Wir danken Pr. Bernard La Scola für hilfreiche technische Ratschläge und interessante Diskussion über Amöben Co-Kultur und Amöben Bereicherung. Wir danken auch Dr. Vincent Thomas für seine Hilfe bei der Umsetzung der Technik in unserem Labor.

1. Amöben Cokultur 1.1 Probenvorbereitung <ol><li> Umweltproben <ol><li> Wasserproben Filtern Sie die Wasserprobe (500 ml auf 1 L) durch einen 0,22 um Porengröße Membran. Dann schütteln Sie die Membran in Pages Amöbe Salzmedium PAS (120 mg NaCl, 4 mg MgSO 4 • 7H 2 O, 4 mg CaCl 2 • 2H 2 O, 142 mg Na 2 HPO 4 und 136 mg KH 2 PO 4 in 1 l destilliertem Wasser). </li><li> Feste Proben Resuspendieren festen Proben wie Erde oder Sand Proben und halbfesten Proben wie Belebtschlamm in destilliertem Wasser oder PBS und filtern sie durch einen 0,22 um Porengröße Membran. Dann schütteln Sie die Membran in PAS. </li><li> Proben mit endogenen Amöben und Protozoen hoch belasteten Erste sedimentieren die Proben durch Zentrifugation bei niedriger Geschwindigkeit (180 xg) for 10 min oder filtern sie durch eine 5 um Porengröße Membran. Weiterzuverarbeiten den Überstand (bzw. Filtrat), wie in 1.1.1. Hinweis: Andere Dekontaminationsverfahren könnte verwendet werden, um weiter zu dekontaminieren Umweltproben werden: Erhitzen Sie die Probe bei 50 ° C für 30 min oder Behandlung mit sauren oder basischen Lösungen 14. </li></ol></li><li> Klinische Proben Verarbeitung klinischer Proben in Abhängigkeit von ihrer physikalisch-chemischen Eigenschaften. Filter oder Zentrifuge Flüssigkeiten zu großen Verunreinigungen zu entfernen. Resuspendieren festen Proben. Um Gewebe zu verwenden, schleifen sie zum Beispiel durch die Verwendung eines Dounce homogeneiser oder Glasperlen und Lyse der Zellen, die intrazellulären Bakterien zu befreien. </li></ol> 1.2 Amöben Vorbereitung <ol><li> Bouillon Vorbereitung Bereiten Sie die folgenden Medien: eine reiche Medien mit Pepton, Hefeextrakt und Glucose (PYG, 100 g Proteosepepton, 10 g Hefeextrakt, 4,9 g MgSO 4 • 7H 2O, 5 g Natriumcitrat • 2H 2 O, 0,1 g Fe (NH 4) 2 (SO 4) 2 • 6H 2 O, 1,7 g KH 2 PO 4, 1,97 g Na 2 HPO 4 • 7H 2 O , 45 g Glucose und 0,295 g CaCl 2 in 5 l destilliertem Wasser) und einem nicht-Nährmedium wie PAS für Acanthamoeba Spezies. </li><li> Amöbenkultur <ol><li> Pflegen Amöben (vorzugsweise Acanthamoeba castellanii ATCC 30010 oder A. polyphaga Linc-AP1) bei 25 ° C in Zellkulturflaschen mit 30 ml PYG Medium. </li><li> Ernten Sie die Amöben durch kräftiges Schütteln der Flasche und Zentrifugieren der Zellsuspension für 10 min bei 1.500 x g. Zweimal Waschen des Pellets mit PAS Medium. Zählen Sie die Zellen in einer Kova Rutsche und die Lautstärke anpassen, um eine Suspension von 5 x 10 5 Zellen pro ml zu erhalten. </li><li> Übertragen Sie die Amöbensuspension in Mikroplatten. Verwenden Sie 1 ml pro Vertiefung für 12 - und 24-well Platten, 500 ul für 48-Well-Platten und 300 ul für 96-Well-Platten. Die Mikrotiterplatte für mindestens 2 h bei 25 ° C. Dies ermöglicht Sedimentation und Anhaftung der Amöben zum Boden jeder Vertiefung. </li></ol></li></ol> 1.3 Cokultur <ol><li> Beispiel Impfung <ol><li> Inokulieren die Platte aus 2.3.3 mit seriellen Verdünnungen der Probe von 1.1 oder 1.2 in der Regel mit 10-fach-Verdünnungsreihe, beginnend mit 100 ul der unverdünnten Probe. </li><li> Zentrifugieren Sie die Mikrotiterplatte bei 1.800 g für 10 min auf Sediment auf dem Rasen Amöben die Mikroorganismen möglicherweise in der Probe vorhanden. Dies erhöht die Kontakt und Phagozytose von Mikroorganismen durch Amöben. </li><li> Die Inkubation für 45 min bei 25 ° C und dreimal mit PAS durch Austausch der Medien mit frischen PAS. 1 ml pro Vertiefung von PAS mit oder ohne Zusatz von Antibiotika (Streptomycin, Penicillin, Gentamycin und / oder Vancomycin), abhängig von den bakAl-Spezies, nach dem gesucht werden. </li><li> Die Mikrotiterplatte bei 32 ° C in einer befeuchteten Atmosphäre, um Verkapselung der Amöben vermeiden. Beachten Sie jeweils auch täglich mit einem 20x-Objektiv, um die Anwesenheit von Bakterien eindringen und Lyse Amöben zu erkennen. </li><li> Im Falle der Lyse führen eine Subkultur auf frischen Amöben durch Inokulation von 100 &amp;mgr; l von Kokulturen auf einer Monoschicht von etwa 10 5 Amöben / cm 2. Um speziell isolieren eine gegebene Bakterienarten, impfen auch spezifische Agar-Medien für diese Bakterien (dh BCYE-Agar für Legionella spp.) Ausgelegt. </li><li> In Abwesenheit von Lyse, nehmen Sie 100 ul Cokulturen vier bis sieben Tage nach der ersten Impfung und impfen einen frischen Amöben Kultur von 900 ul in einer 24-Well-Platte. Wenn schnelle Lyse der Amöben ohne Vermehrung von Bakterien beobachtet, könnte ein Virus vorhanden sein. In diesem Fall, filtern die Stand bei 0,22 um und verwenden Sie die Suspension filtriert, frische Amöben infizieren. </li></ol&gt; </li></ol> 1.4 Bakterielle Isolierung und Charakterisierung <ol><li> Bakterielle Färbung Führen Cokulturen direkt auf Deckgläschen in 24-Well-Mikroplatten. Entfernen Sie das Medium und durchzuführen, Färbung oder Immunfluoreszenz. <ol><li> Geändert Romanowsky Färbung <ol><li> Lassen Sie das Deckglas trocken. Tauchen Sie die Deck fünf Mal in der Fixierungslösung (2 mg / L Fast Green in Methanol). </li><li> Tauchen die Deck fünfmal in der Färbungslösung I (1,22 g / L Eosin G in Phosphatpuffer pH 6.6) </li><li> Schließlich tauchen die Deckglas 5 Mal in der Farblösung II (1,1 g / L Thiazin in Phosphat-Puffer pH 6.6). </li><li> Mit destilliertem Wasser spülen die Probe. Trocknen lassen und beobachten durch Mikroskopie. </li></ol></li><li> Ziehl-Neelsen-Färbung <ol><li> Lassen Sie das Deckglas trocken. Decken Sie die Probe mit Ziehl Fuchsin. Heizen Sie den Farbstoff mit einer Flamme, bis Dämpfe auftreten. </li><li> Kühlen bei Raumtemperatur für mindestens 5 minund mit destilliertem Wasser spülen. Decken Sie die Probe mit 3% iger Salzsäure-Lösung in Isopropanol für 2 Minuten und spülen mit destilliertem Wasser. </li><li> Abdeckung für 30 Sekunden mit Methylenblau und mit destilliertem Wasser spülen. Trocknen lassen und beobachten durch Mikroskopie 22. </li></ol></li><li> Gimenez-Färbung <ol><li> Vorbereitung einer Fuchsin-Stammlösung durch Vermischen von 100 ml 10% basisches Fuchsin (10 g basisches Fuchsin in 100 ml 95% Ethanol), 250 ml 4% ige wässrige Phenol und 650 ml destilliertem Wasser. Inkubieren bei 37 ° C für 48 Stunden vor dem Gebrauch. </li><li> Lassen Sie das Deckglas zu trocknen und zu beheben, indem es durch Flamme. Decken Sie die Probe mit frisch gefiltert Basisfuchsinlösung (4 ml Fuchsin Stammlösung in 10 ml 0,1 M Natriumphosphat-Puffer, pH 7,45) für 2 min. </li><li> Mit Wasser spülen die Probe und Inkubation in Malachitgrün (0,8% in destilliertem Wasser) für 10 Sekunden. Wieder mit Wasser spülen und wiederholen Malachitgrün Färbung. Wieder mit Wasser spülen. Lassen Sie das Deckglas trocken, mount, und beobachten durch Mikroskopie 23. </li></ol></li><li> Immunfluoreszenz <ol><li> Befestigen Sie das Deckglas durch Inkubation in Methanol für 5 min oder mit Paraformaldehyd 4% für 10 min. </li><li> Dreimaliges Waschen mit PBS und Inkubation für 2 h in Blockierungslösung (5% BSA, 0,1% Saponin in PBS) bei Raumtemperatur. </li><li> Inkubieren Sie die Deckglas für 1 h in Blockierlösung Antikörper gegen den Mikroorganismus von Interesse angehoben enthält. </li><li> Nachwaschen dreimal in PBS und Inkubation für 1 h mit einem gegen den primären Antikörper gerichtet und an einen Fluorophor gebunden sekundären Antikörper. Dreimal mit PBS waschen, montieren Sie die Deckglas und beobachten durch Fluoreszenzmikroskopie. </li></ol></li></ol></li><li> DNA-Nachweis durch PCR Extrahieren DNA von 100 bis 200 ul Amöben Kokultur. Erkennen Mikroorganismen mit universelle Primer gezielt den 16S rRNA-Gen oder spezifische Primer für Arten von Interesse, wie Mykobakterien 24, Legionellen oder 25 Mitglieder des Chlamydiales 26. </li></ol> 2. Amöben Enrichment 2.1. Probenvorbereitung Resuspendieren festen und halbfesten Proben in PAS durch Vortexen. Zentrifugieren Sie die Suspension bei niedriger Geschwindigkeit (180 × g) für 10 min. Dies ermöglicht die Anreicherung von frei lebenden Amöben im Pellet. Der Überstand kann Amöben Co-Kultur und das Pellet für 21 Amöben Anreicherung verwendet werden. 2.2. Mittelzubereitung <ol><li> Hinzufügen von 1,5 g Agar zu 100 ml PAS und autoklaviert das Medium 15 min bei 121 ° C. Gießen Sie die warmen Medium in Petrischalen erstarren und lassen bei Raumtemperatur. </li><li> Wachsen Escherichia coli (ATCC 25922) in LB oder Thioglykolat Brühe über Nacht bei 37 ° C Waschen Sie die Bakterien mit PBS resuspendieren und sie in PAS Medium. Verdünnen 10x in PAS und breitete 2-3 ml dieser Verdünnung auf eine PAS-Agar-Platte und trocknen lassen. </li></ol> Fügen Sie einen Tropfen der Probe (oder ein Stück Filter) auf einer Seite der Platte und ließ es über der Petrischale zu fließen, um eine Linie in der Mitte der Schale zu bilden. 2.4. Amöbenwachstum und Amöben Subkultur <ol><li> Beachten Sie die Petrischale täglich. Wenn eine Amöbenmigrationsfront erkannt wird, schneiden Sie ein kleines Stück Agar bei der Migration vor und impfen NNA eine frische Petrischale mit einem Rasen von E. bedeckt coli. </li><li> Wiederholen Sie die Reinokulation mehrmals in Abhängigkeit von der Reinheit der Probe, um eine reine Kultur eines bestimmten Stammes Amöben haben. </li></ol> 2.5. Amöben und Bakterien Charakterisierung <ol><li> Kratzen Sie die Zellen und resuspendieren sie in PAS. </li><li> DNA zu extrahieren und zu bestimmen, die Identität von Amöben und / oder bakteriellen Symbionten durch PCR und Sequenzierung (16S rRNA-Amplifikation für Bakterien, resp. 18S rRNA für die Amöben und Sequenzierung, zum Beispiel). </li> &lt;li&gt; Verwenden Sie diese abgekratzt Zellen in PAS an die frische Amöben impfen und führen Sie eine Amöben Co-Kultur, um Bakterien möglicherweise in der Probe zu erkennen. </li></ol>

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Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 21848-21853 (2009).</li><li>Thomas, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lausannevirus,+a+giant+amoebal+virus+encoding+histone+doublets.">Lausannevirus, a giant amoebal virus encoding histone doublets.</a> Environ. Microbiol. 13, 1454-1466 (2011).</li><li>Raoult, D., Renesto, P., Brouqui, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+infection+of+a+technician+by+mimivirus.">Laboratory infection of a technician by mimivirus.</a> Ann. Internal Med. 144, 702-703 (2006).</li><li>Greub, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parachlamydia+acanthamoebae,+an+emerging+agent+of+pneumonia.">Parachlamydia acanthamoebae, an emerging agent of pneumonia.</a> Clin. Microbiol. Infect. 15, 18-28 (2009).</li><li>Lamoth, F., Greub, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amoebal+pathogens+as+emerging+causal+agents+of+pneumonia.">Amoebal pathogens as emerging causal agents of pneumonia.</a> FEMS Microbiol. Rev. 34, 260-280 (2010).</li><li>Lienard, J. G., Ashbolt, K., Sen, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+6.">Ch. 6.</a> Environmental microbiology, current technology and water applications. , 143-162 (2011).</li><li>Boughalmi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+isolation+of+giant+viruses+of+the+Mimiviridae+and+Marseilleviridae+families+in+the+Tunisian+environment.">High-throughput isolation of giant viruses of the Mimiviridae and Marseilleviridae families in the Tunisian environment.</a> Environ. Microbiol. , (2012).</li><li>Ovrutsky, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cooccurrence+of+Free-Living+Amoebae+and+Nontuberculous+Mycobacteria+in+Hospital+Water+Networks,+and+Preferential+Growth+of+Mycobacterium+avium+in+Acanthamoeba+lenticulata.">Cooccurrence of Free-Living Amoebae and Nontuberculous Mycobacteria in Hospital Water Networks, and Preferential Growth of Mycobacterium avium in Acanthamoeba lenticulata.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79, 3185-3192 (2013).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Amöben Co-Kultur und Amöben Bereicherung sind effiziente Methoden, die die Trennung von vielen neuen Bakterien-und Amöbenarten erlaubt. Ergebnisse mit diesen Methoden erhaltenen bestätigen die allgegenwärtige Präsenz der beiden Amöben und Amöbe beständigen Bakterien in der Umwelt und am interessantesten in künstlichen Wassernetze, die als durch chemische Behandlungen wie Chlorung und Ozonierung gesteuert werden. Amöben Co-Kultur und Amöben Bereicherung sind wesentliche Instrumente zu isolieren und kultiviere...

