Diese Arbeit wurde durch das Office of Naval Research Young Investigator Programm Auszeichnung N000141110914, Office of Naval Research Grant N000141010827, NSF Career Award CCF1054898, NIH Direktor Neue Innovator Award 1DP2OD007292 und Wyss Institut für biologisch inspirierte Wesen Fakultät Gründerfonds (bis PY) finanziert und Tsinghua-Peking Center for Life Sciences Gründerfonds (BW).

1. DNA Reihenfolgen-Entwurf <ol><li> Verwenden UNIQUIMER Software 27 einen SST-finite Struktur durch die Angabe der Anzahl der Doppelhelix, Längen von oben und unten Helix für jede Doppelhelix und die Crossover-Muster, um ein 24H × 28T Leinwand erstellen zu entwerfen. Nach der Definition dieser Parameter wird die Gesamtarchitektur (Strang-Zusammensetzung und die Komplementarität Anordnung) graphisch im Programm veranschaulicht. </li><li> Erzeugen eine Folge für die Stränge der angegebenen Struktur, um die Komplementarität Anordnung und zusätzliche Anforderungen (falls vorhanden) zu erfüllen. Design-DNA-Sequenzen durch die Minimierung der Sequenzsymmetrie 28 (für die meisten Strukturen). <ol><li> Erzeugen Nukleotide (A, C, G und T) nach dem Zufallsprinzip einer nach dem anderen. </li><li> Spiel Nukleotide komplementär zu denen erzeugt nach dem Basenpaarungsregel: von A bis T und umgekehrt; C bis G und umgekehrt. </li><li> Verwenden Sie keine sich wiederholenden Segmenten über acht oder neun Nukleotiden. Wenn solche repEssen Segmente bei der Konstruktion entstehen, mutieren die zuletzt erzeugten Nukleotide, bis der sich wiederholenden Segmenten Anforderung erfüllt ist. </li><li> Verwenden Sie keine vier aufeinander folgenden A, C, G oder T-Basen. </li><li> Verwenden vorgegebenen Nukleotide an den einzelsträngigen Anlenkpunkte (zum Beispiel T und G wie die einundzwanzigsten und zweiundzwanzigsten Nukleotiden, jeweils für die meisten der Stränge), um zu vermeiden Gleitunterlagen um die Anlenkpunkte (beispielsweise, wenn sowohl einundzwanzigste und zweiundzwanzigste Nukleotide T, es möglich war, das einundzwanzigste Nucleotid an das Nukleotid bindet, dass der zweiundzwanzigsten Nukleotid soll, zu binden). </li></ol></li><li> DNA-Sequenzen zu modifizieren manuell Streptavidin Kennzeichnung, die Transformation von Rechtecken in Röhrchen, die Bildung von verschiedenen Rechtecken und Röhren in verschiedenen Maßstäben und die Aggregation durch freiliegende Bereiche auf SST verhindern. <ol><li> Ersetzen Sie die freiliegenden Bereiche auf der Grenze des Molekular Leinwand mit Poly-T-tracts. </li><li> Für Streptavidin Kennzeichnung, entwerfen die Griffsegmente (das zusätzliche Segment mit dem Bauteil-Strang, der mit einem komplementären Gegenstück wie einem Anti-handle Stranges binden können angehängt), so dass sie eine Anti-handle Strang mit 3&#39;-Biotin-Modifikation unterzubringen. </li><li> Für die Umwandlung von einem Rechteck in ein Rohr, entfernen Sie die oberen und unteren Zeilen aus dem Rechteck und setzen Sie eine neue Zeile, deren SSTs haben spezifische Ergänzung zu den entsprechenden Fliesen auf der zweiten bis oberen Reihe und der zweiten Reihe nach unten. </li><li> Für eine freiliegende Einzelstrang-Domäne von verschiedenen Formen, ersetzen mit Poly-T-Segmente von 10-11 Nukleotiden Länge, oder Abdeckung mit Kantenschutz, die komplementär zu der freiliegenden Domäne sind und mit 10-11 Nukleotide lange Poly-T-Segmente zu kündigen. </li></ol></li></ol> 2. Herstellung der Molecular Canvas <ol><li> DNA-Komponente erhalten Stränge in RNase-freiem Wasser von einem oligonucleoti gelöst angegebenen Sequenzende-Hersteller in V Boden 96-Well-Platten mit Oligonukleotiden bei einer 10 nmol Maßstab mit Standard Entsalzung synthetisiert. Zentrifugation der 96-Well-Platten mit der DNA-Stränge zu etwa 10 s lang bei 600 x g. <ol><li> Pipette 1 ul von jeder der 362 Vertiefungen, die mit DNA-Strängen zur 24H × 28T Rechteck (3A) bei 100 &amp; mgr; M pro Strang (Herstellerangabe) in eine 2-ml-Röhrchen. Add 138 ul destilliertem entionisiertem H 2 O, um das 2-ml-Röhrchen, um eine Stammlösung des Stranges Mischung bei einer Konzentration von 200 nM pro Strang bilden. </li></ol></li><li> Dann werden 50 ul der 200 nM Stammlösung von Strang Mischung wurden 10 ul 10x Annealing-Puffer A (50 mM Tris, pH 7,9, 10 mM EDTA, 250 mM MgCl 2), 40 ul destilliertes entionisiertes H 2 O, um eine 0,2 ml PCR-Röhrchen. Dies ermöglicht eine 100 ul-Probe des molekularen Leinwand in 1X Glühen Puffer A (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 25 mM MgCl 2). </li><li> Glühen die sample für 17 h in einem Thermocycler Abkühlen von 90 ° C bis 25 ° C. Den Thermocycler wie folgt: Lauframpe von 90 ° C bis 61 ° C bei einer konstanten Geschwindigkeit von 5 min pro ° C; Lauframpe von 60 ° C bis 25 ° C bei einer konstanten Geschwindigkeit von 20 min pro ° C; und Inkubieren bei 4 ° C, bis die Probe aus dem Thermocycler genommen werden. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel. <ol><li> Messen von 2,4 g Agarose in einen 600 ml Becher. Zugabe von 120 ml 0,5 × TBE-Puffer (44,5 mM Tris-Borat, pH 8,3, 1 mM EDTA) und 30 ml destilliertem entionisiertem Wasser in den Becher. </li><li> Mikrowelle für 3 Minuten (oder 40 - 60 sec mehr nach dem Kochen). Füllt die Wasser während der Verdampfung durch Zugabe von 30 ml Wasser, die zu der Konzentration von Agarose in dem Gel bei 2% zu halten hilft, verloren. </li><li> Schwenken Sie den Inhalt des Becherglases für 1 min in ein kaltes Wasserbad. 1 ml 1,2 M MgCl 2 (um eine 10 mM MgCl 2 -Konzentration in dem Gel zu machen) und Pre-Fleck das Gel with 6 ul Farbstoff SYBR Tresor (1: 20.000). </li><li> Gießen Sie das Gel-Lösung in ein trockenes Gel Box und legen Sie eine 1,5 mm dick und 12 Gelelektrophorese Kamm. Die Lösung erstarren lassen für 15 - 30 min auf einer ebenen Plattform. </li><li> Pour Gel-Laufpuffer (44,5 mM Tris-Borat, pH 8,3, 1 mM EDTA und 10 mM MgCl 2) in das Gel ein. Last 2-3 ul 1 kb DNA-Leiter in eine Vertiefung des Agarosegels. Mischungs 4 ul 6X Bromphenolblau-Farbstoff (0,25% Bromphenolblau, 5 mM Tris, 1 mM EDTA, 10 mM MgCl 2 und 30% Glycerin) mit 20 ul der Probe des molekularen Leinwand und laden die Lösung in einen anderen Napf der Agarose-Gel. </li></ol></li><li> Führen Sie den nativen 2% igen für 2 Stunden bei 100 V in einem Eiswasserbad (Bromphenolblau blau dargestellt, läuft schneller als Komponentenstränge, damit es als Indikator dienen kann, dass, wenn 2 Stunden Laufzeit angemessen ist). </li><li> Bild des Gels mit einem Gel-Scanner mit einem geeigneten Filter für die SYBR Safe Fleck (2B </strong&gt;). </li><li> Auf einem blauen Licht Transilluminator, Verbrauchs die dominante Bande mit ähnlichen Mobilität der Band von 1500 Basenpaare des 1 kb DNA-Leiter mit einer scharfen Rasierklinge. Legen Sie die gewünschte Gel Einheit (en) in einer Spin-Säule und dann quetschen Sie das Gel in feine Stücke mit Hilfe eines Mikroröhrchen Stößel. Zentrifuge bei 438 × g für 3 min bei 4 ° C. </li><li> Messen der Konzentration der DNA unter Verwendung eines Ultraviolett-Spektrophotometer bei 260 nm. <ol><li> Verwenden Sie 2 ul ultrareinem DNase / RNase-Free destilliertem Wasser als leer, um die Maschine zu kalibrieren. </li><li> Verwenden ein äquivalentes Volumen der gesammelten Probe von der Spinsäule, um eine Schätzung der DNA-Konzentration zu erhalten. Die Konzentrationsmesswert (&quot;a&quot; = ng / &amp; mgr; l) bei einer UV-Absorption von 260 nm erhalten wird helfen, den Verdünnungsfaktor für AFM und TEM-Bildgebung. </li><li> Wandeln die gemessene Konzentration von &quot;a&quot; (ng / &amp; mgr; l), um &quot;b&quot; (nM) nach b = a × 10 6 / (330 &amp;# 215; Anzahl der Nukleotide). ANMERKUNG: Das Molekulargewicht eines Nukleotid 330 g / mol. Die berechnete molare Konzentration Wert des Verdünnungsfaktors für AFM und TEM-Aufnahmen zu bestimmen. Wie für den Fall eines 24H × 28T Rechtecks ​​die gemeinsame Messung für die gereinigte Probe liegt bei etwa 10 bis 60 ng / &amp; mgr; l. Da die Anzahl der Nukleotide, die für eine solche Struktur ist 14616 Da, die molare Konzentration etwa 2-12 nM. Die Endkonzentration wird durch die Sammelausbeute bestimmt (~ 20 bis 50%) aus der Zentrifugation und dem Volumen des Gels Bande ausgeschnitten aus (je höher das Volumen, je verdünnter die gereinigte Probe). </li></ol></li></ol> 3. Atomic Force Microscopy Imaging <ol><li> Schälen Glimmer auf eine Probe Metallscheibe mit Klebeband, um eine ebene Fläche zu erhalten und setzen Sie den Probenteller auf die Abbildungsstufe befestigt. </li><li> Dann werden 40 &amp; mgr; l 1X Anelierungspuffer A, gefolgt von 5 ul (2-5 nM) der gereinigten Probe der 24H × 28TRechteck, um die frisch gespaltenen Glimmeroberfläche. Lassen Sie die Mischung für ca. 2 min zu begleichen. </li><li> Installieren Siliziumnitrid AFM Cantilever-Chips auf einem freitragenden Halterung. Benutzen Sie einen C Dreiecksspitze (Resonanzfrequenz f 0 = 40 bis 75 kHz; Federkonstante, k = 0,24 Nm -1) für die Bildgebung. </li><li> Ein Musterbild in dem Fluid-Tapping-Modus. Verwenden Sie die folgenden Abbildungsparameter für das Scannen: Scannen Größe von 2 &amp; mgr; m, 1024 Zeilen für die Auflösung und einer Abtastrate von 0,5 bis 1 Hz (2C). </li><li> Falls erforderlich, werden 10 &amp; mgr; l oder mehr der 10 mM NiCl 2 -Lösung, die Stärke der DNA-Bindung Glimmer 29 zu erhöhen. </li></ol> 4. Probenvorbereitung für Streptavidin Labeling <ol><li> Manuell Design der 24H × 28T Rechtecks, so dass Griff Stränge an spezifischen Stellen eingebaut sind, die komplementär zu der anti-Griff-Stränge mit Biotin Modifikation, die ihrerseits in der Lage sind zu binden streptavid seinin speziell. <ol><li> Modifizieren des Molekular Leinwand durch Anbringen eines 3 &#39;17-Nucleotid-Segment, das aus einem zwei Nukleotidsequenz (TT) als Abstandshalter besteht und eine 15-Nucleotid-Griff (GGAAGGGATGGAGGA) an die Fliesen 14 in der oberen Reihe und 14 Fliesen auf dem Boden Reihe des Rechtecks ​​(3A), um die Grenze zu beschriften. Diese Sequenz ist komplementär zu einem 3&#39;-Biotin-modifizierten Antigriff Strang (TCCTCCATCCCTTCC-Biotin). </li></ol></li><li> Für die interne Kennzeichnung, bringen Sie die 3 &#39;17 Nukleotid-Segment zu 8 interne Fliesen und 6 Randfliesen des Rechtecks ​​(4A). <ol><li> Mischen Sie die 28 Stränge mit Griffen (Grenzkennzeichnung) mit dem Rest der Komponenten-Stränge des 24H × 28T Rechteck (334 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu machen. Mischen Sie die 14 Stränge mit Griffen (interne Markierung) mit dem Rest der Komponenten-Stränge des 24H × 28T Rechteck (348 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu erhalten. </li></ol></li><li> Für boundary Kennzeichnung, werden 50 ul der 200 nM Stammlösung der Stränge, 6 &amp; mgr; l der 100 &amp; mgr; M Biotin-modifizierten Antigriff Stränge 10 ul der 10X Anelierungspuffer A und 34 ul destilliertem deionisiertem Wasser auf eine 0,1 bis 0,2 ml PCR Reagenzglas. Die Endkonzentration der Komponente Strang 100 nM und die Endkonzentration des Antigriff Biotin modifizierten Strang 6.000 nM. Man beachte, dass 28 Moleküle des Antihand Biotin modifiziert Strang bindet an eine 24H × 28T Rechteck so die Anti-Biotin-modifizierten Griff Strangs von mehr als 100% der Bindung günstig zu gestalten. </li><li> Für interne Kennzeichnung, werden 50 ul der 200 nM Stammlösung der Stränge, 3 ul der internen Antihand Biotin modifizierten Strang bei 100 &amp; mgr; M, 10 &amp; mgr; l des 10X-Annealing-Puffer A, 37 ul destilliertem entionisiertem Wasser auf eine 0,1 - 0,2 ml PCR-Röhrchen. Die Endkonzentration der Komponente Strang 100 nM und die Endkonzentration des Antigriff Biotin modifi<html> ed Strang 3.000 nM. Man beachte, dass 14 Moleküle des Antigriff Biotin modifiziert Strang bindet an eine 24H × 28T Rechteck so anti-Griff Biotin modifizierten Strangs von mehr als 100% der Bindung günstig zu gestalten. </li><li> Glühen beide Proben in einem Thermocycler für 17 Stunden unter Verwendung der in 2.3 beschriebenen Schritte. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel, wie in Schritt 2.4 beschrieben. </li><li> Reinigen Sie beide Proben wie in den Schritten 2.5 beschrieben. </li><li> Messung der Konzentration der gewünschten DNA-Strukturen, wie in Schritt 2.6 beschrieben. </li></ol> 5. Rasterkraftmikroskopie für Streptavidin Labeling <ol><li> Bild jede Probe unter Verwendung eines AFM, wie in Schritt 3 (3B und 4B) beschrieben. </li><li> Nach der ersten Runde der Bildgebung, 40 &amp; mgr; l 1X Annealing-Puffer A, gefolgt von 1 &amp; mgr; l Streptavidin bei 10 mg / ml zu der Probe. Lassen Sie die Mischung für ca. 2 min vor der Reimaging (3C und 4C) zu begleichen. </li></ol>_title &quot;&gt; 6. Konvertieren Sie ein Rechteck in ein Rohr <ol><li> Um ein Rohr auf der Basis des Rechtecks ​​zu gestalten, halten alle Komponenten SSTs an Ort und Stelle mit Ausnahme der oberen und unteren Reihe. Einführung einer neuen Zeile, deren SSTs werden durch Verknüpfung der oberen und unteren Halb Fliesen der jeweiligen Spalten, um das ursprüngliche Rechteck in ein Rohr Konformation (5A) cyclisieren konzipiert. </li><li> Mischen Sie die neue Reihe der Litzen (14 Stränge) mit den Komponentenstränge des 24H × 28T Rechteck mit Ausnahme der oberen und unteren Reihe (336 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu erhalten. </li><li> Folgen Sie der Gelreinigung Schritte 2,2-2,7 (5B). </li></ol> 7. Die Transmission Electron Microscope Imaging <ol><li> Wiegen 0,06 g Uranyl Formiat in 3 ml destilliertem Wasser zu einer 2% igen wässrigen Uranyl Formiat Färbemittellösung herzustellen. Filtern der 2% igen wässrigen Uranyl Formiat Färbelösung wird mittels eines 0,2 um-Filter in eine Spritze befestigt. <ol><li> In 5 ul5 N NaOH auf die 1 ml des gefilterten Farblösung. Vortexen Sie die Lösung und Zentrifuge bei 20.000 x g. </li></ol></li><li> Glimmentladungs ​​die kohlenstoffbeschichteten Gitter (beschichtete Seite nach oben) mit den folgenden Einstellungen: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar und negativen Hochspannungspolarität. </li><li> Verwenden Sie selbstschließenden Pinzette, um einen Schein-Entlader behandelt Gitter von der Kante greifen. </li><li> Pipette 3,5 ul Probe auf das Gitter für 4 min. Mit einem Stück Filterpapier Docht von der Probe, indem das Filterpapier in Kontakt mit dem Gitter von der Seite. </li><li> 3,5 &amp; mgr; l der Färbelösung sofort hinzufügen auf das Gitter für 1 min. </li><li> Wick Sie den Fleck wie in 7.4 und halten das Filterpapier gegen den Netz für 1-2 min. </li><li> Übertragen Sie das Gitter auf eine TEM Probenhalter und Bild unter Verwendung eines JEOL JEM-1400 bei 80 kV mit einer Vergrößerung von 10 K bis 80 K (5C) betrieben. </li></ol> 8. Konstruieren beliebiger Form Mit dem Molecular Leinwand <ol><li> Identifizieren Sie eine Form, und wählen Sie die Stränge, die an die Form auf der molekularen Leinwand entsprechen. Für eine Dreiecksform zum Beispiel, wählen Sie 206 aus 362 Stränge für die molekulare Leinwand. </li><li> Ersetzen Sie die freiliegenden Domain (dh entlang der Hypotenuse des Dreiecks) mit einem Poly-T-Segment 10 - 11 Nukleotide lang (Design 1 in 6A), oder fügen Sie einen Kantenschutz, die komplementär zu der freiliegenden Domäne ist und beenden Sie es mit ein 10 - 11 Nukleotide lange poly-T-Segment (Design 2 in 6A), um die Aggregation zu verhindern. HINWEIS: Einfach Tempern der SSTs die an die Pixel des Dreiecks entsprechen (ohne Verwendung von Schutz Stränge) werden, um die Aggregation und keine gesonderten Produktbandbildung auf einem Gel führt. Verwenden Sie den Kantenschutz-Design für verschiedene Formen, wie es ist, ressourceneffizientere; nur vier zusätzliche Sätze von Strängen (6C) im Vergleich zu 14 zusätzliche Sätze in Einbauentwurf erfordert (Figure 6B). </li><li> Erstellen Sie eine Strang-Bibliothek für die 310-Pixel-Molekular Leinwand, die den Kernsatz (der 362 SST Leinwand), Set 1 * (Kantenschutz, die Domäne 1 binden eines SST), Set 2 * (Kantenschutz, die Domäne 2 binden beinhaltet einer SST), Set 3 * (Kantenschutz, die Domäne 3 eines SST binden) und Set 4 * (Kantenschutz, die Domäne 4 eines SST) zu binden, um insgesamt 1344 Kantenschutz zu geben. </li><li> Zentrifugieren Sie die Platten mit 96 Vertiefungen für die verschiedenen Sets für etwa 10 s. Pipettieren Sie die gewünschte Stränge von den Platten, um eine Stammlösung für eine bestimmte Form zu machen. <ol><li> Für die Form eines Dreiecks mit Kantenschutz, Pipette 1 ul 206 Stränge aus der Kernsatz, 0 von Satz 1 *, 0 aus der Serie 2 *, 0 von Satz 3 * und 24 Stränge von Satz 4 * in ein 2-ml-Zentrifugen Rohr. Mit 20 ul destilliertes entionisiertes Wasser zu dem Rohr, um eine 400 nM Stammlösung der DNA-Stränge bilden. </li></ol></li><li> In 50 ul der 400 nM Stammlösung von DNA stra<html> NDS, 10 ul der 10X Glühen Puffer B (50 mM Tris, pH 7,9, 10 mM EDTA, 125 mM MgCl 2) Stammlösung und 40 ul destilliertes entionisiertes H 2 O, um eine 0,2 ml PCR-Röhrchen. Dies ermöglicht eine 100 ul-Probe des Dreiecks in 1X Glühen Puffer B (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 12,5 mM MgCl 2) mit Fäden in einer Konzentration von etwa 200 nM pro Strang. </li><li> Tempern des Gemisches in einem Thermozykler für 17 Stunden, wie in Schritt 2.3 beschrieben. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel, wie in Schritt 2.4 beschrieben. </li><li> Reinigen die Probe wie in Schritt 2.5 beschrieben. </li><li> Messen der Konzentration der DNA, wie in Schritt 2.6 beschrieben. </li><li> Bild die Probe unter AFM wie in Schritt 3 (7C und 7D) beschrieben. </li><li> Pick and mix Stränge für verschiedene Formen unter Verwendung des gleichen Strang Bibliothek. Glühen die verschiedenen Lösungen und kombinieren gereinigten Proben von verschiedenen Formen zu Zeit während AFM zu speichern. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Optional:. Robot Automation Of Shape Design und Liquid Mixing <ol><li> Verwenden Sie eine benutzerdefinierte MATLAB-Programm, um das Design von komplexen Formen zu unterstützen. </li><li> Verwenden Sie die Software, um Anweisungen in Form eines Pipettierungssequenz an einen Roboter Liquid Handler liefern. Verwenden Sie den Roboter Liquid Handler auswählen und mischen Sie die Stränge, die die Zielform darstellen. HINWEIS: Shape Design und Strangmischung wurde automatisiert, um menschliche Fehler zu reduzieren und die Konstruktion weniger arbeitsintensiv. </li></ol> 10. Rechtecke und Tubes in verschiedenen Skalen <ol><li> Konstrukt unterschiedlich große Rechtecke (10), indem einfach die Anzahl der parallelen Helices (H) und die Anzahl der schraubenförmigen Windungen (T). </li><li> Folgen Sie Schritt 3 für eine bestimmte Größe Rechteck. </li><li> Folgen Sie Schritt 6 für eine bestimmte Größe Rohr. </li></ol>

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Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

In der Strukturbildung Schritt ist es wichtig, eine geeignete Konzentration an Magnesiumkationen zu halten (z. B. 15 mM) in dem DNA-Strang-Mischung zur Selbstorganisation DNA-Nanostrukturen. Ähnlich wird in dem Agarosegel Charakterisierung / Reinigungsschritt ist es wichtig, eine geeignete Magnesium-Kationen-Konzentration zu halten (z. B. 10 mM) in dem Gel und dem Gel-Laufpuffer, um die DNA-Nanostrukturen während der Elektrophorese zu erhalten. Zur 24H × 28T Rechteck Struktur testeten wir Glühen in...

5,8,10 - - vorherige Nukleinsäureselbstmontagearbeiten 1-25 hat zur erfolgreichen Aufbau einer Vielzahl von komplexen Strukturen, einschließlich DNA 2 geführt 13,17,23 oder RNA 7,22 periodischen 3,4,7, 22 und algorithmische 5 zweidimensionalen Gittern, Bänder 10,12 und Röhren 4,12,13, 3D-Kristalle 17, 11 Polyeder und endlich, 2D-Formen 7,8. Ein besonders wirksames Verfahren ist eingerüstet DNA-Origami, wobei eine einzelne Gerüststrang wird durch viele kleine Hilfsklammer Stränge gefaltet, um eine komplexe Form zu bilden 9,14 - 16,18 - 21,25. Vor kurzem berichteten wir ein Verfahren zum Konstruieren diskrete Nanostrukturen mit vorgegebenen 2D-Formen unter Verwendung von Einzelstrang-Fliesen (SST), und zeigte Strukturen Komplexität vergleichbar Origami 26. Diese article ist eine Anpassung unserer früheren Arbeit 26 und enthält detaillierte Protokolle für die Anordnung einzeln adressierbaren SSTs in anspruchsvolle Finite 2D-Formen mit genau vorgeschriebenen Abmessungen (Breite und Länge) und Morphologien. Ein entscheidender Vorteil des SST-Methode ist seine Modularität. Jede Komponente SST einer Struktur dient als modulares Bauteil in der Baugruppe, und unterschiedliche Untergruppen von diesen SSTs produzieren unterschiedliche Formen. Daher haben wir eine allgemeine Plattform, um Nanostrukturen mit vorgegebenen Größen und Formen von kurzen, synthetischen DNA-Stränge zu konstruieren. SSTs enthält vier Domänen, die jeweils 10 oder 11 Nukleotide lang ist (Figur 1A). Die SSTs binden, so dass ihre parallelen Helices schaffen eine DNA Gitter von Crossover-Bindungen zusammengehalten werden. Jede Überkreuzung der Phosphat zwischen den Domänen 2 und 3. Das Phosphat wird künstlich in den Diagrammen für klare gestreckt. Die Frequenzweichen sind beabstandet zwei Helixwindungen (21 Basen) auseinander (&lt;strong&gt; 1B). Die Verbundrechtecke werden durch ihre Abmessungen der Anzahl der Helices und Wendelgänge bezeichnet. Zum Beispiel, die ein Rechteck sechs Helices breit und acht Schrauben dreht lange als 6H × 8T Rechteck verwiesen. SSTs kann weggelassen werden, hinzugefügt, oder auf andere Weise neu angeordnet, um Strukturen von beliebigen Formen und Größen (1C) zu erstellen. Beispielsweise kann eine rechteckige Gestaltung zu einem Rohr mit gewünschter Länge und Radius (1D) gerollt werden. Alternativ dazu kann die rechteckige Gitter SST als Molekular Leinwand aus SST Pixeln, jeweils 3 nm von 7 nm betrachtet werden. In dieser Studie verwenden wir ein Molekular Leinwand von 310 in voller Länge internen SSTs, 24 voller Länge SSTs, aus denen die linken und rechten Grenzen, und 28 halbe Länge SSTs Bildung der oberen und unteren Grenzen. Die Leinwand hat 24 Doppelhelix durch Frequenzweichen verbunden und jede Helix enthält 28 Helixwindungen (294 Basen) und wird daher bezeichnet alsa 24H × 28T rechteckigen Leinwand. Die 24H × 28T Leinwand hat ein Molekulargewicht ähnlich der von einer DNA-Origami-Struktur aus einem M13-Phagen Gerüst erstellt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:183px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:401px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Strands&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Integrated DNA Technology</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">SYBR Safe DNA gel stain</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">S33102</td>
			<td>Section 3.4.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Freeze&#39;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td style="width:119px;">731-6166</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bruker&#39;s Sharp Nitride Lever Probes</td>
			<td style="width:183px;">Bruker AFM Probes</td>
			<td style="width:119px;">SNL10</td>
			<td>Section 4.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">G6600</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Centrifuge 5430R</td>
			<td style="width:183px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">5428 000.414</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Transmission Electron Microscope&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Jeol</td>
			<td style="width:119px;">Jem 1400</td>
			<td>Section 7.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Multimode 8</td>
			<td style="width:183px;">Veeco</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td>
			<td style="width:183px;">GE Heathcare Life Sciences</td>
			<td style="width:119px;">28-9558-08</td>
			<td>Section 3.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ultrapure Distilled water</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">10977-023</td>
			<td>Section 3.7.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mica disk</td>
			<td style="width:183px;">SPI Supplies</td>
			<td style="width:119px;">12001-26-2</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Steel mounting disk</td>
			<td style="width:183px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">16218</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">carbon coated copper grid for TEM</td>
			<td style="width:183px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">FCF400-Cu</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">tweezers</td>
			<td style="width:183px;">Dumont</td>
			<td>0203-N5AC-PO</td>
			<td>Section 7.31</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glow discharge system</td>
			<td style="width:183px;">Quorum Technologies</td>
			<td style="width:119px;">K100X</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td>PTC&#8211;0240G</td>
			<td>Section 3.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td>B2</td>
			<td>Section 3.4.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Seekam LE Agarose 500G</td>
			<td style="width:183px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">50004</td>
			<td>Section 3.4.1</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1333</td>
			<td>Section 3.4.4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">0.2 um filter</td>
			<td style="width:183px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:119px;">431219</td>
			<td>Section 7.1.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

Die Selbstorganisation der SSTs (Figur 1) wird eine 24H × 28T Rechtecks ​​ergeben, wie in Abbildung 2 dargestellt. DNA-Sequenzen für die verschiedenen SSTs modifiziert / werden optimiert, um Streptavidin Kennzeichnung ermöglichen (Figur 3 und 4), die Transformation einer Rechteck in ein Rohr (5), die programmierbare Selbstorganisation von SSTs Rohre und Rechtecke unterschiedlicher Größen (10) bilden, und die Ko...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Die Selbstorganisation von Complex zweidimensionale Formen von Einzelstrang-DNA-Fliesen

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.5K Aufrufe.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Serie: Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspired Selbstorganisation von Patterned und Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Forschung

Chemie

Formation of Ordered Biomolecular Structures by the Self-assembly of Short Peptides

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control self-assembly and mimicking this process in vitro will bring about major advances in the areas of materials science and nanotechnology. Among the available biological building blocks, peptides have several advantages as they present substantial diversity, their synthesis in large scale is straightforward, and they can easily be modified with biological and chemical entities1,2. Several classes of designed peptides such as cyclic peptides, amphiphile peptides and peptide-conjugates self-assemble into ordered structures in solution. Homoaromatic dipeptides, are a class of short self-assembled peptides that contain all the molecular information needed to form ordered structures such as nanotubes, spheres and fibrils3-8. A large variety of these peptides is commercially available.
This paper presents a procedure that leads to the formation of ordered structures by the self-assembly of homoaromatic peptides. The protocol requires only commercial reagents and basic laboratory equipment. In addition, the paper describes some of the methods available for the characterization of peptide-based assemblies. These methods include electron and atomic force microscopy and Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Moreover, the manuscript demonstrates the blending of peptides (coassembly) and the formation of a &#34;beads on a string&#34;-like structure by this process.9 The protocols presented here can be adapted to other classes of peptides or biological building blocks and can potentially lead to the discovery of new peptide-based structures and to better control of their assembly.

This paper describes the formation of highly ordered peptide-based structures by the spontaneous process of self-assembly. The method utilizes commercially available peptides and common lab equipment. This technique can be applied to a large variety of peptides and may lead to the discovery of new peptide-based assemblies.

Bildung geordneter Strukturen Biomolekulare durch die Selbstorganisation von kurzen Peptiden

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Falten und Charakterisierung eines Bio-responsive Robot von DNA-Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Grafting Multiwalled Carbon Nanotubes with Polystyrene to Enable Self-Assembly and Anisotropic Patchiness

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a free-radical polymerization strategy to enable the modulation of the nanotube surface properties and produce supramolecular self-assembly of the nanostructures. First, a selective hydroxylation of the pristine nanotubes through a biphasic catalytically mediated oxidation reaction creates superficially distributed reactive sites at the sidewalls. The latter reactive sites are subsequently modified with methacrylic moieties using a silylated methacrylic precursor to create polymerizable sites. Those polymerizable groups can address further polymerization of styrene to produce a hybrid nanomaterial containing PS chains grafted to the nanotube sidewalls. The polymer-graft content, amount of silylated methacrylic moieties introduced and hydroxylation modification of the nanotubes are identified and quantified by Thermogravimetric Analysis (TGA). The presence of reactive functional groups hydroxyl and silylated methacrylate are confirmed by Fourier Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Polystyrene-grafted carbon nanotube solutions in tetrahydrofuran (THF) provide wall-to-wall collinearly self-assembled nanotubes when cast samples are analyzed by transmission electron microscopy (TEM). Those self-assemblies are not obtained when suitable blanks are similarly cast from analogous solutions containing non-grafted counterparts. Therefore, this method enables the modification of the nanotube anisotropic patchiness at the sidewalls which results into spontaneous auto-organization at the nanoscale.

A procedure for the synthesis of polystyrene-grafted multiwalled carbon nanotubes using successive chemical modification steps to selectively introduce the polymer chains to the sidewalls and their self-assembly via anisotropic patchiness is presented.

Pfropfen Multiwalled Carbon Nanotubes mit Polystyrol Selbstmontage ermöglichen und anisotropen führt

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a ...

Liquid-cell Transmission Electron Microscopy for Tracking Self-assembly of Nanoparticles

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully understood. We have traced the trajectories of individual nanoparticles using liquid-cell transmission electron microscopy (TEM) to investigate the mechanism of the assembly process. Herein, we present the protocols used for liquid-cell TEM studies of the self-assembly mechanism. First, we introduce the detailed synthetic protocols used to produce uniformly sized platinum and lead selenide nanoparticles. Next, we present the microfabrication processes used to produce liquid cells with silicon nitride or silicon windows and then describe the loading and imaging procedures of the liquid-cell TEM technique. Several notes are included to provide helpful tips for the entire process, including how to manage the fragile cell windows. The individual motions of nanoparticles tracked by liquid-cell TEM revealed that changes in the solvent boundaries caused by evaporation affected the self-assembly process of nanoparticles. The solvent boundaries drove nanoparticles to primarily form amorphous aggregates, followed by flattening of the aggregates to produce a 2-dimensional (2D) self-assembled structure. These behaviors are also observed for different nanoparticle types and different liquid-cell compositions.

Here we introduce experimental protocols for the real-time observation of a self-assembly process using liquid-cell transmission electron microscopy.

Flüssigkeit-Cell Transmissions-Elektronenmikroskopie zur Nachverfolgung Selbstmontage von Nanopartikeln

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully ...

Fabrication of Spherical and Worm-shaped Micellar Nanocrystals by Combining Electrospray, Self-assembly, and Solvent-based Structure Control

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of fabricating micellar nanocrystals based on combining top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. This method involves first using electrospray to generate uniform ultrafine liquid droplets, each of which functions as a micro-reactor in which self-assembly reaction occurs forming micellar nanocrystals, with the structures (micelle shape and nanocrystal encapsulation) controlled by the organic solvent used. This method is largely continuous and produces high quality micellar nanocrystal products with an inexpensive structure control approach. By using a water-miscible organic solvent tetrahydrofuran (THF), worm-shaped micellar nanocrystals can be produced due to solvent-induced/facilitated micelle fusion. Compared with the common spherical micellar nanocrystals, worm-shaped micellar nanocrystals can offer minimized non-specific cellular uptake, thus enhancing biological targeting. By co-encapsulating multiple nanocrystals into each micelle, multifunctional or synergistic effects can be achieved. Current limitations of this fabrication method, which will be part of the future work, primarily include imperfect encapsulation in the micellar nanocrystal product and the incompletely continuous nature of the process.

The present work describes a method to fabricate micellar nanocrystals, an emerging major class of nanobiomaterials. This method combines top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. The fabrication method is largely continuous, can produce high quality products, and possesses an inexpensive means of structure control.

Herstellung von sphärischen und Wurm-förmigen Mizellen Nanokristalle durch die Kombination von Elektrospray, Selbstmontage und lösemittelhaltige Strukturkontrolle

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of ...

Negative Additive Manufacturing of Complex Shaped Boron Carbides

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for high wear, high hardness, and lightweight material applications such as armors. To overcome this challenge, negative additive manufacturing (AM) is employed to produce complex geometries of boron carbides at various length scales. Negative AM first involves gelcasting a suspension into a 3D-printed plastic mold. The mold is then dissolved away, leaving behind a green body as a negative copy. Resorcinol-formaldehyde (RF) is used as a novel gelling agent because unlike traditional hydrogels, there is little to no shrinkage, which allows for extremely complex molds to be used. Furthermore, this gelling agent can be pyrolyzed to leave behind ~50 wt% carbon, which is a highly effective sintering aid for B4C. Due to this highly homogenous distribution of in situ carbon within the B4C matrix, less than 2% porosity can be achieved after sintering. This protocol highlights in detail the methodology for creating near fully dense boron carbide parts with highly complex geometries.

A method called negative additive manufacturing is used to produce near fully dense complex shaped boron carbide parts of various length scales. This technique is possible via the formulation of a novel suspension involving resorcinol-formaldehyde as a unique gelling agent that leaves behind a homogenous carbon sintering aid after pyrolysis.

Negative Additive Manufacturing komplex geformte Bor Karbide

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for ...

Molten-Salt Synthesis of Complex Metal Oxide Nanoparticles

The development of feasible synthesis methods is critical for the successful exploration of novel properties and potential applications of nanomaterials. Here, we introduce the molten-salt synthesis (MSS) method for making metal oxide nanomaterials. Advantages over other methods include its simplicity, greenness, reliability, scalability, and generalizability. Using pyrochlore lanthanum hafnium oxide (La2Hf2O7) as a representative, we describe the MSS protocol for the successful synthesis of complex metal oxide nanoparticles (NPs). Furthermore, this method has the unique ability to produce NPs with different material features by changing various synthesis parameters such as pH, temperature, duration, and post-annealing. By fine-tuning these parameters, we are able to synthesize highly uniform, non-agglomerated, and highly crystalline NPs. As a specific example, we vary the particle size of the La2Hf2O7&#160;NPs by changing the concentration of the ammonium hydroxide solution used in the MSS process, which allows us to further explore the effect of particle size on various properties. It is expected that the MSS method will become a more popular synthesis method for nanomaterials and more widely employed in the nanoscience and nanotechnology community in the upcoming years.

Here, we demonstrate a unique, relatively low-temperature, molten-salt synthesis method for preparing uniform complex metal oxide lanthanum hafnate nanoparticles.

Salzschmelze Synthese von komplexen Metall-Oxid-Nanopartikel

The development of feasible synthesis methods is critical for the successful exploration of novel properties and potential applications of nanomaterials. ...

Exfoliation and Analysis of Large-area, Air-Sensitive Two-Dimensional Materials

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals crystals are produced using mechanical exfoliation, in which layers are peeled off a bulk crystal using adhesive tape. This method produces high-quality flakes, but they are often small and can be hard to find, particularly for materials with relatively high cleavage energies such as black phosphorus. By heating the substrate and the tape, two-dimensional material adhesion to the substrate is promoted, and the flake yield can be increased by up to a factor of ten. After exfoliation, it is necessary to image or otherwise analyze these flakes but some two-dimensional materials are sensitive to oxygen or water and will degrade when exposed air. We have designed and tested a hermetic transfer cell to temporarily maintain the inert environment of a glovebox so that air-sensitive flakes can be imaged and analyzed with minimal degradation. The compact design of the transfer cell is such that optical analysis of sensitive materials can be performed outside of a glovebox without specialized equipment or modifications to existing equipment.

A method for exfoliating large thin flakes of air sensitive two-dimensional materials and safely transporting them for analysis outside of a glovebox is presented.

Peeling und Analyse der großflächige, luftempfindlichen zweidimensionale Materialien

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals ...

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Stabile DNA-Motive, 1D und 2D Nanostrukturen aus kleinen kreisförmigen DNA-Moleküle gebaut

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...

Methods Article

Die Selbstorganisation von Complex zweidimensionale Formen von Einzelstrang-DNA-Fliesen