Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium der National Institutes of Health (AG023088 BR) unterstützt.

Hinweis: Die Canton-S-Stamm ist der Standard von der Bloomington Stock Center-Wildtyp-Hintergrundlinie. 1. Lebensmittelzubereitung und Rezept für 1000 ml Nahrung Hinweis: Dieser Abschnitt beschreibt das Protokoll für die Zubereitung von Speisen. Große Metall-Töpfe verwendet werden, um etwa 18 L von Lebensmitteln zu einer Zeit vorzubereiten. Das hier beschriebene Protokoll verwendet wird verkleinert und 1000 ml H 2 O. Das Essen wird zweimal autoklaviert. <ol><li> Mischen Sie 113 g Saccharose und 28 g Bierhefe in 643 ml Wasser. Lassen Zutaten auf einer heißen Platte Satz bei 25 ° C mit einem Rührstab in der gesamten 15 Minuten mischen. </li><li> Autoklav Lebensmittel-Lösung für 20 min. </li><li> Mischen Sie 49 g Maismehl und 8,1 g Agar-Agar in 268 ml Wasser und fügen Sie zu dem in Schritt 1.2 beschrieben autoklaviert Futtermischung. Gut mischen mit einem großen Löffel oder einem Schneebesen. </li><li> Autoklav Futtermischung für weitere 20 min. </li><li> Legen Sie das Essen auf einem Teller abkühlen lassen und unter ständigem Mischen mit einem Rührstab. Ichf zusätzliche Lösungen sollten Lebensmittel wie Mifepriston (RU486) hinzugefügt werden, halten Sie die Speisen auf einer heißen Platte bis auf 60 ° C eingestellt und fügen Lösung, wenn das Essen die erforderliche Temperatur erreicht hat. </li><li> Lösen Sie 2,4 g tegosept in 10,7 ml 100% EtOH und auf eine kalte Platte zu halten mit einem Rührer vollständig auflösen und mischen Sie für ca. 15 min. </li><li> In tegosept Lösung auf Nahrung, wenn die Temperatur der Lebensmittel ist 60 ° C und gut mischen. </li><li> Verwenden einer Pumpe oder eines Futterspender zu etwa 10 ml der Nahrung in einer großen Fläschchen gießen. Durch die Verwendung eines Futterspender kann man Lebensmittel gleichzeitig in 100 breit, Kunststofffläschchen (1 Fach) zu einem Zeitpunkt, zu gießen. </li><li> Decken Sie die Röhrchen mit Kimwipes und Käse Tuch und lassen Sie Lebensmittel bei Raumtemperatur für 12-24 Stunden abkühlen. Halten Sie das Essen bei 4 ° C lagern und innerhalb von 3-4 Wochen. Wärmen Sie die Lebensmittel auf Raumtemperatur vor der Verwendung für Fliegen Arbeit. </li></ol> 2. Herstellung von Glasflaschen <ol><li> Zubereitet wird nach der in Schritt 1 genannten Protokolls. </li&gt; <li> Aliquot von 5 ml Nahrung in jeder Schmal, Glasfläschchen, die die richtige Größe für die Bevölkerung Monitoren. Diese Menge an Nahrung sollte niedrig genug, um unter der niedrigsten Ring der Bevölkerung Monitor sein. </li><li> Nachdem das Essen kühlt auf Raumtemperatur decken die Fläschchen mit Schwamm Stecker und halten Sie sie bei 4 ° C bis zu 2 Wochen. Da die Menge der Nahrung in einem Glasfläschchen eher gering ist, ist es am besten, um das Essen in ein oder zwei Wochen nutzen, um das Eintrocknen verhindern. </li><li> Warm up die Fläschchen auf Raumtemperatur vor dem Gebrauch. </li></ol> 3. Wartung der Kinder Flies <ol><li> Wachsen die Fliegen im breiten Kunststofffläschchen mit Standard-Labor Essen und halten die Fläschchen in einer feuchten, temperaturgesteuerten Klimakammer bei 25 ° C auf einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus. Die Tageslichtzeit beginnt um 6:00 Uhr in diesem Labor. </li><li> Am Morgen klar Erwachsenen fliegt von den Ampullen aus dem Eltern Fliegen werden nicht erhoben. </li><li> Sammeln Sie neu geschlüpften flies und trennen sie nach