Gefördert durch die NSF (0.854.551).

Ein. Pre-experimentelle Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie die folgenden Lösungen (siehe Tabelle 1 für Kompositionen): (a) 1 Liter NFR (Normal Frog Ringer), (b) 100 ml 10% iger Kochsalzlösung, (c) 100 ml CMF (Ca 2 + / Mg 2 +-freien Lösung ), (d) 1 ml ITS (Insulin-Transferrin-Selen, Sigma I1884), (e) 100 ml L-15 Kulturmedium, (f) 10 ml HCG (humanes Choriongonadotropin Sigma CG-10), (g) 100 ml K +-interne Lösung, (h) 100 ml K +-interne Lösung für Amphotericin B. Der osmotische Stärke der Lösung 1, ist zu überprüfen, dass es ungefähr 260 mOsM Verwendung eines Dampfdruckosmometer (zB Wescor Modell # 5100C) ist werden . </li><li> Filtern sterilisieren Lösungen (b) und (c). Lösungen (a) (b) und (c) können bis zu drei Monate gelagert werden bei 4 ° C. Planen Lösung (d) durch Zugabe von 1 ml deionisiertes H 2 O, um das Fläschchen mit dem lyophilisierten Pulver über eine 25-Gauge-Nadel und Spritze Spritzenfilter. Diese fertige Lösung cein bei 4 ° C für 30 Tage gelagert werden. </li><li> Planen Lösung (e) in einer Sterilbank durch Kombination aller Komponenten in einem Becherglas oder Kolben. Filtern sterilisieren die endgültige Lösung und Transfer 10 ml Aliquots in sterile Zentrifugenröhrchen. Lagerung bei -20 ° C. </li><li> Bereiten Sie die HCG (Lösung (f)) durch Zugabe von 10 ml deionisiertes H 2 0 bis das Fläschchen mit dem lyophilisierten Pulvers über eine 25-Gauge-Injektionsnadel und Spritze Filter. Diese fertige Lösung kann bei 4 ° C für 30 Tage gelagert werden. </li><li> Fabrizieren mindestens zwei Mikrodissektion Werkzeuge durch Aufkleben eines Minutien Stift (26.002 bis 10, Fine Science Tools) mit dem Ende eines Glases Pasteurpipette mit Sekundenkleber. Lassen Sie das scharfe Ende des Stiftes über das Ende der Pipette ca. 0,5 cm verlängern. </li><li> Zwei Tage vor der Zubereitung Kulturen, induzieren Zucht mit dem folgenden Verfahren. Identifizieren eines Zucht-ready Paar Xenopus durch Beobachtung einer prominenten, rötlich Kloake durch die weibliche und dunkle Pigmentierung auf der ebenen surface der Vorderpfoten des Männchens. Einer nach dem anderen, net jeder Frosch und halten Sie sie Bauchseite nach unten auf eine Spüle mit dem Netz, so dass es nicht entweichen kann. Jeweils 1 ml der Lösung (f) durch das Netz und subkutan in einen der dorsalen Lymphsäcke. </li><li> Legen Sie die Zucht Paar zusammen in einem überdachten 10 Gallonen Wassertank. Um sicherzustellen, dass die Tiere nicht mit Füßen treten, die neu verlegt und befruchtete Eier, installieren Sie ein abgeschirmtes Boden mit einer Maschenweite von ca. ½ &quot;ausgestattet ca. 1-2 cm über dem Boden des Tanks (Abbildung 1A). </li><li> Lassen Frösche ungestört 12-48 h, bis die Tiere in amplexus sind und befruchteten Eier werden auf dem Boden unterhalb des Bildschirms (Abbildung 1B) beobachtet. </li><li> Entfernen Sie die Tiere aus dem Tank, aber lassen Sie die Eier ungestört mindestens 24 Stunden länger. Dieses Paar Frösche können nach sechs Wochen wieder gezüchtet werden. </li><li> Lösen Sie die Embryonen aus dem Boden des Tanks und übertragen Sie sie auf vier oder fünf 60x15 mm Kulture Schalen mit 10% iger Kochsalzlösung (Lösung b). Sortieren Sie die Embryonen von der Bühne nach dem Schema der Niewkoop und Faber (ref. 20). Nützliche Embryonen werden diejenigen im Stadium 22-24 sein. 2A zeigt einen Embryo in etwa Stufe 22, während 2B zeigt einen Embryo, der zu weit entlang in der Entwicklung nützlich zu sein (ca. Stufe 28). Es ist wichtig, Embryonen, die gesund sind wählen: solche, die ein glattes Aussehen mit hellbraunen und weißen Mottling sind ideal. Embryonen, die große schwarze oder weiße Flecken haben, sind in der Regel ungesunden und unbrauchbar. </li></ol> 2. Mikrodissektion von Xenopus Embryonen <ol><li> Innerhalb einer Sterilbank, Etikett und etwa in der Mitte zu füllen drei 60x15 mm sterile Kulturschalen mit 10% iger Kochsalzlösung und einer mit CMF. </li><li> Verwendung einer sterilen, Glas Pasteurpipette Transfer fünf vor zehn Stadium 22-24 Embryonen in eine der Schalen mit 10% iger Kochsalzlösung. Mit der Hilfe eines Stereo-Zoom sezierenten Mikroskop innerhalb der Haube (0,6-5x mit 10 x Okulare), entfernen Sie das Gelee Mantel und Dotterhaut von jedem Embryo mit zwei Paar sterile Nr. 5 Zange (11251-30, Fine Science Tools). (Siehe 3A und 3B). </li><li> Waschen Sie die nackten Embryonen, indem sie ein zu einer Zeit, durch die verbleibenden zwei Gerichte von 10% Kochsalzlösung und schließlich in die Schale mit CMF. Verwenden Sie eine neue, sterile Pipette für jede Übertragung und minimieren das Volumen der Lösung übertragen von Gericht zu Gericht. </li><li> Im Gegenzug halten sich Embryo vorsichtig, aber fest mit einer Zange und mit Hilfe der Mikrodissektion Werkzeug in Schritt 1,5 gestaltet, entfernen Sie das Neuralrohr und die damit verbundenen Myotomen die am meisten Dorsalseite des Tieres befinden. Tun dies, indem sie drei Scheiben, eine an jedem Ende der Standort des Neuralrohr und eine dritte gerade ventralen dazu (4A). Bewegen jedes seziert Neuralrohr / Myotome zu einem sauberen Teil der Schale weg von dem Eigelb Granuln und andere Ablagerungen (4B). Die dorsal-ventralen Achse und die Orte der Neuralrohr und Myotome sind in Abbildung 4 dargestellt. </li><li> Nach etwa 15 Minuten in dieser Lösung (CMF) Verwendung der Pinzette pigmentierte Haut frei von der sezierten Gewebes zu heben und zu verwerfen. Nach einer weiteren 30 bis 60 min werden die Zellen bilden einen &quot;Sandhaufen&quot;, wie sie dissoziiert voneinander (4C) zu werden. </li></ol> 3. Vorbereitung der Nerv-Muskel-Co-Kulturen <ol><li> Auftauen eine 10 ml Tube Kulturmedium und aseptisch 70 ul ITS und 35 ng / ml BDNF (Sigma B3795). </li><li> Etikett und füllen sterilen 35 mm Kulturschalen (FD35-100 World Precision Instruments) etwa zur Hälfte mit L-15 Kulturmedium (Lösung (E)), eine für jedes Embryo seziert. </li><li> Fabrizieren Plattieren Pipette durch Ergreifen jedes Ende einer Pasteurpipette aus Glas während die sich verjüngenden Abschnitt über einer Flamme. Ziehen Sie die Enden auseinander zu 10 cm und dann brechen Sie das Ende ein Trinkgeld von etwa 0,2 mm zu erhalten. </li><li> Verwenden der Plattierfläche Pipette zum Aufsaugen der &quot;Sandhaufen&quot; von einem Embryo Minimierung der Menge an Lösung gezogen. Auszutreiben der Zellen auf dem Boden der Kulturschale. Platte der Zellen in mehreren Zeilen. Beobachten plattierten undifferenzierten Zellen (5A und 5B). </li><li> Lassen Sie die Gerichte der plattierten Zellen ungestört für mindestens 15 Minuten, damit die Zellen Zeit, um die Schale zu befestigen. </li></ol> 4. Patch-Clamp-Nerv-Muskel-Synapse <ol><li> Nach 12-24 h in Kultur nehmen plattierten Zellen auf verschiedenen morphologischen Merkmale: Muskelzellen werden spindelförmig und spinalen Neuronen verlängern lange Prozesse (Abbildung 6). Functional synaptischen Kontakte zwischen Neuriten Krampfadern und Muskelzellen können bei gleichzeitiger gepaart elektrophysiologischen Ableitungen bestätigt werden. &quot;M&quot;, &quot;S&quot; und &quot;V&quot; beziehen sich jeweils auf die Muskelzelle, neuronaleSoma und präsynaptischen Krampfadern. </li><li> Bereiten Sie zwei Patch-Elektroden für die Aufzeichnung: eine für den präsynaptischen Krampfadern und eine für die Muskelzelle. </li><li> Für die präsynaptischen Elektrode, Vorbereitung einer Amphotericin-haltigen Lösung wie folgt: Fügen 100 ul DMSO zu einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen mit 5 mg Amphotericin B (Sigma A4888). Vortex diese Lösung für 10 sek. Als Nächstes fügen Sie 10 ul dieser Lösung zu einem zweiten Mikrozentrifugenröhrchen, die 625 ul K +-interne Lösung für Amphotericin B (Lösung (h)) enthält. Wirbels wie oben. </li><li> Füllen den präsynaptischen Elektrode mit der Amphotericin-haltigen K +-interne Lösung in Schritt 4.3 hergestellten und der postsynaptischen Elektrode mit K +-interne Lösung (Lösung (g)). </li><li> Ersetzen Medien in der Kulturschale mit NFR und Verlagern dieses zu einem inversen Mikroskop mit Phasenkontrast-Optik ausgerüstet. </li><li> Positionieren Sie beide Elektroden direkt über ihre jeweiligen Ziele. Besorgen Sie sich die whole-cell configuration mit der Muskelzelle Elektrode vor dem perforierten Patch-Konfiguration mit dem Krampfadern Elektrode. </li><li> Um die Funktionalität der Synapse zu bestätigen, depolarisiert die Krampfadern mit einem Patch-Clamp-Verstärkers (z. B. Axopatch 200B, Molecular Devices) unter Software-Steuerung (zB durch pCLAMP 9, Molecular Devices) und beachten Sie die gleichzeitige präsynaptischen und postsynaptischen Ströme. Abbildung 7 zeigt die Ströme gesehen in Reaktion auf depolarisierende Schritte Spannung, die dem präsynaptischen Krampfadern in 10 mV-Schritten von -30 mV bis +40 mV. Die Einwärtsströme in der präsynaptischen Zelle aus gesehen werden durch Na + und Ca 2 + und den Auswärtsströme von K + durchgeführt wird. Ströme in der postsynaptischen Zelle aufgezeichnet sind Antworten auf Neurotransmitter aus der Krampfadern freigegeben und werden meist von Na + durch Nikotinsäure Acetylcholin-Rezeptor-Kanäle. </li></ol>

<ol>
	<li>Augustine, G. J., Eckert, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Divalent+cations+differentially+support+transmitter+release+at+the+squid+giant+synapse.">Divalent cations differentially support transmitter release at the squid giant synapse.</a> J. Physiol. 346, 257-271 (1984).</li><li>Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+action+potential+mechanism+of+amphibian+neurons+isolated+in+culture.">The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 73, 1641 (1976).</li><li>Weldon, P. R., Cohen, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+synaptic+ultrastructure+at+neuromuscular+contacts+in+an+amphibian+cell+culture+system.">Development of synaptic ultrastructure at neuromuscular contacts in an amphibian cell culture system.</a> J. Neurocytol. 8, 239-259 (1979).</li><li>Tabti, N., Poo, M. -. M., Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culturing Nerve Cells. , 137-153 (1991).</li><li>Yazejian, B., DiGregorio, D. A., Vergara, J. L., Poage, R. E., Meriney, S. D., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+measurements+of+presynaptic+calcium+and+calcium-activated+potassium+currents+regulating+neurotransmitter+release+at+cultured+Xenopus+nerve-muscle+synapses.">Direct measurements of presynaptic calcium and calcium-activated potassium currents regulating neurotransmitter release at cultured Xenopus nerve-muscle synapses.</a> J. Neurosci. 17, 2990 (1997).</li><li>DiGregorio, D. A., Peskoff, A., Vergara, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+action+potential-induced+presynaptic+calcium+domains+at+a+cultured+neuromuscular+junction.">Measurement of action potential-induced presynaptic calcium domains at a cultured neuromuscular junction.</a> J. Neurosci. 19, 7846 (1999).</li><li>Yazejian, B., Sun, X. P., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+presynaptic+Ca2++dynamics+during+neurotransmitter+release+with+Ca2+-activated+K++channels.">Tracking presynaptic Ca2+ dynamics during neurotransmitter release with Ca2+-activated K+ channels.</a> Nat. Neurosci. 3, 566 (2000).</li><li>Sun, X. P., Chen, B. M., Sand, O., Kidokoro, Y., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization-induced+Ca2++entry+preferentially+evokes+release+of+large+quanta+in+the+developing+Xenopus+neuromuscular+junction.">Depolarization-induced Ca2+ entry preferentially evokes release of large quanta in the developing Xenopus neuromuscular junction.</a> J. Neurophysiol. 104 (5), 2730-2740 (2010).</li><li>Xie, S. P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+events+in+the+formation+of+neuromuscular+synapse:+rapid+induction+of+acetylcholine+release+from+embryonic+neurons.">Initial events in the formation of neuromuscular synapse: rapid induction of acetylcholine release from embryonic neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 7069 (1986).</li><li>Li, P. P., Chen, C., Lee, C. W., Madhavan, R., Peng, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+filopodial+asymmetry+induced+by+synaptic+target.">Axonal filopodial asymmetry induced by synaptic target.</a> Mol. Biol Cell. 22 (14), 2480-2490 (2011).</li><li>Feng, Z., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Schwann+cells+promote+synaptogenesis+at+the+neuromuscular+junction+via+transforming+growth+factor-beta1.">Schwann cells promote synaptogenesis at the neuromuscular junction via transforming growth factor-beta1.</a> J. Neurosci. 28 (39), 9599-9609 (2008).</li><li>Song, H. J., Ming, G. L., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP-induced+switching+in+turning+direction+of+nerve+growth+cones.">cAMP-induced switching in turning direction of nerve growth cones.</a> Nature. 17 (6639), 275-279 (1997).</li><li>Morimoto, T., Wang, X. H., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+synaptotagmin+modulates+short-term+synaptic+plasticity+at+developing+neuromuscular+junctions.">Overexpression of synaptotagmin modulates short-term synaptic plasticity at developing neuromuscular junctions.</a> Neuroscience. 82 (4), 969-978 (1998).</li><li>Lu, B., Czernik, A. J., Popov, S., Wang, T., Poo, M. M., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+synapsin+I+correlates+with+maturation+of+the+neuromuscular+synapse.">Expression of synapsin I correlates with maturation of the neuromuscular synapse.</a> Neuroscience. 74 (4), 1087-1097 (1996).</li><li>Schaeffer, E., Alder, J., Greengard, P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapsin+IIa+accelerates+functional+development+of+neuromuscular+synapses.">Synapsin IIa accelerates functional development of neuromuscular synapses.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (9), 3882-3886 (1994).</li><li>Liou, J. C., Tsai, F. Z., Ho, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potentiation+of+quantal+secretion+by+insulin-like+growth+factor-1+at+developing+motoneurons+in+Xenopus+cell+culture.">Potentiation of quantal secretion by insulin-like growth factor-1 at developing motoneurons in Xenopus cell culture.</a> J. Physiol. 553 (Pt. 3), 719-7128 (2003).</li><li>Peng, H. B., Yang, J. F., Dai, Z., Lee, C. W., Hung, H. W., Feng, Z. H., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+neurotrophins+and+schwann+cell-derived+signals+on+neuronal+survival/growth+and+synaptogenesis.">Differential effects of neurotrophins and schwann cell-derived signals on neuronal survival/growth and synaptogenesis.</a> J. Neurosci. 23 (12), 5050-5060 (2003).</li><li>Dan, Y., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hebbian+depression+of+isolated+neuromuscular+synapses+in+vitro.">Hebbian depression of isolated neuromuscular synapses in vitro.</a> Science. 12 (5063), 1570-1573 (1992).</li><li>Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-dependent+regulation+of+neurotransmitter+specification+and+embryonic+neuronal+calcium+spike+activity.">Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity.</a> J. Neurosci. 30 (16), 5792-5801 (2010).</li><li>Niewkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis (Daudin). , (1967).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die wichtigsten Schritte zur erfolgreichen Cokultivieren von Motoneuronen und Muskelzellen sind die Verwendung geeigneter inszenierten Embryonen aus der induzierten Zucht von Xenopus Fröschen erzeugt und der sorgfältigen aseptischen Dissektion der undifferenzierten spinalen Neuronen und Myoblasten. Befruchtete Eier sollten in Ruhe gelassen werden, bis sie ungefähr Stufe erreichen 10 oder so bewegen sie früher oft hält ihre Entwicklung. Gesunde Embryonen werden durch eine glatte Optik und braun und weiß gefleckten Färbung identifiziert. Stufe 22-24 Embryonen sind die nützlichsten, denn dies ist der Punkt während der Entwicklung kurz nach der Neuralrohr geschlossen und vor den Myozyten deutlich differenziert. Darüber hinaus scheitern Zellen von älteren Embryonen gut dissoziieren in CMF. Vorsicht beim Entfernen der Dotterhaut da es stark haftet für den Embryo werden. Die Membran sollte auseinandergerissen werden mit scharfen Pinzette so dass der Embryo entsteht intakt. Ein weiterer wichtiger precaution ist, sorgfältig zu platzieren der Zellen auf dem Boden der Kulturschale (anstatt sie dort anzusiedeln). Dieses Verfahren ist bevorzugt, da dies die Wahrscheinlichkeit erhöht, dass die Zellen in die Kulturschale haften. Funktionelle Neurotransmission zwischen Nerv und Muskel kann mit nur postsynaptischen Aufzeichnung bestimmt werden und oft festgestellt werden kann durch die Beobachtung der spontanen Muskelkontraktion nach Innervation. Un-innervierten Muskelzellen nicht in Kultur zucken. Postsynaptischen Aufnahme allein ist nützlich für die Aufnahme Miniatur-Endplatte Ströme oder Potenziale, aber Messungen evozierte Freisetzung erfordert präsynaptische Stimulation, und die Korrelation der prä-und postsynaptischen Ströme benötigt Doppel Patch-Clamp. Neben dem gepaarten Patch Aufnahme hier beschriebene Methode bietet diese Vorbereitung die Möglichkeit, ein Drittel Pipette in der neuronalen Soma 5 einzuführen Dies ermöglicht die Erzeugung eines Aktionspotentials that können zur präsynaptischen Krampfadern ausbreiten und zu der Freisetzung von Neurotransmittern. Zusätzlich kann putativen Mittel, die gedacht sind, zu vermitteln oder zu modulieren synaptischen Übertragung zu jeder Seite der Synapse eingeführt werden: über die Muskelzelle Pipette oder durch Diffusion von einem dritten Pipette an dem Soma platziert.

<table border="1"><tbody><tr><td> Ausstattung / Zubehör </td><td> Verkäufer </td><td> Katalog / Modellnummer </td><td></td></tr><tr><td> Insulin-Transferrin-Selen </td><td> Sigma </td><td> I1884 </td><td></td></tr><tr><td> Humanes Choriongonadotropin </td><td> Sigma </td><td> CG-10 </td><td></td></tr><tr><td> Dampfdruckosmometers </td><td> Wescor </td><td> 5100C </td><td></td></tr><tr><td> Minutien Pins </td><td> Fine Science Tools </td><td> 26002-10 </td><td></td></tr><tr><td> Amphotericin B </td><td> Sigma </td><td> A4888 </td><td></td></tr><tr><td> Zange </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11251-30 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><table border="1"><tbody><tr><td> Lösungsname </td><td> Rezept </td></tr><tr><td> (A) NFR (Normal Frog Ringer (in mM) </td><td> 116 NaCl, 2 KCl, 1,8 CaCl 2, 5 Na +-HEPES, pH 7,35. </td></tr><tr><td> (B) 10% iger Kochsalzlösung </td><td> 10 ml NFR 90 ml deionisiertes H 2 O </td></tr><tr><td> (C) CMF (Ca 2 + / Mg 2 +-freie Lösung) </td><td> 125 NaCl, 2 KCl, 1,2 EDTA, 5 Na +-HEPES, pH 7,35. </td></tr><tr><td> (E) L-15 Nährmedien </td><td> 50 ml L-15 Medien (Sigma L1518) + 50 ml NFR. </td></tr><tr><td> (G) K +-interne Lösung (in mM) </td><td> 116 KCl, 1 NaCl, 1 MgCl 2, 10 EGTA, 5 HEPES, pH 7,3 </td></tr><tr><td> (H) K +-interne Lösung für Amphotericin B (in mM) </td><td> 52 K 2 SO 4, 38 KCl, 1 EGTA, 5 HEPES, pH 7,3 </td></tr></tbody></table></td></tr></tbody></table> Table 1.

simultaneous pre- and post-synaptic electrophysiological recording from xenopus nerve-muscle co-cultures

Viele Informationen über die Kopplung von präsynaptischen Ionenströme mit der Freisetzung von Neurotransmitter hat sich von wirbellosen Präparate, vor allem die Tintenfische riesigen Synapse 1 erhalten worden. Jedoch mit Ausnahme der Herstellung hier beschriebenen existieren wenige Wirbeltier Zubereitungen, in denen es möglich ist, die gleichzeitige Messungen der Neurotransmitter-Ausschüttung und präsynaptischen Ionenströme machen. Embryonale Xenopus Motoneuronen und Muskelzellen können zusammen in einfachen Kulturmedium gezüchtet werden bei Raumtemperatur, sie werden innerhalb von zwölf funktionelle Synapsen to 24 Stunden zu bilden, und kann verwendet werden, um Nerven-und Muskel-Zell-Entwicklung und synaptische Interaktion über mehrere Tage zu untersuchen (bis Überwucherung auftritt). Einige Vorteile dieser Co-Kulturen gegenüber anderen Wirbeltieren Zubereitungen sind die Einfachheit der Zubereitung, die Fähigkeit, die Kulturen und die bei Raumtemperatur zu halten und die leichte Zugänglichkeit der Synapsen gebildet 2-4. Die Zubereitung wurde weithin um die biophysikalischen Eigenschaften der präsynaptischen Ionenkanälen und die Regulierung des Senders Release 8.5 Studie verwendet. Darüber hinaus hat die Zubereitung selbst zu anderen Verwendungen, einschließlich der Studie von Neuritauswuchs und Synaptogenese 9-12, molekularen Mechanismen der Neurotransmitterfreisetzung 13-15, die Rolle des diffundierbaren Botenstoffe im Neuromodulation 16,17, und in vitro die synaptische Plastizität verliehen 18 - 19.

4B zeigt die Rückenansicht eines isolierten Rückenmark / Myotom unmittelbar nach ihrer Entnahme aus einer Stufe 22 Xenopus Embryo. 4C zeigt, dass nach Hautentfernung und Inkubation in Ca 2 +-Mg 2 +-freien Lösung (CMF, Lösung ( c)), Zellen in ein &quot;Sandkasten&quot; distanzieren und sind bereit zum Plattieren. Unmittelbar nach der Beschichtung in das Kulturmedium Zellen zeigen wenig morphologischen Variabilität (5B), sondern nehmen auf unterschiedlichen Formen nach 24 Stunden in Kultur. Muskelzellen geworden spindelförmigen während Neuronen während erstreckenden Neuriten bleiben kugelförmige daß aufwendige varicosites an Synapsen mit Muskelzellen (Abbildung 6). Gleichzeitige gepaart Patch Aufnahme aus dem präsynaptischen Krampfadern und postsynaptischen Muskelzelle (Abbildung 7) zeigt die präsynaptischen nach innen und außen Ströme mit der Freisetzung von Neurotransmittern und der resulta assoziiertnt exzitatorischen postsynaptischen Ströme. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig1.jpg" alt="Abbildung 1"/> Abbildung 1 A:.. Zuchtpaar von Fröschen bei der Paarung Eimer atop Bildschirm B: Frogs in amplexus mit befruchteten Eiern. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig2.jpg" alt="Abbildung 2"/> Abbildung 2 A:.. &quot;Geeignet&quot; Stufe 22 Embryos B: &quot;ungeeignet&quot; Stufe 28 Embryos. Maßstab entspricht 1 mm. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig3.jpg" alt="Abbildung 3"/> Abbildung 3 A:. Stage 22 Embryos vor dem Entfernen des Dotterhaut und Gelee Mantel. Der Pfeil zeigt auf den äußeren Rand des jelly Mantel. Die Dotterhaut hält sich eng an die embryo und praktisch unsichtbar B:. Bare Embryo. Maßstab entspricht 1 mm. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig4.jpg" alt="Abbildung 4"/> Abbildung 4 A: Stage 22 Embryos mit einer gestrichelten Linie, die zu werden seziert Teil B:.. Akut isoliert dorsalen Teil des Embryos, &quot;d&quot; und &quot;v&quot; beziehen sich auf die dorsalen und ventralen Aspekte der Embryonen, während &quot;m&quot; und &quot;n&quot; die ungefähre Lage der mytomes und Neuralrohr C:. &quot;Sand Stapel&quot; von Zellen nach 60 min in CMF. Maßstabsbalken entspricht 1 mm für A, und 0,5 mm für die B-und C. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig5.jpg" alt="Abbildung 5"/> Figur 5 A:. 5x Leistung Ansicht von Zellen in Kultur unmittelbar nach dem Ausplattieren. B: Gleiche Kultur bei 40x. MaßstabBalken repräsentiert 40 um für A, und 5 um für B. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig6.jpg" alt="Abbildung 6"/> Abbildung 6. Neuromuskulären Synapse in Kultur mit Identifizierung der neuronalen Soma (S), präsynaptischen Krampfadern (V), und postsynaptischen Muskelzelle (M). Maßstab: 5 um. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7.jpg" alt="Abbildung 7" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7highres.jpg"/> Abbildung 7. Präsynaptische (oben) und postsynaptischen (unten) Ströme in Reaktion auf die Anwendung von 10 mV inkrementelle Spannung sehen Schritte, um die präsynaptischen Krampfadern von -30 mV bis +40 mV vorgestellt. Spannungsstufen sind neben einigen der präsynaptischen Spuren angegeben. Die Holding Potenzial für beide Zellen betrug -70 mV.

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures at JoVE.com

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Dieses Video zeigt die Maßnahmen zur primären Kulturen von embryonalen wachsen<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerven-und Muskelzellen und die Nützlichkeit dieser Zubereitung für die Herstellung gleichzeitigen Pre-und Post-synaptischen Patch Clamp Messungen.

Gleichzeitige Pre-und Post-synaptischen Elektrophysiologische Aufnahme von<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerv-Muskel-Co-Kulturen

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

simultaneous-pre-post-synaptic-electrophysiological-recording-from

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

10.8K Aufrufe.  David Geffen School of Medicine at UCLA. Dieses Video zeigt die Maßnahmen zur primären Kulturen von embryonalen wachsen Xenopus Nerven-und Muskelzellen und die Nützlichkeit dieser Zubereitung für die Herstellung gleichzeitigen Pre-und Post-synaptischen Patch Clamp Messungen.

Serie: Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Derivation of Enriched Oligodendrocyte Cultures and Oligodendrocyte/Neuron Myelinating Co-cultures from Post-natal Murine Tissues

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications for understanding the pathogenesis of demyelinating diseases such as Multiple Sclerosis (MS). Cellular development is commonly studied with primary cell culture models. Primary cell culture facilitates the evaluation of a given cell type by providing a controlled environment, free of the extraneous variables that are present in vivo. While OL cultures derived from rats have provided a vast amount of insight into OL biology, similar efforts at establishing OL cultures from mice has been met with major obstacles. Developing methods to culture murine primary OLs is imperative in order to take advantage of the available transgenic mouse lines. 
Multiple methods for extraction of OPCs from rodent tissue have been described, ranging from neurosphere derivation, differential adhesion purification and immunopurification 1-3. While many methods offer success, most require extensive culture times and/or costly equipment/reagents. To circumvent this, purifying OPCs from murine tissue with an adaptation of the method originally described by McCarthy &amp; 
de Vellis 2 is preferred. This method involves physically separating OPCs from a mixed glial culture derived from neonatal rodent cortices. The result is a purified OPC population that can be differentiated into an OL-enriched culture. This approach is appealing due to its relatively short culture time and the unnecessary requirement for growth factors or immunopanning antibodies. 
While exploring the mechanisms of OL development in a purified culture is informative, it does not provide the most physiologically relevant environment for assessing myelin sheath formation. Co-culturing OLs with neurons would lend insight into the molecular underpinnings regulating OL-mediated myelination of axons. For many OL/neuron co-culture studies, dorsal root ganglion neurons (DRGNs) have proven to be the neuron type of choice. They are ideal for co-culture with OLs due to their ease of extraction, minimal amount of contaminating cells, and formation of dense neurite beds. While studies using rat/mouse myelinating xenocultures have been published 4-6, a method for the derivation of such OL/DRGN myelinating co-cultures from post-natal murine tissue has not been described. Here we present detailed methods on how to effectively produce such cultures, along with examples of expected results. These methods are useful for addressing questions relevant to OL development/myelinating function, and are useful tools in the field of neuroscience.

This article describes methods to derive enriched populations of murine oligodendrocyte precursor cells (OPCs) in primary culture, which differentiate to produce mature oligodendrocytes (OLs). In addition, this report describes techniques to produce murine myelinating co-cultures by seeding mouse OPCs onto a neurite bed of mouse dorsal root ganglion neurons (DRGNs).

Ableitung von Enriched Oligodendrozyten Kulturen und Oligodendrozyten / Neuron myelinisierenden Co-Kulturen von Post-Natal Mausgeweben

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications ...

Forschung

Neurowissenschaften

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Gleichzeitige Aufnahme von Calcium-Signale von identifizierten Neuronen und Fressverhalten von Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

Neural Explantatkulturen aus<em&gt; Xenopus laevis</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

Eine Methode zur systematischen Elektrochemische und elektrophysiologische Bewertung der Neural Aufzeichnungselektroden

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elektrophysiologische Aufnehmen von<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Geschmack Sensillen

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...