The authors thank Kerstin Glensk for preparing the MTases M.BseCI and Set7/9 and gratefully acknowledge funding by the Excellence Initiative of the German Federal and State Governments and RWTH Aachen University. The authors are happy to provide 6BAz and SeAdoYn or other cofactor analogues for collaborative research.

1. Allgemeine Hinweise <ol><li> Speicher Aziridin Cofaktor 6BAz (in DMSO) und Protein MTase Set7 / 9 bei -80 ° C und alle anderen Reagenzien, wie doppel aktiviert Cofaktor SeAdoYn und DNA MTase M.BseCI (in 50% Glycerin) bei -20 ° C. </li><li> Bestimmen Sie die Konzentration von 6BAz und SeAdoYn durch UV / Vis-Spektroskopie unter Verwendung des Extinktionskoeffizienten ε 269nm (6BAz) = 16.000 cm -1 M -1 und 260 nm ε (SeAdoYn) = 15.400 cm -1 M -1 in VE-Wasser. Man bestimmt die Konzentration der MTasen nach dem Bradford-Assay oder bei der Extinktionskoeffizient ist, durch direkte Absorption bei 280 nm. </li><li> Versuchen Sie, um zu vermeiden, Blasen, die durch intensive Pipettieren oder Vortexen, um Verlust der Enzymaktivität zu verhindern. Stattdessen mischen durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren. </li><li> Beim Hinzufügen Aziridin Cofaktoren aus Stammlösungen in DMSO sicherstellen, dass DMSO-Endkonzentration in dem Test wenigerals 5%. Immer auch 10 mM Magnesiumionen in dem Assay-Puffer, um nicht-spezifische Reaktionen mit DNA zu verhindern. </li><li> Beim Hinzufügen Doppel aktiviert Cofaktoren aus sauren Stammlösungen verwenden kleine Mengen (hochkonzentrierten Stammlösungen) auf pH-Änderungen zu vermeiden und sicherzustellen, dass der pH-Wert der Testlösung nicht wesentlich ändert. Vermeiden Thiole, beispielsweise β-Mercaptoethanol oder Dithiothreitol (DTT), in dem Assaypuffer, da sie mit dem Klick-Reaktion durch Komplexbildung der benötigten Kupferionen stören können. </li></ol> 2. Ein-Schritt-Markierung von DNA durch Aziridin Cofaktoren <ol><li> Sequenzspezifischen Methyltransferase-induzierte Etiketten ing (lächelnd) von Plasmid-DNA mit DNA M.BseCI MTase und Aziridin Cofaktor 6BAz. <ol><li> Auftauen Cofaktor Lösung bei 20 ° C und bereiten die Reaktionsgemische auf Eis. </li><li> Zusätzlich zur Durchführung des Assays eine &quot;Cofaktor&quot; -Steuerung, um alle nicht-spezifischen Modifikationen und eine &amp; # visualisieren8220; Enzym &quot;Kontrolle, um sicherzustellen, dass die MTase Zubereitung frei von natürlichen Cofaktor AdoMet. </li><li> Für den Assay Mix 2 ul 10x Modifikation Puffer (enthaltend 100 mM Tris-HCl, 100 mM MgCl 2, 20 mM β-Mercaptoethanol, pH 7,4), 2 ul von pBR322 (0,5 ug / ul), 10 eq. M.BseCI pro Erkennungssequenz auf der DNA (1 Erkennungssequenz in pBR322) und dem Aziridin Cofaktor 6BAz bis zu einer Endkonzentration von 60 &amp; mgr; M in einem Gesamtvolumen von 20 ul. Fügen Cofaktor und DNA MTase letzten. HINWEIS: β-Mercaptoethanol ist giftig, ätzend und umweltschädliche. </li><li> Für die &quot;Cofaktor&quot; Kontrolle hinzufügen entsalztem Wasser anstelle von M.BseCI und für die &quot;Enzym&quot; Kontrolle hinzufügen entsalztem Wasser anstelle von 6BAz. </li><li> Mischen Sie die Lösungen durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren. </li><li> Die Röhrchen bei 55 ° C inkubieren 1 Std. </li><li> Kurz zentrifugieren, um alle Flüssigkeit an dem Boden der Röhrchen zu sammeln. </li></ol></li><li> Restriktions-Modifikations-Assay zur DNA-Modifikation zu prüfen. <ol><li> Es wird eine Lösung durch Mischen von 10 ul 10x R.TaqI Puffer (enthaltend 100 mM Tris-HCl, 50 mM MgCl 2, 1 M NaCl, 1 mg / ml Rinderserumalbumin, pH 8,0), 80 &amp; mgr; l deionisiertes Wasser und 3,3 ul der Restriktionsendonuklease (Rease) aus Thermus aquaticus (R.TaqI, 10 U / ul). Achten Sie auf die Rease im letzten Schritt hinzuzufügen. </li><li> Zu jedem Röhrchen aus 2.1.7 hinzuzufügen 2 ul 10x R. TaqI-Puffer und 28 ul der Lösung von oben (2.2.1). </li><li> Mischen Sie die Lösungen durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren. </li><li> Die Röhrchen bei 65 ° C Inkubation 30 min. </li><li> Kurz zentrifugieren, um alle Flüssigkeit an dem Boden der Röhrchen zu sammeln. </li></ol></li><li> Elektro Shift Assay (EMSA) mit Streptavidin funktionelle Änderung zu überprüfen. <ol><li> Entfernen von 25 ul aus jedem Röhrchen (2.2.5) und füge 2,4 ul einer Streptavidin-Lösung (1 mM in Bezug auf Streptavidin monomer in Streptavidin-Puffer, enthaltend 100 mM Na 2 HPO 4, 100 mM NaCl, pH 7,5; 4 Äquivalente Gesamt Biotin). Hinzufügen 2,4 ul Streptavidin-Puffer zu den verbleibenden Rohren. </li><li> Alle Röhrchen bei 37 ° C inkubieren 1 Std. </li></ol></li><li> Analyse mittels Agarose-Gelelektrophorese. <ol><li> Mit 5 ul 6x Ladepuffer (0,25% Bromphenolblau, 30% Glycerin) in jedes Röhrchen. </li><li> Mischen Sie die Lösungen vorsichtig. </li><li> Last 10 ul jeder Probe in die Vertiefungen von einem Agarosegel (1% Agarose in 0,5x TBE-Puffer, enthaltend 1x GelRed von einem 10.000-Stammlösung). </li><li> Führen