Vor dem Aufkommen der molekularen Diagnostik, wurden in der Umwelt Nischen oder in klinischen Proben vorhandenen Mikroorganismen oft durch Kultivierung auf verschiedenen selektiven Medien, vor allem auf Agar in Petrischalen nachgewiesen. Der Phänotyp der Bakterienkolonien und ihre Stoffwechselaktivität erlaubt dann bakterielle Einstufung auf Artenebene. Brühe kann auch verwendet werden, um die Nachweisempfindlichkeit zu erhöhen. Allerdings haben beide Techniken erlauben die Gewinnung von Bakterien, die langsam oder gar nicht auf diesen Medien wachsen. Dies ist der Grund, warum molekulare Ansätze werden so heute weit verbreitet. Dennoch Nachweis von DNA bietet keine Ahnung, auf die Lebensfähigkeit der Bakterien. Darüber hinaus im Gegensatz zu Kultur, Molekularbiologie Ansätze nicht in einem Stamm, der ferner dadurch gekennzeichnet ist, führen. Studieren Krankheitserreger, die schlecht wachsen auf festen Medien oder dass Bedarf Zellen wachsen ist kompliziert. Die meisten dieser &quot;schwierig zu wachsen&quot; Bakterien sind anspruchsvoll intrazellulären Bakterien, oft entdeckt und folgende große Ausbrüche, wie es der Fall bei Legionella pneumophila war gekennzeichnet. Dieses Bakterium wurde nach einem Ausbruch, die während eines American Legion Convention aufgetreten ist. So viel, wie 182 Menschen wurden infiziert und 29 starben an einer schweren Lungenentzündung 1,2. Es wurde später gezeigt, dass Amöben waren die natürlichen Wirte dieses Bakteriums und dass ihre Anwesenheit im Hotelklimaanlage und Wassernetze war der Ursprung des Ausbruchs der sogenannten Legionärskrankheit 3. Amöben sind weltweit präsent und wurden aus Boden, Luft, Wasser und die Nasenschleimhaut von Freiwilligen (in 4 Bewertung) isoliert. Diese &quot;freilebenden&quot; Amöben sind in der Regel selbstständig Aufteilung in die Umwelt, sondern kann gelegentlich dringen zügigen Gastgeber fünf. Amöben ernähren sich von verschiedenen Mikroorganismen durch Phagozytose und anschließende lysosomale Verdauung durch hydrolases 6. Viele fakultativ oder obligat intrazelluläre Bakterien sind in der Lage, um die Verdauung zu widerstehen und damit zu infizieren und zu teilen in Amöben wie beispielsweise Legionellen, Chlamydien-verwandten Bakterien oder Mykobakterien (in 7 überprüft und 8). Freilebende Amöben wahrscheinlich eine wichtige potenzielle Reservoir für die intrazelluläre Bakterien, die noch nicht entdeckt wurden. Dies führte unsere Gruppe in Lausanne implementieren zwei Haupttechniken, die so genannte Amöben Co-Kultur und Amöben Bereicherung, die verschiedenen Gruppen zu mehreren neuen obligat intrazelluläre Mikroorganismen aus verschiedenen Umweltproben zu isolieren 9-15 erlaubt. Da Amöben sind professionelle Phagozyten Beweidung auf Bakterien, könnte ein Bakterium in der Lage, die Phagozytose zu widerstehen und innerhalb dieser Protisten wachsen auch kolonisieren menschlichen Phagozyten und sein gegenüber Menschen pathogen. Dies wurde teilweise für einige Chlamydia-verwandten Bakterien, wie gezeigt Waddlia chondrophila. W. chondrophila nicht nur in Amöben, sondern auch in verschiedenen Zelltypen, wie Säuger Epithelzellen, Makrophagen und Fischzelllinien 16-18 wachsen. Die Amöben Kokultur erscheint auch zum Nachweis von intrazellulären Bakterien in klinischen Proben 19,20, darunter Stühle, die stark mit verschiedenen Bakterienarten 21 verunreinigt sind relevant. Hier beschreiben wir die wichtigsten Schritte Amöben Co-Kultur und Amöben Bereicherung, einschließlich (a) Behandlung von Umwelt-oder klinischen Proben, (b) das Wachstum von Amöben auf axenischen Medien und auf einem Bakterienrasen von Escherichia coli und (c) der Auswahl und Charakterisierung intrazelluläre Bakterien.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose monohydrate</td>
			<td>Merck, Darmstadt, Germany</td>
			<td>108342</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.22 &#956;m pore size membrane</td>
			<td>Merck Millipore, Darmstadt, Germany</td>
			<td>SCVPU11RE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>proteose peptone</td>
			<td>Becton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ</td>
			<td>211693</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>yeast extract</td>
			<td>Becton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ</td>
			<td>212750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture flasks</td>
			<td>Becton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ</td>
			<td>353135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kova slide</td>
			<td>Hycor, Indianapolis, IN</td>
			<td>87144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cell culture microplates</td>
			<td>Corning Inc, Corning, NY</td>
			<td>3524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diff-Quik staining kit</td>
			<td>Siemens Healthcare diagn., Munich, Germany</td>
			<td>130832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ziehl fuchsin</td>
			<td>Fluka, St-Louis, MI</td>
			<td>21820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>basic fuchsin</td>
			<td>Sigma, St-Louis, MI</td>
			<td>857843</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol</td>
			<td>Sigma, St-Louis, MI</td>
			<td>P1037</td>
			<td>Corrosive and mutagenic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>malachite green oxalate</td>
			<td>Fluka, St-Louis, MI</td>
			<td>63160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde 16% solution</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA</td>
			<td>15710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saponin</td>
			<td>Sigma, St-Louis, MI</td>
			<td>84510</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

discovery of new intracellular pathogens by amoebal coculture and amoebal enrichment approaches

Die intrazelluläre Erreger wie Legionellen, Mykobakterien und Chlamydien-ähnlichen Organismen sind schwierig zu isolieren, weil sie schlecht oder gar nicht wachsen oft überhaupt auf selektiven Medien, die üblicherweise verwendet werden, um Bakterien zu kultivieren. Aus diesem Grund sind viele dieser Krankheitserreger wurden erst vor kurzem oder folgenden wichtigen Ausbrüche entdeckt. Diese Erreger sind oft mit Amöben, die als Wirtszelle dienen und ermöglichen es, das Überleben und das Wachstum der Bakterien verbunden. Wir wollen hier, um eine Demonstration von zwei Techniken, die Isolierung und Charakterisierung von intrazellulären Erregern in der klinischen oder Umweltproben vorhanden ermöglichen bieten: die Amöben Co-Kultur und die Amöben Bereicherung. Amöben Co-Kultur ermöglicht die Wiederherstellung der intrazellulären Bakterien, die durch Impfen der untersuchten Probe auf einem Rasen, der Amöben infiziert werden können und lysiert durch die in der Probe vorhanden sind intrazelluläre Bakterien. Amöben Anreicherung ermöglicht die Wiederherstellung von Amöben in einer klinischen oder Umweltprobe vorhanden. Thwird, kann auf Entdeckung von neuen Amöbenarten, sondern auch von neuen intrazellulären Bakterien wachsen speziell in diesen Amöben führen. Zusammen helfen diese beiden Techniken, um neue intrazelluläre Bakterien in der Lage, in Amöben wachsen zu entdecken. Aufgrund ihrer Fähigkeit, Amöben infizieren und wider Phagozytose, intrazelluläre Bakterien könnten diese auch zu entkommen Phagozytose durch Makrophagen und somit sein pathogen für höhere Eukaryonten unterschieden.

Mit Amöben Co-Kultur und Amöben Anreicherung, wurden eine ganze Reihe von Umwelt-und / oder pathogene Bakterien entdeckt (Tabelle 1). Amöben Co-Kultur wurde von unserer Gruppe und andere verwendet werden, um Umweltproben, Wasseraufbereitungsanlagen und Wasserverteilungssystemen zu analysieren. Ein breites Spektrum von Mikroorganismen könnten mit dieser Technik isoliert werden. Die häufigsten Bakterien durch Amöben Co-Kultur isoliert sind Mitglieder der Gattung Myco...

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Discovery of New Intracellular Pathogens by Amoebal Coculture and Amoebal Enrichment Approaches

Amöben Kokultur ein Zellkultursystem mit adhärenten Amöben, selektiv wachsen intrazelluläre Pathogene in der Lage, phagozytische Zellen wie Amöben und Makrophagen zu widerstehen. Es stellt somit ein wichtiges Instrument, um neue Infektionserreger entdecken. Amöben Bereicherung ermöglicht Entdeckung neuer Amöbenarten und ihrer spezifischen intrazellulären Bakterien.

Entdeckung neuer intrazelluläre Erreger von Amöben Amöben Cokultur und Enrichment Ansätze

Intracellular pathogens such as legionella, mycobacteria and Chlamydia-like organisms are difficult to isolate because they often grow poorly or not at ...

discovery-new-intracellular-pathogens-amoebal-coculture-amoebal

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

14.4K Aufrufe.  University Hospital Center and University of Lausanne.  Amöben Kokultur ein Zellkultursystem mit adhärenten Amöben, selektiv wachsen intrazelluläre Pathogene in der Lage, phagozytische Zellen wie Amöben und Makrophagen zu widerstehen. Es stellt somit ein wichtiges Instrument, um neue Infektionserreger entdecken. Amöben Bereicherung ermöglicht Entdeckung neuer Amöbenarten und ihrer spezifischen intrazellulären Bakterien. 

Serie: Discovery of New Intracellular Pathogens by Amoebal Coculture and Amoebal Enrichment Approaches

Infection of Zebrafish Embryos with Intracellular Bacterial Pathogens

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as a model for studying the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen interactions 1. The major cell types of the innate immune system, macrophages and neutrophils, develop during the first days of embryogenesis prior to the maturation of lymphocytes that are required for adaptive immune responses. The ease of obtaining large numbers of embryos, their accessibility due to external development, the optical transparency of embryonic and larval stages, a wide range of genetic tools, extensive mutant resources and collections of transgenic reporter lines, all add to the versatility of the zebrafish model. Salmonella enterica serovar Typhimurium (S. typhimurium) and Mycobacterium marinum can reside intracellularly in macrophages and are frequently used to study host-pathogen interactions in zebrafish embryos. The infection processes of these two bacterial pathogens are interesting to compare because S. typhimurium infection is acute and lethal within one day, whereas M. marinum infection is chronic and can be imaged up to the larval stage 2, 3. The site of micro-injection of bacteria into the embryo (Figure 1) determines whether the infection will rapidly become systemic or will initially remain localized. A rapid systemic infection can be established by micro-injecting bacteria directly into the blood circulation via the caudal vein at the posterior blood island or via the Duct of Cuvier, a wide circulation channel on the yolk sac connecting the heart to the trunk vasculature. At 1 dpf, when embryos at this stage have phagocytically active macrophages but neutrophils have not yet matured, injecting into the blood island is preferred. For injections at 2-3 dpf, when embryos also have developed functional (myeloperoxidase-producing) neutrophils, the Duct of Cuvier is preferred as the injection site. To study directed migration of myeloid cells towards local infections, bacteria can be injected into the tail muscle, otic vesicle, or hindbrain ventricle 4-6. In addition, the notochord, a structure that appears to be normally inaccessible to myeloid cells, is highly susceptible to local infection 7. A useful alternative for high-throughput applications is the injection of bacteria into the yolk of embryos within the first hours after fertilization 8. Combining fluorescent bacteria and transgenic zebrafish lines with fluorescent macrophages or neutrophils creates ideal circumstances for multi-color imaging of host-pathogen interactions. This video article will describe detailed protocols for intravenous and local infection of zebrafish embryos with S. typhimurium or M. marinum bacteria and for subsequent fluorescence imaging of the interaction with cells of the innate immune system.

Transparent zebrafish embryos have proved useful model hosts to visualize and functionally study interactions between innate immune cells and intracellular bacterial pathogens, such as Salmonella typhimurium and Mycobacterium marinum. Micro-injection of bacteria and multi-color fluorescence imaging are essential techniques involved in the application of zebrafish embryo infection models.

Die Infektion von Zebrafisch-Embryos mit Intrazelluläre bakterielle Krankheitserreger

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as a model for studying the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Single Cell Measurements of Vacuolar Rupture Caused by Intracellular Pathogens

Shigella flexneri are pathogenic bacteria that invade host cells entering into an endocytic vacuole. Subsequently, the rupture of this membrane-enclosed compartment allows bacteria to move within the cytosol, proliferate and further invade neighboring cells. Mycobacterium tuberculosis is phagocytosed by immune cells, and has recently been shown to rupture phagosomal membrane in macrophages. We developed a robust assay for tracking phagosomal membrane disruption after host cell entry of Shigella flexneri or Mycobacterium tuberculosis. The approach makes use of CCF4, a FRET reporter sensitive to &beta;-lactamase that equilibrates in the cytosol of host cells. Upon invasion of host cells by bacterial pathogens, the probe remains intact as long as the bacteria reside in membrane-enclosed compartments. After disruption of the vacuole, &beta;-lactamase activity on the surface of the intracellular pathogen cleaves CCF4 instantly leading to a loss of FRET signal and switching its emission spectrum. This robust ratiometric assay yields accurate information about the timing of vacuolar rupture induced by the invading bacteria, and it can be coupled to automated microscopy and image processing by specialized algorithms for the detection of the emission signals of the FRET donor and acceptor. Further, it allows investigating the dynamics of vacuolar disruption elicited by intracellular bacteria in real time in single cells. Finally, it is perfectly suited for high-throughput analysis with a spatio-temporal resolution exceeding previous methods. Here, we provide the experimental details of exemplary protocols for the CCF4 vacuolar rupture assay on HeLa cells and THP-1 macrophages for time-lapse experiments or end points experiments using Shigella flexneri as well as multiple mycobacterial strains such as Mycobacterium marinum, Mycobacterium bovis, and Mycobacterium tuberculosis.

We describe a method for tracking the endomembrane rupture elicited by the intracellular bacteria Shigella flexneri and Mycobacterium tuberculosis upon host cell invasion. Our assay makes use of CCF4, a host cytoplasmic FRET probe in live or fixed cells. This reporter is degraded by an enzyme activity present on the bacterial surface.

Single Cell Messungen Vacuolar Rupture durch intrazelluläre Erreger verursacht

Shigella flexneri are pathogenic bacteria that invade host cells entering into an endocytic vacuole. Subsequently, the rupture of this membrane-enclosed ...

Monitoring Changes in Membrane Polarity, Membrane Integrity, and Intracellular Ion Concentrations in Streptococcus pneumoniae Using Fluorescent Dyes

Membrane depolarization and ion fluxes are events that have been studied extensively in biological systems due to their ability to profoundly impact cellular functions, including energetics and signal transductions. While both fluorescent and electrophysiological methods, including electrode usage and patch-clamping, have been well developed for measuring these events in eukaryotic cells, methodology for measuring similar events in microorganisms have proven more challenging to develop given their small size in combination with the more complex outer surface of bacteria shielding the membrane. During our studies of death-initiation in Streptococcus pneumoniae (pneumococcus), we wanted to elucidate the role of membrane events, including changes in polarity, integrity, and intracellular ion concentrations. Searching the literature, we found that very few studies exist. Other investigators had monitored radioisotope uptake or equilibrium to measure ion fluxes and membrane potential and a limited number of studies, mostly in Gram-negative organisms, had seen some success using carbocyanine or oxonol fluorescent dyes to measure membrane potential, or loading bacteria with cell-permeant acetoxymethyl (AM) ester versions of ion-sensitive fluorescent indicator dyes. We therefore established and optimized protocols for measuring membrane potential, rupture, and ion-transport in the Gram-positive organism S. pneumoniae. We developed protocols using the bis-oxonol dye DiBAC4(3) and the cell-impermeant dye propidium iodide to measure membrane depolarization and rupture, respectively, as well as methods to optimally load the pneumococci with the AM esters of the ratiometric dyes Fura-2, PBFI, and BCECF to detect changes in intracellular concentrations of Ca2+, K+, and H+, respectively, using a fluorescence-detection plate reader. These protocols are the first of their kind for the pneumococcus and the majority of these dyes have not been used in any other bacterial species. Though our protocols have been optimized for S. pneumoniae, we believe these approaches should form an excellent starting-point for similar studies in other bacterial species.

Monitoring Changes in Membrane Polarity, Membrane Integrity, and Intracellular Ion Concentrations in Streptococcus pneumoniae Using Fluorescent Dyes

Unlike that seen for eukaryotes, there is a paucity of studies that detail membrane depolarization and ion concentration changes in bacteria, primarily as their small size makes conventional methods of measurement difficult. Here, we detail protocols for monitoring such events in the significant Gram-positive pathogen Streptococcus pneumoniae utilizing fluorescence techniques.

Überwachen von Änderungen in Membran-Polarity, Membrane Integrity und intrazelluläre Ionenkonzentrationen in<em&gt; Streptococcus pneumoniae</em&gt; Verwenden von Fluoreszenzfarbstoffen

Membrane depolarization and ion fluxes are events that have been studied extensively in biological systems due to their ability to profoundly impact ...

Application of Fluorescent Nanoparticles to Study Remodeling of the Endo-lysosomal System by Intracellular Bacteria

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we introduce a method using gold-BSA-rhodamine NPs to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells and monitor manipulations of host cellular pathways by the intracellular pathogen Salmonella enterica. The NPs were readily internalized by HeLa cells and localized in late endosomes/lysosomes. Salmonella infection induced rearrangement of the vesicles and accumulation of NPs in Salmonella-induced membrane structures. We deployed the Imaris software package for quantitative analyses of confocal microscopy images. The number of objects and their size distribution in non-infected cells were distinct from the ones in Salmonella-infected cells, indicating extremely remodeling of the endo-lysosomal system by WT Salmonella.

This article describes methods for the synthesis and fluorescent labeling of nanoparticles (NPs). The NPs were applied in pulse-chase experiments to label the endo-lysosomal system of eukaryotic cells. Manipulation of the endo-lysosomal system by activities of the intracellular pathogen Salmonella enterica were followed by live cell imaging and quantified.

Die Anwendung der Fluoreszenz-Nanopartikel zur Umgestaltung des Endo-lysosomalen System-Studie durch intrazelluläre Bakterien

Fluorescent nanoparticles (NPs) with desirable chemical, optical and mechanical properties are promising tools to label intracellular organelles. Here, we ...

Biolistic Transformation of a Fluorescent Tagged Gene into the Opportunistic Fungal Pathogen Cryptococcus neoformans

The basidiomycete Cryptococcus neoformans, an invasive opportunistic pathogen of the central nervous system, is the most frequent cause of fungal meningitis worldwide resulting in more than 625,000 deaths per year worldwide.&#160;Although electroporation has been developed for the transformation of plasmids in Cryptococcus, only&#160;biolistic&#160;delivery provides&#160;an effective means to transform&#160;linear&#160;DNA&#160;that can be integrated into the genome by homologous recombination.&#160;
Acetate has been shown to be a major fermentation product during cryptococcal infection, but the significance of this is not yet known.&#160;A bacterial pathway composed of the enzymes xylulose-5-phosphate/fructose-6-phosphate phosphoketolase (Xfp) and acetate kinase (Ack) is one of three potential pathways for acetate production in C. neoformans. Here, we demonstrate the biolistic transformation of a construct, which has the gene encoding Ack fused to the fluorescent tag mCherry, into&#160;C. neoformans. We then confirm integration of the ACK-mCherry fusion into the&#160;ACK&#160;locus.

Biolistic Transformation of a Fluorescent Tagged Gene into the Opportunistic Fungal Pathogen Cryptococcus neoformans

Biolistic transformation is a method used to generate stable integration of DNA into the genome of the opportunistic pathogen Cryptococcus neoformans through homologous recombination. We will demonstrate biolistic transformation of a construct, which has the gene encoding acetate kinase fused to the fluorescent tag mCherry into&#160;C. neoformans.

Biolistischen Transformation einer Leuchtstoff Tagged-Gens in den Opportunistic Pilzpathogenentwicklung<em&gt; Cryptococcus neoformans</em

The basidiomycete Cryptococcus neoformans, an invasive opportunistic pathogen of the central nervous system, is the most frequent cause of fungal ...

Identification of Rare Bacterial Pathogens by 16S rRNA Gene Sequencing and MALDI-TOF MS

There are a number of rare and, therefore, insufficiently described bacterial pathogens which are reported to cause severe infections especially in immunocompromised patients. In most cases only few data, mostly published as case reports, are available which investigate the role of such pathogens as an infectious agent. Therefore, in order to clarify the pathogenic character of such microorganisms, it is necessary to conduct epidemiologic studies which include large numbers of these bacteria. The methods used in such a surveillance study have to meet the following criteria: the identification of the strains has to be accurate according to the valid nomenclature, they should be easy to handle (robustness), economical in routine diagnostics and they have to generate comparable results among different laboratories. Generally, there are three strategies for identifying bacterial strains in a routine setting: 1) phenotypic identification characterizing the biochemical and metabolic properties of the bacteria, 2) molecular techniques such as 16S rRNA gene sequencing and 3) mass spectrometry as a novel proteome based approach. Since mass spectrometry and molecular approaches are the most promising tools for identifying a large variety of bacterial species, these two methods are described. Advances, limitations and potential problems when using these techniques are discussed.

Matrix-assisted laser desorption/ionization time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS) and molecular techniques (16S rRNA gene sequencing) permit the identification of rare bacterial pathogens in routine diagnostics. The goal of this protocol lies in the combination of both techniques which leads to more accurate and reliable data.

Identifizierung von Rare bakteriellen Erregern von 16S rRNA-Gen-Sequenzierung und MALDI-TOF-MS

There are a number of rare and, therefore, insufficiently described bacterial pathogens which are reported to cause severe infections especially in ...

High-throughput Detection of Respiratory Pathogens in Animal Specimens by Nanoscale PCR

Nanoliter scale real-time PCR uses spatial multiplexing to allow multiple assays to be run in parallel on a single plate without the typical drawbacks of combining reactions together. We designed and evaluated a panel based on this principle to rapidly identify the presence of common disease agents in dogs and horses with acute respiratory illness. This manuscript describes a nanoscale diagnostic PCR workflow for sample preparation, amplification, and analysis of target pathogen sequences, focusing on procedures that are different from microliter scale reactions. In the respiratory panel presented, 18 assays were each set up in triplicate, accommodating up to 48 samples per plate. A universal extraction and pre-amplification workflow was optimized for high-throughput sample preparation to accommodate multiple matrices and DNA and RNA based pathogens. Representative data are presented for one RNA target (influenza A matrix) and one DNA target (equine herpesvirus 1). The ability to quickly and accurately test for a comprehensive, syndrome-based group of pathogens is a valuable tool for improving efficiency and ergonomics of diagnostic testing and for acute respiratory disease diagnosis and management.

High-throughput testing of DNA and RNA based pathogens by nanoscale PCR is described using a syndromic canine and equine respiratory PCR panel.

Hochdurchsatz-Nachweis von Respiratory Pathogens in Tier Proben durch nanoskalige PCR

Nanoliter scale real-time PCR uses spatial multiplexing to allow multiple assays to be run in parallel on a single plate without the typical drawbacks of ...

Visualizing Intracellular SNARE Trafficking by Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy

Soluble N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) attachment protein receptor (SNARE) proteins are key for membrane trafficking, as they catalyze membrane fusion within eukaryotic cells. The SNARE protein family consists of about 36 different members. Specific intracellular transport routes are catalyzed by specific sets of 3 or 4 SNARE proteins that thereby contribute to the specificity and fidelity of membrane trafficking. However, studying the precise function of SNARE proteins is technically challenging, because SNAREs are highly abundant and functionally redundant, with most SNAREs having multiple and overlapping functions. In this protocol, a new method for the visualization of SNARE complex formation in live cells is described. This method is based on expressing SNARE proteins C-terminally fused to fluorescent proteins and measuring their interaction by F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) employing fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM). By fitting the fluorescence lifetime histograms with a multicomponent decay model, FRET-FLIM allows (semi-)quantitative estimation of the fraction of the SNARE complex formation at different vesicles. This protocol has been successfully applied to visualize SNARE complex formation at the plasma membrane and at endosomal compartments in mammalian cell lines and primary immune cells, and can be readily extended to study SNARE functions at other organelles in animal, plant, and fungal cells.

This protocol describes a new method allowing for the quantitative visualization of complex formation of SNARE proteins, based on F&#246;rster resonance energy transfer, and fluorescence lifetime imaging microscopy.

Visualisierung von intrazellulären SNARE Menschenhandel durch Fluoreszenz Lifetime Imaging Microscopy

Soluble N-ethylmaleimide sensitive fusion protein (NSF) attachment protein receptor (SNARE) proteins are key for membrane trafficking, as they catalyze ...

Zika Virus Specific Diagnostic Epitope Discovery

High-density peptide microarrays allow screening of more than six thousand peptides on a single standard microscopy slide. This method can be applied for drug discovery, therapeutic target identification, and developing of diagnostics. Here, we present a protocol to discover specific Zika virus (ZIKV) diagnostic peptides using a high-density peptide microarray. A human serum sample validated for ZIKV infection was incubated with a high-density peptide microarray containing the entire ZIKV protein translated into 3,423 unique 15 linear amino acid (aa) residues with a 14-aa residue overlap printed in duplicate. Staining with different secondary antibodies within the same array, we detected peptides that bind to Immunoglobulin M (IgM) and Immunoglobulin G (IgG) antibodies present in serum. These peptides were selected for further validation experiments. In this protocol, we describe the strategy followed to design, process, and analyze a high-density peptide microarray.

In this protocol, we describe a technique to discover Zika virus specific diagnostic peptides using a high-density peptide microarray. This protocol can readly be adapted for other emerging infectious diseases.

Zika-Virus spezifische diagnostische Epitop Entdeckung

High-density peptide microarrays allow screening of more than six thousand peptides on a single standard microscopy slide. This method can be applied for ...

Human Colonoid Monolayers to Study Interactions Between Pathogens, Commensals, and Host Intestinal Epithelium

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal epithelium. Due to their closed structures and significant supporting extracellular matrix, 3D cultures are not ideal for host-pathogen studies. Enteroids or colonoids can be grown as epithelial monolayers on permeable tissue culture membranes to allow manipulation of both luminal and basolateral cell surfaces and accompanying fluids. This enhanced luminal surface accessibility facilitates modeling bacterial-host epithelial interactions such as the mucus-degrading ability of enterohemorrhagic E. coli (EHEC) on colonic epithelium. A method for 3D culture fragmentation, monolayer seeding, and transepithelial electrical resistance (TER) measurements to monitor the progress towards confluency and differentiation are described. Colonoid monolayer differentiation yields secreted mucus that can be studied by the immunofluorescence or immunoblotting techniques. More generally, enteroid or colonoid monolayers enable a physiologically-relevant platform to evaluate specific cell populations that may be targeted by pathogenic or commensal microbiota.

Here, we present a protocol to culture human enteroid or colonoid monolayers that have intact barrier function to study host epithelial-microbiota interactions at the cellular and biochemical level.

Menschliche Colonoid Monolagen Wechselwirkungen zwischen Erreger, Kommensalen und Host Darmepithel zu studieren

Human 3-dimensional (3D) enteroid or colonoid cultures derived from crypt base stem cells are currently the most advanced ex vivo model of the intestinal ...