in den Winkelmesser und Rückziehmuskeln in den Brustkorb des Stabheuschrecke Mitte Bein. ML: Mitte Bein; FL: Vorderbein <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> . Abbildung 3 Stabheuschrecke mit EMG Drähte in der Pro-und Rückziehmuskeln des mittleren Bein statt; Vorder-und Hinterbeine wurden entfernt, um die Wirkung der Anwesenheit von benachbarten Beine auf die Kinematik und die Muskelaktivität des mittleren Beine Studie in der reduzierten Vorbereitung. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Beispiel Spur Retraktor EMG-Aktivität mit Referenzsignal von Tarsus Kontakt in eine innere Mitte Bein während des Drehens. Zu Beginn der Spur (erste blaue Box) die Aufrolleinrichtung während der Standphase aktiv, während das Bein Bodenkontakt hat (&quot;closed circuit&quot;), was darauf hinweist, dass das Bein nach vorne Schritte macht, nach einer kurzen Schaltzeiten (zweiter blauer Kasten), die Retraktor ist in der Schwungphase aktiv, während sich das Bein in die Luft (&quot;open circuit&quot;, die dritte Blue-Box), zeigt das Auftreten von rückwärts gerichteten Schritte. <img src="/files/ftp_upload/2629/2629fig5.jpg" alt="Abbildung 5" /> Abbildung 5. Screenshot einer Aufzeichnung aus dem Winkelmesser (obere Kurve) und Haken (Mitte trace) Muskeln und die gleichzeitig aufgenommen tarsal Kontakt trace (untere Kurve). Beachten Sie die alternierende Aktivität im EMG Spuren, die die Aktivität der beiden Muskeln in den Schritt-Zyklus entspricht, ist, dass Winkelmesser Aktivität nur vor und während derSchaukel, wenn die Fußwurzel Kontakt Trace-Signale Verlust von Bodenkontakt und Retraktor Tätigkeit nach und während der Touch-down des Tarsus, wenn Bein in Position ist. Der Einschub zeigt die passenden Video-Datei entsprechend dieser Aufnahme, die verwendet werden, um das Verhalten des Tieres zu überprüfen ist.

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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach+I.+Kinematics+and+electromyograms.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach I. Kinematics and electromyograms.</a> J Neurophysiol. 83, 3323-3336 .</li><li>Tryba, A. K., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-Joint+coordination+during+walking+and+foothold+searching+in+the+Blaberus+cockroach.+II.+Extensor+motor+neuron+pattern.">Multi-Joint coordination during walking and foothold searching in the Blaberus cockroach. II. Extensor motor neuron pattern.</a> J Neurophysiol. 83, 3337-3350 .</li><li>Tsuchida, Y., Hama, N., Takahata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optical+telemetry+system+for+underwater+recording+of+electromyogram+and+neuronal+activity+from+non-tethered+crayfish.">An optical telemetry system for underwater recording of electromyogram and neuronal activity from non-tethered crayfish.</a> J Neurosci Methods. 137, 103-109 (2004).</li><li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Active+control+of+free+flight+maneuvers+in+a+hawkmoth,+Agrius+convolvuli.">Active control of free flight maneuvers in a hawkmoth, Agrius convolvuli.</a> J Exp Biol. 211, 423-432 (2008).</li></ol>