Sie das Gel in 0,5 x TBE-Puffer mit 80 V für ca. 1 Std. </li><li> Visualisieren DNA-Banden auf einem UV-Tisch (312 nm) mit einer CCD-Kamera mit einem Filter (540 ± 50 nm) ausgestattet ist. HINWEIS: UV-Licht die Augen und die Haut zu beschädigen. </li></ol></li></ol> 3. Zwei-Schritt-Protein Labeling über Doppel aktivierte Cofaktoren <ol><li> MethyltransfLöschen-Regie Übertragung von Aktivgruppen (MTAG) mit Set7 / 9 und doppelklicken aktiviert Cofaktor SeAdoYn für Histon H3 Lysin 4 Kennzeichnung (Modifikationsschritt). <ol><li> Tauen Sie die Komponenten und bereiten die Reaktionsgemische auf Eis. HINWEIS: Halten Sie immer SeAdoYn gekühlt, um den Abbau zu vermeiden. </li><li> Zusätzlich zur Durchführung des Assays eine &quot;Cofaktor&quot; -Steuerung, um alle nicht-spezifischen Modifikationen zu visualisieren, und ein &quot;Enzym&quot; Kontrolle, um nicht-spezifische Reaktionen der fluoreszierenden Sonde auszuschließen. </li><li> Vorbereiten einer Testlösung (20 ul), die Modifikationspuffer (50 mM Tris-HCl, 5% Glycerin, pH 8,5), 10 &amp; mgr; M Histon H3, 10 uM Set7 / 9 und 600 &amp; mgr; M SeAdoYn (Gemisch der beiden Epimeren in Selen). In den letzten Schritten hinzufügen Cofaktor und dann MTase. </li><li> Für die &quot;Cofaktor&quot; Steuer bereiten eine Testlösung wie in 3.1.3 und fügen 60 mM AdoMet um mit dem synthetischen Cofaktor konkurrieren. Für die &quot;Enzym&quot; Kontrolle hinzufügen entsalztem Wasser anstelle von SeAdoYn.</li><li> Mischen Sie die Lösungen durch langsames Auf- und Abpipettieren. Der pH-Wert durch Zugabe von 1 &amp; mgr; l jeder Lösung in dem oberen Bereich eines pH-Streifen (pH 5 - 10). </li><li> Bei 37 ° C für 2 Std. </li><li> In der Zwischenzeit bereiten ein 12% SDS Polyacrylamidgel (Laufgel: 357 mM Bis-Tris, pH 6,5-6,8, 0,1% (w / v) APS, 0,04% (v / v) TEMED und 12% Acrylamid / Bisacrylamid 37,5: 1 ; Lade Gels: 357 mM Bis-Tris, pH 6,5-6,8, 0,1% (w / v) APS, 0,04% (v / v) TEMED und 5% Acrylamid / Bisacrylamid 37,5: 1). HINWEIS: Acrylamid / Bisacrylamid ist giftig und gesundheitsgefährdenden. Während dieses Vorgangs Handschuhe tragen. </li></ol></li><li> Chemische Kennzeichnung alkinylated Lysin 4 in Histon H3 durch Kupfer-katalysierte Azid-Alkin-Cycloaddition (CuAAC) (Markierungsschritt). <ol><li> Kurz vor dem Ende der Modifizierungsreaktion bereiten 5x Klick Mischung, enthaltend 3 mM CuSO 4, 3 mM Tris (3-hydroxypropyl-triazolylmethyl) amin (THPTA), 250 mM Natriumascorbat und 6 mM TAMRA Azids mit einemGesamtvolumen von 20 ul. </li><li> Mit 5 ul des frisch hergestellten 5x Klick Mischung zu jedem Röhrchen, um die CuAAC beginnen und löschen den Modifikationsreaktion. </li><li> Vorsichtig mischen nach oben und unten. </li><li> Schützen Sie alle Rohre mit Aluminiumfolie vor Licht auf Photobleaching des Fluorophors zu vermeiden. </li><li> Inkubiere bei 20 ° C für 1 Stunde. </li></ol></li><li> Proteinfällung, um überschüssige freie TAMRA Fluorophor zu entfernen. <ol><li> Um Überstrahlen des fluoreszierend markierten Histon H3 durch intensive in-Gel-Fluoreszenz der freien TAMRA Fluorophor zu vermeiden, entfernen Sie überschüssige Fluorophor durch Fällung von Proteinen (3.3.2 - 3.3.4) 34. </li><li> In 75 ul Methanol, 18,8 ul Chloroform und 50 ul entionisiertem Wasser zu jedem Röhrchen und vortexen kurz nach jeder Zugabe. Zentrifugieren bei 16.000 × g für 5 min. Die obere Phase ohne Störung der Grenzschicht, die das Protein enthält. </li><li> In 56,3 ul Methanol zu der verbleibenden Phase in jedes Rohr, Wirbel und Zentrifuge bei 16.000 × g für 5 min, um das Protein zu pelletieren. Entfernen Sie den Überstand. Wiederholen Sie diesen Schritt, um das Pellet zu waschen. </li><li> Decken Sie die offene Rohre mit einem fusselfreien Tuch und lassen Sie sie für 15 trocken - 30 min. </li></ol></li><li> Analyse über SDS-PAGE. <ol><li> Man löst die ausgefällten Proteine ​​aus 3.3.4 in 20 ul SDS-Ladepuffer (50 mM Tris-HCl, 2,5% (w / v) SDS, 10% (v / v) Glycerin, 320 mM β-Mercaptoethanol und 0,05% (w / v) Bromphenolblau, pH 6,8). Achten Sie darauf, um das Pellet vollständig auflösen durch Spülen der Wände der Rohre mit einer Pipette. </li><li> Inkubieren der Proben bei 95 ° C für 10 min und ließ sie abkühlen auf 20 ° C. </li><li> Kurz zentrifugieren, um alle Flüssigkeit an dem Boden der Röhrchen zu sammeln. </li><li> Legen der gesamten Menge von jeder Probe in die Vertiefungen eines SDS-Polyacrylamidgels (3.1.7). Benutzen 50 mM MOPS, 50 mM Tris-X (Tris-Base), 5 mM EDTA, 0,1% (w / v) SDS als Laufpuffer für die Elektrophorese. </li><li>Führen Sie das Gel mit 120 V für ca. 90 min. </li><li> Visualisierung der im Gel auf eine Fluoreszenz-UV-Tabelle (312 nm) mit einer CCD-Kamera mit einem Filter (540 nm ± 50 nm) ausgestattet ist. HINWEIS: UV-Licht die Augen und die Haut zu beschädigen. </li></ol></li></ol>

The authors disclose the following competing financial interest: E.W. is inventor on related patents.

