The authors gratefully acknowledge the National Science Foundation (NSF) for financial support of this work through a CAREER award (CBET-0746210) and through award CBET-1159500. We would like to thank Dr. Turkson (Univ. of Hawaii Cancer Center) and Dr. Altomare (Univ. of Central Florida College of Medicine) for assistance with cell culture.

1. Die Kultivierung Zelllinien <ol><li> Thaw TE 71 (Mouse Thymusepithelzellen), MDA-MB-231 (Human-Brustkrebszellen), A549 (Human Lungenkrebszellen) und OVCAR3 (Human Eierstocktumorzellen), indem die kryogene Fläschchen in warmem Wasser für weniger als 2 min . 10 ml DMEM-Medium mit 10% FBS zu jeder Zelllinie und zentrifugieren für 6 min bei 106 x g ergänzt. </li><li> Saugen Sie die Aufhängung und fügen Sie 3 ml Medium dem Pellet. Mischen Sie die Zellen richtig durch Pipettieren mehrmals. In diese Zelle Lösung vorgewärmt 7 ml DMEM-Medium mit 10% FBS in T75-Flaschen ergänzt und halten Sie die Flaschen in feuchten Atmosphäre von 95% Luft / 5% CO 2 bei 37 ° C. Beschriften Sie diese Kolben, wie Passage 0. </li><li> Wenn die Konfluenz der Zellen erreicht 80%, Ernte der Zellen durch Inkubation mit 0,05% Trypsin für 10 min. Neutralisieren die Trypsin durch Zugabe der gleichen Menge von Medien. Zentrifuge diese Lösung für 6 min bei 106 x g. Entfernen Sie die Suspension und 3 ml frisches Medium zu. Mischen Sie well und übertragen kleine Menge (100 ul) in eine Kulturflasche, enthaltend 7 ml Medium. Die Kulturflasche im Brutschrank inkubiert. Beschriften Sie die Kolben, wie Passage 1. </li><li> Kultur die Zelllinien bis zum Durchgang 11 oder 12. </li></ol> 2. Herstellung von Nanopartikeln <ol><li> Herstellung von ~ 10 -6 M (bereinigt) unverwässert MEH-PPV-Stammlösung <ol><li> In einer Phiole hinzuzufügen 1mg Poly [2-methoxy-5- (2-ethylhexyloxy) -1,4-phenylenvinylen] (MEH-PPV) mit einem Molekulargewicht (durchschnittliches Mn) 150.000-250.000 g / mol und 3 ml Tetrahydrofuran (THF) . Das Gemisch wird für 2 Stunden unter Erhitzen bei 80 ° C auf einer heißen Platte. </li><li> Filtern der obigen Lösung in ein neues Fläschchen unter Verwendung eines 0,2 &amp; mgr; m Spritzenfilter filtriert. Beschriften Sie diese Lösung als &quot;unverdünnte MEH-PPV-Stammlösung&quot;. Diese Lösung wird in Nanopartikel-Herstellung nach der Feinabstimmung der Konzentration wie in den Schritten 2.1.3 und 2.1.4 beschrieben, einbezogen werden. </li><li> In 50 ul der unverdünnten MEH-PPV-Stammlösung in 3 ml THF. Beschriften Sie diese Lösung als &quot;verdünnt MEH-PPV-Stammlösung&quot;. Transfer zu einem 1 cm Quarzküvette und Messung der Absorption bei 495 nm durch UV-Vis-Spektroskopie. </li><li> Wenn die Absorption der verdünnten MEH-PPV-Stammlösung höher ist als 0,17, verdünnt das unverdünnte MEH-PPV-Stammlösung durch Zugabe von mehr THF 1 ml zu einer Zeit, solange nach 2.1.3 bis die gemessene Absorption bei 495 nm ist in der reichen von 0,13 bis 0,17. </li><li> Berechnen Sie die Molarität des verdünnten MEH-PPV-Stammlösung unter Verwendung von Lambert-Beer-Gesetz, wie unten dargestellt. Hier 0,15 Extinktion wird als Beispiel für den Rest der Protokolle (dh., Bezogen auf beobachtete Extinktion einzustellen alle folgenden Berechnungen) ist die MEH-PPV Extinktionskoeffizienten