Wir haben ein Setup, das ermöglicht beschrieb die optisch induzierte Generation von Drehverhalten und Genehmigungen zu einem großen Teil der Entkopplung von neuronal erzeugten Gangaktivität aus dem passiven Effekte durch die mechanische Verschiebung der andere Fuß Gliedmaßen auf dem Boden verursacht. Potenzielle Informationsfluss zwischen den Beinen durch das Nervensystem zu Bodenreaktionskräfte oder tarsal Kontakt auf der anderen Seite ist noch möglich und erlaubt es dem Forscher, den Einfluss solcher Informationen in die verkürzte Vorbereitungszeit zu studieren. Wesentliche Vorteile der rutschigen Oberfläche Setup gehören, dass die Tiere eine sehr hohe Tendenz zu gehen, und im Gegensatz zu Fuss oder Treten auf einen Tretrad, kann das Tier Schwung-und Standphase Bewegungen in alle Richtungen der natürliche Gehen durchführen zu zeigen. Darüber hinaus ermöglichen die Freiheitsgrade für alle die Beine des Tieres zu Kurve gehen, ob es eine intakte oder semi-intakten Präparat durchzuführen. Weil die Beine können nicht passiv bewegt einfach durch die Vorwärtsbewegung des Tieres oder die Bewegung des Substrats unter spiegelt jede Bewegung der Motorleistung des Beines (Cruse, 1976; Graham und Wendler, 1981). Das Setup ist sehr gut geeignet, um die neuronalen Grundlagen von adaptiven Verhaltensweisen wie Drehen oder vorwärts vs rückwärts gehen zu untersuchen, weil man elektrophysiologischen Ableitungen der motorischen Aktivität mit der Analyse der Bewegung des Körpers Kinematik kombiniert werden können. Wir nutzten die Stabheuschrecke ist optomotorischen Reaktion auf Fuß zu entlocken. Die Antworten der Tiere auf die rotierende Streifenmuster zeigen ihre Bereitschaft zur Kurve zu Fuß, während über die rutschige Oberfläche angebunden durchzuführen. Die meisten überraschend für uns, einzelne Beine in einbeinige Präparate zeigen qualitativ das gleiche Bewegungsmuster wie im intakten Tier. Wir haben also Grund zu der Annahme, dass die Kontrolle der Kurve gehen kann weitgehend ohne Funktion koordiniert sensorischen Input aus dem benachbarten Beine. Es wird wichtig sein, in weiteren Experimenten, ob die Aktivität der Motoneuronen des entfernten Beinen wird auch durch die optomotorischen Muster beeinflusst zu testen. Das Setup kann leicht modifiziert werden, um die Untersuchung von anderen Aufgaben, wie gerade vorwärts und rückwärts gehen, indem Sie einen einzigen Streifen vor dem Tier oder leichtes Ziehen der Antennen zu ermöglichen. Die präzise Messung der Bodenkontakt ermöglicht es uns, Muskelaktivität und Beinstellung zu korrelieren. Die hohe zeitliche Auflösung dieses elektrischen Kontakts Signal ist besser als 1 ms und führt uns zu einer neuen Einsicht in das Timing der Umstellung von Swing bis Standphase. Die Auflösung ist schlimmer für die Haltung, den Übergang durch die Verzögerung in Scherung der Durchführung Schmiermittel Schaukel und ein Mangel an Notwendigkeit einer vollständigen Abheben während protraction auf der rutschigen Oberfläche. Dennoch ist das Wissen über die präzisen Schwung zu Haltung Übergang ein besonders nützlicher erster Schritt, wenn wir die Mechanismen verstehen wollen, dass die Kontrolle Muskel Timing und die koordinierten Aktivitäten der Beinmuskulatur in verschiedenen Verhaltens-Zusammenhängen (siehe auch: Büschges et al, 2008;. Büschges &amp; Gruhn 2008). Als Beispiel haben wir den Haken und Winkelmesser coxae Muskeln des mittleren Bein und präzise korreliert seine Tätigkeit mit dem Wechsel von Swing bis Standphase während wir gleichzeitig überwacht die Verhaltens-Kontext, in dem das Bein verwendet wurde. Zu diesem Zweck induzierte wir zu Fuß und nahm die Muskelaktivität kontinuierlich. Ein bestimmtes Bein kann eine innere oder eine externe Bein, je nach Drehrichtung. In die Vertiefung mittleren Schenkel, als eine innere Bein im funktionellen Sinne, ist festzustellen, dass Retraktor und Winkelmesser Muskeln arbeiten beide als funktionelle Haltung Muskeln, weil das Bein zeitweise produziert Rückschritte zusätzlich nach vorne gerichtet Schritte werden (siehe Abb. 4 ). Die Elektromyogramme (EMG) von beiden Muskeln waren gleichgerichtet und normiert auf die Zeit der Touch-down und die Latenz des ersten Muskel Spikes berechnet wurde. Interessanterweise um die Latenzen der beiden Muskeln in Bezug Lift-off-und Touch-down auf die Funktion des Muskels als jeweilige Schaukel oder Haltung Muskeln (siehe Abb. 4) und nicht auf den Muskel selbst ab, und zeigen nur geringfügige Änderungen in der Timing der Aktivität Beginn. Die meisten Erklärungen für die Veränderung des Zustandes von Swing bis Haltung annehmen, dass sensorische Signale von Tarsus Kontakt auslösen Beginn der Haltung. Die interessante Frage, wie die kurzen Latenzzeiten zwischen Touch-down-und Muskelaktivität in der Stabheuschrecke sind über und unter welchen sensorischen Informationen, die sie verlassen hat kann nun mit den geänderten Setup angesprochen werden. Zusammenfassend zeigen wir eine rutschige Oberfläche Setup, die uns zuverlässig auslösen Geraden und Kurven zu Fuß in stationären Stabheuschrecken können. Kinematik, Muskelaktivität und das Timing der Fußwurzel Touch-down-und-off Aufzug überwacht werden können und korreliert in den beiden unterschiedlichen Verhaltens-contexts zur gleichen Zeit. Dies gibt uns ein hervorragendes Werkzeug, um die detaillierten Zusammenhang zwischen Muskelaktivität und Verhaltensstörungen Rahmen für ein einzelnes Bein sowie in der intakten Tier-und die zugrunde liegenden Mechanismen zu studieren.

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2-component epoxy glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>UHU plus, UHU GmbH, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>glass screens (diameter 130mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marata screens, Linos Photonics, G&#246;ttingen, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>dental cement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ProTemp II, 3M ESPE, Seefeld, Germany</td>
<td>3M Id : 70-2011-0358-0 Catalog Number : 46430</td>
<td>Available through 3M (<a href="http://www.3m.com/">http://www.3m.com/</a>)or dental suppliers</td>
</tr>
<tr>
<td>fluorescent pigments </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dr. Kremer Farbm&#252;hle, Aichstetten, Germany</td>
<td>Cat.#s: i.e 56200 Fluorescent Pigment Golden Yellow 56350 Fluorescent Pigment Flame Red</td>
<td><a href="http://kremer-pigmente.de/en">http://kremer-pigmente.de/en</a> or <a href="http://www.kremerpigments.com/
">http://www.kremerpigments.com/</a>
</td>
</tr>
<tr>
<td>histoacrylic glue </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>3M Vetbond, St.Paul, MN, USA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>supplier: WPI</td>
</tr>
<tr>
<td>coated copper wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elektrisola Eckernhagen</td>
<td>&nbsp;</td>
<td><a href="http://www.elektrisola.com/">http://www.elektrisola.com/</a></td>
</tr>
<tr>
<td>electrode cream </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marquette Hellige, Freiburg, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Product is now discontinued, we suggest for example: <a href="www.grasstechnologies.com">www.grasstechnologies.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>pulse generator </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Model MS501, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>lock-in-amplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>AD converter </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Micro 1401k II, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>preamplifier </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>high speed video camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marlin F-033C, Allied Vision Technologies, Stadtroda, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>UV LED arrays </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>30-50V DC, electronics workshop, Zoological Institute, Cologne, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&lambda;390-395nm 
Luminance 24cd</td>
</tr>
<tr>
<td>Digitalizing software Spike2 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Vers.5.05, CED, Cambridge, UK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>motion tracking software </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>(WINanalyze, Vers.1.9, Mikromak service, Berlin, Germany</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

studying the neural basis of adaptive locomotor behavior in insects

Studium der neuronalen Basis Laufverhalten man oft vor dem Problem, dass es schwer ist, die neuronal erzeugte Verstärkung Ausgang von den Beinbewegungen, die sich aus passiven Kräfte und Wechselwirkungen mit anderen Beinen durch den gemeinsamen Kontakt mit dem Substrat zu trennen. Wenn wir verstehen wollen, die Teil eines bestimmten Bewegung wird durch Nervensystems Motorleistung, kinematische Analyse der Step-Bewegungen erzeugt möchten, muss daher mit elektrophysiologischen Ableitungen der motorischen Aktivität ergänzt werden. Die Erfassung der neuronalen oder muskulären Aktivität in einem verhalten Tier ist oft durch die elektrophysiologischen Geräte, die das Tier in seiner Fähigkeit, mit so vielen Freiheitsgraden wie möglich bewegen können schränken begrenzt. Dies kann entweder durch Verwendung von implantierbaren Elektroden und dann mit dem Tier bewegen sich auf einer langen Leine vermieden werden (. Dh Clarac et al, 1987; Duch &amp; Pflüger, 1995; Böhm et al, 1997;. Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) oder durch die Übertragung die Daten mit telemetrischen Geräten (Kutsch et al, 1993; Fischer et al, 1996;. Tsuchida et al 2004;. Hama et al, 2007;.. Wang et al, 2008). Beide elegante Methoden, die erfolgreich in größeren Arthropoden verwendet werden, erweisen sich oft als schwierig, in kleineren Fuß Insekten, die entweder leicht verheddern in der langen Leine an oder werden durch das Gewicht der telemetrischen Gerät und seine Batterien behindert. Darüber hinaus in all diesen Fällen ist es immer noch unmöglich, zwischen der rein neuronale Grundlage der Fortbewegung und die Auswirkungen durch eine mechanische Kopplung zwischen den Laufbeinen durch das Substrat ausgeübt zu unterscheiden. Eine Lösung für dieses Problem ist es, die Experimente in Anbindung an eine Tier, das frei, um im Platz zu Fuß ist, und das ist vor Ort ausgesetzt, zum Beispiel über eine rutschige Oberfläche, die entfernt effektiv die meisten Bodenkontakt Mechanik befragen. Dies wurde genutzt, um zu entkommen Antworten (Camhi und Nolen, 1981; Camhi und Levy, 1988) Studie, Drehen (Tryba und Ritzman, 2000a, b;. Gruhn et al, 2009a), rückwärts gehen (Graham und Epstein, 1985) oder Änderungen der Geschwindigkeit (Gruhn et al., 2009b) und ermöglicht es dem Experimentator leicht an intra-und extrazellulären Physiologie mit kinematischen Analysen (Gruhn et al., 2006) zu kombinieren. Wir verwenden eine rutschige Oberfläche Setup, um das Timing der Beinmuskulatur im Verhalten Stabheuschrecke untersuchen in Bezug auf Touch-down-und Lift-off unter verschiedenen Verhaltens-Paradigmen wie geradlinig und gebogenen Fuß in intakten und reduziert die Vorbereitungen.

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Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Wir beschreiben eine Methode, um die motorische Aktivität, zeitlich auf die elektrisch aufgezeichnet tarsal Kontakt-Signal in ein angebundenes Insekten aufnehmen, zu Fuß auf rutschigem Untergrund. Dies wird verwendet, um die neuronalen Grundlagen des adaptiven Verhaltens unter reduziertem Einfluss der mechanischen Wechselwirkungen zwischen den Beinen durch das Substrat zu studieren.

Studium der neuronalen Basis Adaptive Fortbewegung bei Insekten

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those ...

studying-the-neural-basis-of-adaptive-locomotor-behavior-in-insects

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.7K Aufrufe.  University of Cologne. Wir beschreiben eine Methode, um die motorische Aktivität, zeitlich auf die elektrisch aufgezeichnet tarsal Kontakt-Signal in ein angebundenes Insekten aufnehmen, zu Fuß auf rutschigem Untergrund. Dies wird verwendet, um die neuronalen Grundlagen des adaptiven Verhaltens unter reduziertem Einfluss der mechanischen Wechselwirkungen zwischen den Beinen durch das Substrat zu studieren.

Serie: Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

Die Untersuchung der Integration von Adult-geboren Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

Hochauflösende Live-Bildgebung von Zell-Verhalten in der Entwicklung von Neuroepithel

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Co-analysis of Brain Structure and Function using fMRI and Diffusion-weighted Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when studying the brain, as the functional role that a brain area fulfills may be largely defined by its connections to other brain areas. In this report, we describe a novel, non-invasive approach for relating brain structure and function using magnetic resonance imaging (MRI). This approach, a combination of structural imaging of long-range fiber connections and functional imaging data, is illustrated in two distinct cognitive domains, visual attention and face perception. Structural imaging is performed with diffusion-weighted imaging (DWI) and fiber tractography, which track the diffusion of water molecules along white-matter fiber tracts in the brain (Figure 1). By visualizing these fiber tracts, we are able to investigate the long-range connective architecture of the brain. The results compare favorably with one of the most widely-used techniques in DWI, diffusion tensor imaging (DTI). DTI is unable to resolve complex configurations of fiber tracts, limiting its utility for constructing detailed, anatomically-informed models of brain function. In contrast, our analyses reproduce known neuroanatomy with precision and accuracy. This advantage is partly due to data acquisition procedures: while many DTI protocols measure diffusion in a small number of directions (e.g., 6 or 12), we employ a diffusion spectrum imaging (DSI)1, 2 protocol which assesses diffusion in 257 directions and at a range of magnetic gradient strengths. Moreover, DSI data allow us to use more sophisticated methods for reconstructing acquired data. In two experiments (visual attention and face perception), tractography reveals that co-active areas of the human brain are anatomically connected, supporting extant hypotheses that they form functional networks. DWI allows us to create a "circuit diagram" and reproduce it on an individual-subject basis, for the purpose of monitoring task-relevant brain activity in networks of interest.

We describe a novel approach for simultaneous analysis of brain function and structure using magnetic resonance imaging (MRI). We assess brain structure with high-resolution diffusion-weighted imaging and white-matter fiber tractography. Unlike standard structural MRI, these techniques allow us to directly relate anatomical connectivity to functional properties of brain networks.

Co-Analyse von Hirnstruktur und-funktion mittels fMRT und Diffusionsgewichtete Imaging

The study of complex computational systems is facilitated by network maps, such as circuit diagrams. Such mapping is particularly informative when ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In Vivo Zwei-Photonen-Imaging Of Experience-abhängigen molekularen Veränderungen in kortikalen Neuronen

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

A Simple Flight Mill for the Study of Tethered Flight in Insects

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have shown that flight mills are valuable tools for the experimental study of insect flight behavior, allowing researchers to examine how factors such as age, host plants, or population source can influence an insects' propensity to disperse. Flight mills allow researchers to measure components of flight such as speed and distance flown. Lack of detailed information about how to build such a device can make their construction appear to be prohibitively complex. We present a simple and relatively inexpensive flight mill for the study of tethered flight in insects. Experimental insects can be tethered with non-toxic adhesives and revolve around an axis by means of a very low friction magnetic bearing. The mill is designed for the study of flight in controlled conditions as it can be used inside an incubator or environmental chamber. The strongest points are the very simple electronic circuitry, the design that allows sixteen insects to fly simultaneously allowing the collection and analysis of a large number of samples in a short time and the potential to use the device in a very limited workspace. This design is extremely flexible, and we have adjusted the mill to accommodate different species of insects of various sizes.

Flight in insects is influenced by a number of factors and the propensity to disperse is an important variable in understanding insect ecology and biological control strategies. We describe the construction and use of a simple, relatively inexpensive, and flexible flight mill for measuring parameters of tethered flight in insects.

Ein einfacher Flug Mühle für das Studium der Flug Tethered in Insekten

Flight in insects can be long-range migratory flights, intermediate-range dispersal flights, or short-range host-seeking flights. Previous studies have ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

Zeitabhängige Erhöhung der Netzwerkreaktion auf die Stimulation von neuronalen Zellkulturen auf Mikroelektroden-Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.