Geschlecht auf eine CO 2-Pad innerhalb von 8 Stunden nach dem Schlüpfen, um sicherzustellen, dass die weiblichen Fliegen sind Jungfrauen. Fliegen beginnen zu 8 Stunden nach dem Schlüpfen paaren. </li><li> Wenn die Jungfrau männlichen und weiblichen Fliegen sind zwischen 5 und 10 Tage alt, legte 10 männliche und 10 weibliche Fliegen in einem Fläschchen mit Standard-Lebensmittel einige Stückchen aktive Hefe an der Spitze. Hinweis: Steuern der Dichte der Larven unter Verwendung der gleichen Anzahl von entfernt und sie in einer Ampulle für zwei Tage. Die Zugabe von Hefe fördert aktiv die Eiererzeugung. </li><li> Halten Sie die Fliegen um sich zu paaren und Eier zu legen in einem temperaturgesteuerten Klimakammer bei 25 ° C mit einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus für 2 Tage. Richten Sie 5-10 Fläschchen der elterlichen Fliegen. </li><li> Übergeben Sie die Fliegen zu einem neuen Kunststoffröhrchen jeden zweiten Tag und halten die Fläschchen mit den Eiern in einem Brutschrank bei 25 ° C </li></ol> 4. Sammlung von Experimental Fliegen <ol><li> Nach 9 Tagen entfernt werden beginnen, aus den Fläschchen schlüpfen, wo der Parental Fliegen Eier gelegt (in Schritt 3.6 beschrieben.). Klar und entsorgen Sie die Fliegen, die während des ersten Tages geschlüpften und zurück, um die Fläschchen Inkubator. Die meisten der Fliegen am Tag 1 geschlüpften Weibchen sind. Eine synchronisierte Population von Fliegen werden an Tag 2 schlüpfen. </li><li> Innerhalb von 24 h Ort neu geschlüpften Fliegen auf CO 2-Pads und sammeln 25 männliche und 25 weibliche Fliegen pro Fläschchen mit einem Pinsel oder Metalllöffel. Halten Sie Fliegen auf CO 2 Pads für eine kurze Zeit, um alle Auswirkungen von CO 2 zu minimieren. Notieren Sie sich den Tag des Schlüpfens auf dem Fläschchen. Bauen Sie mindestens 5 Wiederholungs Fläschchen für Versuche und für Kontrollgruppen. </li><li> Die Durchstechflaschen in temperaturgesteuerten Klimakammern bei 25 ° C mit einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus. </li><li> Übergeben Sie die Fliegen zu einem neuen Kunststoffröhrchen jeden zweiten Tag mit einem Trichter. </li><li> Altern die Fliegen, bis die gewünschte Alters für Experimente erreicht ist. </li></ol> 5. Einrichten der Mobility-Monitore <ol><li> Legen Sie diePopulation überwacht in einem temperaturkontrollierten Inkubator. </li><li> Verbinden Sie jeden Monitor mit einer 4-Draht Telefonkabel an die Stromversorgung Interface Unit (PSIU) über 5-Wege-Verteiler (Multiline), die bis zu 5 verbinden einzelne Monitore mit einer Öffnung in der PSIU. Siehe 1A und 2B. </li><li> Schließen Sie das PSIU zu einer Linie Steckdose (100-240 V). Stecken Sie den Netzstromanschluss in einem der 2 Gegen PSIU-Buchsen. Das angrenzende grüne Licht leuchtet grün, wenn richtig angeschlossen. </li><li> Schließen Sie das PSIU dem Universal Serial Bus (USB)-Hardware. Verbinden Sie das USB-Kabel zwischen dem USB-Hardware mit einem Macintosh-oder Windows-PC für die Datenaufzeichnung. Am besten wäre es, einen Computer nur für die Datenerhebung gewidmet haben, da Sammlung läuft seit Tagen auf einmal. </li><li> Laden Sie die USB-Software (PSIUdrivers.zip). USB-Treiber-Software wird von der Power Supply-Schnittstelle verwendet und muss nur einmal heruntergeladen werden. Es synthetisiert einDatenverbindung zwischen dem Computerprogramm und den PSIU / Aktivitätsmonitore. Für einen PC-Nutzung und ein COM-Port für einen Macintosh verwenden eine einfache serielle Schnittstelle. </li><li> Laden Sie das Computer-Programm für Macintosh OSX (Intel) oder für Windows PC (XP/Vista/7) Programme, die von folgenden von der Hersteller Hinweise 308.pdf Verfügung gestellt. </li><li> Starten Sie den Computer-Programm und stellen Sie das Programm, indem Sie auf den Einstellungen, Leuchten oder Monitore. Das Programm läuft bis der Benutzer &quot;quit&quot;, um das Programm zu stoppen. Wenn das Computer-Programm oder der Computer heruntergefahren wird die Monitore werden weiterhin Strahlunterbrechungen zählen, aber die zählt nicht aufgezeichnet, bis das Programm neu gestartet werden. In diesem Fall wird die erste Lesung enthalten alle zählt seit dem letzten Mal die PSIU schickte die Daten an den Computer. </li><li> Wählen Sie die Registerkarte Einstellungen und wählen Sie das Serial Port, PSIU für Macintosh und COM für den PC. </li><li> Wählen Sie das Intervall, das Lesen von Sekunden reicht, Minuten oder eine Stunde. </li> &lt;li&gt; Wählen Sie die Monitore: Jeder Monitor hat seine eindeutige Nummer, die vom Hersteller angegeben wird. Wählen Sie die Monitor-Range, zu den Zahlen auf die Monitore des Herstellers entspricht. </li><li> Die Lichter Feld: Stellen Sie sicher, dass alle Monitore ordnungsgemäß angeschlossen sind, die durch eine grüne Licht neben der Monitornummer auf der Software markiert. Ein rotes Licht zeigt an, dass die Verbindung unterbrochen wird, und eine Black Box zeigt an, dass das System ausgeschaltet ist oder nicht richtig eingerichtet. </li></ol> 6. Einrichten des Experiment <ol><li> Entfernen Sie Lebensmittel, die Glasflaschen von 4 ° C und lassen Sie sie auf Raumtemperatur erwärmen. </li><li> Separate männlichen und weiblichen Fliegen im gleichen Alter auf CO 2-Pad. Zur Alterung Studien ist es möglich, Mobilitätsstudien schon nach 3 Tagen Alter beginnen. </li><li> Setzen Sie 10 oder 10 männlich weibliche Fliegen in jedes Glasfläschchen haltige Speisen. Verwenden Sie mindestens drei Flaschen von jeder experimentellen und Steuerleitung von Fliegen und für jedes Geschlecht. </li><li> Halten Sie den viALS auf ihrer Seite entfernt, bis die Wiederherstellung von CO 2, die entfernt sind, keine in der Lebensmittel stecken. Separate Fliegen bei etwa 8.00 und lassen sie für ca. 2 Stunden bei Raumtemperatur von CO 2 zu erholen. </li><li> Die Durchstechflaschen im Inneren der Bevölkerung Monitore in den Gründerzentren untergebracht. </li><li> Entsorgen Sie die innerhalb der ersten 24 Stunden nach der gesammelten Daten die Fliegen in den Inkubator stellen sie an die neue Umgebung anpassen können. </li><li> Übergeben Sie die Fliegen nach 3 oder 4 Tage für neue Fläschchen, um das Trocknen der Lebensmittel zu vermeiden. Wenn Fliegen sind anfällig für Tod oder Alter sind 40 Tage oder älter, übergeben Sie die Fliegen nach 2 Tagen und Nutzungsdaten für Tag 2 gesammelt. Auch nutzen mehr als drei Fläschchen pro Gruppe, um eine ausreichende Wiederholungen zu gewährleisten. Daten aus Flaschen mit toten Fliegen sollte ignoriert werden und nicht in der Analyse enthalten. </li></ol> 7. Ausführen der Aktivität Monitore und Berechnung des Gesamt spontane Aktivität <ol><li> Präferenzen wählen - das Intervall für die Datensammlung &lt;.br /&gt; Hinweis: Das Computerprogramm ermöglicht das Erfassen der Daten in Intervallen von 1 Sekunde bis 60 Minuten. 10 und 30 Minuten-Perioden gefunden, um angemessene Informationen über Mobilität, ohne dass eine überwältigende Anzahl von Zeitpunkten zu liefern. Bei den ausgewählten Zeitraum, wird das Programm die aktuelle Gesamtzahl für jeden Monitor zu senden an den Computer und beginnen wieder von Null zu zählen. Das Computerprogramm speichert die Daten in einem neuen Ordner durch den Computer-Daten-System. Die in jedem Monitor gesammelten Daten werden separat gespeichert und einzelne Textdokumente für jedes Fläschchen hergestellt. Die Daten werden kontinuierlich gesammelt, solange das Programm arbeitet. </li><li> Am Ende des Experiments, scannen Sie die Daten mit Hilfe der FileScan110X für Macintosh OSX (Intel) oder SystemMB108 für Windows PC-Programm (XP/Vista/7). Hinweis: Die Scan-Programm eliminiert doppelte Lesungen und stellt sicher, dass die Aufnahmen abgeschlossen sind. </li><li> Speichern Sie die innerhalb einer bestimmten Zeit und p gesammelten DatenEITRAUM von Tagen. Wählen Sie eine experimentelle Namen und kopieren Sie die Dateien vom Computer Datenordner für die Analyse. Hinweis: Zu diesem Zeitpunkt kann die Aktivität Abständen geändert und verschiedene, umgewandelt werden. Die Originaldaten werden in der Computerdaten-Ordner gespeichert und kann bleiben, solange sie nicht gelöscht werden abgerufen werden. </li></ol> 8. Datenanalyse <ol><li> Kopieren Sie die in der Textdateien gesammelten Daten in Spalten der Excel-Tabellen für die Datenanalyse. Von dieser Software gesammelten Daten sind in Spalten, die Zahlen, die Gesamtaktivität in einem einzigen Monitor über einen Zeitraum von Zeit, die der Prüfer ausgewählt enthalten. Hinweis: für jeden Monitor gesammelten Daten sind in separaten Textdateien. Es gibt 32 Spalten für jeden Monitor. Die ersten sechs Spalten sind leer und enthalten nur 0; nächsten drei enthalten die am unteren Ring erhobenen Daten, in der Mitte und am oberen Ring. Der Rest der Kanäle können gelöscht werden, da sie keine Daten enthalten. Jeder Ring gibt einEinzelwert pro Zeit. Siehe Screenshot der Rohdaten in Abbildung 2. </li><li> Berechnung des Gesamtaktivität innerhalb einer gewünschten Zeit für jeden Monitor, der die Summe der Aktivität in drei verschiedenen Höhen von Infrarotstrahlen gesammelt darstellt. Hinweis: Der Zeitraum kann von einigen Stunden, 24 Stunden oder mehrere Tage reichen. </li><li> Bestimmen Sie den Mittelwert der Bewegungsaktivität und die Standardabweichung zwischen den drei Monitoren, die drei biologischen Replikate zu vertreten. Anmerkung: Die Daten können für statistische Signifikanz unter Verwendung einer Reihe von Tests untersucht werden. Eines zweiseitigen Students-t-Test, eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) und einem Tukey HSD post-hoc-Test verwendet werden könnten, um die Auswirkungen der verschiedenen Umwelt-oder genetische Manipulationen auf 24 Stunden spontane Bewegungsaktivität 16 zu bestimmen. Es gibt eine Anzahl von anderen Programmen, die verwendet werden können, und sind zuvor veröffentlicht worden 17. </li></ol>

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P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Spontane Bewegungsaktivität der Fliegen wird von vielen Faktoren wie Alter, genetische Hintergrund und Geschlecht 2,13,18,19 beeinflusst. Außerdem können Umweltfaktoren wie Kaloriengehalt des Nahrungsmittels, der Temperatur der Umgebung, die Zugabe von verschiedenen Medikamenten, und Tag / Nacht-Lichtzyklus fly-Aktivität beeinflussen. Zum Beispiel männlichen Fliegen im gleichen Alter haben eine höhere spontane körperliche Aktivität im Vergleich zu Frauen (Abbildung 1). Daher sollte en...

Fruchtfliegen, Drosophila melanogaster, sind als wertvolle Modellorganismus, um Mechanismen, die komplexe Verhaltensweisen, wie Lernen und Gedächtnis, soziale Interaktion, Aggression, Drogenmissbrauch, Schlaf, sensorische Funktion, Balz, Paarung und 1,2 studieren verwendet. Ein Verhalten, das durch mehrere Protokolle untersucht worden ist, ist die spontane Bewegungsaktivität. Negative Geotaxis war eines der ersten Verfahren zur Messung Drosophila Aktivität entwickelt, und dieses Protokoll beinhaltet die Messung des Prozentsatzes der Fliegen, die eine bestimmte Höhe der Flasche zu erreichen, nachdem Fliegen wurden auf den Boden des Behälters 1,3 geschüttelt. Dieses Verfahren hat Vorteile, einfach, kostengünstig, und da es keine spezielle Ausrüstung kann in jedem Labor durchgeführt werden müssen. Es hat sich als ein wertvolles Screening-Werkzeug, um Effekte von verschiedenen genetischen Manipulationen auf Fliege Mobilität 3 Studie verwendet worden. Es ist jedoch zeit-und arbeitsintensiv einnd hat die Möglichkeit der Verzerrung durch variable Schütteln der Fläschchen und Menschenaufnahmen. Die negative Geotaxis Verfahren wurde auf durch Entwicklung der Negative Geotaxis (RING)-Methode Schnelle Iterative 4,5, die Fotografien der Fliege Ampullen nach Schütteln der Fliegen auf den Boden nimmt verbessert. Der Vorteil dieses Protokolls ist die Empfindlichkeit und die Möglichkeit zum Testen einer Vielzahl von Flug Fläschchen gleichzeitig. Allerdings hat dieses Protokoll immer noch die Potenzial für menschliche Fehler und misst nur negativ Geotaxis. Andere Laboratorien haben einfache Beobachtung in Kulturfläschchen verwendet werden, um die Bewegungsaktivität 6 zu bestimmen. Kürzlich mehrere Videoaufzeichnungssystemen zur Messung der Bewegungsaktivität fly entwickelt worden. Eine Videoüberwachungsprotokoll bietet Zeit für die Einstellung vor der Aufnahme 7. Die von Slawson et al. Verwendet auch eine Luftimpuls auf movemen stoppent bis zum Beginn der Aufzeichnung, die potentiell ein Stressor den Tieren 7 sein könnte. Diese Methode liefert Informationen über Durchschnittsgeschwindigkeit, Höchstgeschwindigkeit, Zeit in Bewegung, etc. Ein weiteres dreidimensionales Tracking-System misst die maximale Geschwindigkeit der einzelnen Fliegen bei ~ 0,2 Sekunden des freien Fluges 8 Start. Ein dreidimensionales Videoüberwachungsprotokoll verwendet Linie, die GFP und mehrere Kameras mit Filtern und somit die Detektion der Fluoreszenz zu fliegen Mobilität 9 bestimmen ausgerüstet. Fliegen in diesem Protokoll sind in der Regel zylindrisch Flugmuster, die potentiell durch die Form von Drosophila Kulturgefäße 10 aufweisen. Dieses Verfahren wurde mit einer Kuppel, die Messung spontaner Bewegung von zwei Fliegen 11 kann verbessert werden. Eine Hochdurchsatz-Verfahren, das eine Kamera verwendet, um automatisch zu überwachen und zu quantifizieren, die individuelle und soziale Verhalten von Drosophila ist ebenfalls beschrieben 12 gewesen. Zou etal. entwickelten eine Verhaltens Monitor-System (BMS), die zwei computergestützten Kameras verwendet, um Verhalten und Lebensdauer Bewegungen wie Ruhe aufzunehmen, bewegen, fliegen, Essen, Trinken, oder Tod von einzelnen Tephritiden Fruchtfliegen 13. Mehrere andere Video-Systeme wurden entwickelt, um Fliegen 14,15 Verhaltensaktivität überwachen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Quantifizierung von Drosophila Aktivität, die Bevölkerung Monitoren verwendet. Diese Monitore sind in der Temperatur-und Feuchte-kontrollierten Inkubatoren bei 25 ° C auf einem 12-stündigen Tag-Nacht-Lichtzyklus