Ein-Schritt-Markierung von DNA mit DNA MTasen und Aziridin Cofaktoren (lächelnd DNA) ist eine robuste Methode, aber einige Aspekte sollten bei der Planung des Experiments werden. Aziridin Cofaktor: Der 6BAz Konzentration zur DNA-Markierung mit M.BseCI betrug 60 uM. Bei Verwendung anderer DNA MTasen sollte die Cofaktor-Konzentration optimiert werden, zum Beispiel so niedrigen Konzentrationen wie 20 &amp; mgr; M wurden mit der DNA MTase M.TaqI 19 eingesetzt. Low 6...

Spezifische Markierung von Nukleinsäuren und Proteinen 1,2 3,4 ist von großem Interesse für die funktionelle Charakterisierung, der medizinischen Diagnostik und (Nano-) Biotechnologie. Hier stellen wir eine enzymatische Markierungsverfahren für diese Biopolymere, die auf S -adenosyl-L-Methionin (AdoMet oder SAM) -abhängige Methyltransferasen (MTasen) basiert. Diese Enzymklasse (EC 2.1.1.) Zielt einzelnen nucleophilen Stellen (Stickstoff, Sauerstoff, Schwefel und Kohlenstoffatomen) innerhalb spezifischer Reste von Nukleinsäuren und Proteinen, und überträgt die aktivierte Methylgruppe des Cofaktors AdoMet (1A) 5 natürlich. Darüber hinaus können MTasen synthetischen Cofaktor-Analoga zur spezifischen Markierung mit Affinitätsmarkern, Fluorophore oder andere Etiketten (Abbildung 1B) 6 zu nutzen. Zwei Klassen von AdoMet-Analoga entwickelt: Aziridin Cofaktoren für S equence spezifischen M ethyltransferase- I </strong&gt; Nduced L abel ing (lächelnd) 7 und Doppel aktiviert AdoMet-Analoga für m ethyltransferase gerichteter Nous Transfer von A ctivated G ruppen (MTAG) 8. <img alt="Figur 1" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" width="700" /> Figur 1: Die Reaktionen von Methyltransferasen (MTasen) A. Methyl Gruppe von der natürlichen Cofaktor AdoMet (SAM) auf verschiedenen Substraten, einschließlich DNA, RNA, Proteinen und kleinen Biomolekülen B. Labeling / Funktionalisierung von Nukleinsäuren und Proteinen (NNNNN = katalysiert.. Basenpaare der DNA, Nukleotiden von RNA und Aminosäuren für Proteine; XXXXX = Erkennungssequenz der MTase mit Ziel Rückstand in grün) mit synthetischen Cofaktor-Analoga. Aziridin Cofaktoren, die eine Reportergruppe (blaue Kugel)an den Adenin gebunden sind sequenzspezifisch mit der Zielrest (links), und doppelklicken aktiviert AdoMet-Analoga gekoppelt führen zu erweiterter Alkylketten, der eine chemische Reporter Y (rechts), die von bioorthogonale Klick-Reaktion in einem zweiten Schritt bezeichnet werden kann übertragen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> Aziridin Cofaktoren funktionieren am besten mit DNA MTasen. Sie enthalten einen dreigliedrigen Ring mit einem Stickstoffatom, 9 (oder ein N -mustard 10,11) anstelle der Sulfonium- Zentrum als reaktive Gruppe. Protonierung des Stickstoffatoms aktiviert den Aziridinring für den nucleophilen Angriff durch die Zielnukleotidsequenz, die Kopplung des ganzen Cofaktor mit DNA kovalent führt. Durch das Anbringen Reportergruppen an den Adeninring die Aziridin Kofaktoren kann in Kombination mit DNA MTasen verwendet, um DNA in einem Schritt zu kennzeichnen (werden <stron<html> g&gt; 1B, links) 7,12. Dies wird im Detail für die Biotinylierung von DNA mit 6BAz 13 gezeigt - 15 (Aziridin Cofaktor Biotin an der 6-Stellung der Adenin-Ring gebunden ist) und der Adenin-spezifische DNA MTase aus Bacillus stearothermophilus (M.BseCI) 16 (Abbildung 2, siehe Protokoll Abschnitt 2: Ein-Schritt-Markierung von DNA durch Aziridin Kofaktoren). Neben M.BseCI (&quot;Erkennungssequenz, die DNA MTasen aus Thermus aquaticus (M.TaqI, 5&#39;-TCG A -3 5&#39;-ATCG A T-3)), aus Haemophilus heamolyticus (M.HhaI, 5 &quot;-G C GC-3 &#39;) und von Spiroplasma (M.SssI, 5&#39;-C G-3&#39;) wurden erfolgreich eingesetzt, um DNA mit 6BAz 17 biotinylieren. Weiterhin kann Aziridin Cofaktoren für einstufige Fluoreszenz-DNA-Markierungs 18,19 eingesetzt werden. NHALT &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Abbildung 2" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" width="700" /> Fig. 2: Sequenzspezifische einstufigen Biotinylierung von DNA mit M.BseCI und 6BAz Die DNA MTase M.BseCI erkennt die doppelsträngige DNA-Sequenz 5&#39;-ATCG A T-3 &#39;und natürlich methyliert die Aminogruppe des zweiten Adenin Rückstand (grün) mit AdoMet. Mit dem Aziridin Cofaktor 6BAz der Verlauf der Reaktion verändert wird und M.BseCI führt zu spezifischen DNA-Biotinylierung durch Kopplung des gesamten Cofaktor einschließlich Biotin (blau) mit der Ziel Adenin zu sequenzieren. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> Doppel aktiviert AdoMet-Analoga enthalten verlängert ungesättigte Seitenketten statt einer Methylgruppe an der Sulfonium- Zentrum (1B </strong&gt;, rechts) 20. Die ungesättigte Doppel- oder Dreifachbindung in β-Stellung zu dem Sulfoniumsalz Zentrum elektronisch kompensiert ungünstige sterische Effekte im Übergangszustand durch Konjugation Stabilisierung. Da sowohl die Sulfonium-Center und die ungesättigte Bindung aktivieren Sie die Seitenkette für die enzymatische Übertragung wurden diese Cofaktoren doppelt aktivierte AdoMet-Analoga genannt. Typischerweise werden sie verwendet, um Seitenketten mit einzigartigen chemischen Gruppen (chemischer Reporter), wie Amino, Alkin- und Azidgruppen in einem zweiten Schritt 8,21 zu übertragen, für die chemoselektive Etikettierung. In der Regel können mit einem Doppelklick aktiviert AdoMet-Analoga nicht nur als Co-Faktoren für die DNA-MTasen 8,20,21 sondern auch für RNA MTasen 22,23 und Protein MTasen 24-28 ermöglicht zusätzliche Kennzeichnung von RNA und Proteinen. Allerdings sind die verlängerten Seitenketten sterisch anspruchsvoller als eine Methylgruppe und eine Vergrößerung der MTase aktiven Zentren durch Protein-Engineering ist often erforderlich, um eine effiziente Übertragungsraten zu erzielen. Eine andere Lösung für dieses Problem ist es, eine AdoMet-Analogon mit einem kleinen Propargylgruppe (drei Kohlenstoffatome), wobei das terminale Alkin hat zwei Funktionen: 1. Stabilisierung des Übergangszustands bei der enzymatischen Übertragung und 2. Reaktivgriff für folgende chemische Modifikationen von Kupfer- katalysierte Azid-Alkin-Cycloaddition (CuAAC) Klickchemie. Es stellte sich heraus, dass die resultierende propargylische AdoMet analogen 29 ist unter neutralen oder leicht basischen Bedingungen und nur bedingt recht instabil. Dieser Nachteil kann durch den Ersatz des Schwefelatoms mit Selen fixiert werden. Der resultierende Cofaktor 5 &#39;- [(Se) [(3S) -3-Amino-3-carboxypropyl] prop-2-ynylselenonio] -5&#39;-Desoxyadenosin (SeAdoYn, Bild 3) durch Wildtyp-DNA erlaubt, RNA und Protein MTasen 30-32, die die Notwendigkeit für das Protein-Engineering in vielen Fällen aufheben. Dies wird durch Fluoreszenz pro exemplifiziert<html> Protein Markierung mit dem Histon H3 Lysin 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 33 (Abbildung 3, siehe Protokoll Abschnitt 3: Zweistufige Proteinmarkierung durch Doppelklick aktiviert Kofaktoren). <img alt="Figur 3" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig3highres.jpg" width="700" /> Fig. 3: Sequenzspezifische zweistufige Fluoreszenzmarkierung von Histon H3 mit Set7 / 9, SeAdoYn und TAMRA Azid Das Protein MTase Set7 / 9 natürlich methyliert die Aminogruppe des Lysins 4 in Histon H3 (H3K4, grün) mit AdoMet. Mit dem Doppel aktiviert Cofaktor SeAdoYn die MTase trägt eine kleine Propargylgruppe (rot) an den Lysinrest. Das angeschlossene Klemme Dreifachbindung wird dann selektiv in einer bioorthogonale Klick-Reaktion (Kupfer-katalysierte Azid-Alkin-Cycloaddition, CuAAC) mit Azid-derivatisierten TAMRA (Tetramethylrhodamin, blau) Fluorophor modifiziert.Last / 52.014 / 52014fig3highres.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="669">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">6BAz</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Weinhold et al., Patent number US 8,129,106, published March 6, 2012.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">&#946;-Mercaptoethanol</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">28625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acetic acid</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10304980</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acrylamide/Bis Solution, 37.5:1</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10688</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">UltraPure Agarose</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td align="right" style="width:119px;">16500100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ammonium persulfate (APS)</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">13375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bis-Tris</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Boric acid</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bromophenol blue Na salt</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right">15375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Copper(II) sulfate</td>
			<td style="width:139px;">Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C1297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Chloroform</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right">10020090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Coomassie Brilliant Blue</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">17525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">EDTA disodium salt</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ethanol</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">100983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">GelRed (10000x in water)</td>
			<td style="width:139px;">Biotium</td>
			<td align="right" style="width:119px;">41003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Glycerol (99.5%)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">2006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">FastRuler Low Range DNA Ladder</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Histone H3</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Philipp Voigt and Prof. Danny Reinberg; expression and isolation according to T. J. Richmond et al., J. Mol. Biol. 1997, 272, 301-311.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">M.BseCI</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Michael Kokkinidis; expression and isolation according to Kapetaniou et al., Acta Cryst. 2006, F63, 12-14.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Methanol</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10675112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Magnesiumchloride&#160; hexahydrate</td>
			<td style="width:139px;">J.T. Baker</td>
			<td align="right" style="width:119px;">4003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">MOPS</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pH strip (Neutralit)</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1,095,330,001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pBR322</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SD0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">R.TaqI (10u/&#181;l)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td>ER0671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SeAdoYn</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Willnow et al., ChemBioChem 2012, 13, 1167-1173.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Set7/9</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Prof. Danny Reinberg, expression and isolation according to D. Reinberg et al., Genes Dev.2002, 16, 479-489.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Streptavidin</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">3058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">(+)-Sodium L-ascorbate</td>
			<td style="width:139px;">Sigma Life Science</td>
			<td style="width:119px;">A7631</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SDS Granular</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1833</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">di-Sodiumhydrogenphosphat</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">106,586</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TAMRA-azide</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TaqI buffer (10x)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">B28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:245px;">N,N,N&#39;,N&#39;-Tetramethylethylenediamine (TEMED)</td>
			<td style="width:139px;">Acros Organics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">42058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-HCl</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-X (TRIS-base)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:245px;">Tris(3-hydroxypropyltriazolyl-methyl)amine (THPTA)</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:119px;">762342</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sequence-specific labeling of nucleic acids and proteins with methyltransferases and cofactor analogues

