This project was funded by a grant from the Multiple Sclerosis Society of Canada and the Alberta Innovates - Health Solutions CRIO Team program. MBK is a recipient of studentships from Alberta Innovates - Health Solutions and the Multiple Sclerosis Society of Canada. SKJ is funded by a graduate student support grant from the Alberta endMS Regional Research and Training Center of the Multiple Sclerosis Society of Canada. The authors wish to acknowledge Dr. Jan van Minnen and the Regeneration Unit in Neurobiology core facility for training and use of equipment.

HINWEIS: Die in diesem Verfahren verwendeten Tiere wurden gemäß dem Canadian Council on Animal Care (CCAC) Richtlinien betreut. Ethik wurden von der Animal Care Committee der University of Calgary zugelassen. 1. Bereiten Sie Spritze zur Injektion <ol><li> Löse Lysolecithin auf eine 1% ige Lösung in Phosphat-gepufferter Salzlösung (PBS; pH 7.4) aufgenommen und bei -20 ° C in kleinen Aliquots (75 ul). Tauwetter ein Fläschchen auf RT. HINWEIS: Wenn Lysolecithin ungelöst, beschallen das Rohr in einem Ultraschallreiniger (40 kHz) für ungefähr 30 min, um eine einheitliche Lösung zu bilden. </li><li> Gehen Sie mit dem Pre-gezogen Glaskapillare mit äußerster Vorsicht, um eine Beschädigung der empfindlichen Spitze. Die Mutter einer 10 ul Injektion Spritze abschrauben und ziehen Sie ihn auf den flachen Ende der Kapillare, gefolgt von 2 Aderendhülse, sicherzustellen, dass die passenden Enden der Ferrulen ausrichten und die Kapillare ist gemütlich in der konischen Hülse (Abbildung 1). Spülen Sie die Spritze mit isopropyl Alkohol und nehmen Sie den Kolben. Nach dem Trocknen, schrauben Sie die Nadelanordnung handfest auf die Injektionsspritze. </li><li> Befestigen Sie die Metallnabe Nadel auf die Grundierung Spritze. Pierce eine Gummischeibe mit der Nadel und schieben Sie sie bis auf den Grund. Füllen Sie die Spritze mit Grundierung Lysolecithin. Der Entlüftungs Spritze leicht drücken bis Flüssigkeit an der Spitze der Nadel sichtbar wird. Dies stellt sicher, Luftblasen nicht in die Injektionsspritze eingeführt werden. </li><li> Legen Sie die Metall-Hub Nadel der Spritze in die Grundierung Injektionsspritze. Einen festen Dichtung mit der Gummischeibe, langsam die Grundierung Spritze drücken, bis die Kapillare füllt bis zur Spitze mit Lösung. Entfernen Sie vorsichtig die Grundierung Spritze und gleichzeitig gedrückt, um den Lauf der Injektionsspritze, ohne dabei Luftblasen zu füllen. Legen Sie den Kolben in die Injektionsspritze und sicherzustellen Lösung fließt von der Spitze der Kapillare, wenn der Kolben sanft gedrückt wird. HINWEIS: Wenn Luftblasen in der Kappe zu sehen sindIllary oder Injektionsspritze, muss die Spritze Herstellung von Anfang an wiederholt werden. Kontinuierliche Fluid in der Einspritzvorrichtung ist kritisch, um genaue Injektionsvolumina sicherzustellen. </li><li> Das ausgefüllte Injektionsspritze auf dem Arm eines stereotaktischen Mikromanipulator. Dies vervollständigte Vorrichtung in der Lage, 15-20 Tiere benötigen, bevor neu befüllt werden injizieren. </li><li> Entsorgen Sie die Rest Lysolecithin aus der Grundierung Spritze. Zurückziehen und mehrmals drücken Isopropylalkohol, und nehmen Sie den Metallnabe Nadel. Warten Sie einige Stunden für den Rest Isopropyl-Alkohol in der Grundierung Spritze vor dem erneuten Befüllen verdampfen. </li></ol> 2. Bereiten Tier für Operationsverfahren Hinweis: Dieses Verfahren ist für die weibliche C57BL / 6-Mäuse im Alter von 8-10 Wochen beschrieben. <ol><li> Betäuben des Tieres mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (200 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) oder pro Institutional Animal Care Vorschriften. Plan für dieTier unter Narkose für ca. 1 Stunde, wenn mit injizierbaren Anästhesie. </li><li> Testen Sie, ob das Tier tief durch festes Einklemmen des Fußes betäubt. Ein richtig anästhesiert Tier nicht auf die Pinch reagieren. </li><li> Mit Knipser, rasieren eine 2-3 cm 2 Fläche auf der Rückenseite des Tieres, in der Nähe der Ohren. Achten Sie darauf, das Gehör beschädigen. </li><li> Wischen Sie den Bereich mit 70% Ethanol auf eine Gaze aufgebracht. Stellen Sie sicher, alles abgeschnitten Haare aus dem Bereich entfernt wurde. Desinfizieren Sie den Bereich mit Jod. </li><li> Vaseline in die Augen, um das Trocknen während des Verfahrens zu verhindern. </li><li> Halten Sie das Tier in einem beheizten Rückgewinnungskammer bis bereit, das Verfahren zu beginnen. </li></ol> 3. Führen Sie die Operationsverfahren HINWEIS: Für angemessene aseptische Technik für alle Schritte des Verfahrens. Dazu gehören die ordnungsgemäße Verwendung von Handschuhen, Haarnetze, Masken und Vorhänge. Alle Werkzeuge sollten, bevor er in contac sterilisiert werdent mit dem Tier. <ol><li> Bewegen Sie das Tier an einen stereotaktischen Rahmen, bis Rückenseite, erhöht in der Mitte Abschnitt von gefalteten Papierhandtücher, um die Krümmung der Wirbelsäule zu übertreiben. Befestigen Sie die Arme und Schwanz mit chirurgischen Band und sichern Sie den Kopf mit einer Zahnklammer. Stabilisierende Ohr Bars sind nicht notwendig für dieses Verfahren. </li><li> Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 3 cm Mittelschnitt zu machen, beginnend direkt unter den Ohren und Schneiden in der kaudal. </li><li> Suchen Sie die Kluft zwischen den 2 großen adipösen Strukturen und benutzen feinen Pinzette in jeder Hand, um diese auseinander zu ziehen. Verbreiten Sie Retraktoren auf das Operationsfeld zu öffnen. </li><li> Unter einem Operationsmikroskop, suchen Sie die prominente Auswuchs Prozess des T2 Wirbel (Hinweis: Diese Funktion ist charakteristisch für den C57BL / 6-Maus-Stamm). Führen Sie eine stumpfe Dissektion mit geschlossener Frühjahr Schere durch die Überlagerung der Muskulatur, um besser zu visualisieren T2. Mit der Pinzette, fühlen für den harten Oberflächen von T3 und T4 die richtige anatomische Lage zu bestätigen. </li><li> Mit Federschere, machen flache seitliche Schnitte (2-3 mm tief) des Bindegewebes zwischen T3 und T4. Aufgrund der natürlichen Abstand zwischen den Wirbeln in der oberen Brustabschnitt der Maus Wirbelsäule ist eine Laminektomie nicht notwendig, offenbaren das Rückenmark. Denken Sie, dass zu tief ein Schnitt wird durchstoßen und beschädigen Sie das Kabel. HINWEIS: Ein kleiner Grad der Blutung ist bei diesem Schritt gemeinsam. Wenn dies geschieht, halten Sie einen Schwamm Speer in den Bereich, bis die Blutungen Subventionen (30-60 s). </li><li> Visualisieren Sie das Rückenmark. Es wird mit einer dicken Schicht aus sichtbar Dura abgedeckt werden, wenn diese Hirnhautschicht wurde noch nicht geschnitten, gleichzeitig jedoch das Kabel. Ein prominenter Blutgefäß läuft Schwanz / rostral durch die ungefähre Mittellinie des Rückenmarks. HINWEIS: Diese Gefäßsystem sollte nicht als ein Wahrzeichen für die Mittellinie verwendet werden. Stattdessen sollte eine ausreichende Beleuchtung der grau-weiße Angelegenheit Grenzen flankieren den dorsalen Säule zu offenbaren, und diese sollten verwendet werden, um die Mittellinie zu schätzen. </li><li> Wenn der Durableibt erhalten, stellen sanfte seitliche Schrammen mit einer 32 G Metallnadel, bis es gelöscht wird. Ziel ist es, die Dura zu entfernen, während nicht schneiden Sie die verbleibenden zugrunde liegenden Hirnhäute, die nicht so dick und schwerer zu finden sind. HINWEIS: Freisetzung von Liquor eine Verletzung der Arachnoidea und während dies ohne mechanische Schädigung des Gewebes auftreten, sollte die akkumulierte Cerebrospinalflüssigkeit mit einem Schwamm Lanze entfernt, um die Oberfläche des schnur besser sichtbar werden. </li><li> Bewegen Sie die Injektionsspritze an Ort und Stelle und langsam absenken, bis die Spitze der Kapillare gerade noch berührt das Rückenmark sofort seitlichen von beiden Seiten der Mittellinie. Verriegeln Sie den Arm in Position. </li><li> Verwenden Sie die abgestufte Messungen der Z-Richtung der stereotaktischen Arm um eine Grundlinie Positionsmessung zu machen. Von diesem Messwert, subtrahieren 1,3 mm. Verwenden Sie eine schnelle und flache Abwärtsbewegung, um das Gewebe zu durchdringen und dann lassen Sie das kapillare, bis die neue Messung erreicht ist. Optional: wenn gewünscht,Läsionen in der dorsalen Säule kann durch das gleiche Stechbewegung an der Mittellinie und einer Tiefe von 0,3 mm (siehe Diskussion für weitere Informationen) erzeugt werden. ANMERKUNG: Diese Werte spezifisch für Injektion zwischen T3 und T4. Wenn die Entscheidung, um die Injektion an irgendeiner anderen Stelle in der Wirbelsäule durchzuführen, müssen diese Werte von allen verfügbaren Mausgehirnatlas abgeleitet werden. </li><li> Verwenden Sie die Mikromanipulator in der ventralen Rückenmark weißen Substanz drücken Lysolecithin. Make 1 Drehung der Mikromanipulator alle 5 Sekunden 2 Minuten, was zu einem Endvolumen von 0,5 &amp; mgr; l. Verlassen Sie die Kapillare in Platz für 2 weitere Minuten, um Rückfluss von Lösung zu verhindern, und dann vorsichtig die Kapillare. </li><li> Binden Sie einen einzigen Faden in der Überlagerung der Wirbelsäule Muskel / Fettgewebe. Verwenden Sie eine nicht-Knopfnaht, um die Haut zu schließen. Anwenden mehr Jod Inzisionsstelle. </li><li> Legen Sie das Tier in einem beheizten Rückgewinnungskammer, bis sie wieder, dann wieder in seinem Käfig. Bewerben Analgetika post-operativ nach institutionellen Tierpflegevorschriften. Zusätzliche postoperative Pflege ist in der Regel nicht erforderlich, da die Tiere uneingeschränkt gehfähig und in der Lage, selbst Fress- und Trink, sobald sie aus der Narkose. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang für die restlichen Tiere. HINWEIS: Mit Kompetenz, der Betrieb kann in 10-15 Minuten pro Tier vor allem mit Hilfe einer zweiten Person zu binden Nähten abgeschlossen sein. Das gleiche Glaskapillare können für ca. 15-20 Operationen verwendet werden, bevor die Spitze stumpf und muss ersetzt werden. Steueroperationen können identisch ausgeführt werden, wie beschrieben, mit einer Injektion von PBS in das Rückenmark statt Lysolecithin. Wir empfehlen nicht, die Reinigung der Kapillaren für die zukünftige Verwendung. </li></ol> 4. Die Gewebeverarbeitung und -analyse <ol><li> Opfern die Tiere mit einer intraperitonealen Dosis von Ketamin (500 mg / kg) und Xylazin (25 mg / kg) in gewünschten Zeitpunkten. Läsionen in der foll entwickeln typischerweiseaufgrund Weise: 1-3 Tage, aktive Demyelinisierung; 3-7 Tage, OPC-Einstellung; 7-10 Tage, Oligodendrozyten-Differenzierung; 10-21 Tage, aktiv Remyelinisierung 2,10,11. </li><li> Um Gewebe für die Histologie vorbereitet, zunächst eine transkardialer Perfusion 12 führen mit 20 ml RT PBS, gefolgt von 20 ml eiskaltem 4% Paraformaldehyd in PBS. Für die Herstellung von Harz eingebetteten Gewebe für halb- oder ultradünne Schnitte, siehe Schritt 4.9. </li><li> Entfernen Sie das Rückenmark mit gebogenen Knochen Schere, um durch die einzelnen Wirbel ab zervikalen Ende der Wirbelsäule und Arbeiten bis in den unteren Brust Ebene geschnitten. Fixieren die Rückenmark O / N in 4% Paraformaldehyd in PBS bei 4 ° C. Schalten Sie die Kabel auf 30% Saccharose in PBS bei 4 ° C für mindestens 72 Stunden. </li><li> Identifizieren der Injektionsstelle nach einer Anomalie auf der dorsalen Oberfläche des Rückenmarks. Schneiden Sie ein 3 mm Gewebestück (mit der Injektionsstelle in der Mitte) und in cryomolds, die optimale Schnitttemperatur (OAT) co richten Sie die Stückempound. Hängen Sie die Unterseite der cryomolds in einem gekühlten Mischung aus 2-Methyl und Trockeneis, bis der Oktober vollständig gefroren ist. Bei -80 ° C bis zu seiner Sektion. </li><li> Abschnitt der Rückenmark auf einem Kryostaten bei einer Breite von 20 &amp; mgr; m auf Objektträgern und an der Luft trocknen O / N vor dem Speichern der Objektträger bei -20 ° C. </li><li> Detect Läsion Lage und Größe mit einem Eriochrom Cyanin histologische Fleck von Myelin 13. Führen Sie alle Schritte bei Raumtemperatur. Luft trocknen Folien für 30 min. Die Objektträger in Klärmittel für 1 min, gefolgt von Rehydratisierung in abgestuften Ethanollösungen (100%, 95%, 90%, 70%, 50%, Wasser) für jeweils 1 min. <ol><li> Die Objektträger in Eriochrome Cyanin-Lösung für 15 min, gefolgt von einer 1 min mit Wasser gewaschen. Differenzieren in 0,5% Ammoniumhydroxid für 10 sec, gefolgt von einer 1 min mit Wasser gewaschen. Entwässern in abgestuften Ethanollösungen (in umgekehrter Reihenfolge wie oben beschrieben) für 1 min jeweils, Deckglas mit Montage Medien und Bild auf einer Hellfeld-mikop. </li></ol></li><li> Verwenden Sie die Immunhistochemie auf Axone und Myelin zu visualisieren. Luft trocknen Folien für 30 min. Entwässern mit abgestuften Ethanol (Wasser, 50%, 70%, 90%, 95%, 100%) für jede 2 Minuten bei Raumtemperatur und dann in umgekehrter Reihenfolge wieder zu Wasser. Dieser Schritt führt zu einer höheren Auflösung der einzelnen Ringe 14 Myelin. <ol><li> Blockieren nicht-spezifischer Antikörper-Wechselwirkungen unter Verwendung von 10% Ziegenserum und 0,25% Triton X-100 in PBS für 60 min bei RT. Verdünnte primäre Antikörper (Maus-anti-SMI312 1: 2.000 Kaninchen-Anti-MBP 1: 1000) in PBS und Inkubation auf Folien O / N bei 4 ° C. </li><li> Für 5 min mit PBS bei RT Waschen 5mal. Verdünnte sekundäre Antikörper (Alexa 488-Anti-Kaninchen 1: 500, Alexa 546-Anti-Maus 1: 500) in PBS und Inkubation auf Objektträgern für 60 min bei RT. Für 5 min mit PBS bei RT Waschen 5mal. Halterung gleitet mit Deckgläschen mit Gelvatol und Bild auf einem Fluoreszenzmikroskop. </li></ol></li><li> Immunhistochemie an Zellen des Oligodendrozyten-Linie sichtbar. Befolgen Sie die Anweisungen für step 4,7 Weglassen der Dehydratisierung / Rehydratisierung Schritt und unter Verwendung von 10% Pferdeserum anstelle von Ziegenserum. Verwenden Sie die folgenden primären Antikörper Verdünnungen: Ziege-Anti-PDGFRα 1: 100, Maus-Anti-A1 1: 200, Kaninchen-Anti-Olig2 1: 200. Verwenden Sie die folgenden sekundären Antikörperverdünnungen: Alexa 488 Anti-Ziege 1: 500, Alexa 594-Anti-Maus 1: 500, Alexa 647-Anti-Kaninchen 1: 500. </li><li> Um Gewebe für halb- oder ultradünne Schnitte vorzubereiten, zuerst eine transkardialer Perfusion 12 führen mit 20 ml RT PBS, gefolgt von 20 ml eiskaltem 4% Paraformaldehyd / 1% Glutaraldehyd in PBS. Entfernen des Rückenmarks, wie in Schritt 4.3 beschrieben. Fix O / N in 4% Paraformaldehyd / 1% Glutaraldehyd in PBS bei 4 ° C. </li><li> Identifizieren Sie die Injektionsstelle, wie in Schritt 4.4 beschrieben. Schneiden Sie ein 1 mm Stück mit dem Gewebe der Injektionsstelle. Zusätzlich 1 mm Blöcke auf jeder Seite der Läsion, wenn gewünscht, hergestellt werden, sowie. </li><li> In einer Abzugshaube, fügen Sie das 10-fache Volumen 1% Osmiumtetroxid / 1,5% Kaliumferrocyanid auf jeden Block auf dem Eisfür 60 min. HINWEIS: Osmiumtetroxid ist eine hochgiftige Substanz, und sollte mit äußerster Vorsicht behandelt werden. Alle Materialien, die in Kontakt mit Osmiumtetroxid sollte in Maisöl (das doppelte Volumen wie Osmiumtetroxid-Lösung) zur Neutralisation platziert werden. </li><li> Waschen Korden 3 mal mit 0,2 M Cacodylat 10 min bei RT, Verwerfen in Maisöl. Entwässern mit abgestuften Ethanollösungen (Wasser, 50%, 70%, 90%, 2-mal mit 95%, 2-mal mit 100% 2-mal mit Propylenoxid) für 10 Minuten bei RT. </li><li> Betten Sie Kabel in Harz nach Herstellerangaben. </li><li> Schneiden Blöcke auf einem Ultramikrotom und montieren Schnitte auf Wassertropfen auf Objektträgern. Objektträger auf eine heiße Platte (ca. 50 ° C) bis zur Trockne. </li><li> Visualisieren Myelin durch Zugabe einiger Tropfen von 1% Toluidinblau / 2% Borax-Lösung auf die Objektträger für 10-15 sec bei 50 ° C. Mit Wasser abspülen, trocken und Deckglas mit Montage Medien. Bildausschnitte auf einem Hellfeld-Mikroskop. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Eine Reihe von Tiermodellen wurden entwickelt, um MS, die meisten erkennbar der experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis (EAE) Modell zu studieren. In EAE sind Nagetiere gegen ein Fragment eines Myelin-Peptid und entzündlichen Läsionen Entwicklung manifestiert sich in aufsteigenden Lähmungen zu unterziehen. Während dieses Modell als hilfreich präklinische Prüfung von immunmodulatorischen MS Medikamente, ist es nicht ideal für das Studium Remyelinisierung aus drei Gründen: Erstens ist die Lage der entzündlichen Läsionen etwas zufällig, und Ortung Läsionen bei der Verarbeitung von Gewebe für die halb- oder ultradünnen Abschnitte kann eine Herausforderung sein. Der zweite ist, dass die Remyelinisierung tritt über einen bestimmten Zeitverlauf und die genaue Alter eines einzelnen EAE Läsion nicht ohne kontinuierliche nichtinvasive Magnetresonanztomographie bekannt sein. Das dritte ist, dass die Remyelinisierung ist ein natürlich auftretendes Phänomen in Nagetieren und der Nachweis Remyelinisierung nach Wirkstoffbehandlung in EAE kann ein primäres Ergebnis der Arzneimittel sein, aber inStatt ein sekundäres Phänomen der Verringerung der Entzündung. Ein anderes übliches Verfahren zur Herstellung von Demyelinisierung durch Einführen des Kupferchelatbildners Cuprizon in der Nahrung erzielt. Dies führt zu einer weit verbreiteten Demyelinisierung, insbesondere im Corpus callosum. Es gibt Beschränkungen bei der Untersuchung des Corpus callosum als Ort der Remyelinisierung aus den folgenden Gründen: Erstens Axon Durchmesser (und somit Myelindicke) kleiner sind als bei anderen ZNS-Regionen, und dadurch dünn remyelinated Scheiden können nicht von denen, die nie demyelinisierten waren sein. Zweitens, weil die Maus Balken enthält&gt; 70% marklosen Axonen 16, kann es nicht klar, ob ein remyelinated Segment gilt Reparatur geschädigter Myelin oder De-novo-Synthese Myelin im Erwachsenen, die in der Regel tritt auf, 17 sein. Es ist unsere Überzeugung, dass das beste Modell für die Untersuchung Remyelinisierung ist die direkte Injektion von Toxinen, entweder Lysolecithin, ethidium Bromid-, oder andere, in die Schwanzhirnschenkel 18 oder dem Rückenmark der weißen Substanz. Der frühere Ort wird nur durch präzise 3-Dimension stereotaktische Injektion gelöst und auf größere Nagetiere (Ratten) aufgrund der geringen Größe der Kleinhirnstiele beschränkt. Dies schließt die umfangreichen Ressourcen von transgenen Mäusen, bei der Untersuchung De- und Remyelinisierung. Das Rückenmark enthält jedoch viele große weiße Substanz Striche, die leicht zugänglich sind operativ. Räume zwischen den Wirbeln im rostralen thorakalen Segment ermöglicht Belichtung des Rückenmarks, ohne die Notwendigkeit für eine Laminektomie, die ein notwendiger Schritt bei kaudalen thorakalen chirurgischen Verfahren ist. Ein Vorteil der speziell auf die ventrale weißen Substanz ist, dass die Axone sind gleichmäßig größer ist als die dorsale weißen Substanz, so dass die Quantifizierung der Remyelinisierung ein eindeutiger Aufgaben ähnlich wie die Herausforderungen im Zusammenhang mit den Balken verbunden. Darüber hinaus macht die ventrale weißen Substanz eine viel größere tArget Bereich zu injizieren; mehrere hundert Mikrometer seitlich im dorsalen Bereich würde die Kapillare außerhalb der Kolonne zu platzieren, während die gleiche Abweichung ventral würde immer noch eine herausragende demyelinisierende Läsionen zu erzeugen. Einige Protokolle injizieren Lysolecithin sowohl in die dorsalen und ventralen Spalten derselben Tier 19. Dies kann sowohl die Wahrscheinlichkeit einer richtigen Kapillare Platzierung und die Anzahl der messbaren Läsionen in weniger Tiere zu erhöhen. Während die vorgestellten aktuellen Daten ist von 8 bis 10 Wochen alten Tieren zum Zeitpunkt der Operation haben wir hatten auch Erfolg mit dem gleichen Verfahren auf 8-10 Monate alten Mäusen, in denen die Remyelinisierung wird als deutlich langsamer 4 beschrieben. Die Quantifizierung der Remyelinisierung ist keine triviale Aufgabe. Eine zentrale Dogma postuliert, dass remyelinated Segmente kürzer und dünner im Durchschnitt als gesunde und damit g-Ratio-Berechnungen (Axondurchmesser geteilt durch Axon Myelin + Durchmesser) der Querschnittshalb or Ultradünnschnitte wurden Standardverfahren geworden. Es ist jedoch bekannt, dass remyelinated Segmente verdicken mit der Zeit 2 und eine kürzlich durchgeführte Studie mit einer transgenen Reporter remyelinisierende Oligodendrozyten legt nahe, dass viele Internodien schließlich nicht von Steuer 20 geworden. Quantifizieren der Anzahl reifer Oligodendrocyten innerhalb der Läsion ist ein indirekter Weg zur Reparatur zu messen, wie Oligodendrozyten geeignet ist, eine große Anzahl an Internodien, und ein signifikanter Anteil der Remyelinisierung-je nach Modell verwendet, kann von Schwann-Zellen 3 auftreten. Natürlich, wie Remyelinisierung wurde zur Wiederherstellung der saltatory Leitung 21 in Verbindung gebracht worden, die endgültige Metrik Reparatur würde funktionelle Erholung von neurologischen Defiziten sein. Während Remyelinisierung wurde auf Wiederherstellung der Funktion bei einigen Arten 22,23 in Verbindung gebracht worden, es war nicht ein Standardverfahren in murinen Lysolecithin Studien geworden. Dies ist wahrscheinlich auf einen Mangel an offenen observLage Defizite entweder von dorsal oder ventral Läsionen im Vergleich zu robusteren Demyelinisierung Modelle wie EAE und sogar Cuprizon. Wir glauben, dass funktionelle Defizite von Lysolecithin Einspritzung und anschließende Erholung mit Remyelinisierung resultierenden, nur zu beobachten sein mit empfindlichen Tests feiner sensomotorische Funktion. Eine PubMed-Suche von &quot;Remyelinisierung&quot; neben einem der oben genannten, wenn auch eine brüske methodischen Ansatz Tiermodellen, zeigt weniger Suchtreffer für Lysolecithin (109) gegenüber EAE (188) und Cuprizon (197). Wenn unser Argument, dass Lysolecithin Demyelinisierung ist die überlegene Ansatz für das Studium Remyelinisierung, warum ist es die am wenigsten diskutiert? Vielleicht eine Besorgnis für die Verwendung dieser Methode beruht auf dem Glauben, der technischen Schwierigkeiten bei der Durchführung der Operation. In Wirklichkeit ist dieses Verfahren schnell, kostengünstig, und ist nicht schwieriger als Routine Gewebedissektion, Materialien, die alle handels sind erforderlichüblichen. Es ist unsere Hoffnung, dass dieses Protokoll beweist, nützlich für diejenigen, die diese leistungsstarke Modell in ihr Repertoire für die Untersuchung der spannenden und wachsenden Bereich der Myelinreparatur hinzufügen möchten.

Multiple Sklerose (MS) ist eine chronische demyelinisierende Erkrankung des zentralen Nervensystems (ZNS), die durch Immunzellinfiltration und die Plaques enthaltenden verloren Myelin Oligodendrozyten Axonen und Nervenzellen. Die meisten Patienten haben einen Krankheitsverlauf, bestehend aus entzündlichen Schübe begleitet von einer Vielzahl von neurologischen Symptome, gefolgt von Perioden der Remission. Über die Hälfte dieser Patienten schließlich den Übergang zu einer sekundär progredienten Stadium ohne erkennbare Rückfälle, aber kontinuierlichen Rückgang neurologischen. Es wird angenommen, daß diese fortschreitende Verschlechterung aufgrund axonale Schäden und Verluste ist, beigetragen teilweise durch chronische Demyelinisierung. Strategien, um verlorene Myelin wiederhergestellt werden daher als ein viel versprechender Behandlungsansatz bis zur Krankheitsprogression zu verzögern und vielleicht umkehren neurologische Symptome. Remyelinisierung ist ein körpereigenes Reparaturreaktion im ZNS, wobei neue Myelinscheiden aus rekrutiert Oligodendrozyten-Vorläuferzellen erzeugt(OPC), die in Myelin bildenden Oligodendrozyten differenzieren. Remyelinisierung hat in Tiermodellen gezeigt, recht robust 1-3, jedoch sinkt die Effizienz mit dem Alter 4 zu sein. Tatsächlich tritt Remyelinisierung beim Menschen, obwohl es nicht vollständig in der Mehrzahl von MS-Patienten 5 ist. Alle derzeit verfügbaren Medikamente für MS in erster Linie zielen die aberrante Immunkomponente der Erkrankung und, während effektiv bei der Reduzierung Rückfälle, nicht merklich verzögert Fortschreiten der Krankheit. Die nächste Generation von therapeutischen Strategien für die Behandlung von MS werden Fortschritte in der Immunmodulation mit Verbesserung des endogenen Remyelinisierung um beide Schübe und Progression 6 verhindern integrieren. Eine Methode, um zu studieren De- und Remyelinisierung im Zentralnervensystem beinhaltet die direkte Injektion der Waschmittel Lysophosphatidylcholin (Lysolecithin) in das Rückenmark weißen Substanz 1,3,7. Dieses Verfahren erzeugt eine gut charakterisierte demyelinating Verletzungen hauptsächlich aus Makrophagen / Mikroglia-Infiltration und Aktivierung 8,9, reaktive Astrogliose, Störung des axonalen Homöostase / axonalen Verletzungen und OPC-Proliferation und Migration 10. Die Läsion vorhersehbar entwickelt sich über einen Zeitraum von ein paar Wochen, und ist schließlich in der Lage, vollständig remyelinisierende. Diese Methode ist besonders nützlich bei der Untersuchung der Choreografie der Ereignisse in De- und Remyelinisierung beteiligt gewesen. Weiterhin hat sich als Instrument für die präklinische Prüfung von Kandidaten Therapien angenommen worden, um die Reparatur zu beschleunigen nach einer demyelinisierenden Beleidigung.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="815">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:199px;">Company</td>
			<td style="width:163px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:239px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">spring scissors</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:163px;">15004-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">forceps</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:163px;">11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">retractor</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:163px;">17003-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">clippers</td>
			<td style="width:199px;">Philips</td>
			<td style="width:163px;">QG3330</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">heating recovery chamber</td>
			<td style="width:199px;">Peco Services</td>
			<td style="width:163px;">V1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">surgical tape</td>
			<td style="width:199px;">3M</td>
			<td>1527-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">scalpel handle</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">scalpel blade</td>
			<td style="width:199px;">Feather</td>
			<td>No. 15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">sponge spear</td>
			<td style="width:199px;">Beaver Visitec</td>
			<td>581089</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">5-0 Vicryl sutures</td>
			<td style="width:199px;">Ethicon</td>
			<td>J511G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">curved ToughCut spring scissors</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td>15123-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">32 gauge metal needle</td>
			<td style="width:199px;">BD</td>
			<td style="width:163px;">305106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle holders</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:163px;">12002-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">angled forceps</td>
			<td style="width:199px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:163px;">11251-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">cotton tipped applicator</td>
			<td style="width:199px;">Puritan</td>
			<td style="width:163px;">806-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">gauze pads</td>
			<td style="width:199px;">Safe Cross First Aid</td>
			<td style="width:163px;">3763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">10 &#956;L syringe</td>
			<td style="width:199px;">Hamilton</td>
			<td style="width:163px;">7635-01</td>
			<td style="width:239px;">make sure to purchase the microliter, not gastight syringe</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:216px;">compression fitting</td>
			<td style="width:199px;">Hamilton</td>
			<td style="width:163px;">55750-01</td>
			<td style="width:239px;">contains the 2 ferrules and removable nut, but the nut that comes with the 10 &#956;L syringe is a tighter fit</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:216px;">priming kit</td>
			<td style="width:199px;">Hamilton</td>
			<td style="width:163px;">PRMKIT</td>
			<td style="width:239px;">contains the priming syringe, removable hub needle and the rubber discs</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:216px;">pre-pulled glass capillaries</td>
			<td style="width:199px;">WPI</td>
			<td style="width:163px;">TIP10TW1 (pack of 10)</td>
			<td style="width:239px;">contains capillaries with 10 &#956;m inner diameter. 30 &#956;m inner diameter also work (TIP30TW1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">stereotactic frame</td>
			<td style="width:199px;">David Kopf instruments</td>
			<td style="width:163px;">Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ultrasonic cleaner</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FS-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:216px;">Tissue-Tek optimal cutting temperature (OCT) compound</td>
			<td style="width:199px;">VWR</td>
			<td style="width:163px;">25608-930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Tissue-Tek intermediate cryomold</td>
			<td style="width:199px;">VWR</td>
			<td style="width:163px;">25608-924</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">cryostat</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">microscope slides</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48311-703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bright field microscope</td>
			<td>Olympus&#160;</td>
			<td>BX51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ultramicrotome</td>
			<td>Leica EM UC7</td>
			<td>EM UC7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Lysophosphatidylchoine</td>
			<td style="width:199px;">Sigma</td>
			<td style="width:163px;">L1381</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2-methylbutane</td>
			<td style="width:199px;">Sigma</td>
			<td style="width:163px;">M32631</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Triton x-100</td>
			<td style="width:199px;">Sigma</td>
			<td style="width:163px;">X-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">goat serum</td>
			<td style="width:199px;">Sigma</td>
			<td style="width:163px;">G9023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse anti-SMI312 antibody</td>
			<td style="width:199px;">Covance</td>
			<td style="width:163px;">SMI-312R</td>
			<td>1:2000 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rabbit anti-MBP antibody</td>
			<td style="width:199px;">Abcam</td>
			<td style="width:163px;">AB40390</td>
			<td>1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Goat anti-PDGFR&#945; antibody</td>
			<td style="width:199px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:163px;">AF1062</td>
			<td>1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Rabbit anti-Olig2 antibody</td>
			<td style="width:199px;">Millipore</td>
			<td style="width:163px;">AB9610</td>
			<td>1:200 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse anti-CC1 antibody</td>
			<td style="width:199px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:163px;">OP80</td>
			<td>1:200 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit IgG</td>
			<td style="width:199px;">Life technologies</td>
			<td style="width:163px;">A-11008</td>
			<td>1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Alexa Fluor 546 goat anti-mouse IgG</td>
			<td style="width:199px;">Life technologies</td>
			<td style="width:163px;">A-11003</td>
			<td>1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Alexa Fluor 488 donkey anti-goat IgG</td>
			<td style="width:199px;">Jackson Immuno</td>
			<td style="width:163px;">705-546-147</td>
			<td>1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Alexa Fluor 594 donkey anti-mouse IgG</td>
			<td style="width:199px;">Jackson Immuno</td>
			<td style="width:163px;">715-586-151</td>
			<td>1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Alexa Fluor 647 donkey anti-rabbit IgG</td>
			<td style="width:199px;">Jackson Immuno</td>
			<td style="width:163px;">711-606-152</td>
			<td>1:500 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS</td>
			<td>Oxoid</td>
			<td>BR0014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">isopropyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>109827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">ketamine</td>
			<td>CDMV</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">xylazine</td>
			<td>CDMV</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">iodine</td>
			<td>West Penetone</td>
			<td>2021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vaseline petroleum jelly</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA05971</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">sucrose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eriochrome Cyanine R</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>32752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">sulfuric acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>320501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">iron(III) chloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>157740</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">ammonium hydroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>320145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Acrytol</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td>3801700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Citrisolv</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-143-975</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">horse serum</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H0146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glutaraldehyde</td>
			<td>Electron Micrscopy Sciences</td>
			<td>16220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">osmum tetroxide</td>
			<td>Electron Micrscopy Sciences</td>
			<td>19150</td>
			<td>highly toxic</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">potassium hexacyanoferrate (II) trihydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P3289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">corn oil</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C8267</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">polyvinyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P8136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glycerol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G9012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">cacodylic acid</td>
			<td>Electron Micrscopy Sciences</td>
			<td>12300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">propylene oxide</td>
			<td>Electron Micrscopy Sciences</td>
			<td>20401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">EMBED kit</td>
			<td>Electron Micrscopy Sciences</td>
			<td>14120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Toluidine Blue O</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T3260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Sodium tetraborate decahydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S9640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Recipes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Eriochrome cyanine solution</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ingredient</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td>Amount to add</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eriochrome Cyanine R</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;">0.8 g</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">sulfuric acid</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;">400 mL 0.5%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">iron(III)chloride</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;">20 mL 10%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">water</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;">80 mL</td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td height="121" style="height:121px;width:216px;">*add eriochrome cyanine to sulfuric acid, followed by iron(III) chloride and water. Solution can be kept after use. Make fresh once per year.</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Gelvatol</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:239px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ingredient</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td>Amount to add</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td>140 mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">polyvinyl alcohol</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td>20 g</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glycerol</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td>40 g</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:216px;">*mix well, place at&#160; 37 &#176;C overnight, centrifuge at 1960xg 30 min, aliquot into 40 tubes</td>
			<td style="width:199px;"></td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

experimental demyelination and remyelination of murine spinal cord by focal injection of lysolecithin

Multiple Sklerose ist eine entzündliche demyelinisierende Erkrankung des zentralen Nervensystems, gekennzeichnet durch die Bildung von Plaque, verloren geht Oligodendrozyten Myelin, Axonen und Nervenzellen. Remyelinisierung ist ein körpereigenes Reparaturmechanismus, wodurch neue Myelin wird im Anschluss an die Proliferation, Rekrutierung und Differenzierung der Oligodendrozyten-Vorläuferzellen in Myelin bildenden Oligodendrozyten produziert und ist notwendig, um Axone vor weiteren Schäden zu schützen. Derzeit werden alle Therapeutika für die Behandlung von Multipler Sklerose zielen auf den aberranten Immunkomponente der Erkrankung, die entzündliche Schübe zu verringern, aber nicht verhindern, dass das Fortschreiten zu irreversiblen neurologischen Verfall. Es ist daher unerlässlich, dass die Remyelinisierung fördernde Strategien entwickelt, die den Krankheitsverlauf verzögern kann und vielleicht umkehren neurologische Symptome werden. Mehrere Tiermodelle der Demyelinisierung existieren, einschließlich experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis und curprizone; jedoch gibt es Begrentungen in ihrer Verwendung für das Studium Remyelinisierung. Ein robusteres Ansatz ist die Brenn Injektion von Toxinen in das Zentralnervensystem, einschließlich der Waschmittel Lysolecithin in das Rückenmark der weißen Substanz von Nagetieren. In diesem Protokoll zeigen wir, dass das chirurgische Verfahren im Injizieren Lysolecithin des ventralen weißen Substanz von Mäusen beteiligt ist schnell, kostengünstig und erfordert keine zusätzlichen Materialien als die im Handel erhältlich. Dieses Verfahren ist nicht nur wichtig für die Untersuchung der normalen Ereignissen in der Remyelinisierung Prozess beteiligt, sondern auch als eine vorklinische Werkzeug zum Screenen von Kandidaten Remyelinisierung fördernde Therapeutika.

Brenn Injektion von Lysolecithin des ventralen weißen Substanz erzeugt eine diskrete demyelinisierende Läsion, die über eine Strecke von etwa 3 mm (2) detektierbar ist. Immunhistochemische Färbung der Läsion Kern für Myelin (MBP) und Axonen (SMI312) zeigt Axonen von Myelin bei 7 Tagen (Abbildung 3) abgestreift wurden. Von 14 Tagen werden viele Axone von MBP-positive Ringe, die das Auftreten von Remyelinisierung schlägt umgeben. Anfärben von Zellen des Oligodendrozyten Linie (PDGFRα, Olig2, CC1), gibt es eine signifikante Zunahme sowohl der Gesamtzahl der Zellen am Tag 14 im Vergleich zu 7 Tagen, sowie die Verteilung der reifen Oligodendrocyten Vergleich zu OPCs (Figur 4) . In Übereinstimmung mit diesem Befund Semidünnschnitte mit Toluidinblau gefärbt zeigen das Vorhandensein von dünnen Myelinhüllen nach 14 Tagen, die selten bei 7 Tagen (Abbildung 5) detektiert werden, was anzeigt, dass diese i remyelinatednternodes. Das Verfahren ist sehr gut reproduzierbar zwischen Tieren. Variation tritt auf, wenn schwere Atmung verändert die stationäre Position der Kapillare, das ist in der Regel kein Problem mit ausreichenden Sedierung. Beschädigung Axone erscheint minimal sein, außer in der Mitte der Läsion, die sich seit der frühesten Verwendung des Modells 1 beschrieben wurde. Wir glauben, dass diese gegen mechanische Schädigung der Glaskapillare, da sie auch beobachtet werden in PBS injizierten Kontrollen. Dennoch tendiert Variabilität klein sein, und wir und andere mit einem ähnlichen Verfahren Unterschiede zwischen Versuchsbedingungen mit nur 4 Tieren pro Gruppe 15 erfaßt haben. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52679/52679fig1.jpg" /> Abbildung 1. Montage der Injektionsspritze. (A) Die Mutter des Injektionsspritze wird auf t Gewinde<html> er flache Ende der Glaskapillare, gefolgt von dem 2 Ferrulen sind, daß ihre Passungsenden Verriegelung. Sobald die Kapillare fest im konischen Hülse eng ist die Baugruppe handfest auf das Ende der Injektionsspritze eingeschraubt. (B) Stück das Zentrum einer Gummischeibe mit dem Metall-Hub Nadel an der Spritze befestigt Grundierung und schieben Sie sie bis zum die Basis. (C) herausziehen Lysolecithin Lösung in die Grundierung Spritze. (D) die Grundierung Spritze vorsichtig drücken, bis der erste Tropfen Lysolecithin an der Spitze der Nadel sichtbar ist. (E) Legen Sie die Priming-Spritze in den Lauf von der Einspritz Spritze, so dass eine feste Dichtung mit der Gummischeibe. Die Lösung vorsichtig zu drücken, bis es mit dem Ende der Kapillare läuft. Vorsichtig ziehen Sie die Grundierung Spritze und gleichzeitig Druck auf den Kolben, um das Metall-Hub Nadel, ohne dabei Luftblasen in die Injektionsspritze entfernen.Upload / 52.679 / 52679fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52679/52679fig2.jpg" /> Abbildung 2. Representative Lysolecithin Läsion mit Erio- chromcyanin gefärbt. Serienschnitte eines charakteristischen Lysolecithin Läsion an 14 Tagen mit Erio- chromcyanin gebeizt (400 &amp; mgr; m voneinander entfernt), um Myelin (blau) sichtbar zu machen. Beachten Sie, dass Demyelinisierung auf der ventralen weißen Substanz beschränkt und dass die Läsion erstreckt sich über etwa 3 mm im rostralen / kaudal. Maßstabsbalken = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52679/52679fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52679/52679fig3.jpg" /> Abbildung 3. Axone und Myelin indie Lysolecithin Modell. (A) Ein Schein (PBS) injiziert Rückenmark nach 7 Tagen zeigt gesunde Axone, die von Myelin Ringen umgeben sind. (B) A Lysolecithin Läsion nach 7 Tagen zeigt entblößt Axone als auch abgebaut Myelin. (C) Nach 14 Tagen ein Anteil der Axone (Beispiele mit weißen Pfeilen bezeichnet) mit dem Wiederauftreten von Myelin Ringe verbunden. Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52679/52679fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="4" src="/files/ftp_upload/52679/52679fig4.jpg" /> Abbildung 4. Oligodendrocyte Linie Zellen im Lysolecithin Modell. (A, C) nach 7 Tagen, es gibt eine größere Darstellung PDGFRα + OPCs (weiße Balken), bezogen auf A1 + Oligodendrozyten (magenta Balken); die Zahlen in den Balken geben Prozentsätze. Olig2 wurde untersuchtBestätigen Färbung von Oligodendrozyten Linie Zellen. (B, C) ​​Nach 14 Tagen gibt es einen signifikanten Anstieg in der Gesamtzahl der Oligodendrozyten Linie Zellen im Vergleich zu 7 Tagen (p &lt;0,05, zweiseitiger t-Test, n = 4 pro Gruppe ). Es gibt auch einen signifikanten Anstieg in der Verteilung der Oligodendrozyten OPCs nach 14 Tagen im Vergleich zu 7 Tagen (p &lt;0,0001, Fisher-Exact-Test). Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m. Jedes Feld wird in einem Original-Vergrößerung von 60X eingefangen. Werte sind Mittelwerte ± SD. * Bedeutet, p &lt;0.05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52679/52679fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/52679/52679fig5.jpg" /> Abbildung 5. Remyelinisierung im Lysolecithin Modell. (A) eine Querschnitts Toluidinblau gefärbt Semidünnschnitt der ventralen weißen Substanz in einem healthy Maus zeigt Axone über einen weiten Bereich von Kaliber mit entsprechenden Myelindicke. (B) nach 7 Tagen, ein Mangel an Myelinscheiden ist neben einem nicht betroffenen Gebiet (rechts unten) beobachtet. (C) Nach 14 Tagen dünn markScheiden ( Beispiele mit roten Pfeilen gekennzeichnet) erscheinen in der gesamten Läsion, was auf remyelinated Segmenten. Maßstabsbalken = 10 &amp; mgr; m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52679/52679fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a>

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Experimental Demyelination and Remyelination of Murine Spinal Cord by Focal Injection of Lysolecithin

Demyelinating diseases can be modeled in animals by focal application of lysolecithin into the CNS. A single injection of lysolecithin into mouse spinal cord produces a lesion that spontaneously repairs over time. The goal is to study factors involved in de- and remyelination, and to test agents for enhancing repair.

Experimentelle Demyelinisierung und Remyelinisierung von Murine Rückenmark von Focal Injektion von Lysolecithin

Multiple sclerosis is an inflammatory demyelinating disease of the central nervous system characterized by plaque formation containing lost ...

experimental-demyelination-remyelination-murine-spinal-cord-focal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

26.7K Aufrufe.  Hotchkiss Brain Institute at University of Calgary. Demyelinating diseases can be modeled in animals by focal application of lysolecithin into the CNS. A single injection of lysolecithin into mouse spinal cord produces a lesion that spontaneously repairs over time. The goal is to study factors involved in de- and remyelination, and to test agents for enhancing repair.

Serie: Experimental Demyelination and Remyelination of Murine Spinal Cord by Focal Injection of Lysolecithin

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

Dissection und Kultur kommissuralen Nervenzellen aus embryonalen Rückenmark

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Forschung

Neurowissenschaften

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

Stereotaktische Injektion eines viralen Vektors für Conditional Gene Manipulation im Maus-Rückenmark

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Experimental Strategies to Bridge Large Tissue Gaps in the Injured Spinal Cord after Acute and Chronic Lesion

After a spinal cord injury (SCI) a scar forms in the lesion core which hinders axonal regeneration. Bridging the site of injury after an insult to the spinal cord, tumor resections, or tissue defects resulting from traumatic accidents can aid in facilitating general tissue repair as well as regenerative growth of nerve fibers into and beyond the affected area. Two experimental treatment strategies are presented: (1) implantation of a novel microconnector device into an acutely and completely transected thoracic rat spinal cord to readapt severed spinal cord tissue stumps, and (2) polyethylene glycol filling of the SCI site in chronically lesioned rats after scar resection. The chronic spinal cord lesion in this model is a complete spinal cord transection which was inflicted 5 weeks before treatment. Both methods have recently achieved very promising outcomes and promoted axonal regrowth, beneficial cellular invasion and functional improvements in rodent models of spinal cord injury.
The mechanical microconnector system (mMS) is a multi-channel system composed of polymethylmethacrylate (PMMA) with an outlet tubing system to apply negative pressure to the mMS lumen thus pulling the spinal cord stumps into the honeycomb-structured holes. After its implantation into the 1 mm tissue gap the tissue is sucked into the device. Furthermore, the inner walls of the mMS are microstructured for better tissue adhesion.
In the case of the chronic spinal cord injury approach, spinal cord tissue - including the scar-filled lesion area - is resected over an area of 4 mm in length. After the microsurgical scar resection the resulting cavity is filled with polyethylene glycol (PEG 600) which was found to provide an excellent substratum for cellular invasion, revascularization, axonal regeneration and even compact remyelination in vivo.

Severe spinal cord injuries often result in tissue defects. Two possibilities are described to successfully bridge such gaps to promote tissue adaptation, regenerative responses and functional improvement in rats via implantation of a mechanical microconnector system after acute injury and five weeks after complete spinal cord transection.

Experimentelle Strategien große Gewebelücken in das verletzte Rückenmark nach akutem zu überbrücken und chronische Lesion

After a spinal cord injury (SCI) a scar forms in the lesion core which hinders axonal regeneration. Bridging the site of injury after an insult to the ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Neuronalen Aktivität im primären somatosensorischen Cortex mit Thy1Imaging-GCaMP6s transgene Mäuse

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Rat Model of Widespread Cerebral Cortical Demyelination Induced by an Intracerebral Injection of Pro-Inflammatory Cytokines

Multiple sclerosis (MS) is the most common immune-mediated disease of the central nervous system (CNS) and progressively leads to physical disability and death, caused by white matter lesions in the spinal cord and cerebellum, as well as by demyelination in grey matter. Whilst conventional models of experimental allergic encephalomyelitis are suitable for the investigation of the cell-mediated inflammation in the spinal and cerebellar white matter, they fail to address grey matter pathologies. Here, we present the experimental protocol for a novel rat model of cortical demyelination allowing the investigation of the pathological and molecular mechanisms leading to cortical lesions. The demyelination is induced by an immunization with low-dose myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG) in an incomplete Freund&#39;s adjuvant followed by a catheter-mediated intracerebral delivery of pro-inflammatory cytokines. The catheter, moreover, enables multiple rounds of demyelination without causing injection-induced trauma, as well as the intracerebral delivery of potential therapeutic drugs undergoing a preclinical investigation. The method is also ethically favorable as animal pain and distress or disability are controlled and relatively minimal. The expected timeframe for the implementation of the entire protocol is around 8 - 10 weeks.

The protocol presented here allows the reproduction of a widespread grey matter demyelination of both cortical hemispheres in adult male Dark Agouti rats. The method comprises of intracerebral implantation of a catheter, subclinical immunization against myelin oligodendrocyte glycoprotein, and intracerebral injection of a pro-inflammatory cytokine mixture through the implanted catheter.

Rattenmodell der weit verbreiteten zerebralen kortikalen Demyelinisierung, induziert durch eine intrazerebrale Injektion von entzündungsfördernden Zytokinen

Multiple sclerosis (MS) is the most common immune-mediated disease of the central nervous system (CNS) and progressively leads to physical disability and ...

Identifying Cell Surface Markers of Primary Neural Stem and Progenitor Cells by Metabolic Labeling of Sialoglycan

Neural stem and progenitor cells (NSPCs) are the cellular basis for the complex structures and functions of the brain. They are located in specialized niches in vivo and can be isolated and expanded in vitro, serving as an important resource for cell transplantation to repair brain damage. However, NSPCs are heterogeneous and not clearly defined at the molecular level or purified due to a lack of specific cell surface markers. The protocol presented, which has been previously reported, combines a neural-endothelial co-culture system with a metabolic glycan labeling method to identify the surface sialoglycoproteome of primary NSPCs. The NSPC-endothelial co-culture system allows self-renewal and expansion of primary NSPCs in vitro, generating a sufficient number of NSPCs. Sialoglycans in cultured NSPCs are labeled using an unnatural sialic acid metabolic reporter with bioorthogonal functional groups. By comparing the sialoglycoproteome from self-renewing NSPCs expanded in an endothelial co-culture with differentiating neural culture, we identify a list of membrane proteins that are enriched in NSPCs. In detail, the protocol involves: 1) set-up of an NSPC-endothelial co-culture and NSPC differentiating culture; 2) labeling with azidosugar per-O-acetylated N-azidoacetylmannosamine (Ac4ManNAz); and 3) biotin conjugation to modified sialoglycan for imaging after fixation of neural culture or protein extraction from neural culture for mass spectrometry analysis. Then, the NSPC-enriched surface marker candidates are selected by comparative analysis of mass spectrometry data from both the expanded NSPC and differentiated neural cultures. This protocol is highly sensitive for identifying membrane proteins of low abundance in the starting materials, and it can be applied to marker discovery in other systems with appropriate modifications

Presented here is a protocol that combines an in vitro neural-endothelial co-culture system and metabolic incorporation of sialoglycan with bioorthogonal functional groups to expand primary neural stem and progenitor cells and label their surface sialoglycoproteins for imaging or mass-spectrometry analysis of cell surface markers.

Identifizieren von Zelloberflächenmarkern von primären neuralen Stamm- und Vorläuferzellen durch metabolische Kennzeichnung von Sialoglycan

Neural stem and progenitor cells (NSPCs) are the cellular basis for the complex structures and functions of the brain. They are located in specialized ...

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. Injection directly into spinal cord tissue bypasses these barriers, providing access to cell bodies or synapses where molecules can be incorporated. Combining viral vector technology with this method allows for introduction of target genes into nervous tissue for the purpose of gene therapy or tract tracing. Here a virus engineered for highly efficient retrograde transport (HiRet) is introduced at the synapses of propriospinal interneurons (PNs) to encourage specific transport to neurons in the spinal cord and brainstem nuclei. Targeting PNs takes advantage of the numerous connections they receive from motor pathways such as the rubrospinal and reticulospinal tracts, as well as their interconnection with each other throughout spinal cord segments. Representative tracing using the HiRet vector with constitutively active green fluorescent protein (GFP) shows high fidelity details of cell bodies, axons and dendritic arbors in thoracic PNs and in reticulospinal neurons in the pontine reticular formation. HiRet incorporates well into brainstem pathways and PNs but shows age dependent integration into corticospinal tract neurons. In summary, spinal cord injection using viral vectors is a suitable method for introduction of proteins of interest into neurons of targeted tracts.

This protocol demonstrates injection of a retrogradely transportable viral vector into rat spinal cord tissue. The vector is taken up at the synapse and transported to the cell body of target neurons. This model is suitable for retrograde tracing of important spinal pathways or targeting cells for gene therapy applications.

Direkter Einspritzung von Lentivirale Vektor zeigt mehrere motorische Bahnen im Rückenmark Ratte

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

In Vivo Direct Reprogramming of Resident Glial Cells into Interneurons by Intracerebral Injection of Viral Vectors

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative cell replacement therapies while also creating tools to study cell fate in situ. To date, it has been possible to obtain neurons via in vivo reprogramming, but the precise phenotype of these neurons or how they mature has not been analyzed in detail. In this protocol, we describe a more efficient conversion and cell-specific identification of the in vivo reprogrammed neurons, using an AAV-based viral vector system. We also provide a protocol for functional assessment of the reprogrammed cells&#8217; neuronal maturation. By injecting flip-excision (FLEX) vectors, containing the reprogramming and synapsin-driven reporter genes&#160;to specific cell types in the brain that serve as the target for cell reprogramming. This technique allows for the easy identification of newly reprogrammed neurons. Results show that the obtained reprogrammed neurons functionally mature over time, receive synaptic contacts and show electrophysiological properties of different types of interneurons. Using the transcription factors Ascl1, Lmx1a and Nurr1, the majority of the reprogrammed cells have properties of fast-spiking, parvalbumin-containing interneurons.

This protocol aims at generating directly reprogrammed interneurons in vivo, using an AAV-based viral system in the brain and a FLEX synapsin-driven GFP reporter, which allows for cell identification and further analysis in vivo.

In Vivo Direkte Reprogrammierung von Resident Glial Cells in Interneurons durch Intracerebral Injection of Viral Vectors

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Intra-arterielle Lieferung von neuronalen Stammzellen an das Ratten- und Maushirn: Anwendung auf zerebrale Ischämie

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...