untergebracht. Jede Population Monitor hat Infrarotstrahlen in Ringen in drei verschiedenen Höhen angeordnet war. Jedes Mal, wenn eine Fliege in die Ringe bewegt er den Infrarotstrahl, der von einem Mikroprozessor unabhängig Datensätze erfasst und zählt die Aktivität des in der Phiole entfernt bricht. Ein Mikroprozessor lädt die Gesamtaktivität in dem Fläschchen mit dem Computer in benutzerdefinierten intervals das könnte von 1 Sekunde bis 60 Minuten variieren. Das hier beschriebene Verfahren bietet ausreichend Zeit entfernt, um an die neue Umgebung anpassen und ermöglicht die gleichzeitige Messung der spontanen lokomotorischen Aktivität von nicht weniger als 120 Populationen entfernt. Zusätzlich beschreiben wir, Zubereitung der Speisen, fliegen Wartung, Einrichtung der Mobilität Bevölkerung Monitore in temperaturgesteuerten Inkubatoren und potenziellen Faktoren, die die Ergebnisse beeinflussen können. Diese Methode kann verwendet werden, um zu untersuchen, wie die verschiedenen Umwelt-oder genetische Veränderungen beeinflussen spontane Bewegungsaktivität der Fliegen werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster als Modellorganismus eine hervorragende Umwelt-und genetischen Manipulationen, die das Verhalten beeinflussen studieren verwendet. Ein solches Verhalten ist spontane Bewegungsaktivität. Hier beschreiben wir unser Protokoll, Drosophila Population überwacht und ein Verfolgungssystem, das eine kontinuierliche Überwachung der spontanen lokomotorischen Aktivität von Fliegen können für mehrere Tage in einer Zeit verwendet. Dieses Verfahren ist einfach, zuverlässig und objektiv und kann verwendet werden, um die Auswirkungen des Alterns, des Geschlechts, Änderungen der Kaloriengehalt von Lebensmitteln, Zugabe von Drogen oder genetische Manipulationen, die menschliche Krankheiten nachahmen untersuchen.

<html> Die spontane Bewegungsaktivität bei Drosophila Fliege hängt von Geschlecht (3A), Kaloriengehalt der Nahrung (3B) und der Hell / Dunkel-Zyklus. Sobald das Licht ausgeschaltet fly Aktivität dramatisch abnimmt. 3A veranschaulicht von 24 Stunden nach der Bewegungsaktivität Aufnahmen von männlichen und weiblichen Fliegen. Ein Stern auf der x-Achse markiert den Zeitpunkt, wenn das Licht ausgeschaltet wurde und der Übergang zum Dunkel-Zyklus. 3B</s...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster sind nützlich bei der Untersuchung genetischer oder umwelt Manipulationen, die Verhaltensweisen wie spontane Bewegungsaktivität beeinflussen. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das Monitore mit Infrarot-Strahlen und Datenanalyse-Software, um die spontane Bewegungsaktivität zu quantifizieren nutzt.

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K Aufrufe.  University of Connecticut Health Center.  Drosophila melanogaster sind nützlich bei der Untersuchung genetischer oder umwelt Manipulationen, die Verhaltensweisen wie spontane Bewegungsaktivität beeinflussen. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das Monitore mit Infrarot-Strahlen und Datenanalyse-Software, um die spontane Bewegungsaktivität zu quantifizieren nutzt. 

Serie: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying Bewegungsaktivität zu zirkadianen Rhythmen Study and Sleep Parameter in Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Assaying Bewegungsapparat, Lernen und Gedächtnis Defizite in Drosophila Modelle von Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetische Störung der neuronalen Aktivität mit Laser Illumination in Semi-intakt<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...