S -Adenosyl-L-Methionin (AdoMet oder SAM) -abhängige Methyltransferasen (MTase) katalysieren den Transfer des aktivierten Methylgruppe von AdoMet auf bestimmte Positionen in der DNA, RNA, Proteinen und kleinen Biomolekülen. Diese natürliche Methylierungsreaktion kann auf eine Vielzahl von Alkylierungsreaktionen unter Verwendung von synthetischen Cofaktor-Analoga ausgedehnt werden. Ersatz des reaktiven Sulfonium- Mitte AdoMet mit einem Aziridin-Ring führt zu Cofaktoren, die mit DNA von verschiedenen DNA MTasen koppelbar ist. Diese Aziridin Cofaktoren können mit Reportergruppen an verschiedenen Positionen des Adeninrestes ausgestattet und für S equence spezifischen M ethyltransferase- I L Abel ing der DNA (Smiling DNA) nduced verwendet werden. Als typisches Beispiel geben wir ein Protokoll für die Biotinylierung von pBR322 Plasmid-DNA an der 5&#39;-ATCG A T-3&#39;-Sequenz mit der DNA MTase M.BseCI und Aziridin Cofaktor 6BAz ineinem Schritt. Verlängerung der aktivierten Methylgruppe mit ungesättigten Alkylgruppen Ergebnisse in einer anderen Klasse von AdoMet-Analoga, die für m ethyltransferase gerichtete Nous Transfer von A ctivated G ruppen (MTAG) verwendet werden. Da die verlängerten Seitenketten durch Sulfonium Zentrum und der ungesättigten Bindung aktiviert werden diese Cofaktoren doppel aktiviert AdoMet Analoga genannt. Diese Analoga nicht nur als Cofaktoren für DNA MTasen wie Aziridin Cofaktoren, sondern auch für RNA, Proteinen und kleinen Molekülen MTasen. Sie werden typischerweise zur enzymatischen Modifizierung MTase Substrate einzigartige funktionelle Gruppen, die mit Reportergruppen in einem zweiten Syntheseschritt markiert verwendet. Dies wird in einem Protokoll für die Fluoreszenzmarkierung der Histon H3-Protein veranschaulicht. Eine kleine Propargylgruppe ist aus der Cofaktor analogen SeAdoYn an das Protein durch die Histon H3 Lysin 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 gefolgt von Klick Kennzeichnung der übertragenealkinylierten Histon H3 mit TAMRA Azid. MTase vermittelte Markierung mit Cofaktor-Analoga ist eine Schlüsseltechnologie für viele spannende Anwendungen, einschließlich Identifizierung und funktionelle Untersuchung der MTase Substrate sowie DNA-Genotypisierung und Methylierungsnachweis.

Ein-Schritt-Markierung von DNA durch Aziridin Cofaktoren Dieses Beispiel Reaktion mit der DNA MTase M.BseCI, die den zweiten Adenin innerhalb des doppelsträngigen 5&#39;-ATCG A-T-3&#39;-Sequenz modifiziert ist und eine Erkennungsstelle auf dem Plasmid pBR322 (4A) durchgeführt. Um das Plasmid Kennzeichnung zu testen, wird pBR322 mit der Restriktionsendonuklease (ReaSE) R.TaqI (5&#39;-TCGA-3 &#39;), herausgefordert. R.TaqI sieben Stellen am pBR322 u...

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Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues

DNA und Proteine ​​sequenzspezifisch mit Affinität oder fluoreszierenden Reportergruppen mit DNA- oder Protein-Methyltransferasen und synthetischen Cofaktor-Analoga bezeichnet. Abhängig von der Cofaktor-Spezifität der Enzyme, Aziridin- oder doppelt aktivierte Cofaktor-Analoga werden für ein- oder zweistufige Kennzeichnung verwendet.

Sequenzspezifische Markierung von Nukleinsäuren und Proteinen mit Methyltransferasen und Cofaktor-Analoga

S-Adenosyl-l-methionine (AdoMet or SAM)-dependent methyltransferases (MTase) catalyze the transfer of the activated methyl group from AdoMet to specific ...

sequence-specific-labeling-nucleic-acids-proteins-with

Research

JoVE Journal

Biology

13.9K Aufrufe.  RWTH Aachen University.  DNA und Proteine ​​sequenzspezifisch mit Affinität oder fluoreszierenden Reportergruppen mit DNA- oder Protein-Methyltransferasen und synthetischen Cofaktor-Analoga bezeichnet. Abhängig von der Cofaktor-Spezifität der Enzyme, Aziridin- oder doppelt aktivierte Cofaktor-Analoga werden für ein- oder zweistufige Kennzeichnung verwendet. 

Serie: Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues

Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues (CldU and IdU) in Primary Tissue

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are analyzed. Established methods to detect cell division include direct visualization by continuous microscopy in cell culture, dilution of vital dyes such as carboxy&#64258;uorescein di-aetate succinimidyl ester (CFSE), immuno-detection of mitogenic antigens such as ki67 or PCNA, and thymidine analogues. Thymidine analogues can be detected by a variety of methods including radio-detection for tritiated thymidine, immuno-detection for bromo-deoxyuridine (BrdU), chloro-deoxyuridine (CldU) and iodo-deoxyuridine (IdU), and chemical detection for ethinyl-deoxyuridine (EdU). We have derived a strategy to detect sequential incorporation of different thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice. Our method allows investigators to accurately quantify two successive rounds of cell division. By optimizing immunostaining protocols our approach can detect very low dose thymidine analogues administered via the drinking water, safe to administer to mice for prolonged periods of time. Consequently, our technique can be used to detect cell turnover in very long-lived tissues. Optimal immunofluoresent staining results can be achieved in multiple tissue types, including pancreas, skin, gut, liver, adrenal, testis, ovary, thyroid, lymph node, and brain. We have also applied this technique to identify oncogenic transformation within tissues. We have further applied this technique to determine if transit-amplifying cells contribute to growth or renewal of tissues. In this sense, sequential administration of thymidine analogues represents a novel approach for studying the origins and survival of cells involved in tissue homeostasis.

Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues CldU and IdU in Primary Tissue

We have derived a strategy to detect sequential incorporation of thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice to quantify two successive rounds of cell division. This strategy is useful to detect cell turnover of long-lived tissues, oncogenic transformation, or transit-amplifying cells.

Immunfluoreszenz-Nachweis von zwei Thymidinanaloga (CldU und IDU) in primärem Gewebe

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are ...

Forschung

Biologie

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity chromatography 1 or Activity Based Protein Profiling 2. Trifunctional Capture Compounds (CCs, Figure 1A) 3 are the basis for a generic approach, in which the initial equilibrium-driven interaction between a small molecule probe (the selectivity function, here S-adenosyl-L-homocysteine, SAH, Figure 1A) and target proteins is irreversibly fixed upon photo-crosslinking between an independent photo-activable reactivity function (here a phenylazide) of the CC and the surface of the target proteins. The sorting function (here biotin) serves to isolate the CC - protein conjugates from complex biological mixtures with the help of a solid phase (here streptavidin magnetic beads). Two configurations of the experiments are possible: "off-bead" 4 or the presently described "on-bead" configuration (Figure 1B). The selectivity function may be virtually any small molecule of interest (substrates, inhibitors, drug molecules).
S-Adenosyl-L-methionine (SAM, Figure 1A) is probably, second to ATP, the most widely used cofactor in nature 5, 6. It is used as the major methyl group donor in all living organisms with the chemical reaction being catalyzed by SAM-dependent methyltransferases (MTases), which methylate DNA 7, RNA 8, proteins 9, or small molecules 10. Given the crucial role of methylation reactions in diverse physiological scenarios (gene regulation, epigenetics, metabolism), the profiling of MTases can be expected to become of similar importance in functional proteomics as the profiling of kinases. Analytical tools for their profiling, however, have not been available. We recently introduced a CC with SAH as selectivity group to fill this technological gap (Figure 1A).
SAH, the product of SAM after methyl transfer, is a known general MTase product inhibitor 11. For this reason and because the natural cofactor SAM is used by further enzymes transferring other parts of the cofactor or initiating radical reactions as well as because of its chemical instability 12, SAH is an ideal selectivity function for a CC to target MTases. Here, we report the utility of the SAH-CC and CCMS by profiling MTases and other SAH-binding proteins from the strain DH5&alpha; of Escherichia coli (E. coli), one of the best-characterized prokaryotes, which has served as the preferred model organism in countless biochemical, biological, and biotechnological studies. Photo-activated crosslinking enhances yield and sensitivity of the experiment, and the specificity can be readily tested for in competition experiments using an excess of free SAH.

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry CCMS

Capture Compounds are trifunctional small molecules to reduce the complexity of the proteome by functional reversible small molecule-protein interaction followed by photo-crosslinking and purification. Here we use a Capture Compound with S-adenosyl-L-homocysteine-binding as selectivity function to isolate methyltransferases from an Escherichia coli whole cell lysate and identify them by MS.

Profiling von Methyltransferasen und andere S-Adenosyl- L-Homocystein-bindende Proteine ​​von Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity ...

NanoDrop Microvolume Quantitation of Nucleic Acids

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional cuvette-based instruments for nucleic acid quantitation for those that can perform microvolume quantitation.
The NanoDrop microvolume sample retention system (Thermo Scientific NanoDrop Products) functions by combining fiber optic technology and natural surface tension properties to capture and retain minute amounts of sample independent of traditional containment apparatus such as cuvettes or capillaries. Furthermore, the system employs shorter path lengths, which result in a broad range of nucleic acid concentration measurements, essentially eliminating the need to perform dilutions. Reducing the volume of sample required for spectroscopic analysis also facilitates the inclusion of additional quality control steps throughout many molecular workflows, increasing efficiency and ultimately leading to greater confidence in downstream results.
The need for high-sensitivity fluorescent analysis of limited mass has also emerged with recent experimental advances. Using the same microvolume sample retention technology, fluorescent measurements may be performed with 2 &mu;L of material, allowing fluorescent assays volume requirements to be significantly reduced. Such microreactions of 10 &mu;L or less are now possible using a dedicated microvolume fluorospectrometer.
Two microvolume nucleic acid quantitation protocols will be demonstrated that use integrated sample retention systems as practical alternatives to traditional cuvette-based protocols. First, a direct A260 absorbance method using a microvolume spectrophotometer is described. This is followed by a demonstration of a fluorescence-based method that enables reduced-volume fluorescence reactions with a microvolume fluorospectrometer. These novel techniques enable the assessment of nucleic acid concentrations ranging from 1 pg/ &mu;L to 15,000 ng/ &mu;L with minimal consumption of sample.

The use of NanoDrop microvolume systems as practical and efficient alternatives to traditional nucleic acid quantitation methodology is described through the demonstration of two microvolume nucleic acid quantitation protocols.

NanoDrop Mikrovolumen Quantifizierung von Nukleinsäuren

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional ...

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane proteins including ion channels2, ion pumps3, and transporters4. Recent developments have combined site-specific fluorophore labeling alongside TEVC to 
concurrently examine the conformational dynamics at specific residues and function of these proteins on the surface of single cells.
We will describe a method to study the conformational dynamics of membrane proteins by simultaneously monitoring fluorescence and current changes using voltage-clamp fluorometry. This approach can be used to examine the molecular motion of membrane proteins site-specifically following cysteine replacement and site-directed fluorophore labeling5,6. Furthermore, this method provides an approach to determine distance constraints between specific residues7,8. 
This is achieved by selectively attaching donor and acceptor fluorophores to two mutated cysteine residues of interest.
In brief, these experiments are performed following functional expression of the desired protein on the surface of Xenopus leavis oocytes. The large surface area of these oocytes enables facile functional measurements and a robust fluorescence signal5. It is also possible to readily change the extracellular conditions such as pH, ligand or cations/anions, which can provide further information on the mechanism of membrane proteins4. Finally, recent developments 
have also enabled the manipulation of select internal ions following co-expression with a second protein9.
Our protocol is described in multiple parts. First, cysteine scanning mutagenesis proceeded by fluorophore labeling is completed at residues located at the interface of the transmembrane and extracellular domains. Subsequent experiments are designed to identify residues which demonstrate large changes in fluorescence intensity (&lt;5%)3 upon a conformational change of the protein. Second, these changes in fluorescence intensity are compared to the kinetic parameters of 
the membrane protein in order to correlate the conformational dynamics to the function of the protein10. This enables a rigorous biophysical analysis of the molecular motion of the target protein. Lastly, two residues of the holoenzyme can be labeled with a donor and acceptor fluorophore in order to determine distance constraints using donor photodestruction methods. It is also possible to monitor the relative movement of protein subunits following labeling with a donor and acceptor fluorophore.

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

We will describe a method which measures the kinetics of ion transport of membrane proteins alongside site-specific analysis of conformational changes using fluorescence on single cells. This technique is adaptable to ion channels, transporters and ion pumps and can be utilized to determine distance constraints between protein subunits.

Die Untersuchung der Konformationsänderungen Dynamics von Membranproteinen In situ Mit Site-directed Fluoreszenzmarkierung

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane ...

Lineage Labeling of Zebrafish Cells with Laser Uncagable Fluorescein Dextran

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated precursors. Researchers have employed various methods of lineage labeling, such as DiI labeling1 and pressure injection of traceable enzymes2 to ascertain cell fate at later stages of development in model systems. The first fate maps in zebrafish (Danio rerio) were assembled by iontophoretic injection of fluorescent dyes, such as rhodamine dextran, into single cells in discrete regions of the embryo and tracing the labeled cell's fate over time3-5. While effective, these methods are technically demanding and require specialized equipment not commonly found in zebrafish labs. Recently, photoconvertable fluorescent proteins, such as Eos and Kaede, which irreversibly switch from green to red fluorescence when exposed to ultraviolet light, are seeing increased use in zebrafish6-8. The optical clarity of the zebrafish embryo and the relative ease of transgenesis have made these particularily attractive tools for lineage labeling and to observe the migration of cells in vivo7. Despite their utility, these proteins have some disadvantages compared to dye-mediated lineage labeling methods. The most crucial is the difficulty we have found in obtaining high 3-D resolution during photoconversion of these proteins. In this light, perhaps the best combination of resolution and ease of use for lineage labeling in zebrafish makes use of caged fluorescein dextran, a fluorescent dye that is bound to a quenching group that masks its fluorescence9. The dye can then be "uncaged" (released from the quenching group) within a specific cell using UV light from a laser or mercury lamp, allowing visualization of its fluorescence or immunodetection. Unlike iontophoretic methods, caged fluorescein can be injected with standard injection apparatuses and uncaged with an epifluorescence microscope equipped with a pinhole10. In addition, antibodies against fluorescein detect only the uncaged form, and the epitope survives fixation well11. Finally, caged fluorescein can be activated with very high 3-D resolution, especially if two-photon microscopy is employed 12,13. This protocol describes a method of lineage labeling by caged fluorescein and laser uncaging. Subsequenctly, uncaged fluorescein is detected simultaneously with other epitopes such as GFP by labeling with antibodies.

This protocol delineates a way to label and trace the fate of small groups of cells zebrafish embryos using UV-uncaging of caged fluorescein, followed by whole mount immunolabeling to amplify the signal from the uncaged fluorescein.

Lineage Kennzeichnung von Zebrafisch-Zellen mit Laser Uncagable Fluorescein Dextran

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated ...

Concentration Determination of Nucleic Acids and Proteins Using the Micro-volume Bio-spec Nano Spectrophotometer

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades. More and more, molecular biologists require consistent small-volume analysis of nucleic acid samples for their experiments. The BioSpec-nano provides a potential solution to the problems of inaccurate, non-reproducible results, inherent in current DNA quantitation methods, via specialized optics and a sensitive PDA detector. The BioSpec-nano also has automated functionality such that mounting, measurement, and cleaning are done by the instrument, thereby eliminating tedious, repetitive, and inconsistent placement of the fiber optic element and manual cleaning.
In this study, data is presented on the quantification of DNA and protein, as well as on measurement reproducibility and accuracy. Automated sample contact and rapid scanning allows measurement in three seconds, resulting in excellent throughput. Data analysis is carried out using the built-in features of the software. The formula used for calculating DNA concentration is:
Sample Concentration = DF &middot; (OD260-OD320)&middot; NACF (1)
Where DF = sample dilution factor and NACF = nucleic acid concentration factor.
The Nucleic Acid concentration factor is set in accordance with the analyte selected1.
Protein concentration results can be expressed as &mu;g/ mL or as moles/L by entering e280 and molecular weight values respectively. When residue values for Tyr, Trp and Cysteine (S-S bond) are entered in the e280Calc tab, the extinction coefficient values are calculated as e280 = 5500 x (Trp residues) + 1490 x (Tyr residues) + 125 x (cysteine S-S bond). The e280 value is used by the software for concentration calculation.
In addition to concentration determination of nucleic acids and protein, the BioSpec-nano can be used as an ultra micro-volume spectrophotometer for many other analytes or as a standard spectrophotometer using 5 mm pathlength cells.

This communication presents data on the accuracy and reproducibility of the BioSpec-nano UV-VIS spectrophotometer for dsDNA and protein quantitation. Even with ultra-small volumes (1 to 2 L), reproducibility is excellent, while the automated wiping function improves throughput and results in minimal carryover for more precise results.

Konzentrationsbestimmung von Nukleinsäuren und Proteinen Mit dem Micro-Volumen Bio-spec Nano-Spektralphotometer

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades.  More and more, molecular biologists require consistent ...

ReAsH/FlAsH Labeling and Image Analysis of Tetracysteine Sensor Proteins in Cells

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells. While fluorescent 
proteins such as green fluorescence protein (GFP) have been extensively used as fusion partners to proteins to track the properties of a protein of interest1, recent 
developments with smaller tags enable new functionalities of proteins to be examined in cells such as conformational change and protein-association 2, 3. One small 
tag system involves a tetracysteine motif (CCXXCC) genetically inserted into a target protein, which binds to biarsenical dyes, ReAsH (red fluorescent) and FlAsH 
(green fluorescent), with high specificity even in live cells 2. The TC/biarsenical dye system offers far less steric constraints to the host protein than 
fluorescent proteins which has enabled several new approaches to measure conformational change and protein-protein interactions 4-7. We recently developed 
a novel application of TC tags as sensors of oligomerization in cells expressing mutant huntingtin, which when mutated aggregates in neurons in Huntington 
disease 7. Huntingtin was tagged with two fluorescent dyes, one a fluorescent protein to track protein location, and the second a TC tag which only 
binds biarsenical dyes in monomers. Hence, changes in colocalization between protein and biarsenical dye reactivity enabled submicroscopic oligomer 
content to be spatially mapped within cells. Here, we describe how to label TC-tagged proteins fused to a fluorescent protein (Cherry, GFP or CFP) 
with FlAsH or ReAsH in live mammalian cells and how to quantify the two color fluorescence (Cherry/FlAsH, CFP/FlAsH or GFP/ReAsH combinations).

The biarsenical dyes FlAsH and ReAsH bind specifically to tetracysteine motifs in proteins and can selectively label proteins in live cells. Recently this labeling strategy has been used to develop sensors for different protein conformations or oligomeric states. We describe the labeling approach and methods to quantitatively analyze binding.

ReAsH / Flash Labeling und Bildanalyse von Tetracysteinmotiv Sensor Proteinen in Zellen

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells.  While fluorescent 
proteins ...

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine cell central metabolism and discover new enzymes is 13C-assisted metabolism analysis 1. This technique is based on isotopic labeling, whereby microbes are fed with a 13C labeled substrates. By tracing the atom transition paths between metabolites in the biochemical network, we can determine functional pathways and discover new enzymes. 
As a complementary method to transcriptomics and proteomics, approaches for isotopomer-assisted analysis of metabolic pathways contain three major steps 2. First, we grow cells with 13C labeled substrates. In this step, the composition of the medium and the selection of labeled substrates are two key factors. To avoid measurement noises from non-labeled carbon in nutrient supplements, a minimal medium with a sole carbon source is required. Further, the choice of a labeled substrate is based on how effectively it will elucidate the pathway being analyzed. Because novel enzymes often involve different reaction stereochemistry or intermediate products, in general, singly labeled carbon substrates are more informative for detection of novel pathways than uniformly labeled ones for detection of novel pathways3, 4. Second, we analyze amino acid labeling patterns using GC-MS. Amino acids are abundant in protein and thus can be obtained from biomass hydrolysis. Amino acids can be derivatized by N-(tert-butyldimethylsilyl)-N-methyltrifluoroacetamide (TBDMS) before GC separation. TBDMS derivatized amino acids can be fragmented by MS and result in different arrays of fragments. Based on the mass to charge (m/z) ratio of fragmented and unfragmented amino acids, we can deduce the possible labeled patterns of the central metabolites that are precursors of the amino acids. Third, we trace 13C carbon transitions in the proposed pathways and, based on the isotopomer data, confirm whether these pathways are active 2. Measurement of amino acids provides isotopic labeling information about eight crucial precursor metabolites in the central metabolism. These metabolic key nodes can reflect the functions of associated central pathways.
13C-assisted metabolism analysis via proteinogenic amino acids can be widely used for functional characterization of poorly-characterized microbial metabolism1. In this protocol, we will use Cyanothece 51142 as the model strain to demonstrate the use of labeled carbon substrates for discovering new enzymatic functions.

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

13C-isotope labeling is a useful technique for determining the cell central metabolism for various types of microorganisms. After cells have been cultured with a specific labeled substrate, GC-MS measurement can reveal functional metabolic pathways based on unique labeling patterns in proteinogenic amino acids.

Stoffwechselweg der Firmung und der Entdeckung durch 13 C-Kennzeichnung von proteinogenen Aminosäuren

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine ...

Measuring Cell Cycle Progression Kinetics with Metabolic Labeling and Flow Cytometry

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating cells. Cell cycle division is an integral part of growth and reproduction and deregulation of key cell cycle components have been implicated in the precipitating events of carcinogenesis 1,2. Molecular agents in anti-cancer therapies frequently target biological pathways responsible for the regulation and coordination of cell cycle division 3. Although cell cycle kinetics tend to vary according to cell type, the distribution of cells amongst the four stages of the cell cycle is rather consistent within a particular cell line due to the consistent pattern of mitogen and growth factor expression. Genotoxic events and other cellular stressors can result in a temporary block of cell cycle progression, resulting in arrest or a temporary pause in a particular cell cycle phase to allow for instigation of the appropriate response mechanism. 
The ability to experimentally observe the behavior of a cell population with reference to their cell cycle progression stage is an important advance in cell biology. Common procedures such as mitotic shake off, differential centrifugation or flow cytometry-based sorting are used to isolate cells at specific stages of the cell cycle 4-6. These fractionated, cell cycle phase-enriched populations are then subjected to experimental treatments. Yield, purity and viability of the separated fractions can often be compromised using these physical separation methods. As well, the time lapse between separation of the cell populations and the start of experimental treatment, whereby the fractionated cells can progress from the selected cell cycle stage, can pose significant challenges in the successful implementation and interpretation of these experiments.
Other approaches to study cell cycle stages include the use of chemicals to synchronize cells. Treatment of cells with chemical inhibitors of key metabolic processes for each cell cycle stage are useful in blocking the progression of the cell cycle to the next stage. For example, the ribonucleotide reductase inhibitor hydroxyurea halts cells at the G1/S juncture by limiting the supply of deoxynucleotides, the building blocks of DNA. Other notable chemicals include treatment with aphidicolin, a polymerase alpha inhibitor for G1 arrest, treatment with colchicine and nocodazole, both of which interfere with mitotic spindle formation to halt cells in M phase and finally, treatment with the DNA chain terminator 5-fluorodeoxyridine to initiate S phase arrest 7-9. Treatment with these chemicals is an effective means of synchronizing an entire population of cells at a particular phase. With removal of the chemical, cells rejoin the cell cycle in unison. Treatment of the test agent following release from the cell cycle blocking chemical ensures that the drug response elicited is from a uniform, cell cycle stage-specific population. However, since many of the chemical synchronizers are known genotoxic compounds, teasing apart the participation of various response pathways (to the synchronizers vs. the test agents) is challenging. 
Here we describe a metabolic labeling method for following a subpopulation of actively cycling cells through their progression from the DNA replication phase, through to the division and separation of their daughter cells. Coupled with flow cytometry quantification, this protocol enables for measurement of kinetic progression of the cell cycle in the absence of either mechanically- or chemically- induced cellular stresses commonly associated with other cell cycle synchronization methodologies 10. In the following sections we will discuss the methodology, as well as some of its applications in biomedical research.

Tracking subtle changes in the progression and kinetics of cell cycle stages can be accomplished by use of a combination of metabolic labeling of nucleic acids with BrdU and total genomic DNA staining via Propidium Iodide. This method avoids the need of chemical synchronization of cycling cells, thereby preventing the introduction of non-specific DNA damage, which in turn affects cell cycle progression.

Mess-Zellzyklus-Progression Kinetics mit Metabolische Markierung und Durchflusszytometrie

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating ...

Analyzing and Building Nucleic Acid Structures with 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures. Protocol 1 lists the set of instructions needed to download and install the software. This is followed, in Protocol 2, by the analysis of a nucleic acid structure, including the assignment of base pairs and the determination of rigid-body parameters that describe the structure and, in Protocol 3, by a description of the reconstruction of an atomic model of a structure from its rigid-body parameters. The most recent version of 3DNA, version 2.1, has new features for the analysis and manipulation of ensembles of structures, such as those deduced from nuclear magnetic resonance (NMR) measurements and molecular dynamic (MD) simulations; these features are presented in Protocols 4 and 5. In addition to the 3DNA stand-alone software package, the w3DNA web server, located at <a href="http://w3dna.rutgers.edu" target="_blank">http://w3dna.rutgers.edu</a>, provides a user-friendly interface to selected features of the software. Protocol 6 demonstrates a novel feature of the site for building models of long DNA molecules decorated with bound proteins at user-specified locations.

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures.

Analysieren und Bauen Nukleinsäurestrukturen mit 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic ...