The authors gratefully acknowledge financial support from NIH R01 GM085293 (PI: E. M. Topp) and from the College of Pharmacy at Purdue University.

1. Probenvorbereitung und Gefriertrocknung <ol><li> Dialysieren des erforderlichen Volumens von Mb Stammlösung gegen einen geeigneten Puffer und filtriert durch ein 0,22 um-Sterilfilter. </li><li> Vorbereiten des erforderlichen Volumens der Hilfsstoffe und photo-Leucin (L-2-Amino-4,4-azi-pentansäure; PLeu) Stammlösungen in geeigneten Puffer. Filtern Sie die Stammlösungen durch ein 0,22 um Sterilfilter. </li><li> Verwendeten Formulierungen, wie in Tabelle 1 mit den Stammlösungen von Protein, Exzipienten PLeu und Puffer dargestellt. </li><li> Filterproben durch ein 0,22 um sterile Filter, um alle Teilchen in Schritt 1.3 gebildete entfernen. Separat Füllen Sie die Proben mit 0,2 ml in 2 ml-Glasfläschchen. Verwenden Sie Glasflaschen, die zur pleu in den SSPL-MS-Studien aktivieren transparent für UV (365 nm) Licht. </li><li> Last Fläschchen in einem Gefriertrockner und initiieren Gefriertrocknung durch die Gestaltung eines geeigneten Gefriertrocknungszyklus. <ol><li> Hier gefrier Proben bei -40 ° C, gefolgtdurch primäre Trocknen unter Vakuum (70 mTorr) bei -35 ° C für 12 h und Sekundärtrocknung bei 25 ° C für 12 Std. Andere Lyophilisierung Zyklen und Trocknungsverfahren (beispielsweise Sprühtrocknung), können ebenfalls verwendet werden. </li></ol></li><li> Verfüllen die Fläschchen mit lyophilisierten Proben mit Stickstoff vor der Deckelung. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td rowspan="2"> Formulierungen </td><td colspan="5"> Zusammensetzung (mg / ml) vor der Lyophilisierung </td></tr><tr><td> Mb </td><td> Trehalose </td><td> Sorbitol </td><td> pleu c </td><td> Kalium-Phosphat, pH 7,4 </td></tr><tr><td> MbT ein </td><td> 1,7 </td><td> 3.4 </td><td> - </td><td> - </td><td> 0.4 </td></tr><tr><td> MbS ein </td><td> 1,7 </td><td> - </td><td> 3.4 </td><td> - </td><td> 0.4 </td></tr><tr><td> MbT + pleu b </td><td> 1,7 </td><td> 3.4 </td><td> - </td><td> 14,3 x 10 -3 bis 1,43 </td><td> 0.4 </td></tr><tr><td> MbS + pleu b </td><td> 1,7 </td><td> - </td><td> 3.4 </td><td> 14,3 x 10 -3 bis 1,43 </td><td> 0.4 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1:... Zusammensetzung von lyophilisierten Formulierungen Mb ein Formulierungen zur ssHDX-MS-Studie verwendet b Formulierungen für die SspI-MS-Studie verwendet c L-2-Amino-4,4-azipentanoic Säure oder photo-Leucin (PLeu). PLeu bei fünf verschiedenen Konzentrationen (14,3 x 10 -3 bis 1,43 mg / ml) entspricht, 1x, molaren Überschuß bezüglich Mb 10x, 20x, 50x und 100x wurden mit MbT und MBS Formulierungen co-lyophilisiert. 2. ssHDX-MS für Intact Protein <ol><li> Hinzufügen einer sättigenden Menge (~ 440 g) K 2 CO 3 in 200 ml D 2 O previously angeordnet in der unteren Kammer eines Exsikkator. Verschließen Sie den Exsikkator luftdicht und lassen Sie sie bei 5 ° C, bis eine stabile relative Luftfeuchtigkeit (RH) von ca. 43% erreicht wird ins Gleichgewicht. Andere RH-Werte von Interesse kann durch die Auswahl unterschiedlicher gesättigten Salzlösungen 23,24 erhältlich. </li><li> Initiieren ssHDX Reaktionen indem uncapped Vials das lyophilisierte Protein im oberen Fach des Exsikkator. Verschließen Sie den Exsikkator luftdicht und Inkubation bei 5 ° C, damit HDX auftreten (Abbildung 2A). </li><li> Sammeln ssHDX Proben zu verschiedenen Zeiten dreifach. Für Mb Formulierungen, sammeln Proben bei neun Zeitpunkten 1, 2, 4, 8, 16, 32, 56, 92 und 144 Stunden. </li><li> Verschließen Sie die Fläschchen unmittelbar nach dem Rückzug aus dem Exsikkator und stillen die Reaktionen durch Flash Einfrieren der Ampullen in flüssigem Stickstoff. Speicher Fläschchen bei -80 ° C, bis die massenspektrometrische Analyse. </li><li> Mit einem geeigneten hochauflösende Flüssigchromatographie-Mass Spectrom Analysieren Sie die Probenmetrie (LC-MS) -Methode. Design oder Kauf einer geeigneten gekühlten LC-System zurückAustausch während der Probenanalyse zu minimieren. Verwenden Sie das Setup der Spalte Aggregat und LC-MS-Methode bereits berichtet 25. HINWEIS: Da die Geschwindigkeit der Amid-Protonen-Austausch ist abhängig von pH-Wert und Temperatur, können Deuteronen im Protein eingebaut mit vorhandenen Wasserstoff in der mobilen Phase (&quot;Rücktausch&quot;) auszutauschen, was zu einem Verlust von Informationen. Obwohl ein saurer pH-Wert (pH 2,5) des Quench-Puffer und HPLC-Lösungsmittel zurückAustausch weitgehend zu minimieren, wodurch die Temperatur (≤0 ° C) mit Hilfe einer geeigneten Säule Kühlsystems weiter zu schützen, die das Protein von der Rückseite Austausch . </li><li> Schließen Sie die Probenschleife und Protein-Trap an das Ventil, das automatisch steuert die Entsalzung und Elutionsverfahren. Kalibrieren des Massenspektrometers durch die Injektion eines TOF geringer Konzentration Tuning-Mix in das Massenspektrometer in der m / z-Bereich von 200-3,200. Das immobilisiertePepsin-Säule und Analysesäule sind nicht für intakte Protein-Analyse erforderlich. </li><li> Stellen Sie die Temperatur im Kühlsystem ° C ≤0 und warten Sie, bis das System eine stabile Betriebstemperatur von ~ 0 ° C zu erreichen. </li><li> Schnelle Übertragung der Proben von -80 ° C in flüssigen Stickstoff für die massenspektrometrische Analyse. Mit einer Pinzette vorsichtig herausziehen jede Küvette aus flüssigem Stickstoff und Rekonstitution der Probe durch Zugabe eines spezifischen Volumen eiskalter Quench-Puffer, enthaltend 0,2% Ameisensäure (FA) (pH 2,5) und 5% Methanol in Wasser in das Fläschchen. </li><li> Programmieren einer geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen desalt Probe enthält 20 pmol Mb im Protein Falle für 1,7 min mit 5% Acetonitril, 95% Wasser und 0,1% Ameisensäure (FA), und Eluieren mit einem Gradienten auf 80% Acetonitril, 20% Wasser und 0,1 % FA in 3,3 min. Sammeln Massenspektren über den m / z-Bereich 200-3,200. </li><li> Zur Bestimmung der Masse der intaktenProtein, zu erwerben Daten für eine deuterierte Proteinprobe (dh Protein nicht ssHDX zogen) in wässriger Lösung unter Verwendung des Verfahrens von Schritt 2.9. </li><li> Besorgen Sie sich die Massen von undeuterierten und deuterierten Proben durch Entfalten der Rohspektren mit Datenanalyse-Software. Hier setzen Sie den Massenbereich zu 15,000-18,000 Da, die Massenauflösung bis 1,0 Da und der Peakhöhe um 90% für die Berechnung der Masse von Mb. </li><li> Berechnung der Anzahl von Deuteronen in intakten Proteins (hier Mb) eingebaut, indem die Masse der undeuterierten Proteins aus der Masse der deuterierten Protein bei jedem Austausch Zeitpunkt. </li><li> Die prozentuale Deuteriumaufnahme bezogen auf die theoretische maximale Verwendung der folgenden Gleichung zu berechnen (Gleichung 1) <img alt="Gleichung 1" src="/files/ftp_upload/52503/52503eq1.jpg" width="500px" /> wo Gesamtzahl der austauschbaren Amide = Gesamtzahl der Aminosäuren - Anzahl der Prolin - 2 (&quot;2&quot; Rechnungslegung für das N-terminalen Aminogruppe und Amid-Wasserstoff, die eine schnelle Back-Austausch unterzogen werden). </li><li> Montieren Sie die ssHDX kinetischen Daten mit einem geeigneten Exponentialgleichung. Biexponentiell Gleichung (Gleichung 2) ist normalerweise am einfachsten, die einen angemessenen Sitz bietet den ssHDX Daten. In dieser Studie für MBA und MBS passen die Daten an einen biexponentiellen Modell, Deuteronen zuweist &quot;schnell&quot; und &quot;langsam&quot; Austausch-Pools. <img alt="Gleichung 2" src="/files/ftp_upload/52503/52503eq2.jpg" width="487px" /> wobei N schnellen und langsamen N stellt die Anzahl der austauschbaren Amide in der &quot;schnellen&quot; und &quot;langsamen&quot; Austausch-Pools sind, und k eine schnelle und langsame k sind die erste Ordnung Geschwindigkeitskonstanten der beiden Pools zugeordnet. </li></ol> 3. ssHDX-MS für Protein in Peptide Ebene <ol><li> Führen ssHDX durch folgende Schritte 2.1 bis 2.8, mit folgenden Änderungen in Schritt 2.6. Schließen Sie das immobilisiert Pepsin colUMN und HPLC-Säule zu dem Ventil 25, wie zuvor berichtet, und das Protein-Trap an das Ventil mit einem Peptid Falle verbunden ersetzen. Kalibrieren des Massenspektrometers, indem die Masse-Verhältnis im Bereich von 100 bis 1700 zu berechnen. HINWEIS: Bei der Rekonstitution Schritt (Schritt 2.8), kann ein Reduktionsmittel und Denaturierungsmittel im Quench-Puffer enthalten sein, um Pepsin Verdauung der Proteine ​​mit Disulfidbrücken (zum Beispiel monoklonale Antikörper) zu erleichtern. </li><li> Programm zu einem geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen verdauen Proben, die 20 pmol Mb Online mit 0,1% FA, Falle und Entsalzen von Peptiden für 1,7 min mit 10% Acetonitril, 90% Wasser und 0,1% FA in einem Peptid-Falle. Eluieren die Fragmente auf die analytische Säule mit einem Gradienten Anstieg auf 60% Acetonitril, 40% Wasser und 0,1% FA in 4,0 min. Erwerben Massenspektren über den m / z-Bereich 100-1,700. </li><li> Identifizieren Sie die Magen-Darm-Fragmente, die durch MS / MS-Analyse einundeuterierten Proteinprobe. Verwenden Massenspektrometrie Software zur experimentellen Massen von Peptidfragmentionen zu den vorhergesagten Massen von Peptidfragmente in einer benutzerdefinierten Datenbank zu vergleichen. Legen Sie einen Massenausschluss Punkt (zB 10 ppm) zu Massen mit geringen Fehler zu identifizieren. Für Peptide abgestimmt, bereiten eine Liste von (i) Peptidsequenz, (ii) Ladezustand, und (iii) Rückhaltezeit zusammen. </li><li> Verwenden Sie die in Schritt 3.3 erstellten Liste zur Karte und bestimmen Sie die durchschnittliche Anzahl von Deuteronen für je Pepsinverdau Fragment eingebaut. Dies kann durch den Einsatz geeigneter HDX-MS-Datenanalysesoftware 24 erreicht werden. </li><li> Zur Berechnung der Prozent Deuteriumaufnahme und die ssHDX kinetischen Daten für jede der Magen-Darm-Fragmente passen, führen Sie die Schritte 2.13 und 2.14. In dieser Studie HDX kinetische Daten für jede der sechs nichtredundanten Pepsinverdau Fragmente MbT und MBS-Formulierungen wurden auf einen biexponentiellen Assoziationsmodell (Gleichung 2) angebracht ist. </li></ol> 4. SSPL-MS für Intact Protein <ol><li> Um die photolytische Markierungsreaktion ersten Schalter an der UV-Vernetzer beginnen und lassen die Lampen zum Aufwärmen für 5 min. Sicherstellen, dass die UV-Quelle wird mit Lampen mit einer Wellenlänge von 365 nm, die Diazirin Gruppe pleu aktivieren ausgestattet. VORSICHT: Öffnen Sie die Tür des UV-Vernetzer, wenn die Lampen eingeschaltet sind. Schützen Sie Augen und Haut vor UV-Licht, wenn die Quelle nicht durch eine UV-Schutzglas Tür umschlossen. </li><li> Schalten Sie die UV-Vernetzungsmittel vor dem Öffnen der Tür. Sobald die Lampen ausgeschaltet sind, uncap die Fläschchen mit dem lyophilisierten Formulierung und legen Sie sie in der UV-Vernetzer Kammer wie in 2B gezeigt. Bestrahlen der Proben mit UV-Licht für 40 min. </li><li> Führen Kontrollexperimenten durch folgenden Schritt 4.1 bis 4.3 für (i) Proben lyophilisiert ohne pleu und (ii) Proben mit pleu lyophilisiert Rekonstitution in Wasser. </li><li> Cap und die Röhrchen bei -20 ° C, bis die massenspektrometrische Analyse. </li><li> ReconstitUte die feste Proben durch Zugabe eines geeigneten Volumen von Massenspektrometrie Grade destilliertem Wasser, um die Konzentration auf 2 &amp; mgr; M zu bringen. </li><li> Zur Probenanalyse beginnen, führen Sie die Schritte 2.6 und 2.9. HINWEIS: Da Back-Austausch ist nicht ein Problem mit kovalente Markierung, hat SSPL-MS keine speziellen Kühl LC-System benötigen. </li><li> Zur Bestimmung der nativen Masse des Proteins, zu erwerben Daten für eine Proteinprobe, die nicht mit SspI durch folgenden Schritt 2.9 unterzogen wurde. Besorgen Sie sich die Massen an unmarkierten und markierten Proben durch Entfalten der Rohspektren wie in Schritt 2.11 erläutert. </li><li> Berechnung der Anzahl der PLeu mischte Verwendung der folgenden Formel: <img alt="Gleichung 3" src="/files/ftp_upload/52503/52503eq3.jpg" width="438px" /> wobei M L ist die Masse des markierten Proteins, M N ist die Masse des nativen Proteins und 115 ist die durchschnittliche Masse (Da), um nativen Proteins folgenden Einzel pleu Einbeziehung aufgenommen. Beachten Sie, dass die Markierungsreaktion mit th auftritte Verlust von N 2 (28 Da). Die monoisotopischen Masse pleu ist 143,07. </li><li> Berechnen der Prozentsätze von Protein Populationen mit unterschiedlicher Anzahl von Etiketten mit Peak-Höhen von den extrahierten Ionenchromatogramme. <img alt="Gleichung 4" src="/files/ftp_upload/52503/52503eq4.jpg" width="401px" /> wobei &quot;i&quot; bezeichnet die Anzahl der Etiketten, PH i bezeichnet die Spitzenhöhe für markierte Protein L i und PH u die Peakhöhe des unmarkierten Proteins durch Massenspektrometrie beobachtet. </li></ol> 5. SspI-MS für Protein in Peptiden <ol><li> Führen SSPL indem Sie die Schritte 4.1 bis 4.4. </li><li> Für Peptid-Level-Analyse, zu rekonstruieren feste Proben in Ammoniumbicarbonat-Puffer (100 mM, pH 8,0). </li><li> Nach der Zubereitung mischen die markierten Protein-Lösung mit Trypsin bei 10: Molverhältnis von Protein Trypsin 1 und Inkubation bei 60 ° C für 16 Stunden. </li><li> Die Reaktion wird durch Zugabe von 0,1% FAin Wasser, um die Probe auf eine Endkonzentration 2 uM Protein zu ergeben. </li><li> Verbinden der Probenschleife, Peptid-Falle und Analysesäule zum Ventil in die HPLC-Anlage verbunden. </li><li> Programmieren einer geeigneten HPLC und Massenspektrometrie-Verfahren unter Verwendung der Steuerungssoftware. Für Mb Formulierungen injizieren 20 pmol des verdauten Proteins in die Probenschleife und Entsalzen die Peptide in einem Peptid Falle für 1,5 min mit 5% Acetonitril, 95% Wasser und 0,1% FA, gefolgt von einer Elution in der Analysesäule mit Gefälle zu erhöhen, um 55% Acetonitril, 45% Wasser und 0,1% FA in 22 min. Sammeln Massenspektren über den m / z-Bereich 100-1,700. </li><li> Bereiten Sie eine theoretische Masse-Liste für Peptid-pleu Addukte mit einem Online-Tool wie ExPASy 26 mit Zahlen von pleu zuvor aus dem intakten Protein-Analyse berechnet. Mindestens 4 verpasst Spaltungen. Man beachte, dass die Markierungsreaktion mit dem Verlust von N 2 auftritt. Daher ist die Masse des Peptid-Addukt PLeu = Masse des unmarkierten tryptic Peptid + n (Masse PLeu) - n (Masse der N 2), wobei &quot;n&quot; die Anzahl der PLeu eingebaut. HINWEIS: Wenn die Massenanalyse von intaktem Protein zeigten bis zu drei markierten Populationen von Protein, sollten Sie bis zu drei möglichen pleu Etiketten pro Peptid. 1 (28) = 1.115 Da - für ein Peptid mit der Masse von 1000 Da wäre die theoretische Masse von Peptid-pleu Addukt mit 1 pleu Einarbeitung 1.000 + 1 (143) ist. Ähnlich können die theoretischen Massen von peptid PLeu Addukte mit 2 PLeu, 3 PLeu usw. würden 1.230 Da, 1.345 Da, etc. sind. </li><li> Verwenden Sie die Massenanalyse-Software, um den in Schritt 5.7 mit den experimentell beobachteten Massen erzeugt theoretische Masse Liste übereinstimmen. Legen Sie einen Massenausschluss Punkt (zB 50 ppm) zu Massen mit geringen Fehler zu identifizieren. </li><li> Für Peptide übereinstimmen, bestimmen die tatsächliche Anzahl von PLeu Verwendung der Formel unter Schritt 4.8 (Gleichung 3), wobei M und L M N sind die Massen von markiertem eingeund native Peptid auf. </li></ol>

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Pharm. 11 (6), 1869-1879 (2014).</li><li>Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lyophilization+and+development+of+solid+protein+pharmaceuticals.">Lyophilization and development of solid protein pharmaceuticals.</a> Int. J. Pharm. 203 (1-2), 1-60 (2000).</li><li>Sarciaux, J. M., Mansour, S., Hageman, M. J., Nail, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+buffer+composition+and+processing+conditions+on+aggregation+of+bovine+IgG+during+freeze-drying.">Effects of buffer composition and processing conditions on aggregation of bovine IgG during freeze-drying.</a> J. Pharm. Sci. 88 (12), 1354-1361 (1999).</li><li>Li, Y., Williams, T. D., Schowen, R. L., Topp, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterizing+protein+structure+in+amorphous+solids+using+hydrogen/deuterium+exchange+with+mass+spectrometry.">Characterizing protein structure in amorphous solids using hydrogen/deuterium exchange with mass spectrometry.</a> Anal. Biochem. 366 (1), 18-28 (2007).</li><li>Sinha, S., Li, Y., Williams, T. D., Topp, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+conformation+in+amorphous+solids+by+FTIR+and+by+hydrogen/deuterium+exchange+with+mass+spectrometry.">Protein conformation in amorphous solids by FTIR and by hydrogen/deuterium exchange with mass spectrometry.</a> Biophys. J. 95 (12), 5951-5961 (2008).</li><li>Iyer, L. K., Moorthy, B. S., Topp, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photolytic+labeling+to+probe+molecular+interactions+in+lyophilized+powders.">Photolytic labeling to probe molecular interactions in lyophilized powders.</a> Mol. Pharm. 10 (12), 4629-4639 (2013).</li><li>Hentze, N., Mayer, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+protein+dynamics+using+hydrogen+exchange+mass+spectrometry.">Analyzing protein dynamics using hydrogen exchange mass spectrometry.</a> J. Vis. Exp. (81), e50839 (2013).</li><li>Kaltashov, I. A., Bobst, C. E., Abzalimov, R. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+excipients+on+protein+conformation+in+lyophilized+solids+by+hydrogen/deuterium+exchange+mass+spectrometry.">Effects of excipients on protein conformation in lyophilized solids by hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry.</a> Pharm. Res. 25 (2), 259-267 (2008).</li><li>Li, Y., Williams, T. D., Schowen, R. L., Topp, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trehalose+and+calcium+exert+site-specific+effects+on+calmodulin+conformation+in+amorphous+solids.">Trehalose and calcium exert site-specific effects on calmodulin conformation in amorphous solids.</a> Biotechnol. Bioeng. 97 (6), 1650-1653 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Mehrere Studien haben vorgeschlagen, dass die lokale Umgebung in lyophilisierten Proben betrifft Proteinabbau 5,29,30. Jedoch eine direkte Beziehung zwischen Proteinstruktur und Stabilität im festen Zustand war nicht aufgrund des Fehlens von hochauflösenden analytischen Methoden denkbar. Die Anwendung der bestehenden hochauflösende Methoden wie HDX und PL zu lyophilisierte Pulver erfordert eine Modifikation der Lösung Protokolle und sorgfältige Interpretation der Daten. HDX-MS und PL-MS wurden nacheinander angenommen, um Proteinkonformationen in der Festkörper überwachen. Die vorgestellten Ergebnisse hier und anderswo 27,28,31-33 haben die Möglichkeit, diese Methoden zu Proteinkonformation mit hoher Auflösung in der festen Umgebung überwacht demonstriert. Obwohl die wichtigsten Schritte bei der Datenanalyse nicht von der Etikettierung in Lösung 34 bis 36 variieren, sind wichtige Überlegungen bei der Versuchsaufbau und die Interpretation der Daten für die Festkörper chemisch erforderlichcal Kennzeichnung. Auswahl des Markierungsreagens muss nach Größe und Mechanismus der Markierung beruhen. Die geringe Größe der Deuterium ermöglicht dem Peptid-Rückgrat, leicht untersucht werden, während die relativ größeren Größe PLeu begrenzt Kennzeichnung an den Seitenketten. Sowohl ssHDX und SspI zeigen keine Präferenz für eine beliebige Aminosäure, so dass die Kennzeichnung nur von Grundgerüst und Seitenketten-Exposition auf die Matrix. Um effektiv zu untersuchen Proteinkonformationen in der Festkörper, müssen die externen Faktoren, die die Kennzeichnung Prozess sorgfältig kontrolliert werden. Die Gesamtmenge und die räumliche Verteilung der Markierungsmittel in lyophilisierter Feststoff ist von wässrigen Lösungen. In ssHDX, kann die Menge an D 2 O in der festen Matrix die Rate der Proteinentfaltung (oder partielle Entfaltung), Rückfaltung und Deuterium-Austausch beeinflussen. Dies ist nicht der Fall mit der Lösung HDX, wobei die Proteinprobe wird normalerweise mit einem großen Volumen von D 2 O verdünntSorgfältige Screening der Wirkungen von Feuchtigkeit auf der ssHDX Rate können die Auswahl der idealen RH Bedingungen. Zur Steuerung der Geschwindigkeit der Feuchtigkeits Sorption und Zusammenbruch der Pulver in Formulierungen, die hygroskopische Hilfsstoffe (zB Saccharose und Trehalose) zu vermeiden, kann ssHDX unter Kühlbedingungen durchgeführt werden (2-8 ° C). Unsere früheren Studie bei Hydratation Wirkungen zeigten eine erhöhte Geschwindigkeit und das Ausmaß des Austausches mit Zunahme der Feuchtigkeitsgehalt, wie erwartet. Im Großteil unserer Arbeit, ein Zwischen RH von 43% bei 5 ° C hat sich als ideal, um Formulierungen in einer vernünftigen Zeit 24 zu unterscheiden. Die Reaktion wird üblicherweise durchgeführt, bis ein Plateau erreicht wird. Dies stellt sicher, dass Feuchtigkeit Sorption und Diffusion in der festen nicht den HDX Rate zu steuern. Die Verwendung von kleinen festen Probengrößen mit vorge Lyophilisierung Volumen ≤2 ml hilft auch zu gewährleisten, dass D 2 O Dampfsorption wesentlichen vollständig ist früh im Wechselperiode. Obwohl ssHDX-MS bietetquantitative Informationen über die Konformation des Proteins in der Festkörper, gibt es bestimmte Bedingungen, bei denen Interpretation der Daten kann nicht vollständig auf dem ssHDX Studie basieren allein. Es ist möglich, dass die verringerte Deuteriumaufnahme in einer Probe (im Vergleich zur Kontrolle) aufgrund der höheren Retention der Proteinstruktur oder die erhebliche Menge an in der Probe vorhandene Proteinaggregaten beobachtet kann. In einem solchen Fall Interpretation der Daten erfordert ssHDX Ergebnisse anderer komplementäre Methoden. Peakverbreiterung in deuteriertem Massenspektren wurde für mehrere Mb Formulierungen 27,28 beobachtet. Dies könnte aufgrund von verschiedenen Faktoren, wie der Anwesenheit von teilweise ungefalteten Proteinpopulation, räumliche Heterogenität in der Probe oder die räumlichen Gradienten in der D 2 O-Konzentration sein. Allerdings wurden diese Faktoren nicht in ssHDX-MS aus und bedarf weiterer Untersuchungen. Wie SSPL-MS ist relativ neu im Vergleich zu anderen Methoden, kontinuierliches Lernen abihre Anwendungen und Beschränkungen erforderlich. In SspI wird das Photovernetzungsmittel mit dem Protein lyophilisiert. Der Mangel an Feuchtigkeit schränkt die Mobilität der Komponenten innerhalb der festen Matrix, und die Teilstruktur Entspannung, die mit Feuchtigkeitssorption in ssHDX auftreten können, ist kein Phänomen in SSPL. Dies begrenzt die Kennzeichnung in SspI in die unmittelbare Nähe des Photovernetzungsmittels. Jedoch anders als HDX-MS, MS / MS-Analyse der kovalent markierten Proteins rückstands Ebene Strukturinformationen bereitzustellen. Seit SSPL Kennzeichnung kovalente und irreversible, zurück Austausch nicht auf, und Proben vorbereitet und ohne Rücksicht auf Verluste von Etiketten analysiert werden. Zur Verbreitung von Markierungsmittel erleichtern und verbessern Markierungseffizienz in der Festmatrix kann SSPL mit zunehmender% rF durchgeführt werden. PLeu Aufnahme kann auch durch Erhöhung der Konzentration der photoreaktiven Mittels verbessert werden. Das molare Verhältnis von Protein zu PLeu kann wie gewünscht variiert werden. Im allgemeinen wird ein molarer Überschuß von 100x PLeu zu ProProtein wird für eine ausreichende Kennzeichnung. Allerdings können hohe PLeu Konzentration im Verlust der Proteintertiärstruktur in der festen Matrix führen. Daher Neben Kennzeichnung Kinetik und Formulierungszusammensetzung, Auswahl der PLeu Konzentration muss auch auf die Erhaltung Protein strukturelle Integrität basieren. Wie pleu selektiv Etiketten XH (X = C, N, O) -Gruppe, ist es möglich, dass Hilfsstoffe mit ähnlichen Kennzeichnung Websites kann großen Einfluss auf die Höhe der Proteinmarkierung. Die Interferenz der Hilfsstoffe in der Verfügbarkeit von PLeu Proteinmarkierung ist noch zu charakterisieren. Es ist bekannt, dass das aus Diazirin Aktivierung erzeugte Carben ist nicht restspezifischen jedoch eine Studie berichtet Tendenz zu Asp und Glu 36. Während es gut, etwa Rest-spezifische Wechselwirkungen zu lernen ist, ist Peptid-Pegelinformation auch nützlich und können zur Hilfsstoffen zu entwerfen, um Regionen mit hoher Belichtungsmatrix im festen Zustand zu sperren. SSPL-MS bietet detaillierte qualitative Informationen jedochquantitative Daten müssen gewonnen werden und robuste Messdaten entwickelt werden, um Formulierungsunterschiede in einer Vielzahl von gefriergetrockneten Systeme zu analysieren gilt. Die Verwendung eines rückstandsspezifischen Etikett in Verbindung mit MS / MS-Analyse weiter ausbauen kann Auflösung zu der Aminosäureebene. Markierungsreagenzien, wie 2,3-Butandion beschriften Arg, N-Hydroxysuccinimid-Derivate für Lys und N -alkylmaleimide Derivate für Cys verwendet, um genau abzubilden molekularen Wechselwirkungen in lyophilisiertes Pulver sein. Allerdings sind diese Reagenzien sind pH-abhängig und die Reaktionen nicht als photolytische Kennzeichnung in der Festkörper sowie gesteuert werden. Ein alternativer Ansatz besteht darin, die Photovernetzungsmittel in der Proteinsequenz mit der Verwendung von auxotrophen Zellinien, ortsgerichtete Mutagenese oder Seitenkette Derivatisierung integrieren. Unsere früheren ssHDX-MS und SspI-MS-Studien haben gezeigt, dass die Kennzeichnung von Protein hängt von der Art und Menge der Hilfsstoffeverwendet 24,27,28,31-33,37,38. ssHDX-MS von Mb mit Guanidinhydrochlorid (Gdn.HCl) co-lyophilisiert zeigte eine größere Deuteriumaufnahme als Mb mit niedrigem Molekulargewicht aus zucker 32 co-lyophilisiert. In einem separaten SSPL-MS-Studie, Mb colyophilisierten mit Gdn.HCl zeigten einen größeren Schutz vor photolytische Kennzeichnung als Mb mit Saccharose 33. Ferner quantitative Messungen ssHDX-MS wurden stark von der Stabilität des Proteins während der Langzeitspeicher 28 korreliert. Diese Studien legen nahe, dass ssHDX oder SspI Protein spiegelt das Ausmaß der Strukturretention des Proteins in lyophilisierter Pulver. Wir glauben, dass die Beibehaltung der Sekundärstruktur in lyophilisierte Pulver bietet günstiges Umfeld für die Seitenkette der Markierung mit pleu und den Schutz von Amid Wasserstoff aus Deuterium-Austausch. , Detaillierte Gegenüberstellung der Informationsgehalt von diesen Methoden muss jedoch in der Zukunft durchgeführt werden. Obwohl die Gründung der Nützlichkeit ssHDX-MS-MS und SSPLals Formulierung Screening-Tool wird letztlich verlangen, dass sie zu viele Proteine ​​angewendet werden, ergibt sich aus unserer jüngsten Studien unterstützt ihre weitere Verbreitung. Mit der Weiterentwicklung werden diese Methoden erwarten weithin nützlich für die Charakterisierung von Festkörperproteinformulierungen in der biopharmazeutischen Industrie zu sein.

Proteinwirkstoffe sind die am schnellsten wachsende Sektor in der biopharmazeutischen Industrie und bieten vielversprechende neue Behandlungsmöglichkeiten für bisher hartnäckigen Krankheiten, darunter hormonelle Störungen, Krebs und Autoimmunerkrankungen ein. Im Jahr 2012 wird der weltweite Markt Biotherapeutika erreicht 138.000.000.000 $ und wird voraussichtlich auf 179 Milliarden Dollar bis zum Jahr 2018 zu erreichen 2. Die Proteine ​​sind größer und zerbrechlicher als herkömmliche Medikamente aus kleinen Molekülen und so sind anfälliger für viele Arten von Abbau 3. Um eine ausreichende Haltbarkeit und Stabilität zu gewährleisten, sind Proteinwirkstoffe oft formuliert als lyophilisierte (dh gefriergetrocknet) feste Pulver. Jedoch kann ein Protein noch abgebaut werden im festen Zustand, insbesondere wenn seine native Struktur wird während des Gefriertrocknungsprozesses 4,5 erhalten. Sicherzustellen, dass Struktur wurde beibehalten machbar ist, nur wenn es analytischen Methoden, die Protein-Konformation in der Festkörper mit sufficien Sonde kannt Auflösung. NMR 6 und Röntgenkristallographie 7 sind die allgemein üblichen Hochauflösungsverfahren, um die Proteinstruktur in Lösung und kristalline Feststoffe 8 beurteilen. Aufgrund der Art der Hilfsstoffe und Verarbeitungsverfahren sind lyophilisierten Proteinformulierungen üblicherweise eher amorph als kristallin 9. Der Mangel an Homogenität und mikroskopische Ordnung macht die oben erwähnten Techniken unpraktisch für Proteine ​​in amorpher Festkörper. Fourier-Transformations-Infrarot-Spektroskopie (FTIR) 10, Raman-Spektroskopie 11 und Nahinfrarotspektroskopie (NIR) 12 wurden regelmäßig vom biopharmazeutischen Industrie verwendet, um Sekundärstruktur in lyophilisierter Pulver zu der des nativen Lösungs-Struktur zu vergleichen. Allerdings sind diese Verfahren mit niedriger Auflösung und kann nur Informationen über die globalen Veränderungen in der Sekundärstruktur. Solid-State-strukturelle Charakterisierung mittels FTIRhat entweder schwach 13,14 oder arm 15 Korrelation mit langfristiger Lagerstabilität gezeigt. Diese Einschränkungen machen die Notwendigkeit einer geeigneten hochauflösende Methoden zur Proteinstruktur Störungen in der Festkörper identifizieren. Chemische Kennzeichnung in Verbindung mit der Proteolyse und massenspektrometrische Analyse wurde als ein leistungsfähiges Konzept für die Überwachung von Proteinstrukturen und molekularen Wechselwirkungen in wässriger Lösung entstanden. In der pharmazeutischen Entwicklung hat HDX-MS für Epitopkartierung in Antigen-Antikörper-Wechselwirkungen 16,17 verwendet, um Rezeptor-Arzneimittel-Wechselwirkungen 18 zuzuordnen, um die Effekte von posttranslationalen Modifikationen auf die Konformation des Protein-Arzneistoffe 19 zu überwachen und zu vergleichen, Charge-zu-Charge-Änderung in den Entwicklungs Biosimilars 20. Ähnlich photoaktivierbaren Liganden verwendet worden, um Medikamentenziele zu identifizieren und um die Bindungsaffinität und Spezifität der Wirkstoff-Rezeptor-Wechselwirkungen 21,22 bestimmen. Extend die Anwendung dieser Methoden, um lyophilisierte Formulierungen, hat uns entwickelte Festkörper Wasserstoff Deuterium-Austausch-Massenspektrometrie (ssHDX-MS) und Solid-State-photolytischen Kennzeichnung Massenspektrometrie (SSPL-MS) zu Proteinkonformationen und Hilfsstoff-Interaktionen in lyophilisierten Proben studieren mit hoher Auflösung. In beiden ssHDX-MS und SspI-MS wird das Protein unter idealen Reaktionsbedingungen in lyophilisierter Feststoffe bezeichnet, und die Proben werden dann rekonstituiert und durch Massenspektrometrie mit oder ohne proteolytischen Verdau analysiert. ssHDX-MS informiert über Hauptkette Exposition gegenüber Deuterium Dampf, während SSPL-MS liefert Informationen über die Umgebung der Seitenketten (Abbildung 1). Beide Methoden können somit komplementäre Informationen über Proteinkonformation in der Festkörper bieten. Hier stellen wir eine allgemeine Protokoll für die Untersuchung von Proteinen in lyophilisierter Feststoffe mit ssHDX-MS und SspI-MS (Abbildung 2), wobei Mb alsein Modellprotein. Wir zeigen die Fähigkeit der beiden Verfahren, um Unterschiede in Formulierungen mit zwei unterschiedlichen Hilfsstoffen zu unterscheiden. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig1.jpg" /> Fig. 1: ssHDX und SspI Maßnahme Proteinstruktur in lyophilisierter Feststoffe durch unterschiedliche Markierungsmechanismen (A) In HDX das Rückgrat Amidwasserstoffe Austausch mit Deuterium als Funktion der Proteinstruktur und D 2 O Zugänglichkeit. In der Festkörper, die Geschwindigkeit und das Ausmaß der Deuterium-Austausch sind abhängig von der Höhe des D 2 O Sorption, Protein Mobilität (Entfaltung und Rückfaltung Ereignisse) und der Art der in der festen Matrix vorhandenen sonstigen Bestandteile. (B) In PL, UV-Bestrahlung bei 365 nm veranlasst die Bildung eines reaktiven Carben-Intermediats aus dem Diazirin funktionelle Gruppe PLeu und unspezifisch in jedes XH-Bindung (X = beliebiges Atom) oder ad eingeüber eine C = C-Bindung in ihrer unmittelbaren Umgebung ded. Bei dem Festzustand die Geschwindigkeit und das Ausmaß der Markierung hängt von der lokalen Konzentration des Markierungsmittels, Bestrahlungszeit, Proteinstruktur und der Art der in der festen Matrix vorliegende Hilfsstoffe. Die Abbildungen A und B zeigen die maximale theoretische Kennzeichnung, die sich auf Grundgerüst und Seitenketten jeweils in Protein auftreten können. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig2.jpg" /> Abbildung 2: Schematische Darstellung zeigt Festkörper HDX-MS (A) und PL-MS (B) für die Protein in lyophilisierten Formulierung.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" >
	<tbody>
		<tr >
			<td >Name of Material/ Equipment</td>
			<td >Company</td>
			<td >Catalog Number</td>
			<td >Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Equine myoglobin</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0630-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >D-(+)-Trehalose dihydrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td >#T9531</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >D-Sorbitol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td >#240850</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >L-Photo-leucine</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td >#22610</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium phosphate monobasic</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >#P0662</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium phosphate dibasic</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >#P3786</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Deuterium Oxide</td>
			<td>Cambridge Isotope Laboratories</td>
			<td >#DLM-4-PK</td>
			<td>Alternate (Cat. No.: 151882, Sigma-Aldrich)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Immobilized pepsin</td>
			<td>Applied Biosystems</td>
			<td >#2-3132-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Trypsin</td>
			<td>Promega</td>
			<td >#V511A</td>
			<td>Chymotrypsin (Cat. No.: #V1062, Promega) can be additionally used</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Water, Optima LC/MS grade</td>
			<td >Fisher Chemical</td>
			<td >#7732-18-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Acetonitrile</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >#34998</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Formic acid</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td >#28905</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ESI-TOF Calibrant</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td >#G1969-85000</td>
			<td>Highly flammable liquid</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Protein microtrap</td>
			<td>Michrom Bioresources</td>
			<td >TR1/25108/03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Peptide microtrap</td>
			<td>Michrom Bioresources</td>
			<td >TR1/25109/02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Analytical column</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td >Zorbax 300SB-C18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Freeze dryer</td>
			<td>VirTis AdVantage Plus</td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stratalinker equipped with five 365 nm lamps</td>
			<td>Stratagene Corp.</td>
			<td >Stratalinker 2400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >HPLC</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td >1200 series LC</td>
			<td>Refrigerated LC system for HDX-MS</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ESI-qTOF MS</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td >6520 qTOF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >HDExaminer (HDX-MS data analysis software)</td>
			<td >Sierra Analytics</td>
			<td ></td>
			<td>http://www.massspec.com/HDExaminer.html</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mass spectrometric approaches to study protein structure and interactions in lyophilized powders

Amid Wasserstoff / Deuterium-Austausch (ssHDX-MS) und Seitenketten photolytische Kennzeichnung (SspI-MS), gefolgt von Massenspektrometrie-Analyse kann nützlich für die Charakterisierung lyophilisierte Formulierungen von Proteintherapeutika. Kennzeichnung, gefolgt von geeigneten proteolytischen Abbau kann der Proteinstruktur und Wechselwirkungen mit dem Peptid-Level-Auflösung abgebildet werden. Da die Proteinstrukturelemente werden durch ein Netzwerk von chemischen Bindungen von den Hauptketten und Seitenketten von Aminosäuren, spezifische Markierung von Atomen in den Aminosäureresten gibt einen Einblick in die Struktur und Konformation des Proteins stabilisiert. Im Gegensatz zu den Routineverfahren verwendet werden, um Proteine ​​in gefriergetrockneten Feststoffe (zB FTIR), ssHDX-MS und SspI-MS quantitative und ortsspezifische Informationen zu studieren. Das Ausmaß der Deuteriumeinbau und kinetischen Parameter können bezogen werden, schnell und langsam den Austausch von Amid-Pools (N schnell, N langsam) und spiegelt unmittelbar die degree der Proteinfaltung und Struktur in lyophilisierte Formulierungen. Stabile photolytische Kennzeichnung nicht zurück Austausch, einen Vorteil gegenüber ssHDX-MS unterzogen werden. Hier stellen wir ausführliche Protokolle sowohl ssHDX-MS und SspI-MS, mit Myoglobin (Mb) als Modellprotein bei lyophilisierten Formulierungen, die entweder die Trehalose oder Sorbit.

Hier ssHDX-MS und SspI-MS verwendet worden, um die Wirkung von Hilfsstoffen auf die Konformation und Festkörper-Wechselwirkungen der lyophilisierten Mb Formationen zu untersuchen. Die Konzentrationen von Protein und Exzipienten in dieser Studie sind in Tabelle 1 angegeben. Repräsentative Ergebnisse aus der ssHDX-MS und SspI-MS-Analyse von lyophilisierten Mb mit der oben angegebenen Protokollen dargestellt erhalten. Deuteriumaufnahme bei intakten Proteinebene ssHDX-MS in der Lage, zwischen Mb Formulierungen bei intakten Ebene unterscheiden. Der entfaltet Massenspektren intakter Mb folgenden 144 h ssHDX von Formulierung MbS zeigte eine größere Deuteriumaufnahme als Formulierung MbT (3A). Im Durchschnitt zeigte MbS 46% größer als Deuterium Aufnahme MbT (Tabelle 2). <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig3.jpg"/&gt; Abbildung 3: ssHDX-MS für intakte Mb: (A) Dekonvoliertes Massenspektren von deuterierten intakt Mb von Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie) nach 144 h ssHDX. Die entfalteten Massenspektrum undeuterierten intakten Mb ist ebenfalls gezeigt (gestrichelte Linie). (B) ssHDX Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie). Der zeitliche Verlauf der ssHDX wurde für zwei Phase exponentiellen Verein mit Graph Pad Prism Software-Version 5 (n = 3, ± SD) zu einer Gleichung ausgestattet. Die Deuterierung Kinetik für intakte MBS MbT sind ähnlich zu frühen Zeitpunkten (1-4 h), aber MbS zeigten erhöhte Deuteriumaustausch mit Zunahme der Zeit (8-144 h) (3B). Dies legt die Bedeutung der Auswahl mehr Zeitpunkte für ssHDX bei niedrigeren RH und Temperaturbedingungen. Auch kann die D 2 O Sorption und Diffusion der Rate der ssHDX zum Früh-Zeitpunkt po beeinflussenints. Unsere frühere Studien haben gezeigt, dass Feuchtigkeitssorption in ssHDX vollständig in einem Zeitraum von Stunden, und hat einen minimalen Beitrag zur Kinetik über diese Zeit auszutauschen. Die beobachtete Geschwindigkeit und das Ausmaß des Austausches sind daher nicht einfach Maßnahmen aus D2O Adsorption 27,28. Die kleinen Fehlerbalken in Figur 3b, in dem die Standardabweichungen von drei unabhängigen ssHDX-MS-Proben zeigen, dass das Experiment in hohem Maße reproduzierbar. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Deuterium Uptake (%) b </td><td> N Schnell c </td><td> k schnellen c </td><td> N langsam c </td><td> k langsam c </td></tr><tr><td> MbT ein </td><td> 15,9 ± 0,5 </td><td> 13,1 (0,8) </td><td> 0,43 (0,03) </td><td> 11,0 (0,9) </td><td> 0.019 (0.001) </td></tr><tr><td> MbS ein </td><td> 23,2 ± 0,5 </td><td> 15,4 (0,7) </td><td> 0,49 (0,04) </td><td> 19,2 (0,6) </td><td> 0,024 (0,002) </td></tr><tr><td> Veränderung in% d </td><td> 46% </td><td> 18% </td><td> 14% </td><td> 75% </td><td> 26% </td></tr></tbody></table> Tabelle 2:. Quantitative Messungen von Deuterium-Aufnahme in ssHDX Studien von Mb Formulierungen a Siehe Tabelle 1 für die Zusammensetzung b Percent Deuteriumaufnahme relativ zum theoretischen Maximum von intakten Mb nach 144 h HDX bei 5 ° C, 43% RH (n = 3. , Mittelwert ± Standardabweichung). c Parameter durch nichtlineare Regression der ssHDX-MS kinetischen Daten ermittelt. Zeitlicher Verlauf der Deuterium-Austausch für intakte Mb wurde einem biexponentiellen Assoziationsmodell (Gl. 2) ausgestattet. Die Werte in Klammern sind die Standardfehler der Regressionsparameter. D Die prozentuale Veränderung der Messungen waren calculATED als 100 x [(Wert aus MbS - Wert von MBT) / (Wert aus MBT)]. Die Regressionsparameter (N schnell, langsam N, k schnellen und langsamen k) für Deuterium Aufnahmekinetik MBT und MBS sind in Tabelle 2 angegeben. Obwohl die N schnellen und langsamen N Werte größer MBS als MbT, Unterschiede in den N Zeit Werte waren größer als Unterschiede in den N-Werte schnell. Insbesondere ist die N schnell Wert in MB nur 18% größer als in MbT, während die N langsam Wert in MB 75% größer als in MbT. Dies deutet darauf hin, daß die kleineren Werte in N langsamen MbT kann aufgrund der höheren Retention Mb Struktur oder zum Schutz von Amidgruppen durch Hilfsstoffe, die nach D 2 O in MbS ausgesetzt sind. Allerdings sind die detaillierten Mechanismen nicht klar verstanden. Die Geschwindigkeitskonstanten (k schnellen und langsamen k) für beide Formulierungen sind sehr ähnlich. Deuteriumaufnahme auf der Peptidebene Nach Pepsinverdau wurden insgesamt 52 Peptiden identifiziert. Sechs nichtredundanten Fragmente, entsprechend 100% der Mb-Sequenz wurden für die Analyse verwendet, die hier berichtet. Weitere Informationen finden Sie unter Verwendung von überlappenden Fragmenten erhalten werden, wie von unserer Gruppe bereits 24 ausgewiesen. Die prozentuale Deuteriumaufnahme für jedes Peptid wurde berechnet und die Ergebnisse von 144 hr Proben aufgetragen (4A). HDX Kinetik für die sechs peptischen Fragmente zeigten biexponentiellen Verhalten (4B), was mit Subpopulationen Amidwasserstoffe läuft &quot;schnell&quot; und &quot;langsam&quot; Austausch. <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig4.jpg" /> Abbildung 4: ssHDX-MS für Mb an der Peptidebene: (A) Prozent Deuteriumaufnahme für 6 nicht redundant Magen Fragmente aus Mb in Formulierungen MbT (grau) und MBS (weiß) nach 144 h HDX. (B) ssHDX Kinetik sechs nicht-redundanten Magen Fragmente aus Mb in Formulierungen MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie). Der zeitliche Verlauf der ssHDX wurde für zwei Phase exponentiellen Verein mit Graph Pad Prism Software-Version 5 (n = 3, ± SD) zu einer Gleichung ausgestattet. Die Regressionsparameter für den nicht redundanten Peptide sind in Abbildung 5 dargestellt. Wie die angepassten Geschwindigkeitskonstanten für Peptidfragmente sind nicht die durchschnittliche Geschwindigkeitskonstante für die einzelnen Amide, die beobachteten Geschwindigkeitskonstanten für die Magen-Darm-Fragmente nicht linear auf die für das intakte Protein beziehen. Die N schnell Werte für die meisten der peptischen Fragmente (außer Fragment 56-69) in Formulierungen MbS waren etwas grßer als jene in MbT (5A). Ebenso zeigten die k-Werte in der Regel schnell kaum einen Unterschied zwischen formulations und in verschiedenen Regionen des Mb Molekül (5B). Allerdings sind die N langsam und k langsam Werte für MBS in allen Fragmenten als für MbT (Abbildung 5C und 5D) deutlich größer. Die erhebliche Steigerung der N langsam und k langsam für MBS-Anleihen können eine größere Mobilität der Amid-Gruppen in den &quot;langsamen&quot; Austausch-Pools zu reflektieren. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig5.jpg" /> Abbildung 5: ssHDX kinetischen Parameter für Mb Magen Peptide: N schnell (A), k schnell (B), N langsame (C) und k langsam Werte (D) von der nichtlinearen Regression der ssHDX-MS kinetischen Daten erhalten sechs nicht-redundanten Magen Peptide aus Mb in Formulierungen MbT (grau) und MBS ( weiß) (n = 3, ± SE). &lt;/ P&gt; Photolytische Kennzeichnung auf intakte Proteinebene Mb bestrahlt in Gegenwart von 20-fach überschüssigen PLeu gebildet mehreren Mb-PLeu Addukte, wie durch LC-MS (6A) detektiert. Die entfalteten Spektren für MbT bestrahlt 40 min mit 20x PLeu zeigte bis zu 3-Etiketten mit dem Zusatz von +115, +230 und +345 Da die Masse an unmarkiertem Mb. MbS ähnlich mit 20x bestrahlt PLeu zeigte weniger PLeu Aufnahme bei intakten Ebene mit bis zu 2 markierten Populationen durch LC-MS nachgewiesen. <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig6.jpg" /> Abbildung 6: SSPL-MS für intakte Mb: (A) Dekonvoliertes Massenspektren für MbT (durchgezogene Linie) und MBS (gestrichelte Linie) mit 20x überschüssigen markierten (5% w / w) pleu. Entfaltet Massenspektrum der nativen Mb (Mb gefriergetrocknet und in der Abwesenheit von pleu bestrahlt) als gestrichelte Linie dargestellt. U </em&gt; bezeichnet eine Population von Protein, das unbeschriftete nach der Bestrahlung bleibt. Populationen tragende Protein 1, 2 und 3 PLeu Etiketten werden als 1L, 2L und 3L jeweils dargestellt. (B) SspI-MS Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (geschlossene Kreise) und MBS (offene Kreise) als Funktion der PLeu Konzentration. Alle Proben wurden für 40 min bestrahlt. Fehlerbalken sind zu den Symbolen. (C) SspI-MS Kinetik für intakte Mb in Formulierungen MbT (geschlossene Kreise) und MBS (offene Kreise), lyophilisiert und in Gegenwart von überschüssigen 100x PLeu bestrahlt (20,7% w / w) als Funktion der Bestrahlungszeit. Fehlerbalken sind zu den Symbolen. In kinetischen Untersuchungen der Prozentsatz des markierten Proteins exponentiell sowohl MbT und MBS mit zunehmender Bestrahlungszeit (6B). MbS zeigten weniger pleu Aufnahme als MbT bei jedem Bestrahlungszeit. Beide Formulierungen schien ein Plateau bei 40 min zu erreichen. Somit kann eine kinetische Untersuchung uns<html> eful, die Dauer der Bestrahlung erforderlich, um vollständige PLeu Aktivierung erhalten bestimmen. Kennzeichnungs Kinetik wurden ebenfalls als eine Funktion der Konzentration PLeu (6C) untersucht. Der prozentuale Anteil der markierten Proteins erhöht mit pleu Konzentration sowohl MbT und MBS. Jedoch 20,7% w / w PLeu zeigte MbT eine Abnahme PLeu Aufnahme. Dies kann wegen des Ausschlusses von PLeu von der Oberfläche des Proteins bei hohen PLeu Konzentration. Somit sollte eine Untersuchung mit unterschiedlicher Konzentration PLeu durchgeführt werden, um die geeignete PLeu Konzentration, die für eine ausreichende Kennzeichnung für die Proteinoberfläche erlaubt, ohne Oberflächen Ausschluss auszuwählen. In dieser Studie wurde 20x überschüssige pleu zur weiteren Peptid-Level-Studien ausgewählt. Die Gesamt verringert Kennzeichnung MbS beobachtet schlägt schlechte Seitenkette Zugänglichkeit der Matrix, die pleu. Dies ist konsistent mit einer Konformationsänderung in Gegenwart von Sorbit, das in reduzierter Kennzeichnung ergibt. Inhalt &quot;&gt; Photolytische Beschriftung auf der Peptidebene Basierend auf den intakten Proteinmarkierung Studien wurde 20x überschüssige pleu ausgewählt zu MBT und MBS in Peptiden zu vergleichen. Markierten Proben wurden mit Trypsin gespalten und durch LC-MS analysiert. MBT und MBS Proben wurden insgesamt 40 Peptide, entsprechend 100% des Mb Sequenz detektiert. In einigen Fällen kann Trypsinverdauung begrenzten Proteinsequenzabdeckung bereitzustellen, wenn Lys und / oder Arg-Reste sind stark markiert. Zur Verbesserung der Sequenzabdeckung kann auch eine Mischung von Trypsin und Chymotrypsin verwendet, um das markierte Protein zu verdauen. <img alt="7" src="/files/ftp_upload/52503/52503fig7.jpg" /> Abbildung 7: SSPL-MS für Mb auf Peptidebene: Cartoon Darstellung Mb beschriftet mit 20x überschüssige pleu (5% w / w) in Gegenwart von Trehalose (A) und Sorbit (B). Das markierte Protein wurde mit trypsi verdautn und markierten Peptide wurden auf der Kristallstruktur von Mb (PDB ID 1WLA) abgebildet. Die markierten und unmarkierten Bereiche sind magenta und grün sind. SSPL-MS mit Trypsinverdau liefert qualitative Informationen über die Peptide, abgestempelt. Angesichts der unterschiedlichen markierten Populationen am intakten Ebene die Promiscuous Mechanismus PLeu Kennzeichnung und Unterschiede in Ionisierungseffizienz von markierten und unmarkierten Peptiden, ist es schwierig, die quantitative Messwerte für SspI-MS nach Verdau erhalten. Allerdings kann die qualitative Informationen noch einen Einblick in Protein Konformationsänderungen in Peptiden. In dieser Studie zeigten beide MbT und MBS Formulierungen pleu Aufnahme in den meisten Teilen der Proteinoberfläche. Im Vergleich zu MBS-, Peptidfragmente 32-42, 134-139 und 146-153 von MbT zeigte pleu Kennzeichnung (Abbildung 7). Dies legt nahe, daß die Seitenketten dieser Aminosäuren an PLeu ausgesetzt, da der Helices in diesen regions intakt in die MBT-Matrix. Im Gegensatz dazu ist der Schutz vor pleu Kennzeichnung in der MBS-Matrix, die mit strukturellen Störungen in diesen Regionen. Insgesamt zeigen die Ergebnisse von ssHDX-MS und SspI-MS zeigen, dass die Verfahren komplementären hochauflösende Peptidebene Informationen über Backbone (ssHDX-MS) und der Seitenkette (SspI-MS) Belichtung und Trägereffekte in lyophilisierten Proteinformulierungen bereitzustellen .

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Mass Spectrometric Approaches to Study Protein Structure and Interactions in Lyophilized Powders

Here, we present detailed protocols for solid-state amide hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry (ssHDX-MS) and solid-state photolytic labeling mass spectrometry (ssPL-MS) for proteins in solid powders. The methods provide high-resolution information on protein conformation and interactions in the amorphous solid-state, which may be useful in formulation design.

Massenspektrometrische Ansätze zur Proteinstruktur und Wechselwirkungen zu untersuchen in lyophilisierte Pulver

Amide hydrogen/deuterium exchange (ssHDX-MS) and side-chain photolytic labeling (ssPL-MS) followed by mass spectrometric analysis can be valuable for ...

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15.6K Aufrufe.  Purdue University. Here, we present detailed protocols for solid-state amide hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry (ssHDX-MS) and solid-state photolytic labeling mass spectrometry (ssPL-MS) for proteins in solid powders. The methods provide high-resolution information on protein conformation and interactions in the amorphous solid-state, which may be useful in formulation design. 

Serie: Mass Spectrometric Approaches to Study Protein Structure and Interactions in Lyophilized Powders

Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Time of Flight (MALDI-TOF) Mass Spectrometric Analysis of Intact Proteins Larger than 100 kDa

Effectively determining masses of proteins is critical to many biological studies (e.g. for structural biology investigations). Accurate mass determination allows one to evaluate the correctness of protein primary sequences, the presence of mutations and/or post-translational modifications, the possible protein degradation, the sample homogeneity, and the degree of isotope incorporation in case of labelling (e.g. 13C labelling).
Electrospray ionization (ESI) mass spectrometry (MS) is widely used for mass determination of denatured proteins, but its efficiency is affected by the composition of the sample buffer. In particular, the presence of salts, detergents, and contaminants severely undermines the effectiveness of protein analysis by ESI-MS. Matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) MS is an attractive alternative, due to its salt tolerance and the simplicity of data acquisition and interpretation. Moreover, the mass determination of large heterogeneous proteins (bigger than 100 kDa) is easier by MALDI-MS due to the absence of overlapping high charge state distributions which are present in ESI spectra.
Here we present an accessible approach for analyzing proteins larger than 100 kDa by MALDI-time of flight (TOF). We illustrate the advantages of using a mixture of two matrices (i.e. 2,5-dihydroxybenzoic acid and &#945;-cyano-4-hydroxycinnamic acid) and the utility of the thin layer method as approach for sample deposition. We also discuss the critical role of the matrix and solvent purity, of the standards used for calibration, of the laser energy, and of the acquisition time. Overall, we provide information necessary to a novice for analyzing intact proteins larger than 100 kDa by MALDI-MS.

Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Time of Flight MALDI-TOF Mass Spectrometric Analysis of Intact Proteins Larger than 100 kDa

Accurate mass measurement represents an important step during the investigation of proteins. Matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) mass spectrometry (MS) can be used for such determination and its key advantage is the tolerance to salts, detergents and contaminants. Here we illustrate an accessible approach for the analysis of proteins larger than 100 kDa by MALDI-MS.

Matrix-assistierte Laser Desorptions / Ionisations-Flugzeit (MALDI-TOF)-Massenspektrometrie-Analyse von intakten Proteinen mit mehr als 100 kDa

Effectively determining masses of proteins is critical to many biological studies (e.g. for structural biology investigations). Accurate mass ...

Forschung

Chemie

Analyzing Protein Dynamics Using Hydrogen Exchange Mass Spectrometry

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique amino acid sequence, it is only realized by the folding of the polypeptide chain into a single defined three-dimensional arrangement or more commonly into an ensemble of interconverting conformations. Investigating the connection between protein conformation and its function is therefore essential for a complete understanding of how proteins are able to fulfill their great variety of tasks. One possibility to study conformational changes a protein undergoes while progressing through its functional cycle is hydrogen-1H/2H-exchange in combination with high-resolution mass spectrometry (HX-MS). HX-MS is a versatile and robust method that adds a new dimension to structural information obtained by e.g. crystallography. It is used to study protein folding and unfolding, binding of small molecule ligands, protein-protein interactions, conformational changes linked to enzyme catalysis, and allostery. In addition, HX-MS is often used when the amount of protein is very limited or crystallization of the protein is not feasible. Here we provide a general protocol for studying protein dynamics with HX-MS and describe as an example how to reveal the interaction interface of two proteins in a complex. &#160;&#160;

Protein conformation and dynamics are key to understanding the relationship between protein structure and function. Hydrogen exchange coupled with high-resolution mass spectrometry is a versatile method to study the conformational dynamics of proteins as well as characterizing protein-ligand and protein-protein interactions, including contact interfaces and allosteric effects.

Analyse von Proteindynamik mit Wasserstoffwechsel Massenspektrometrie

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique ...

Bio-layer Interferometry for Measuring Kinetics of Protein-protein Interactions and Allosteric Ligand Effects

We describe the use of Bio-layer Interferometry to study inhibitory interactions of subunit &#949;&#160;with the catalytic complex of Escherichia coli&#160;ATP synthase. Bacterial F-type ATP synthase is the target of a new, FDA-approved antibiotic to combat drug-resistant tuberculosis. Understanding bacteria-specific auto-inhibition of ATP synthase by the C-terminal domain of subunit &#949;&#160;could provide a new means to target the enzyme for discovery of antibacterial drugs. The C-terminal domain of &#949;&#160;undergoes a dramatic conformational change when the enzyme transitions between the active and inactive states, and catalytic-site ligands can influence which of &#949;&#39;s conformations is predominant. The assay measures kinetics of &#949;&#39;s binding/dissociation with the catalytic complex, and indirectly measures the shift of enzyme-bound &#949;&#160;to and from the apparently nondissociable inhibitory conformation. The Bio-layer Interferometry signal is not overly sensitive to solution composition, so it can also be used to monitor allosteric effects of catalytic-site ligands on &#949;&#39;s conformational changes.

The protocols here describe kinetic assays of protein-protein interactions with Bio-layer Interferometry. F-type ATP synthase, which is involved in cellular energy metabolism, can be inhibited by its &#949; subunit in bacteria. We have adapted Bio-layer Interferometry to study interactions of the catalytic complex with &#949;&#8217;s inhibitory C-terminal domain.

Bio-Schicht-Interferometrie zur Messung der Kinetik der Protein-Protein-Interaktionen und allosterische Ligandeneffekte

We describe the use of Bio-layer Interferometry to study inhibitory interactions of subunit &#949;&#160;with the catalytic complex of Escherichia ...

Analyzing Protein Architectures and Protein-Ligand Complexes by Integrative Structural Mass Spectrometry

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing metabolic reactions, DNA repair and replication. Therefore, a detailed understanding of these processes provides critical information on how cells function. Integrative structural MS methods offer structural and dynamical information on protein complex assembly, complex connectivity, subunit stoichiometry, protein oligomerization and ligand binding. Recent advances in integrative structural MS have allowed for the characterization of challenging biological systems including large DNA binding proteins and membrane proteins. This protocol describes how to integrate diverse MS data such as native MS and ion mobility-mass spectrometry (IM-MS) with molecular dynamics simulations to gain insights into a helicase-nuclease DNA repair protein complex. The resulting approach provides a framework for detailed studies of ligand binding to other protein complexes involved in important biological processes.

Mass spectrometry (MS) has emerged as an important tool for the investigation of structure and dynamics of macromolecular assemblies. Here, we integrate MS-based approaches to interrogate protein complex formation and ligand binding.

Analyse von Protein-Architekturen und Protein-Ligand-komplexen durch Integrative strukturelle Massenspektrometrie

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing ...

A Two-Step Pyrolysis-Gas Chromatography Method with Mass Spectrometric Detection for Identification of Tattoo Ink Ingredients and Counterfeit Products

Tattoo inks are complex mixtures of ingredients. Each of them possesses different chemical properties which have to be addressed upon chemical analysis. In this method for two-step pyrolysis online coupled to gas chromatography mass spectrometry (py-GC-MS) volatile compounds are analyzed during a first desorption run. In the second run, the same dried sample is pyrolyzed for analysis of non-volatile compounds such as pigments and polymers. These can be identified by their specific decomposition patterns. Additionally, this method can be used to differentiate original from counterfeit inks. Easy screening methods for data evaluation using the average mass spectra and self-made pyrolysis libraries are applied to speed up substance identification. Using specialized evaluation software for pyrolysis GS-MS data, a fast and reliable comparison of the full chromatogram can be achieved. Since GC-MS is used as separation technique, the method is limited to volatile substances upon desorption and after pyrolysis of the sample. The method can be applied for quick substance screening in market control surveys since it requires no sample preparation steps.

This method for two-step pyrolysis online coupled to gas chromatography with mass spectrometric detection and data evaluation protocol can be used for multi-component analysis of tattoo inks and discrimination of counterfeit products.

Eine zweistufte Pyrolysis-Gas-Chromatographie-Methode mit Massenspektrometrische Erkennung zur Identifizierung von Tattoo-Ink-Inhaltsstoffen und gefälschten Produkten

Tattoo inks are complex mixtures of ingredients. Each of them possesses different chemical properties which have to be addressed upon chemical analysis. ...

Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry Approaches for Characterization of the Protein and Metabolite Corona Acquired by Nanomaterials

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the past decade. Interest in the bio-nano interface arises from the fact that the biomolecular corona confers a biological identity to NMs and thus causes the body to identify them as &#8220;self&#8221;. For example, previous studies have demonstrated that the proteins in the corona are capable of interacting with membrane receptors to influence cellular uptake and established that the corona is responsible for cellular trafficking of NMs and their eventual toxicity. To date, most research has focused upon the protein corona and overlooked the possible impacts of the metabolites included in the corona or synergistic effects between components in the complete biomolecular corona. As such, this work demonstrates methodologies to characterize both the protein and metabolite components of the biomolecular corona using bottom-up proteomics and metabolomics approaches in parallel. This includes an on-particle digest of the protein corona with a surfactant used to increase protein recovery, and a passive characterization of the metabolite corona by analyzing metabolite matrices before and after NM exposures. This work introduces capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry (CESI-MS) as a new technique for NM corona characterization. The protocols outlined here demonstrate how CESI-MS can be used for the reliable characterization of both the protein and metabolite corona acquired by NMs. The move to CESI-MS greatly decreases the volume of sample required (compared to traditional liquid chromatography &#8211; mass spectrometry (LC-MS) approaches) with multiple injections possible from as little as 5 &#181;L of sample, making it ideal for volume limited samples. Furthermore, the environmental consequences of analysis are reduced with respect to LC-MS due to the low flow rates (&#60;20 nL/min) in CESI-MS, and the use of aqueous electrolytes which eliminates the need for organic solvents.

Here we present a protocol to characterize the complete biomolecular corona, proteins, and metabolites, acquired by nanomaterials from biofluids using a capillary electrophoresis &#8211; mass spectrometry approach.

Kapillarelektrophorese Massenspektrometrie Ansätze zur Charakterisierung der protein- und metaboliten Korona, die von Nanomaterialien erfasst werden

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the ...

Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool for this purpose, especially for protein systems that are difficult to study by traditional methods. To study a protein&#39;s structure by MS, specific chemical reactions are performed in solution that encode a protein&#39;s structural information into its mass. One particularly effective approach is to use reagents that covalently modify solvent accessible amino acid side chains. These reactions lead to mass increases that can be localized with residue-level resolution when combined with proteolytic digestion and tandem mass spectrometry. Here, we describe the protocols associated with use of diethylpyrocarbonate (DEPC) as a covalent labeling reagent together with MS detection. DEPC is a highly electrophilic molecule capable of labeling up to 30% of the residues in the average protein, thereby providing excellent structural resolution. DEPC has been successfully used together with MS to obtain structural information for small single-domain proteins, such as &#946;2-microglobulin, to large multi-domain proteins, such as monoclonal antibodies.

The experimental procedures for performing diethylpyrocarbonate-based covalent labeling with mass spectrometric detection are described. Diethylpyrocarbonate is simply mixed with the protein or protein complex of interest, leading to the modification of solvent accessible amino acid residues. The modified residues can be identified after proteolytic digestion and liquid chromatography/mass spectrometry analysis.

Kovalente Markierung mit Diethylpyrocarbonat zur Untersuchung der Proteinstruktur höherer Ordnung durch Massenspektrometrie

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool ...

Multi-Faceted Mass Spectrometric Investigation of Neuropeptides in Callinectes sapidus

Neuropeptides are signaling molecules that regulate almost all physiological and behavioral processes, such as development, reproduction, food intake, and response to external stressors. Yet, the biochemical mechanisms and full complement of neuropeptides and their functional roles remain poorly understood. Characterization of these endogenous peptides is hindered by the immense diversity within this class of signaling molecules. Additionally, neuropeptides are bioactive at concentrations 100x - 1000x lower than that of neurotransmitters and are prone to enzymatic degradation after synaptic release. Mass spectrometry (MS) is a highly sensitive analytical tool that can identify, quantify, and localize analytes without comprehensive a priori knowledge. It is well-suited for globally profiling neuropeptides and aiding in the discovery of novel peptides. Due to the low abundance and high chemical diversity of this class of peptides, several sample preparation methods, MS acquisition parameters, and data analysis strategies have been adapted from proteomics techniques to allow optimal neuropeptide characterization. Here, methods are described for isolating neuropeptides from complex biological tissues for sequence characterization, quantitation, and localization using liquid chromatography (LC)-MS and matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI)-MS. A protocol for preparing a neuropeptide database from the blue crab, Callinectes sapidus, an organism without comprehensive genomic information, is included. These workflows can be adapted to study other classes of endogenous peptides in different species using a variety of instruments.

Multi-Faceted Mass Spectrometric Investigation of Neuropeptides in Callinectes sapidus

Mass spectrometric characterization of neuropeptides provides sequence, quantitation, and localization information. This optimized workflow is not only useful for neuropeptide studies, but also other endogenous peptides. The protocols provided here describe sample preparation, MS acquisition, MS analysis, and database generation of neuropeptides using LC-ESI-MS, MALDI-MS spotting, and MALDI-MS imaging.

Facettenreiche massenspektrometrische Untersuchung von Neuropeptiden in Callinectes sapidus

Neuropeptides are signaling molecules that regulate almost all physiological and behavioral processes, such as development, reproduction, food intake, and ...

Extraction of Non-Protein Amino Acids from Cyanobacteria for Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry Analysis

Non-protein amino acids (NPAAs) are a large class of amino acids (AAs) that are not genetically encoded for translation into proteins. The analysis of NPAAs can provide crucial information about cellular uptake and/or function, metabolic pathways, and potential toxicity. &#946;-methylamino-L-alanine (BMAA) is a neurotoxic NPAA produced by various algae species and is associated with an increased risk for neurodegenerative diseases, which has led to significant research interest. There are numerous ways to extract AAs for analysis, with liquid chromatography-tandem mass spectrometry being the most common, requiring protein precipitation followed by acid hydrolysis of the protein pellet. Studies on the presence of BMAA in algal species provide contradictory results, with the use of unvalidated sample preparation/extraction and analysis a primary cause. Like most NPAAs, protein precipitation in 10% aqueous TCA and hydrolysis with fuming HCl is the most appropriate form of extraction for BMAA and its isomers aminoethylglycine (AEG) and 2,4-diaminobutyric acid (2,4-DAB). The present protocol describes the steps in a validated NPAA extraction method commonly used in research and teaching laboratories.

The present protocol describes the extraction of non-protein amino acids from biological matrices via trichloroacetic acid (TCA) protein precipitation and acid hydrolysis before analysis using liquid chromatography-tandem mass spectrometry.

Extraktion von Nicht-Protein-Aminosäuren aus Cyanobakterien für die Flüssigchromatographie-Tandem-Massenspektrometrie-Analyse

Non-protein amino acids (NPAAs) are a large class of amino acids (AAs) that are not genetically encoded for translation into proteins. The analysis of ...

Microsampling in Targeted Mass Spectrometry-Based Protein Analysis of Low-Abundance Proteins

This paper presents a protocol with detailed descriptions for efficient sample cleanup of low-abundance proteins from dried samples. This is performed using bead-based proteolysis prior to proteotypic peptide affinity-capture and liquid chromatography tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) determination. The procedure can be applied to both conventional dried samples using paper cards (e.g., dried blood spots [DBSs] and dried serum spots [DSSs]), as well as samples collected with newer sampling methods such as volumetric absorptive microsampling (VAMS). In addition to describing this procedure, the preparation of both trypsin beads and antibody-coated beads is presented in a step-by-step manner in this work. The advantages of the presented procedure are time-efficient proteolysis using beads and selective robust cleanup using peptide affinity-capture. The current procedure describes the determination of the low-abundance small-cell lung cancer (SCLC) biomarker, progastrin-releasing peptide (ProGRP), in dried serum (both DSSs and VAMS). Detailed procedures for bead preparation make it easier to implement the workflow in new applications or other laboratories. It is demonstrated that the results may be dependent on the sampling material; for the present project, higher signal intensities were seen for samples collected using VAMS compared to DSSs.

A protocol is presented for the determination of low-abundance biomarkers from dried serum samples exemplified with the biomarker progastrin-releasing peptide (ProGRP). Antibody-coated magnetic beads are used for the selective cleanup and enrichment of a proteotypic ProGRP peptide. The captured peptide is subsequently analyzed by liquid chromatography-tandem mass spectrometry.

Microsampling in der gezielten Massenspektrometrie-basierten Proteinanalyse von Proteinen mit geringer Abundanz

This paper presents a protocol with detailed descriptions for efficient sample cleanup of low-abundance proteins from dried samples. This is performed ...