Supported by grants from CIHR (MOP231122) and NSERC (RGPIN-2014-06503). We would like to thank Genevi&#232;ve Cyr for her help preparing experiments and supervising laboratory work. MAL received a scholarship from The Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC).

HINWEIS: Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Canadian Council zum Schutz der Tiere und der Ethik-Review Board der Université de Montréal durchgeführt. 1. Montage der Recording-Injektionspipette <ol><li> Ziehen Sie einen ca. 7 cm lange Glaskapillare (1 mm Außendurchmesser) mit einer Pipette Abzieher. </li><li> Brechen Sie die Spitze der Kapillare und überprüfen Sie die Öffnung unter einem Lichtmikroskop. Zu bestätigen, dass der Innendurchmesser zwischen 30 um bis 40 um. </li><li> Legen Sie eine 7 cm lange Silberdraht in das Glaskapillare mit ca. 1 cm aus dem nicht-verjüngte Ende des Glaspipette herausragen. </li><li> Biegen Sie die überschüssige Faden orthogonal zur Glaskapillare. </li><li> Anwenden eines Tröpfchens aus flexiblem Kunststoffkleber auf der Welle einer 30 G Injektionsnadel. </li><li> Legen Sie eine 30 G Injektionsnadel in der Glaspipette nach den Schaltplänen in Abbildung 1 dargestellt </strong&gt;. </li><li> Fügen Sie eine zweite Beschichtung aus Klebstoff, um eine ordnungsgemäße Abdichtung der Verbindungsstelle zwischen der Glaspipette und der Injektionsnadel zu gewährleisten. </li><li> Lassen Sie die Pipette mit der Spitze nach oben für etwa 12 Stunden, um eine ordnungsgemäße Aushärtung des Klebers sicherzustellen trocknen. Das fertige Ergebnis ist in Abbildung 2 dargestellt. </li></ol> Hinweis: Dieses Verfahren ist auf akuten Experimenten und Sterilisation der Pipettierspitze durchgeführt wird, nicht erforderlich. 2. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Legen Sie die Ratte in einer Anästhesie-Box. </li><li> Induzieren Anästhesie unter Verwendung von 4% Isofluran für 5 bis 10 min. </li><li> Legen Sie das Tier auf einem stereotaktischen Tisch mit Heizkissen und rektale Sonde, um eine Körpertemperatur von 37 ° C zu halten. Verwenden Sie einen Nasenkegel auf die Anästhesie mit 2% Isofluran erhalten. Sichere Kopf der Ratte mit Ohr Bars und Zahnhalter. </li><li> Bewerben Augensalbe oder Augentropfen, die 1% Atropin fällt auf in Pupillenerweiterung zu unterstützen sind. Bis zur Trockenheit zu verhindern, gelten Schmier Tropfens etwa alle 30 Minuten. </li><li> Rasur den Kopf und reinigen Sie es mit 10% Povidon-Iod. </li><li> Zur Lokalanästhesie, injizieren 0,5 ml 2% Lidocain unter der Kopfhaut in 2-3 Standorten durch Anheben der Haut und dem Einlegen der Spitze der Nadel. </li><li> Bestätigen angemessene Gabe von Betäubungsmitteln durch Ausführen einer Zehe Prise und Beobachten der Mangel an Bewegung. Darüber hinaus ist die Herzrate, um sicherzustellen, daß sie innerhalb normaler Werte (300 bis 400 Schläge / min) ist. </li><li> Einzuschneiden die Kopfhaut in einer geraden Linie entlang der Mittel mit einem # 10 Skalpell, um sowohl die koronalen und sagittalen Nähten aussetzen. </li><li> Decke die Lambda und Bregma Punkte, indem beiseite das Gewebe, das Abdecken wird den Schädel mit einem chirurgischen Spachtel. </li><li> Pegel den Schädel, so daß Bregma und Lambda-Positionen sind auf der gleichen Ebene. </li><li> Um den Referenzpunkt gesetzt, verwenden Sie einen stereotaktischen Gerät mit einem Glasrohr montiert, um es direkt über Bregma gesetzt. Dies wird die &quot;Null&quot; für die von vorne nach hinten und medial-lateral Messungen koordiniert. </li><li> Stellen Sie den Punkt von Interesse, indem Sie den stereotaktischen Halterung auf die erforderlichen Koordinaten, beachten Sie die stereotaktischen Koordinaten und zeichnen Sie ein Quadrat um den Zielbereich, der markiert, wo die Kraniotomie durchgeführt. </li><li> Verwenden Sie einen chirurgischen Bohrer mit einem sterilisierten Bohrer entlang der markierten Quadrat langsam ohne Druck langsam entfernen Sie das Knochenmaterial. Seien Sie vorsichtig, zu lange in der gleichen Gegend nicht zu bohren, da es die Wärme erzeugen und verursachen Läsionen auf der Rinde. </li><li> Wenn die Knochen des Schädel Abgrenzung ausreichend dünn werden, entfernen Sie vorsichtig den Hirnschnitt mit einer Pinzette, um die Rinde aus. </li><li> Häufig bewässern den freiliegenden Kortex mit künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit zu Gewebeaustrocknung zu verhindern. HINWEIS: Dura mater Entfernung unnötig ist an der Ratte als die Spitze des Elektrodenpillen ist robust genug, um zu durchdringen. </li></ol> 3. Füllen und Montage des Einspritzsystems <ol><li> Füllen Sie das5-10 &amp; mgr; l-Mikrospritze durch Aspiration mit Mineralöl. </li><li> Füllen Sie die Injektionsnadel mit der festen Glaspipette mit einer Lösung von 0,5% Chicago Sky Blue (CSB) und 300 &amp; mgr; M γ-Aminobuttersäure (GABA) oder einer Lösung von 2% Lidocain mit 0,5% CSB 9. Verdünnen Sie alle Lösungen mit Kochsalzlösung. <ol><li> Im Fall von einer reichlichen Stoff, füllen Sie mit einem normalen Spritze und verwenden Sie die üblichen Vorsichtsmaßnahmen Techniken, um die Bildung von Luftblasen zu vermeiden. </li><li> Im Fall teurer Substanzen zu verwenden, Mineralöl, um die Elektrodenpillen zu füllen und das chemische Mittel können dann durch Absaugen eingeführt werden. Da der Dichteunterschied zwischen Erdöl und Wasser ist relativ hoch, diese Substanz ist ein guter Kandidat für die Injektion von wässrigen Lösungen. HINWEIS: Ein Farbstoff zugegeben werden, um die Trennung zwischen den beiden Flüssigkeiten zu bestätigen. </li></ol></li><li> Um die Injektionspipette füllen, füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit der Lösung durch Absaugen und dann langsam zu injizieren die Lösungin die Injektionspipette. </li><li> Achten Sie sorgfältig auf Lecks in Regionen in 1 durch Abtupfen diese Bereiche sauber und Beobachten Leckagen durch weiteres Einspritzen der Lösung langsam mit der Spritze angezeigt. </li><li> Entfernen Sie die 1-ml-Spritze. Dabei ist, lesen Sie leichten Druck auf den Kolben zu halten, so dass das Vakuum nicht die Lösung aus der Injektionspipette entfernen. </li><li> Füllen Sie den Mikrospritze mit Mineralöl durch Aspiration und befestigen Sie sie fest auf die gefüllte Injektionspipette, dann vorsichtig Wischen Sie überschüssige Lösung aus der montierten Elektrodenpillen mit Gaze. </li><li> Sicherzustellen, dass die Spitze nicht durch die Injektion ein sehr kleines Volumen, genug, um einen kleinen Tropfen bilden sich an der Spitze der Glaspipette siehe blockiert. </li><li> Montieren Sie den Elektrodenpillen auf dem Mikrosystem und sicherzustellen, dass sie gut befestigt. </li><li> Vorsichtig Position der Elektrodenpillen Spitze an den Zielkoordinaten und senken Sie die Spitze an die Oberfläche der Hirnrinde. </li><li> Langsam senken die injectrode mit dem Zielgerät an die Zielstruktur (superior colliculus in diesem Fall) mit den entsprechenden anatomischen Koordinaten. </li><li> Decken Sie die freiliegenden Kortex mit warmen Agar zu Gewebeaustrocknung zu verhindern. </li></ol> 4. Injection und reversible Inaktivierung <ol><li> Stellen Sie die Mikroinjektionspumpe bei 40 nl / min, und drücken Sie Run injizieren 400 bis 800 nl, um die Injektion zu starten. Beachten Sie, dass Spike-Rate wird Reduktion während der Injektion zu zeigen. HINWEIS: In der Versuchsanordnung, die neuronale Aktivität innerhalb einer Stunde gewonnen nach dem Ende des GABA Lieferung. Jede kalibrierte mechanische Vorrichtung verwendet werden, um Druck auf die Mikroinjektionsspritze, um das Einspritzen durchzuführen anzuwenden. </li><li> Nach dem Erwerb der elektrophysiologischen Daten, einschläfern mit einem von der örtlichen Tierethik Gemeinschaft zugelassenen Methode. </li></ol>

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	<li>Martin, J. H., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+inactivation+in+the+analysis+of+the+central+control+of+movement.">Pharmacological inactivation in the analysis of the central control of movement.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 145-159 (1999).</li><li>Ponce, C. R., Hunter, J. N., Pack, C. C., Lomber, S. G., Born, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contributions+of+indirect+pathways+to+visual+response+properties+in+macaque+middle+temporal+area+MT.">Contributions of indirect pathways to visual response properties in macaque middle temporal area MT.</a> The Journal Of Neuroscience The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (10), 3894-3903 (2011).</li><li>Lomber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+advantages+and+limitations+of+permanent+or+reversible+deactivation+techniques+in+the+assessment+of+neural+function.">The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 109-117 (1999).</li><li>Malpeli, J., Schiller, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue.">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 1 (2), 143-151 (1979).</li><li>Lomber, S. G., Payne, B. R., Horel, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cryoloop:+an+adaptable+reversible+cooling+deactivation+method+for+behavioral+or+electrophysiological+assessment+of+neural+function.">The cryoloop: an adaptable reversible cooling deactivation method for behavioral or electrophysiological assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 179-194 (1999).</li><li>Gonzalez-Perez, O., Guerrero-Cazares, H., Qui&#241;ones-Hinojosa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+of+deep+brain+structures+with+microinjections+for+delivery+of+drugs,+viral+vectors,+or+cell+transplants.">Targeting of deep brain structures with microinjections for delivery of drugs, viral vectors, or cell transplants.</a> Journal Of Visualized Experiments. (46), (2010).</li><li>Hup&#233;, J., Chouvet, G., Bullier, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+and+temporal+parameters+of+cortical+inactivation+by+GABA.">Spatial and temporal parameters of cortical inactivation by GABA.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 129-143 (1999).</li><li>Casanova, C., McKinley, P., Molotchnikofff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responsiveness+of+Reorganized+Primary+Somatosensory+(SI)+Cortex+after+Local+Inactivation+of+Normal+SI+Cortex+in+Chronic+Spinal+Cats.">Responsiveness of Reorganized Primary Somatosensory (SI) Cortex after Local Inactivation of Normal SI Cortex in Chronic Spinal Cats.</a> Somatosensory &amp; Motor Research. 8 (1), 65-76 (1991).</li><li>Malpeli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection.">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 119-128 (1999).</li><li>Minville, K., Casanova, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+frequency+processing+in+posteromedial+lateral+suprasylvian+cortex+does+not+depend+on+the+projections+from+the+striate-recipient+zone+of+the+cat&#8217;s+lateral+posterior-pulvinar+complex.">Spatial frequency processing in posteromedial lateral suprasylvian cortex does not depend on the projections from the striate-recipient zone of the cat&#8217;s lateral posterior-pulvinar complex.</a> Neuroscience. 84 (3), 699-711 (1998).</li><li>Diao, Y., Wang, Y., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+the+binocular+visual+field+in+the+superior+colliculus+of+the+albino+rat.">Representation of the binocular visual field in the superior colliculus of the albino rat.</a> Experimental Brain Research. 52 (1), 67-72 (1983).</li></ol>

We have nothing to disclose.

Das vorgeschlagene Protokoll wurde entwickelt, um die Herausforderungen, die sich aus aktuellen reversible Inaktivierung Methoden zu lösen. Genauer gesagt, dieses Projekt auf die Verfeinerung der für chemische Mikroinjektionen von Stoffen Modulation neuronaler Aktivität, vor allem in tiefen Hirnstrukturen verwendeten Verfahren ab. Eine technische Herausforderung, die aus dieser Art von Setup ist die Notwendigkeit für beide Sonden in der gleichen begrenzten Raum in vivo, um eine präzise Aufnahmen an der Inj...

Die Inaktivierung des kortikalen Bereichen subkortikalen Kerne in der Studie von funktionalen Beziehungen zwischen verschiedenen Gehirnstrukturen 2-4 wichtig. Jüngsten Literatur loss-of-function chemische oder Kryo-Techniken eingesetzt, um die Rolle von Hirnstrukturen 2,5 studieren. Hinsichtlich pharmakologischer Mikroinjektionen, kleine Volumina von Medikamenten können in einer Gehirnregion mit einer kontrollierten Geschwindigkeit unter Minimierung der Kollateralschäden an das umgebende Gewebe 6,7, verabreicht werden. Diese Technik kann verwendet werden, um spezifische Agonisten, inverse Agonisten oder Antagonisten zu liefern, um die Wirkung verschiedener pharmakologischer Ziele auf neuronale Aktivität zu untersuchen. Solche Effekte können auch durch Messen von Veränderungen in der neuronalen Antworten von fernen Standorten ermöglicht es Forschern, die Beziehungen zwischen verschiedenen kortikalen und subkortikalen Strukturen untersuchen sucht werden. Hierbei ist die Anordnung einer Vorrichtung, die Elektrodenpillen, fähig bo zeigen wir,th Aufzeichnen elektrophysiologischer Signale und Verteilen kleiner Mengen von Arzneimitteln an der Zielposition. Wir zeigen die Fähigkeiten dieses Systems durch Einspritzen von GABA, einen gemeinsamen Inhibitor der neuronalen Aktivität im Ratten Colliculus superior. Diese Region ist empfindlich auf visuelle Stimulation, die uns visuell evozierten Aktivität verwenden, um Mehrfach-Elektrodenpillen Lokalisierung zu bestätigen erlaubt. Die Reversibilität der Inaktivierung wurde durch die Wiederherstellung der normalen neuronalen Aktivität nach dem Ende des GABA Injektion beurteilt. Die Fähigkeit, von der Injektionsstelle zu überwachen Multi-Unit-Aktivität ermöglicht die Feinabstimmung der Injektionsraten und Volumina, um die gewünschte pharmakodynamische Reaktion zu erzielen. Daher ist es ein Vorteil dieser Technik das Potential Begrenzung der Gewebeschädigung durch Mikroperfusionskammer verursacht, da die kleinste wirksame Mengen injiziert werden. Das vorgeschlagene Protokoll bietet eine kosteneffiziente Methode zur Erzeugung des Einweg Hardware notweny für die Durchführung von Experimenten, in denen Arzneimittelabgabe und lokale neuronale Aktivität Aufzeichnung erwünscht ist.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="981">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:280px;">Name of the reagent</td>
			<td style="width:209px;">Company</td>
			<td style="width:184px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:308px;">Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:280px;">Injection pump (UltraMicroPump III)</td>
			<td style="width:209px;">WPI</td>
			<td style="width:184px;">#UMP3</td>
			<td style="width:308px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:280px;">Injection console (Micro4 Controller)</td>
			<td style="width:209px;">WPI</td>
			<td style="width:184px;">#SYS-MICRO4</td>
			<td style="width:308px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:280px;">Hamilton syringe</td>
			<td style="width:209px;">Hamliton</td>
			<td style="width:184px;">(80301) 701LT 10 &#181;L SYR</td>
			<td style="width:308px;">Syringes between 5 and 10 &#956;L used</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:280px;">Gel cyanoacrylate adhesive</td>
			<td style="width:209px;">Krazy Glue</td>
			<td style="width:184px;">KG86648R</td>
			<td style="width:308px;">The gel form is easier to apply on the shaft of the 30G hypodermic needle</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:280px;">Glass pipettes</td>
			<td style="width:209px;">WPI</td>
			<td style="width:184px;">#TW100F-4</td>
			<td style="width:308px;">Thin wall, 1mm OD, 0.75mm ID with filament pipettes used</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:280px;">720 Needle Pipette Puller</td>
			<td style="width:209px;">Kopf</td>
			<td style="width:184px;">720</td>
			<td style="width:308px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:280px;">Silver wire</td>
			<td style="width:209px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:184px;">782500</td>
			<td style="width:308px;">Bare 0.010&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain

Hier beschreiben wir ein Verfahren für die Konstruktion unter Verwendung kommerziell zugängliche und preiswerte Teile einer Einweg- &quot;Elektrodenpillen&quot;. Ein Prüfsystem entwickelt, das für die Injektion eines Arzneimittels ermöglicht, während der Aufzeichnung von elektrophysiologischen Signalen aus dem betroffenen Neuronenpopulation. Dieses Verfahren stellt eine einfache und kostengünstige Alternative zu kommerziellen Lösungen. Eine Glaspipette wurde durch die Kombination mit einer Injektionsnadel und einem Silberdraht modifiziert. Die Elektrodenpillen auf Handels Mikrodosierspritzenpumpe zur Arzneimittelabgabe beigefügt. Dies führt zu einem Verfahren, das Echtzeit-Rückkopplung liefert Pharmakodynamik durch Multi-unit extrazelluläre Signale von der Stelle der Arzneimittelzuführung Ursprung. Als proof of concept verzeichneten wir neuronale Aktivität aus dem Colliculus superior durch Lichtblitze bei Ratten hervorgerufen, die gleichzeitig mit der Lieferung von Arzneimitteln durch die Elektrodenpillen. Die Elektrodenpillen Aufzeichnungskapazität ermöglicht die funktionelle Charakterisierung des injection Seite begünstigt eine genaue Kontrolle über die Lokalisation der Arzneimittelabgabe. Die Anwendung dieses Verfahrens erstreckt sich auch weit über das, was hier gezeigt, wie die Wahl der chemischen Substanz in die Elektrodenpillen geladen ist riesig, darunter Verfolgung Marker für anatomischen Experimenten.

Der Aufbau des Elektrodenpillen ist in Abbildung 1 Ein Silberdraht (C) dargestellt ist, in einer Glaspipette (D) mit einem Teil der gebogenen Draht zugeführt und aus der Öffnung herausragt. A 30 G-Nadel (B) befestigt ist und an der Öffnung der Glaspipette mit Klebstoff abgedichtet. Nachdem die Pipette mit der Injektionssubstanz gefüllt worden ist, wird ein Glasmikrospritze (A) an der Nadel befestigt ist. Es ist wichtig, dass es eine gute Abdichtung, wenn die Mikrospritze verbunden mit der Nadel (E),...

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Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

simultaneous-electrophysiological-recording-micro-injections

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.0K Aufrufe.  Université de Montréal. Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Serie: Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in which functional MRI data and in vivo intracortical recording can be performed simultaneously. The combination of MRI and electrical recording is technically challenging because the electrodes used for recording distort the MRI images and the MRI acquisition induces noise in the electrical recording. To minimize the mutual interference of the two modalities, glass microelectrodes were used rather than metal and a noise removal algorithm was implemented for the electrophysiology data. In our studies, two microelectrodes were separately implanted in bilateral primary somatosensory cortices (SI) of the rat and fixed in place. One coronal slice covering the electrode tips was selected for functional MRI. Electrode shafts and fixation positions were not included in the image slice to avoid imaging artifacts. The removed scalp was replaced with toothpaste to reduce susceptibility mismatch and prevent Gibbs ringing artifacts in the images. The artifact structure induced in the electrical recordings by the rapidly-switching magnetic fields during image acquisition was characterized by averaging all cycles of scans for each run. The noise structure during imaging was then subtracted from original recordings. The denoised time courses were then used for further analysis in combination with the fMRI data. As an example, the simultaneous acquisition was used to determine the relationship between spontaneous fMRI BOLD signals and band-limited intracortical electrical activity. Simultaneous fMRI and electrophysiological recording in the rodent will provide a platform for many exciting applications in neuroscience in addition to elucidating the relationship between the fMRI BOLD signal and neuronal activity.

We have developed a method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and electrophysiological recording in the rodent brain, providing a platform for the investigation of the relationship between neural activity and the blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signal.

Gleichzeitige fMRI und Elektrophysiologie in der Nager Gehirn

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in ...

Forschung

Neurowissenschaften

Design and Construction of a Cost Effective Headstage for Simultaneous Neural Stimulation and Recording in the Water Maze

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial products are often expensive, not easily customized, and not submersible. Here we describe a method to design and build a customized, integrated circuit headstage for simultaneous 4-channel neural recording and 2-channel simulation in awake, behaving animals. The headstage is designed using a free, commercially available CAD-type design package, and can be modified easily to accommodate different scales (e.g. to add channels). A customized printed circuit board is built using surface mount resistors, capacitors and operational amplifiers to construct the unity gain source follower circuit. The headstage is made water-proof with a combination of epoxy, parafilm and a synthetic rubber putty. We have successfully used this device to record local field potentials and stimulate different brain regions simultaneously via independent channels in rats swimming in a water maze. The total cost is &lt; $30/unit and can be manufactured readily.

We present a low-cost method to design and construct a light headstage pre-amplifier system with simultaneous neural recording and stimulation capability. This device can be waterproofed for use in swimming animals.

Planung und Bau eines kostengünstigen Headstage für Simultaneous Neural Stimulation und Aufnahme in the Water Maze

Headstage preamplifiers and source followers are commonly used to study neural activity in behavioral neurophysiology experiments. Available commercial ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Gleichzeitige Pre-und Post-synaptischen Elektrophysiologische Aufnahme von<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerv-Muskel-Co-Kulturen

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Recording Brain Electromagnetic Activity During the Administration of the Gaseous Anesthetic Agents Xenon and Nitrous Oxide in Healthy Volunteers

Anesthesia arguably provides one of the only systematic ways to study the neural correlates of global consciousness/unconsciousness. However to date most neuroimaging or neurophysiological investigations in humans have been confined to the study of &#947;-Amino-Butyric-Acid-(GABA)-receptor-agonist-based anesthetics, while the effects of dissociative N-Methyl-D-Aspartate-(NMDA)-receptor-antagonist-based anesthetics ketamine, nitrous oxide (N2O) and xenon (Xe) are largely unknown. This paper describes the methods underlying the simultaneous recording of magnetoencephalography (MEG) and electroencephalography (EEG) from healthy males during inhalation of the gaseous anesthetic agents N2O and Xe. Combining MEG and EEG data enables the assessment of electromagnetic brain activity during anesthesia at high temporal, and moderate spatial, resolution. Here we describe a detailed protocol, refined over multiple recording sessions, that includes subject recruitment, anesthesia equipment setup in the MEG scanner room, data collection and basic data analysis. In this protocol each participant is exposed to varying levels of Xe and N2O in a repeated measures cross-over design. Following relevant baseline recordings participants are exposed to step-wise increasing inspired concentrations of Xe and N2O of 8, 16, 24 and 42%, and 16, 32 and 47% respectively, during which their level of responsiveness is tracked with an auditory continuous performance task (aCPT). Results are presented for a number of recordings to highlight the sensor-level properties of the raw data, the spectral topography, the minimization of head movements, and the unequivocal level dependent effects on the auditory evoked responses. This paradigm describes a general approach to the recording of electromagnetic signals associated with the action of different kinds of gaseous anesthetics, which can be readily adapted to be used with volatile and intravenous anesthetic agents. It is expected that the method outlined can contribute to the understanding of the macro-scale mechanisms of anesthesia by enabling methodological extensions involving source space imaging and functional network analysis.

Simultaneous magnetoencephalography and electroencephalography provides a useful tool to search for common and distinct macro-scale mechanisms of reductions in consciousness induced by different anesthetics. This paper illustrates the empirical methods underlying the recording of such data from healthy humans during N-Methyl-D-Aspartate-(NMDA)-receptor-antagonist-based anesthesia during inhalation of nitrous oxide and xenon.

Aufnahme elektromagnetische Aktivität des Gehirns während der Verabreichung von Lachgas bei gesunden Probanden und gasförmiger Anästhetika Xenon

Anesthesia arguably provides one of the only systematic ways to study the neural correlates of global consciousness/unconsciousness. However to date most ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Simultaneous Cryosectioning of Multiple Rodent Brains

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In neuroscience, as well as a plethora of other scientific fields, these techniques are used. Immunohistochemistry can be done on slide mounted tissue or free-floating sections. Preparing slide-mounted samples is a time intensive process. The following protocol for a technique, called the Megabrain, reduced the time taken to cryosection and mount brain tissue by up to 90% by combining multiple brains into a single frozen block. Furthermore, this technique reduced variability seen between staining rounds, in a large histochemical study. The current technique has been optimized for using rodent brain tissue in downstream immunohistochemical analyses; however, it can be applied to different scientific fields that use cryosectioning.

Here, we present a protocol to freeze and section brain tissue from multiple animals as a timesaving alternative to processing single brains. This reduces staining variability during immunohistochemistry and reduces time cryosectioning and imaging.

Gleichzeitige Kryoschneiden mehrere Nagetier Gehirne

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In ...