verwendet 10 7 M -1 cm -1 und der Pfadlänge verwendet wird, ist 1 cm. A = ε xbxc (Gleichung 1) (ε - der molare Extinktionskoeffizient, A - Absorption, b - Weglänge c - Konzentration der Lösung) 0.15 = 10 7 M -1 cm -1 x 1 cm x c (Gleichung 2) c = 1,5 x 10 -8 M (Gleichung 3) Verwenden Sie diese Konzentration, die Konzentration der unverdünnten MEH-PPV-Stammlösung zu finden, wie folgt: M 1 V 1 = M 2 V 2 (Gleichung 4) 0,15 x 10 -7 M x 3050 ul = M 2 x 50 ul (Gleichung 5) M 2 = 9,15 × 10 -7 M (Gleichung 6) Dies ist die Konzentration des &quot;eingestellt unverwässerte MEH-PPV-Stammlösung&quot;. </li></ol></li><li> Berechnung der Masse von MEH-PPV in der eingestellten unverwässerte MEH-PPV-Stammlösung <ol><li> Berechnen Sie die Masse von MEH-PPV in 1 ml des unverdünnten eingestellt Stammlösung, wie unten mit dem im Abschnitt 2.1.4 erhalten Molarität und das Molekulargewicht (M w) von MEH-PPV, die 10 6 g / mol ist gezeigt. M = n / V (n - Nr. Der Mole, V - Volumen in L) (Gleichung 7) Somit kann die Masse von MEH-PPV in 1 ml eingestellt undiluted Stammlösung ist 9,15 x 10 -4 g. </li></ol></li><li> Mischen PCBM in MEH-PPV <ol><li> Berechnung der Masse des Phenyl-C 61 -buttersäuremethylester (PCBM) in das Lager MEH-PPV-Lösung zugegeben werden, um 50 Gew% PCBM dotierten MEH-PPV-Lösung, bei 50 Gew% PCBM ist mit Bezug auf die Masse festgelegt machen von MEH-PPV (dh die Hälfte der Masse von MEH-PPV). Durch Verwendung des Gewichts des MEH-PPV in Abschnitt 2.2 erhalten. Masse von PCBM / 9,15 x 10 -4 g MEH-PPV x 100% = 50 Gew% PCBM (Gleichung 8) Masse von PCBM = 4,57 x 10 -4 g (Gleichung 9) </li><li> Wiegen Sie 1 mg PCBM in einem Fläschchen und fügen Sie 500 ul THF. Berechnung der Konzentration von PCBM in dieser Lösung mit dem Molekulargewicht von PCBM als 910,88 g / mol Molarität der PCBM-Lösung = 0.001 g / (910,88 g / mol * 500 ul) (Gleichung 10) Molarität der PCBM-Lösung = 2,19 x 10 -9 mol / ul (Gleichung 11) </li><li> Berechnen Sie das Volumen der PCBM-Lösung benötigt wird, um an die angepasst fügen unverdünnt MEH-PPV-Stammlösung, die 50 Gew% PCBM dotierten MEH-PPV-Lösung in THF unter Verwendung der Molarität in Schritt 2.3.2, berechnet zu erhalten 4,57 x 10 -4 g PCBM x 1 mol / 910,88 gx 1 ul / 2,19 x 10 -9 mol = 229 ul (Gleichung 12) Fügen Sie 229 ul der PCBM-Lösung in 1 ml eingestellt unverwässerte MEH-PPV-Stammlösung und gut mischen. </li></ol></li><li> Herstellung von Nanopartikeln durch Umfällungsverfahren <ol><li> 1 ml der gemischten MEH-PPV / PCBM Lösung in die 1 ml Spritze mit der Nadel daran befestigt. </li><li> Schnell spritzen 1 ml des gemischten MEH-PPV / PCBM-Lösung in 4 ml VE-Wasser unter Rühren bei 1.200 Umdrehungen pro Minute. Sofort anhalten Rühren nach der Injektion. Verwenden Sie diese Nanopartikel ohne weitere Verarbeitung. </li></ol></li></ol> 3. Inkubation von Zelllinien mit Nanopartikel für Imaging HINWEIS: Alle Imaging Experimente wurden in 35 mm Petrischalen abgeschlossen <ol><li> Aufnahme von nanopartiCles in Zelllinien <ol><li> Kulturzelllinien bis zu dem 12. Durchgang. An den 12. Durchgang Kulturzellen in 35 mm Petrischalen. Einstellen Konzentration der Zellen auf 35 mm-Petrischalen solche zugesetzt, dass nach 24 Stunden sind die Zellen 40% konfluent. </li><li> