Die Autoren möchten die Baker-Stiftung und dem Königskinder &quot;Women in Science Fellowship &#39;Foundation Unterstützung Zerina Lokmić anzuerkennen. Andrew G. Elefanty und Edouard G. Stanley sind NHMRC Senior Research Fellows. Arbeit in ihren Labors wurde von NHMRC und Stammzellen Australien unterstützt.

Ethics Statement: Ethische Genehmigung für die Sammlung von Lymphmissbildung und Vorhaut Geweben wurde von den Human Research Ethik-Kommissionen in der Royal-Kinderklinik, Melbourne, Australien erhalten. Unterzeichnet Zustimmung wurde von Patienten Eltern erhielten vor der Operation. Gewebeproben wurden von Patienten mit LMs zogen chirurgischen Verfahren als Teil ihrer klinischen Management und elektiven Beschneidung diagnostiziert gesammelt. Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des National Health und Medical Research Council, Australien durchgeführt. 1. Herstellung der Zellsuspension aus Vorhaut und Lymphmissbildung Tissues <ol><li> Puffer und Medienvorbereitung. <ol><li> Bereiten komplette Endothelzellen-Medien mit handelsüblichen EGM-2 MV Kugel Kit durch Erwärmen EGM-2-Medien und schonend Auftauen der Kit-Komponenten in 37 ° C warmes Wasserbad. In der Klasse II Biosicherheitswerkbank, aseptischfügen Sie jede Komponente auf die Medien EGM-2. Nachdem alle Komponenten zu den Medien, auf diese Medien als &quot;komplette Endothelzellen Medien&quot; beziehen. Verwenden Sie sterile 50 ml-Pipette, um den Inhalt vor der Verwendung zu mischen. HINWEIS: Alle Schritte in Bezug auf Zellkultur in einer Klasse II Biohazard Schrank durchgeführt. Alle Lösungen sind bei 4 ° C gemäß den Anweisungen des Herstellers gespeichert und auf Raumtemperatur vor der Verwendung erwärmt. Die kompletten endothelialen Zellmedien, Zellkultur-Puffer und Enzymlösungen werden bei 37 ° C für 20 min vor der Verwendung erwärmt. </li><li> Ergänzen vollständige endotheliale Zellmedium mit 50 ng / ml VEGF-C. Aliquot der ergänzt Endothelzellen Medien in 50 ml sterilen Röhrchen und lagern bei 4 ° C bis zur Verwendung. Das Medium ist für mindestens 4 Wochen stabil, wenn sie bei 4 ° C gelagert. </li><li> Vorbereitung Calcium und Magnesium freie Phosphat-gepufferter Salzlösung (PBS) durch Auflösen von 8,752 g NaCl, 1,416 g Na 2 HPO 4 · 2H 2 O und0,395 g KH 2 PO 4 in 1000 ml Wasser. PH-Wert auf 7,4. Filter sterilisieren PBS mit 0,22 um Filter und bei 4 ° C. Vor der Verwendung hinzufügen Antibiotikum / Antimykotikum-Lösung (bei 1: 100). </li><li> Um Humanfibronectin vorzubereiten, aufzulösen 1 mg von Fibronektin in 10 ml sterilem Wasser. Shop fertige Lösung in 100 ul Aliquots bei -20 ° C. Am Tag der Anwendung 10 ml sterilem PBS auf 100 ul von Fibronektin Aliquot (um eine endgültige Arbeitskonzentration von 10 ug / ml zu ergeben). </li><li> Für die Enzym Medien, bereiten eine Lösung, die 0,04% Dispase II, 0,25% Collagenase II und 0,01% DNase I in sterilem PBS. Erstens wiegen Dispase und Collagenase, in eine sterile 50-ml-Röhrchen, fügen Sie das erforderliche Volumen an PBS und Inkubation für 30 min unter Schütteln bei 37 ° C zu lösen. Einmal gelöst, Filter zu sterilisieren (0,22 um Filter) Dispase / Collagenase-Lösung in die biologische Sicherheit Kapuze. Die enzymatische Lösung aseptisch DNase I. Shop bei 37 ° C bisverwenden. HINWEIS: DNase I ist eine kommerzielle Zellkultur grade Reagenz als sterile gefriergetrocknetes Pulver zur Verfügung. </li></ol></li></ol> 2. Herstellung der Zellsuspension aus Vorhaut und des lymphatischen Missbildungen <ol><li> Wiege eine 50-ml-Röhrchen mit 10 ml DMEM / 2% Antibiotikum Antimykotika-Lösung. Dieses Rohr wird für die Gewebesammlung verwendet werden. </li><li> Nach der chirurgischen Entfernung der Vorhaut Lymphmissbildung und Gewebe aseptisch Gewebeprobe in den das Rohr und den Transfer auf Eis zum Zellkulturlabor. </li><li> Wiegen Sie das Rohr in das Gewebe enthält, und berechne Gewebegewicht. Verwenden dieses Gewicht, das Volumen der benötigt wird, um das Gewebe zu verdauen Enzymlösung zu berechnen. </li><li> In der Klasse II Biosicherheitswerkbank, sterilen Pinzette verwenden, um das Gewebe und Medien in einen 100 mm-Gewebekulturschale zu übertragen. Verwenden einer sterilen Schere fein zerkleinern das Gewebe in ~ 1 mm 3 Stück. </li><li> Transfer zerkleinerte Gewebe mit Medien i gemischtnin ein 50 ml Röhrchen, enthaltend zusätzlich 10 ml steriles DMEM / 2% Antibiotikum Antimykotika-Lösung. Mischen durch Inversion zu resuspendieren das Gewebe. Zentrifugieren Sie die Probe bei 300 xg für 5 min. </li><li> Entfernen Sie den Überstand. Basierend auf Gewebegewicht, 1 ml der vorgewärmten (37 ° C) Collagenase II / DNase I / Dispase II Aufschlusslösung pro 100 mg zerkleinerte Gewebe. Im Allgemeinen benutzen 10 ml Enzymlösung für etwa 1 g des zerkleinerten Gewebes. </li><li> Inkubieren des Gewebes in einem Inkubator bei 37ºC für 20-90 min unter konstantem Schütteln bei 200 Upm. Am Ende dieses Zeitraums sicherzustellen, dass nahezu der gesamte Gewebe wird in feine Fragmente verdaut. HINWEIS: Exposition der Zellen gegenüber Collagenase und Dispase bei der Isolation von der primären Geweben beeinflusst das Überleben der Zelle. Wir haben empirisch festgestellt, dass die meisten neonatalen Vorhaut Proben optimal benötigen 20-30 Minuten der Verdauung, während fibrotische Lymphmissbildung Proben 60-90 min der Verdauung benötigen. LM LEC Ausbeuteweiter Bindegewebe s werden durch die Menge an vorhandenem Fibrose beeinflusst wodurch weniger Zellen, möglicherweise aufgrund der schädlichen Wirkungen von längerer Einwirkung von Collagenase II und Dispase II. </li><li> Nach der Verdauung, übertragen Sie die Röhre auf die Biosicherheitswerkbank und übergeben die verdaute Gewebe Lösung durch ein 70 um Sieb in ein steriles 50 ml-Röhrchen gegeben. Verwendung von 3 ml Spritzenkolben mit Gummistopfen, schleifen Sie die verbleibende Gewebe, bis nur noch geringe Spuren von extrazellulärer Matrix eingehalten werden. </li><li> Mit einem Volumen von Endothelzellmedium entspricht dem Volumen des Mediums dissoziierenden Enzyms an Zellen klebte Sieb gegeben und zur Inaktivierung der Enzyme zu erholen wäscht den Zellsieb. Beispielsweise wird für 2 ml dissoziierenden Enzyms Medium, um das zerkleinerte Gewebe zu verdauen, 2 ml endothelialer Zellmedium, um die Enzyme zu inaktivieren. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zell-Lösung bei 300 xg für 5 Minuten und saugen Sie den Überstand. R&gt; E-die Zellen in 10 ml PBS. Centrifuge Zellen bei 300 gfür 5 Minuten, entfernen Sie den Überstand dann zweimal wiederholen Zelle waschen. &gt; Zellpellet in 20 ml Endothelzellmedium. Zählen von Zellen unter Verwendung von Trypanblau dann seed 2 x 10&gt; 6 Zellen in 150 cm&gt; 2 -Kolben mit Fibronectin vorbeschichtet wurde in einem Endvolumen von 20 ml Endothelzellmedium. Bei 37 ° C in einem 5% CO&gt; 2 in angefeuchteter Luft Inkubator.&gt; HINWEIS: Es wird erwartet, dass 75% -90% der kernhaltigen Zellen überleben Gewebe Verdauung durch Trypanblau-Ausschluß bestimmt. Die anfängliche Zellzahl spiegelt alle kernhaltigen Zellen in der Zellsuspension (dh Keratinozyten, Leukozyten, Makrophagen, Bindegewebszellen und Zellen von Blutgefäßen). Die Zellzahl auf 5-7 Tage spiegelt Zellen, die angebracht wurden, überlebte und während der Zellkultur vermehrt. Beschichtung von Gewebekulturflaschen mit Fibronektin verbessert auch die nachfolgenden LEC und LM LEC Überleben. </li><li> Nach Inkubation über Nacht abzuwaschen ungebundenen Zellen in drei Waschungen mit PBS / 1% Antibiotikum-Antimykotikum-Lösung und fügen Sie frische Endothelzellmedium. Führen Sie drei Wäschen, um ungebundene Zellen und roten Blutkörperchen im Kolben vorhanden effektiv zu entfernen. Ändern Sie jeden zweiten Tag Medien. Die Zellen werden nach 5-7 Tagen sein ~ 80% konfluent. </li></ol> 3. Antikörper-Färbung von Zellen für lymphatische endotheliale Zelloberflächenmarker für die Durchflusszytometrie <ol><li> Nachdem die Zellen 80% Konfluenz Aspirat Mediums und Spülen Zellen mit PBS erreicht. </li><li> Lösen adhärenten Zellen durch Inkubieren der Zellen mit 7 ml Zellablösung Lösung wie Accutase pro 150 cm 2 -Kolben für 5-7 Minuten bei 37 ° C. </li><li> Ernte abgelösten Zellen inaktivieren, die Zellablösung Lösung durch Zugabe von 3 Volumina Endothelzellmedium und übertragen die Zellsuspension in ein neues steriles Röhrchen. </li><li> Zentrifugieren der Zellen bei 300 g für 5 min. </li><li> Überstand wird abgesaugt und wieder die Zellen in 5 ml PBS. Centrifuge Zellen bei 300 xg für 5 Minuten, entfernen Sie die supernatant wiederholen Sie dann Zelle waschen. Resuspendieren der Zellen in 5 ml PBS. </li><li> Zählen die Anzahl von lebensfähigen Zellen. Mischen Sie 10 ul der Zellsuspension mit 90 &amp; mgr; l von 0,4% Trypanblau. Transfer 10 ul dieser Suspension bis zum Zählen Zählkammer. BEACHTEN SIE: Der endgültige Zellausbeute auf der Stichprobengröße verarbeitet abhängen. Die übliche Zellausbeute pro 150 cm 2-Kolben reicht von 7 x 10 5 bis 1,2 x 10 6 lebensfähigen Zellen. </li><li> Bereiten Sie die Antikörperlösungen für Zellfärbung. HINWEIS: Die folgenden Verdünnungen wurden zum Anfärben 1 x 10 6 in einer Färbung von 100 ul titriert. <ol><li> Verdünnter PE konjugierten Maus-anti-Mensch-VEGFR-3 (1:50); PE-Cy7 konjugierten Maus-anti-Mensch-konjugierten CD34 (1: 200); APC-konjugiertem Maus-anti-Mensch-CD31 (1: 100) und Alexa 488-konjugiertes Ratte-anti-Mensch podoplanin (1: 200) in einem Gesamtvolumen von 100 ul steriler 5% FBS / PBS-Lösung pro Gewebeprobe. Nach der HerstellungAntikörperlösung, halten auf Eis bis zum Gebrauch. Ebenso bereiten verdünnter Isotypkontrollantikörper Mischung, um die Einstellung der Durchflusszytometrie Tore zu erleichtern. </li></ol></li><li> Um nicht-spezifische Bindung der Antikörper zu reduzieren, Zentrifuge Zellen bei 300 × g für 2 min, zu entfernen Überstand dann die Zellen zu suspendieren in 100 ul sterile 5% FBS / PBS-Lösung pro Probe zu gefärbt werden. Inkubieren Zellen auf Eis für 20 min bei 4 ° C. </li><li> Zentrifuge Zellen bei 300 g für 5 min, Überstand abnehmen, dann resuspendieren Zellen in der konjugierten Antikörper-Cocktail. Auch einen kleineren Fleck Aliquot von Zellen (1 x 10 &amp; sup5;) in 100 ul Isotypkontrollantikörper Gemisches. Inkubieren Zellen auf Eis für 20 min. </li><li> Um die ungebundenen Antikörper zu entfernen, fügen Sie 2 ml 2% FBS / PBS-Lösung und Zentrifuge die Zellen bei 300 xg für 5 min. Den Überstand aspirieren und wiederholen Sie die Wäsche. </li><li> Zellpellet zur Isotypenkontrolle und dem Antikörper gefärbten Probe in 300 ul 0,5 mg / ml Propidiumiodid io sortiertdide / 2% FBS / PBS-Lösung. Zeigen Röhrchen auf Eis, bis die Sortierung. </li></ol> 4. Zellsortierung <ol><li> Verwenden Sie die folgenden Materialien, um das Gerät einzurichten; Ausrichtungsperlen wie im Handel erhältlichen fluoreszierenden Teilchen, phosphatgepufferter Kochsalzlösung auf der Basis Hüllflüssigkeit und Tröpfchenverzögerungs Perlen, wie Accudrop fluoreszierenden Kügelchen. </li><li> Isolieren der gereinigten menschlichen LECs auf einer Multi-Parameter-Fluoreszenz-aktivierten Zellsortierung Instruments. Stellen Sie das Gerät und richten Sie nach den Empfehlungen des Herstellers. Darüber hinaus laufen einzigen Fleck Entschädigung Kontrollen bei jeder Art, um die Kompensationsmatrix zu erzeugen und damit zu beseitigen erhebliche Blutung durch die Emission von Fluoreszenzfarbstoffen wie PE in die PE-Cy-Kanal. HINWEIS: Ein höherer Anteil der FACS sortierten Zellen überleben die Isolation, wenn ein 100 &amp; mgr; m Düse verwendet, und die Zellen werden in Endothelzellmedium sortiert. </li></ol> 5. Cell Culture Beitrag FACS Sortierening <ol><li> Folgende Sortier zentrifugieren Zellen bei 300 g für 5 min. Aspiration des Überstands und Resuspendieren der Zellen in 5-10 ml Medium (je nach dem zur Herstellung der Zell Impfkolben). Wenn weniger als 50.000 Zellen sortiert, sind die Zellen in Fibronectin-beschichteten 25 cm 2 -Kolben kultiviert. </li><li> Ob die Kultur werden die Zellen in 75 cm 2 fibronektinbeschichtete Kolben bei 37 ° C in einem 5% CO 2, Luft befeuchteten Inkubator. Ändern Sie Medien nach 2 Tagen. HINWEIS: Cell-Medium wird jeden zweiten Tag gewechselt, weil die Verlängerung der Zeit zwischen den Medienwechsel scheint das Überleben der nicht-endothelialen Zellen begünstigen. Wir überprüfen das lymphatische Endothelzellen Phänotyp mit immunhistochemischen Nachweis von Markern: PROX-1, VEGFR-3, Podoplanin, CD34 und CD31, wenn die Zellen zunächst Split für die weitere Expansion 15. </li></ol>

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	<li>Baluk, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionally+specialized+junctions+between+endothelial+cells+of+lymphatic+vessels.">Functionally specialized junctions between endothelial cells of lymphatic vessels.</a> J Exp Med. 204 (10), 2349-2362 (2007).</li><li>Yao, L. C., Baluk, P., Srinivasan, R. S., Oliver, G., McDonald, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasticity+of+button-like+junctions+in+the+endothelium+of+airway+lymphatics+in+development+and+inflammation.">Plasticity of button-like junctions in the endothelium of airway lymphatics in development and inflammation.</a> Am J Pathol. 180 (6), 2561-2575 (2012).</li><li>Zawieja, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contractile+physiology+of+lymphatics.">Contractile physiology of lymphatics.</a> Lymphat Res Biol. 7 (2), 87-96 (2009).</li><li>Witte, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+function+relationships+in+the+lymphatic+system+and+implications+for+cancer+biology.">Structure function relationships in the lymphatic system and implications for cancer biology.</a> Cancer Metastasis Rev. 25 (2), 159-184 (2006).</li><li>Andrade, M., Jacomo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+human+lymphatic+system.">Anatomy of the human lymphatic system.</a> Cancer Treat Res. 135, 55-77 (2007).</li><li>Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Ch Fausto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cotran Pathologic Basis of Disease. 43-78. 2, (2009).</li><li>Shayan, R., Achen, M. G., Stacker, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+vessels+in+cancer+metastasis:+bridging+the+gaps.">Lymphatic vessels in cancer metastasis: bridging the gaps.</a> Carcinogenesis. 27 (9), 1729-1738 (2006).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Mulliken &amp; Young's Vascular Anomalies Hemangiomas and. , 1059-1076 (2013).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Mulliken &amp; Young's Vascular Anomalies Hemangiomas. 14, 562-594 (2013).</li><li>Bellini, C., Hennekam, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+disorders+of+primary+malfunctioning+of+the+lymphatic+system.">Clinical disorders of primary malfunctioning of the lymphatic system.</a> Adv Anat Embryol Cell Biol. 214, 187-204 (2014).</li><li>Schook, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+lymphedema:+clinical+features+and+management+in+138+pediatric+patients.">Primary lymphedema: clinical features and management in 138 pediatric patients.</a> Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2419-2431 (2011).</li><li>Brouillard, P., Boon, L., Vikkula, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+lymphatic+anomalies.">Genetics of lymphatic anomalies.</a> J Clin Invest. 124 (3), 898-904 (2014).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=for+the+Study+of+Vascular+Anomalies+(ISSVA)+classification.">for the Study of Vascular Anomalies (ISSVA) classification.</a> Available from: http://www.issva.org/classification.com. , (2014).</li><li>Croteau, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kaposiform+lymphangiomatosis:+a+distinct+aggressive+lymphatic+anomaly.">Kaposiform lymphangiomatosis: a distinct aggressive lymphatic anomaly.</a> J Pediatr. 164 (2), 383-388 (2014).</li><li>Lokmic, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+human+lymphatic+malformation+endothelial+cells,+their+in+vitro+characterization+and+in+vivo+survival+in+a+mouse+xenograft+model.">Isolation of human lymphatic malformation endothelial cells, their in vitro characterization and in vivo survival in a mouse xenograft model.</a> Angiogenesis. 17 (1), 1-15 (2014).</li><li>Smith, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+malformations.">Lymphatic malformations.</a> Lymphat Res Biol. 2 (1), 25-31 (2004).</li><li>Chen, E. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Similar+histologic+features+and+immunohistochemical+staining+in+microcystic+and+macrocystic+lymphatic+malformations.">Similar histologic features and immunohistochemical staining in microcystic and macrocystic lymphatic malformations.</a> Lymphat Res Biol. 7 (2), 75-80 (2009).</li><li>Norgall, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevated+expression+of+VEGFR-3+in+lymphatic+endothelial+cells+from+lymphangiomas.">Elevated expression of VEGFR-3 in lymphatic endothelial cells from lymphangiomas.</a> BMC cancer. 7 (2), 75-80 (2007).</li><li>Garzon, M. C., Huang, J. T., Enjolras, O., Frieden, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+malformations.">Vascular malformations.</a> Part I. J Am Acad Dermatol. 56 (3), 353-370 (2007).</li><li>Osborn, A., Dickie, P., Adams, D., Dickie, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> 20th International workshop on Vascular Anomalies. ISSVA. , (2014).</li><li>Baluk, P., McDonald, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Markers+for+microscopic+imaging+of+lymphangiogenesis+and+angiogenesis.">Markers for microscopic imaging of lymphangiogenesis and angiogenesis.</a> Ann N Y Acad Sci. 1131, 1-12 (2008).</li><li>Lokmic, Z., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+the+microcirculation.+Tissue+engineering.">Engineering the microcirculation. Tissue engineering.</a> Part B, Reviews. 14 (1), 87-103 (2008).</li><li>Lokmic, Z., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualisation+and+stereological+assessment+of+blood+and+lymphatic+vessels.">Visualisation and stereological assessment of blood and lymphatic vessels.</a> Histol Histopathol. 26 (6), 781-796 (2011).</li><li>Hagerling, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+multistep+mechanism+for+initial+lymphangiogenesis+in+mouse+embryos+based+on+ultramicroscopy.">A novel multistep mechanism for initial lymphangiogenesis in mouse embryos based on ultramicroscopy.</a> EMBO J. 32 (5), 629-644 (2013).</li><li>Pollmann, C., Hagerling, R., Kiefer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+lymphatic+vessel+development,+growth,+and+function.">Visualization of lymphatic vessel development, growth, and function.</a> Adv Anat Embryol Cell Biol. 214, 167-186 (2014).</li><li>Breiteneder-Geleff, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiosarcomas+express+mixed+endothelial+phenotypes+of+blood+and+lymphatic+capillaries:+podoplanin+as+a+specific+marker+for+lymphatic+endothelium.">Angiosarcomas express mixed endothelial phenotypes of blood and lymphatic capillaries: podoplanin as a specific marker for lymphatic endothelium.</a> Am J Pathol. 154 (2), 385-394 (1999).</li><li>Kaipainen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+the+fms-like+tyrosine+kinase+4+gene+becomes+restricted+to+lymphatic+endothelium+during+development.">Expression of the fms-like tyrosine kinase 4 gene becomes restricted to lymphatic endothelium during development.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (8), 3566-3570 (1995).</li><li>Schacht, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T1alpha/podoplanin+deficiency+disrupts+normal+lymphatic+vasculature+formation+and+causes+lymphedema.">T1alpha/podoplanin deficiency disrupts normal lymphatic vasculature formation and causes lymphedema.</a> EMBO J. 22 (14), 3546-3556 (2003).</li><li>Kriehuber, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+dermal+lymphatic+and+blood+endothelial+cells+reveal+stable+and+functionally+specialized+cell+lineages.">Isolation and characterization of dermal lymphatic and blood endothelial cells reveal stable and functionally specialized cell lineages.</a> J Exp Med. 194 (6), 797-808 (2001).</li><li>Florez-Vargas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+D2-40+and+LYVE-1+immunostaiing+in+lymphatic+malformations.">Comparative analysis of D2-40 and LYVE-1 immunostaiing in lymphatic malformations.</a> Lymphology. 41 (3), 103-110 (2008).</li><li>Makinen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDZ+interaction+site+in+ephrinB2+is+required+for+the+remodeling+of+lymphatic+vasculature.">PDZ interaction site in ephrinB2 is required for the remodeling of lymphatic vasculature.</a> Genes Dev. 19 (3), 397-410 (2005).</li><li>Connell, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+coding+regions+of+VEGFR3+and+VEGFRC+in+Milroy+disese+and+other+primary+lymphoedemas.">Analysis of coding regions of VEGFR3 and VEGFRC in Milroy disese and other primary lymphoedemas.</a> Hum Genet. 124 (6), 625-631 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

LECs spielen eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase Fluid, Immunantwort auf fremde Antigene, und die Absorption und den Transport von bestimmten Nährstoffen. LEC-Homöostase durch Krankheitsprozesse wie bakterielle Infektionen und Tumormetastasen betroffen sein, aber LECs können somatische Mutationen, die in der Bildung von dysfunktionalen Lymphgefäße und signifikante Morbidität für die betroffenen Patienten führen zu entwickeln. Um mehr Verständnis Lymphmissbildung Ätiologie durch Implan...

Eine Hauptfunktion des lymphatischen Gefäßsystems ist es, Lymphe, einen Überschuß der interstitiellen Flüssigkeit enthaltenden Lipide, Proteine ​​und Zellbestandteile aufnehmen und führen es in die Blutvenensystem. Ein Netzwerk von lymphatischen Kapillaren lenkt Lymphe zu den Lymphknoten, wo sie auf das Vorhandensein von fremden Antigenen, ein wichtiger Prozess bei der Immunüberwachung und Bereitstellung von weißen Blutkörperchen auf fremde Antigene zu neutralisieren gescreent. Die unidirektionale Lymphsystem beginnt in Geweben mit dem anfänglichen lymphatischen Kapillaren, eine einzigartige Struktur mit einer diskontinuierlichen Einzelschicht von dünnwandigen flachen Endothelzellen mit spezialisierten Zellverbindungen, die Lymphe Eintrag 1,2 ermöglichen. Diese Kapillaren sind an das Nachbar Bindegewebsmatrix via Verankerung Filamente Gefäß Zusammenbruch in Gegenwart von erhöhten interstitiellen Druck 3 zu verhindern, angebracht. Die anfänglichen Lymphkapillaren münden in Sammel Lymphkapillarendie in größeren Lymphgefäße oder Venen zusammenwachsen. Im Vergleich zu lymphatischen Kapillaren anfänglichen Sammel Lymphgefäße dickere Gefäßwände gepaart lymphatischen Ventile und werden von einem diskontinuierlichen Basalmembran in der wenige glatte Muskelzellen eingebettet 4 umhüllt. Koordiniertes Öffnen und Schließen der Ventile und lymphatischen Kontraktion der glatten Muskelzellen erleichtert Lymphfluß 3. Bei Menschen, die lymphatischen Adern aus verschiedenen Regionen des Körpers verbinden, um Lymphstämme die an zwei Lymphbahnen bilden verschmelzen zu bilden: das Brustgang und das Recht lymphatischen Kanal. Der Ductus Lymphe von der linken Seite des Körpers und von der rechten Seite unterhalb der Brust, während die rechte lymphatischen Kanal Lymphe vom rechten Arm und rechten Seite des Kopfes, des Halses und Thorax. Beide Kanäle leiten Lymphe in die subclavia in den Hals 5. Erkrankungen des lymphatischen Systems erworben werden grob in einen gruppiertennd angeboren (Tabelle 1). Beispiele für erworbene Bedingungen Lymphangitis und sekundären Lymphödem. Lymphangitis ist eine Entzündung ein Lymphgefäß aufgrund bakterieller Infektionen. Die betroffenen Lymphgefäße erweitern und füllen mit Exsudat enthält polymorphkernigen Zellen. In der Haut sind diese Lymphgefäße als rote, schmerzhafte subkutane Streifen oft durch Erweiterung der zugehörigen Lymphknoten (Lymphadenitis) 6 begleitet sichtbar. Sekundären Lymphödemen entsteht als Folge einer Beschädigung oder Behinderung der Lymphgefäß oder Lymphknoten Obstruktion. Dies führt zu chronischer progressiver Schwellung aufgrund einer Ansammlung von Lymphe distal zur Beschädigung oder Verstopfung. In den entwickelten Ländern wird sekundäre Lymphödem am häufigsten mit malignen Erkrankungen, wo metastasierenden Tumoren behindern Lymphgefäße oder regionalen Lymphknoten oder als Folge der Anti-Krebs-Therapie nach der chirurgischen Entfernung der Lymphknoten, nach der Bestrahlung Fibrose und post-entzündlichen Throm zugeordnetBosis und Narbenbildung 7. In anderen Teilen der Welt, kann sekundäre Lymphödem sekundär lymphatischen Obstruktion von parasitischen Würmern verursacht werden, wie Wuchereria bancrofti 6. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td colspan="4"> Erkrankungen des Lymphgefäßsystems </td></tr><tr><td> Erworben </td><td colspan="3"> Angeboren </td></tr><tr><td rowspan="3"> Lymphadenitis Sekundäre Lymphödeme </td><td> Primary Lymphödem 10 </td><td> Sporadische Lymphatische Fehlbildungen 13 </td><td> Lymphatische Fehlbildungen mit Syndromes 13 </td></tr><tr><td rowspan="2"> zB Milroy-Syndrom Meige Syndrom </td><td> Ganz einfach: Lymphatische Fehlbildungen </td><td rowspan="2"> zB Klippel-Tranaunay Syndrom Parks Weber-Syndrom Sturge-Weber-Syndrom </td></tr><tr><td> Kombiniert: Kapillar-lymphatischen Missbildungen Kapillar-lymphatischen-venöse Malformation Kapillar-lymphatischen-arteriovenöse Missbildung Kapillar-lymphatischen venösen-arteriovenöse Missbildung </td></tr></tbody></table> Tabelle 1 Übersicht über die Erkrankungen des lymphatischen Kreislauf-System. Angeborenen Erkrankungen des lymphatischen Systems umfassen primäre (idiopathische) Lymphödem gedacht, durch genetische Mutationen, Lymphangiektasie und Anomalien des Lymphsystems 8,9 verursacht werden. Primary Lymphödem kann sporadisch vermutlich durch Neumutationen verursacht, oder geerbt. Lymphsystems kann auch isoliert werden oder einen Teil eines allgemeineren Syndrom 10. In der pädiatrischen Population, 97% der LympheÖdem ist sporadisch mit Anomalien in lymphatischen Gefäßstruktur, die regionalen Lymphdrainage 11 beeinträchtigen. Milroy Krankheit ist ein Beispiel für primäre Lymphödem durch Mutation in der VEGFR-3-Gen offensichtlich bei der Geburt oder kurz nach 12 verursacht. Obwohl meist familiäre Zustand der Milroy Krankheit kann auch bei Säuglingen ohne Familiengeschichte von Milroy Krankheit 32 identifiziert werden. Die Schwere einer Lymphödem ist abhängig von der Menge der Lymphe Produktion und die Fähigkeit, Lymphtransport zurück zur venösen Kreislauf 6. Basierend auf der klinischen Präsentation und In-situ Endothelzellproliferation sind Anomalien des Lymphsystems lymphatischen Tumoren oder lymphatischen Mißbildungen 13 klassifiziert. Kaposiform Lymphangiomatose ist ein Beispiel einer LEC Tumor 14. Lymphatische Fehlbildungen gedacht werden, um während der Embryonalentwicklung entstehen und wachsen im Verhältnis zum Kind 15,16. Sie Regress selten, kann aber Leistungsbezogenen asymptomatisch bis zum Trauma oder Infektion fällt schnelles Wachstum, was zu klinischen Komplikationen. Die geordnete Struktur des lymphatischen Netzwerks und Durchführung von Lymphe aus dem Gewebe, um oben beschrieben venösen Blutkreislauf wird in lymphatischen Missbildungen, die von lokalen Sammlungen von abnormalen zystische Strukturen mit Lymphflüssigkeit gefüllt bestehen gestört. Zwar gibt es keine klinischen oder experimentellen Beweis, dass diese zystische Schiffe werden an die Lymphzirkulation verbunden oder dass sie funktions lymphatischen Ventile enthält, wird ihre lymphatischen Identität durch Expression Reihe von lymphatischen Zellmarker wie Podoplanin, CD31, Lymphgefäß Endothelial Receptor 1 bestätigt (LYVE-1), Prospero homeobox protein 1 (PROX-1) und VEGFR-3 15,17,18. Diese zystische Strukturen kann entweder klein (mikrozystischen) oder groß (macrocystic), aber die meisten lymphatischen Bildungen enthalten sowohl mikrozystischen und macrocystic Komponenten (1) 16. Nach der Operation injection Sklerotherapie und / oder Radiofrequenz-Ablation des lymphatischen Missbildungen häufig wieder auftreten. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52691/52691fig1highres.jpg" width="700" /> Abbildung 1. Morphologie der menschlichen Lymphgefäße und lymphatischen Missbildungen. Normale menschliche Lymphsystem (A) und Lymphmissbildung Gefäße (B und C) mit einem Antikörper gegen Podoplanin beschriftet (braun-Label, Pfeil). Menschen Lymphmissbildung Gefäße werden durch deutliche Dilatation und erhebliche Unterschiede in der Lumengröße gekennzeichnet. Diese lokalisierten abnormalen zystischen Strukturen können sowohl kleine (mikrozystischen, *) (B) oder groß (macrocystic, #) (C) sein. Die meisten lymphatischen Missbildungen enthalten sowohl mikrozystischen und macrocystic Komponenten. <a href="/files/ftp_upload/52691/52691fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version der Abbildung zu sehen.</a> &lt;/ P&gt; Einige Forscher haben vorgeschlagen, dass lymphatische Fehlbildungen sind eine Entwicklungsstörung des lymphatischen Gefäßsystems, in dem die LECs keinen abnormalen Wachstumspotential, sondern es nicht gelungen, in den normalen Kreislauf 19 angeschlossen werden. Jedoch haben wir gefunden, dass die LM LECs proliferieren schneller und sind widerstandsfähiger gegen Apoptose als Vorhaut LECs 15 darauf hindeutet, dass es eine primäre Defekt im LM LECs. Wenn LM LECs sind in einem Maus-Xenograft-Modell implantiert, bilden sie Strukturen erinnern an lymphatischen Missbildungen 15. Dies unterstützt die Hypothese, dass lymphatischen Bildungen können durch eine oder mehrere somatische Mutationen entstehenden LM LECs während der fetalen Entwicklung verursacht werden. In der Tat haben die jüngsten Berichte eine solche Mutation im p110α katalytische Untereinheit der Phosphoinositid-3-Kinase (PIK3CA) Gen 20 identifiziert. Angesichts der Fortschritte in der DNA-Sequenzierung Technologie, relevante Mutationen cOuld leichter in isolierten LM LECs identifiziert werden, Führungs zukünftige Studien dieser Bedingungen. Die Isolierung von lebensfähigen LECs würde Vergleiche zwischen abnormalen und normalen LECs in Assays wie Migration, Proliferation, Rohrbildungsfähigkeit und das Überleben in Antwort auf eine reduzierte Nährstoffverfügbarkeit oder proapoptotischen Mittel 15 zu erleichtern. Isolated LECs würde weiter ermöglichen es uns, zellspezifische Genexpression und Proteomik-Studien durchzuführen, um neue LEC-Subpopulationen abzugrenzen und entdecken Sie neue pharmakologische Wirkstoffe für klinische Behandlung von lymphatischen Missbildungen. Wir haben bereits eine LEC Isolierung in Anlehnung an magnetische Kügelchen Trennung von LECs von neonatalen Vorhaut und lymphatischen Missbildungen 15 veröffentlicht. Berichteten wir eine Strategie der Trennung normaler und erkrankter LECs von vaskulären endothelialen Zellen auf der Basis der Abwesenheit von CD34-Expression, gefolgt von Unterwerfen CD34 Neg Zellfraktion einer positiven Selektion für CD31.Jedoch wurde dieses Verfahren durch die Anwesenheit von restlichem nicht-endothelialen Zellen behindert. Dies war unabhängig von der Entfernung von Epidermis vor den nachfolgenden Bindegewebe Verdauung. Diese Verunreinigungen in der Regel vermehrt sich schneller und damit schließlich die Endothelzellkulturen trotz nachfolgenden Versuche, LEC Isolierung wiederholen überwuchsen. Tatsächlich wird eine anfängliche Kontamination der Nicht Endothelzellen so niedrig wie 2% bis 5% war ausreichend, um den LEC Bevölkerung 15 überwältigen. Dies veranlasste uns, fluoreszenzaktivierte Zellsortierung Verfahren als Option zu LEC Zelle Ausbeute und Reinheit zu verbessern erkunden. Zusätzlich verwendeten wir Multiparameter Sortierung die Spezifität der LEC Populationen erweitern, Zugabe VEGFR-3 und podoplanin den Selektionsmarker CD34 CD31 Low Pos VEGFR-3 Pos podoplanin Pos LECs identifizieren. Die Gründe für die Auswahl dieser Marker wurde auf die Berichte auf der Grundlage, dass, während LECs und Blut vaskulären endothelialen cells haben viele Zelloberflächenmarker gemeinsam, wie CD31, LECs zeigen phänotypische Veränderung ihrer Expression von CD34, Podoplanin und VEGFR-3 Zelloberflächenmarker im Vergleich zu Blutgefäßendothelzellen 21-23. CD31 ist ein 130 kDa Transmembranglycoprotein auch als Thrombozyten endothelial cell adhesion molecule 1 (PECAM-1) bekannt. Es wird betrachtet, eine pan-endotheliale Zellmarker, da es auf allen Arten von Blut- und Lymphgefäße 21,24,25 zum Ausdruck kommt. CD34 ist auf den meisten hämatopoetischen Vorläufer vorliegende 110-kDa Transmembran-Glykoprotein und Stammzellen, vaskuläre Endothelzellen und einige Lymphgefäße 26. VEGFR-3, der Rezeptor für den vaskulären endothelialen Wachstumsfaktoren C und D, ist anfänglich vorhanden auf die Entwicklungs Venen im Maus-Embryo, aber nach lymphatischen Spezifikation durch den Transkriptionsfaktoren reguliert SRY bezogenen HMG-Box (SOX) -18, c hicken o valbumin u pstream p romoter t ranscription f Schauspieler 2 (COUPTF-II) und PROX-1, VEGFR-3 ist venösen Ausdruck verloren, und es wird zu embryonalen LECs 25,27 beschränkt. Podoplanin, ein 38 kDa Membran Mucoprotein, wird zuerst auf Lymphgefäße bei etwa embryonaler Tag 11 (~ E11.0) von Maus-Embryonalentwicklung 28 festgestellt und während es ist stark von mikrovaskulären Lymphgefäße, Podoplanin Expression durch macrocystic Lymphendothel in lymphatischen Missbildungen zum Ausdruck ist variabler 15. Durchflusszytometrie Experimente legen nahe, dass zumindest einige CD34 CD31 hoch Pos Endothelzellen exprimieren das lymphatische Marker podoplanin 29. Obwohl systematische Bewertung LYVE-1 und Podoplanin Färbung in menschlichen lymphatischen Malformationen zeigten, dass beide sind effektiv bei der Färbung Lymphmissbildung Endothel 30, in normalen Geweben, LYVE-1 wurde berichtet, dass stark in der Anfangs lymphatischen vorhandenKapillarendothel aber reduziert und in der Sammel Lymphendothel 31 gar nicht vorhanden. Da unser Ziel ist es, zu isolieren, sowohl die Anfangs- und Sammeln lymphatischen Endothelzellen wir entschieden haben, nicht zu LYVE-1 als Teil unserer Zellenauswahl-Strategie zu verwenden. Schließlich wurde die Entscheidung, diese Marker setzen auch von der Verfügbarkeit von Antikörpern, die diagnostisch für die Markierung von Lymphgefäßen für mikroskopische Bildgebung verwendet werden, eine Funktion, die Korrelation zwischen der Durchflusszytometrie und Immunfluoreszenz-Studien erlauben würde basiert. Dieser Artikel wird die Gewebeaufschlussverfahren, Zellfärbung und FACS-Einstellungen für eine erfolgreiche Isolierung von CD34 Low CD31 Pos VEGFR-3 Pos Podoplanin Pos LECs als auch CD34 Hohe CD31 Pos VEGFR-3 Pos Podoplanin Pos Endothelzellen aus Vorhaut und Lymphmissbildung erforderlich beschreiben Gewebe.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Material/Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
			<td>Description</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Life Technologies (Gibco)</td>
			<td>11965-092</td>
			<td>Used to collect tissue samples from the operating theatre.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGM-2 MV Bullet Kit</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>CC-3202</td>
			<td>EGM-2 MV Bullet Kit contains 500 ml of EBM-2 media and human EGF, hydrocortisone, gentamycin (GA-1000), fetal bovine serum (FBS), VEGF, human FGF-b, R3-IGF-1 and ascorbic acid.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VEGF-C</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>2179-VC-025</td>
			<td>Complete endothelial cell media is supplemented with 50 ng/mL VEGF-C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic-antimycotic solution (100x)</td>
			<td>Life Technologies (Gibco)</td>
			<td>15240-062</td>
			<td>This solution contains 10,000U/ml of penicillin, 10,000 mg/ml of streptomycin and 25 mg/ml of Fungizone antimycotic. Use at 1:100 dilution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin from human plasma</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F2006</td>
			<td>Used at 10 mg/ml concentrations. It can be re-used for up to 1 month if kept at 4 degrees and maintained sterile. Use 7 mL to coat 150 cm2 flask.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>StemPro Accutase Cell dissociation reagent</td>
			<td>Life Technologies (Gibco)</td>
			<td>A11105-01</td>
			<td>StemPro&#174;Accutase&#174; is used at 0.05 ml per cm2 to cover the entire surface area of the flask. Using lesser volumes may result in incomplete cell detachment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.4% Trypan Blue dye</td>
			<td>Life Technologies (Gibco)</td>
			<td>15250-061</td>
			<td>Used as a viability stain.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Roche Applied Biosciences</td>
			<td>4942078001</td>
			<td>Used at 0.04%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase II</td>
			<td>Worthington Lab</td>
			<td>4176</td>
			<td>Used at 0.25%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase I</td>
			<td>Roche Applied Biosciences</td>
			<td>11284932001</td>
			<td>Used at 0.01%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 mm nylon cell strainers</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-conjugated VEGFR-3 clone 9D9F9, clone WM59</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>356204</td>
			<td>Used at 1:50 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-Cy7-conjugated CD34, clone 581</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>343516</td>
			<td>Used at 1:200 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APC-conjugated mouse anti human CD31, clone WM59</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>303116,</td>
			<td>Used at 1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa 488-conjugated rat anti human PODOPLANIN, clone NC-80.</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>337006</td>
			<td>Used at 1:200 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>400112</td>
			<td>Used at 1:50 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-Cy7-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>400126</td>
			<td>Used at 1:200 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APC-conjugated mouse IgG1, k isotype, clone MOPC-21</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>400120</td>
			<td>Used at 1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa 488-conjugated mouse IgG2a, k isotype, clone RATK2758</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>400525</td>
			<td>Used at 1:200 dilution</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation of human lymphatic endothelial cells by multi-parameter fluorescence-activated cell sorting

Lymphsystems, wie primäre Lymphödem, lymphatischen Missbildungen und lymphatischen Tumoren sind seltene Erkrankungen, die einer erheblichen Morbidität verursachen, aber wenig über ihre Biologie bekannt. Isolierung hochreiner menschlichen lymphatischen Endothelzellen (LECs) von kranken und gesunden Gewebe wäre Studien des lymphatischen Endothels bei genetischen, molekularen und zellulären Ebene zu erleichtern. Es wird erwartet, dass diese Untersuchungen können Ziele für neue Therapien, die die klinische Behandlung von diesen Bedingungen ändern können offenbaren. Ein Protokoll, die Isolierung von humanen Vorhaut LECs und Lymphmissbildung lymphatischen Endothelzellen (LM LECs) beschreibt, wird vorgestellt. Zu erhalten, eine Einzelzellsuspension Gewebe wurde zerkleinert und mit Dispase II und Collagenase II enzymatisch behandelt. Die resultierenden Einzelzellsuspension wurde dann mit Antikörpern gegen Cluster of Differentiation (CD) Marker CD34, CD31, Vascular Endothelial Growth Factor-3 (VEGFR-3) und podoplanin markiert. StaiNed lebensfähige Zellen wurden auf einem Fluoreszenz-aktivierten Zellsortierer (FACS) sortiert werden, um das CD34-CD31 Low Pos VEGFR-3 Pos podoplanin Pos LM LEC Population aus anderen endothelialen und nicht-endothelialen Zellen abzutrennen. Die sortierten LM LECs wurden kultiviert und auf Fibronektin-beschichteten Kolben für weitere experimentelle Nutzung erweitert.

Nach der anfänglichen Gewebe Verdauung, nach 24 Stunden in Kultur von unfraktionierten Proben deutliche endothelialen Zellkolonien zusammen mit Fibroblasten-ähnliche Zellen und glatten Muskelzellen beobachtet werden (Abbildung 2A). Im Anschluss an das Sortieren und nach 24 Stunden in der Zellkultur, die CD34 Low CD31 Pos VEGFR-3 Pos Podoplanin Pos Zellen befestigen und zeigen typische Kopfsteinpflastermorphologie (2B und C)....

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Isolation of Human Lymphatic Endothelial Cells by Multi-parameter Fluorescence-activated Cell Sorting

Das Ziel des Protokolls ist es, lymphatische Endothelzellen menschlicher Lymphmissbildung zystenartige Gefäße und Vorhaut mittels Fluoreszenz-aktivierter Zellsortierung (FACS) isoliert werden. Anschließende Zellkultur und Expansion dieser Zellen ermöglicht eine neue Stufe der experimentellen Raffinesse für genetische, Proteomik, funktionale und Zelldifferenzierung Studien.

Isolation of Human Lymphatic Endothelzellen durch Multiparameter-Fluoreszenz-aktivierten Zellsortierung

Lymphatic system disorders such as primary lymphedema, lymphatic malformations and lymphatic tumors are rare conditions that cause significant morbidity ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

14.2K Aufrufe.  The Royal Children&#146;s Hospital.  Das Ziel des Protokolls ist es, lymphatische Endothelzellen menschlicher Lymphmissbildung zystenartige Gefäße und Vorhaut mittels Fluoreszenz-aktivierter Zellsortierung (FACS) isoliert werden. Anschließende Zellkultur und Expansion dieser Zellen ermöglicht eine neue Stufe der experimentellen Raffinesse für genetische, Proteomik, funktionale und Zelldifferenzierung Studien. 

Serie: Isolation of Human Lymphatic Endothelial Cells by Multi-parameter Fluorescence-activated Cell Sorting

A Real-time Electrical Impedance Based Technique to Measure Invasion of Endothelial Cell Monolayer by Cancer Cells

Metastatic dissemination of malignant cells requires degradation of basement membrane, attachment of tumor cells to vascular endothelium, retraction of endothelial junctions and finally invasion and migration of tumor cells through the endothelial layer to enter the bloodstream as a means of transport to distant sites in the host1-3. Once in the circulatory system, cancer cells adhere to capillary walls and extravasate to the surrounding tissue to form metastatic tumors4,5. The various components of tumor cell-endothelial cell interaction can be replicated in vitro by challenging a monolayer of human umbilical vein endothelial cells (HUVEC) with cancer cells. Studies performed with electron and phase-contrast microscopy suggest that the in vitro sequence of events fairly represent the in vivo metastatic process6. Here, we describe an electrical-impedance based technique that monitors and quantifies in real-time the invasion of endothelial cells by malignant tumor cells.
Giaever and Keese first described a technique for measuring fluctuations in impedance when a population of cells grow on the surface of electrodes7,8. The xCELLigence instrument, manufactured by Roche, utilizes a similar technique to measure changes in electrical impedance as cells attach and spread in a culture dish covered with a gold microelectrode array that covers approximately 80% of the area on the bottom of a well. As cells attach and spread on the electrode surface, it leads to an increase in electrical impedance9-12. The impedance is displayed as a dimensionless parameter termed cell-index, which is directly proportional to the total area of tissue-culture well that is covered by cells. Hence, the cell-index can be used to monitor cell adhesion, spreading, morphology and cell density.
The invasion assay described in this article is based on changes in electrical impedance at the electrode/cell interphase, as a population of malignant cells invade through a HUVEC monolayer (Figure 1). The disruption of endothelial junctions, retraction of endothelial monolayer and replacement by tumor cells lead to large changes in impedance. These changes directly correlate with the invasive capacity of tumor cells, i.e., invasion by highly aggressive cells lead to large changes in cell impedance and vice versa. This technique provides a two-fold advantage over existing methods of measuring invasion, such as boyden chamber and matrigel assays: 1) the endothelial cell-tumor cell interaction more closely mimics the in vivo process, and 2) the data is obtained in real-time and is more easily quantifiable, as opposed to end-point analysis for other methods.

This article describes an in vitro technique for monitoring cancer cells invading through a monolayer of endothelial cells. The data is acquired in real-time as a function of changes in impedance on the surface of electrodes at the well bottom.

Eine Echtzeit-Elektrische Impedanz basierte Technik zur Invasion von Endothelzellen Monolayer von Krebs Zellen zu messen

Metastatic dissemination of malignant cells requires degradation of basement membrane, attachment of tumor cells to vascular endothelium, retraction of ...

Forschung

Medizin

Isolation, Characterization and Comparative Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells Derived from Permanent Teeth by Using Two Different Methods

Developing wisdom teeth are easy-accessible source of stem cells during the adulthood which could be obtained by routine orthodontic treatments. Human pulp-derived stem cells (hDPSCs) possess high proliferation potential with multi-lineage differentiation capacity compare to the ordinary source of adult stem cells1-8; therefore, hDPSCs could be the good candidates for autologous transplantation in tissue engineering and regenerative medicine. Along with these benefits, possessing the mesenchymal stem cells (MSC) features, such as immunolodulatory effect, make hDPSCs more valuable, even in the case of allograft transplantation6,9,10. Therefore, the primary step for using this source of stem cells is to select the best protocol for isolating hDPSCs from pulp tissue. In order to achieve this goal, it is crucial to investigate the effect of various isolation conditions on different cellular behaviors, such as their common surface markers &amp; also their differentiation capacity.
Thus, here we separate human pulp tissue from impacted third molar teeth, and then used both existing protocols based on literature, for isolating hDPSCs,11-13 i.e. enzymatic dissociation of pulp tissue (DPSC-ED) or outgrowth from tissue explants (DPSC-OG). In this regards, we tried to facilitate the isolation methods by using dental diamond disk. Then, these cells characterized in terms of stromal-associated Markers (CD73, CD90, CD105 &amp; CD44), hematopoietic/endothelial Markers (CD34, CD45 &amp; CD11b), perivascular marker, like CD146 and also STRO-1. Afterwards, these two protocols were compared based on the differentiation potency into odontoblasts by both quantitative polymerase chain reaction (QPCR) &amp; Alizarin Red Staining. QPCR were used for the assessment of the expression of the mineralization-related genes (alkaline phosphatase; ALP, matrix extracellular phosphoglycoprotein; MEPE &amp; dentin sialophosphoprotein; DSPP).14

The method described isolation and characterization of human Dental Pulp Stem Cells (hDPSCs) by using either enzymatic dissociation of pulp (DPSC-ED) or direct outgrowth of stem cells from pulp tissue explants (DPSC-OG). Then followed by in vitro comparative differentiation of both types of hDPSCs into odontoblasts.

Isolation, Charakterisierung und vergleichende Differenzierung humaner Dental Pulp Stammzellen aus bleibenden Zähne mit zwei verschiedenen Methoden abgeleitet

Developing wisdom teeth are easy-accessible source of stem cells during the adulthood which could be obtained by routine orthodontic treatments. Human ...

Cell Death Associated with Abnormal Mitosis Observed by Confocal Imaging in Live Cancer Cells

Phenanthrene derivatives acting as potent PARP1 inhibitors prevented the bi-focal clustering of supernumerary centrosomes in multi-centrosomal human cancer cells in mitosis. The phenanthridine PJ-34 was the most potent molecule. Declustering of extra-centrosomes causes mitotic failure and cell death in multi-centrosomal cells. Most solid human cancers have high occurrence of extra-centrosomes. The activity of PJ-34 was documented in real-time by confocal imaging of live human breast cancer MDA-MB-231 cells transfected with vectors encoding for fluorescent &gamma;-tubulin, which is highly abundant in the centrosomes and for fluorescent histone H2b present in the chromosomes. Aberrant chromosomes arrangements and de-clustered &gamma;-tubulin foci representing declustered centrosomes were detected in the transfected MDA-MB-231 cells after treatment with PJ-34. Un-clustered extra-centrosomes in the two spindle poles preceded their cell death. These results linked for the first time the recently detected exclusive cytotoxic activity of PJ-34 in human cancer cells with extra-centrosomes de-clustering in mitosis, and mitotic failure leading to cell death. According to previous findings observed by confocal imaging of fixed cells, PJ-34 exclusively eradicated cancer cells with multi-centrosomes without impairing normal cells undergoing mitosis with two centrosomes and bi-focal spindles. This cytotoxic activity of PJ-34 was not shared by other potent PARP1 inhibitors, and was observed in PARP1 deficient MEF harboring extracentrosomes, suggesting its independency of PARP1 inhibition. Live confocal imaging offered a useful tool for identifying new molecules eradicating cells during mitosis.

The cytotoxic activity of the phenanthridine PJ-34 in cancer cells undergoing mitosis was documented in real time by live confocal imaging. PJ-34 eradicated human breast cancer MDA-MB-231 cells harboring extra-centrosomes in mitosis. Unlike normal bi-focal mitosis, the extra-centrosomes were not clustered in the two spindle poles in the presence of PJ-34.

Cell Death mit Abnormal Mitose Assoziierte Beobachtet von konfokalen Imaging im Live Cancer Cells

Phenanthrene derivatives acting as potent PARP1 inhibitors prevented the bi-focal clustering of supernumerary centrosomes in multi-centrosomal human ...

Isolation, Culture, and Imaging of Human Fetal Pancreatic Cell Clusters

For almost 30 years, scientists have demonstrated that human fetal ICCs transplanted under the kidney capsule of nude mice matured into functioning endocrine cells, as evidenced by a significant increase in circulating human C-peptide following glucose stimulation1-9. However in vitro, genesis of insulin producing cells from human fetal ICCs is low10; results reminiscent of recent experiments performed with human embryonic stem cells (hESC), a renewable source of cells that hold great promise as a potential therapeutic treatment for type 1 diabetes. Like ICCs, transplantation of partially differentiated hESC generate glucose responsive, insulin producing cells, but in vitro genesis of insulin producing cells from hESC is much less robust11-17. A complete understanding of the factors that influence the growth and differentiation of endocrine precursor cells will likely require data generated from both ICCs and hESC. While a number of protocols exist to generate insulin producing cells from hESC in vitro11-22, far fewer exist for ICCs10,23,24. Part of that discrepancy likely comes from the difficulty of working with human fetal pancreas. Towards that end, we have continued to build upon existing methods to isolate fetal islets from human pancreases with gestational ages ranging from 12 to 23 weeks, grow the cells as a monolayer or in suspension, and image for cell proliferation, pancreatic markers and human hormones including glucagon and C-peptide. ICCs generated by the protocol described below result in C-peptide release after transplantation under the kidney capsule of nude mice that are similar to C-peptide levels obtained by transplantation of fresh tissue6. Although the examples presented here focus upon the pancreatic endoderm proliferation and &#946;&#160;cell genesis, the protocol can be employed to study other aspects of pancreatic development, including exocrine, ductal, and other hormone producing cells.

A protocol to isolate, culture, and image islet cell clusters (ICCs) derived from human fetal pancreatic cells is described.&#160; The method details the steps necessary to generate ICCs from tissue, culture as monolayers or in suspension as aggregates, and image for markers of proliferation and pancreatic cell fate decisions.

Isolierung, Kultur und Imaging von humanen fötalen Pankreas-Zellhaufen

For almost 30 years, scientists have demonstrated that human fetal ICCs transplanted under the kidney capsule of nude mice matured into functioning ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor initiation, metastasis and resistance to radio- and chemotherapy. Here we describe a specific methodology for culturing primary human pancreatic CSCs as tumor spheres in anchorage-independent conditions. Cells are grown in serum-free, non-adherent conditions in order to enrich for CSCs while their more differentiated progenies do not survive and proliferate during the initial phase following seeding of single cells. This assay can be used to estimate the percentage of CSCs present in a population of tumor cells. Both size (which can range from 35 to 250 micrometers) and number of tumor spheres formed represents CSC activity harbored in either bulk populations of cultured cancer cells or freshly harvested and digested tumors 1,2. Using this assay, we recently found that metformin selectively ablates pancreatic CSCs; a finding that was subsequently further corroborated by demonstrating diminished expression of pluripotency-associated genes/surface markers and reduced in vivo tumorigenicity of metformin-treated cells. As the final step for preclinical development we treated mice bearing established tumors with metformin and found significantly prolonged survival. Clinical studies testing the use of metformin in patients with PDAC are currently underway (e.g., NCT01210911, NCT01167738, and NCT01488552). Mechanistically, we found that metformin induces a fatal energy crisis in CSCs by enhancing reactive oxygen species (ROS) production and reducing mitochondrial transmembrane potential. In contrast, non-CSCs were not eliminated by metformin treatment, but rather underwent reversible cell cycle arrest. Therefore, our study serves as a successful example for the potential of in vitro sphere formation as a screening tool to identify compounds that potentially target CSCs, but this technique will require further in vitro and in vivo validation to eliminate false discoveries.

Pancreatic cancer stem cells (CSCs) can be expanded in vitro using the anchorage-independent sphere culture technique, which represents a powerful tool to study CSC biology and can serve as the first step to develop novel CSC-targeting therapies. Here the methodology for expanding, analyzing and targeting of pancreatic CSCs is provided.

Studieren Bauchspeicheldrüsenkrebs Stammzelleigenschaften für die Entwicklung neuer Behandlungsstrategien

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Isolation and Culture Expansion of Tumor-specific Endothelial Cells

Freshly isolated tumor-specific endothelial cells (TEC) can be used to explore molecular mechanisms of tumor angiogenesis and serve as an in vitro model for developing new angiogenesis inhibitors for cancer. However, long-term in vitro expansion of murine endothelial cells (EC) is challenging due to phenotypic drift in culture (endothelial-to-mesenchymal transition) and contamination with non-EC. This is especially true for TEC which are readily outcompeted by co-purified fibroblasts or tumor cells in culture. Here, a high fidelity isolation method that takes advantage of immunomagnetic enrichment coupled with colony selection and in vitro expansion is described. This approach generates pure EC fractions that are entirely free of contaminating stromal or tumor cells. It is also shown that lineage-traced Cdh5cre:ZsGreenl/s/l reporter mice, used with the protocol described herein, are a valuable tool to verify cell purity as the isolated EC colonies from these mice show durable and brilliant ZsGreen fluorescence in culture.

We report a reliable method to isolate and culture primary tumor-specific endothelial cells from genetically engineered mouse models.

Isolierung und Kultur Expansion von tumorspezifischen Endothelzellen

Freshly isolated tumor-specific endothelial cells (TEC) can be used to explore molecular mechanisms of tumor angiogenesis and serve as an in vitro model ...

Isolation and Culture of Primary Endothelial Cells from Canine Arteries and Veins

Cardiovascular disease is studied in both human and veterinary medicine. Endothelial cells have been used extensively as an in vitro model to study vasculogenesis, (tumor) angiogenesis, and atherosclerosis. The current standard for in vitro research on human endothelial cells (ECs) is the use of Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) and Human Umbilical Artery Endothelial Cells (HUAECs). For canine endothelial research, only one cell line (CnAOEC) is available, which is derived from canine aortic endothelium. Although currently not completely understood, there is a difference between ECs originating from either arteries or veins. For a more direct approach to in vitro functionality studies on ECs, we describe a new method for isolating Canine Primary Endothelial Cells (CaPECs) from a variety of vessels. This technique reduces the chance of contamination with fast-growing cells such as fibroblasts and smooth muscle cells, a problem that is common in standard isolation methods such as flushing the vessel with enzymatic solutions or mincing the vessel prior to digestion of the tissue containing all cells. The technique we describe was optimized for the canine model, but can easily be utilized in other species such as human.

Novel isolation methods of primary endothelial cells from blood vessels are needed. This protocol describes a new technique that completely inverts blood vessels of interest, exposing only the endothelial side to enzymatic digestion. The resulting pure endothelial cell culture can be used to study cardiovascular diseases, disease modelling, and angiogenesis.

Isolierung und Kultur von primären Endothelzellen von Canine Arterien und der

Cardiovascular disease is studied in both human and veterinary medicine. Endothelial cells have been used extensively as an in vitro model to study ...

Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Healthy Volunteers and Their Migratory Potential Influenced by Serum Samples After Cardiac Surgery

Endothelial progenitor cells (EPCs) are recruited from the bone marrow under pathological conditions like hypoxia and are crucially involved in the neovascularization of ischemic tissues. The origin, classification and characterization of EPCs are complex; notwithstanding, two prominent sub-types of EPCs have been established: so-called &#34;early&#34; EPCs (subsequently referred to as early-EPCs) and late-outgrowth EPCs (late-EPCs). They can be classified by biological properties as well as by their appearance during in vitro culture. While &#34;early&#34; EPCs appear in less than a week after culture of peripheral blood-derived mononuclear cells in EC-specific media, late-outgrowth EPCs can be found after 2-3 weeks. Late-outgrowth EPCs have been recognized to be directly involved in neovascularization, mainly through their ability to differentiate into mature endothelial cells, whereas &#34;early&#34; EPCs express various angiogenic factors as endogenous cargo to promote angiogenesis in a paracrine manner. During myocardial ischemia/reperfusion (I/R), various factors control the homing of EPCs to regions of blood vessel formation.
Macrophage migration inhibitory factor (MIF) is a chemokine-like pro-inflammatory and ubiquitously expressed cytokine and was recently described to function as key regulator of EPCs migration at physiological concentrations1. Interestingly, MIF is stored in intracellular pools and can rapidly be released into the blood stream after several stimuli (e.g. myocardial infarction). 
This protocol describes a method for the reliable isolation and culture of early-EPCs from adult human peripheral blood based on CD34-positive selection with subsequent culture in medium containing endothelial growth factors on fibronectin-coated plates for use in in vitro migration assays against serum samples of cardiac surgical patients. Furthermore, the migratory influence of MIF on chemotaxis of EPCs compared to other well-known angiogenesis-stimulating cytokines is demonstrated.

Endothelial progenitor cells (EPCs) are crucially involved in the neovascularization of ischemic tissues. This method describes the isolation of human EPCs from peripheral blood, as well as the identification of their migratory potential against serum samples of cardiac surgical patients.

Isolierung von endothelialen Vorläuferzellen von gesunden Freiwilligen und ihre Migratory Potential Beeinflusst von Serumproben nach einer Herzoperation

Endothelial progenitor cells (EPCs) are recruited from the bone marrow under pathological conditions like hypoxia and are crucially involved in the ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

Vorbereitung und<em&gt; In Vitro</em&gt; Charakterisierung von Magnetized miR-modifizierten Endothelzellen

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Isolation and Profiling of Human Primary Mesenteric Arterial Endothelial Cells at the Transcriptome Level

Endothelial cells (ECs) are crucial for vascular and whole-body function through their dynamic response to environmental cues. Elucidating the transcriptome and epigenome of ECs is paramount to understanding their roles in development, health, and disease, but is limited in the availability of isolated primary cells. Recent technologies have enabled the high-throughput profiling of EC transcriptome and epigenome, leading to the identification of previously unknown EC cell subpopulations and developmental trajectories. While EC cultures are a useful tool in the exploration of EC function and dysfunction, the culture conditions and multiple passages can introduce external variables that alter the properties of native EC, including morphology, epigenetic state, and gene expression program. To overcome this limitation, the present paper demonstrates a method of isolating human primary ECs from donor mesenteric arteries aiming to capture their native state. ECs in the intimal layer are dissociated mechanically and biochemically with the use of particular enzymes. The resultant cells can be directly used for bulk RNA or single-cell RNA-sequencing or plated for culture. In addition, a workflow is described for the preparation of human arterial tissue for spatial transcriptomics, specifically for a commercially available platform, although this method is also suitable for other spatial transcriptome profiling techniques. This methodology can be applied to different vessels collected from a variety of donors in health or disease states to gain insights into EC transcriptional and epigenetic regulation, a pivotal aspect of endothelial cell biology.

The protocol describes the isolation, culture, and profiling of endothelial cells from human mesenteric artery. Additionally, a method is provided to prepare human artery for spatial transcriptomics. Proteomics, transcriptomics, and functional assays can be performed on isolated cells. This protocol can be repurposed for any medium- or large-size artery.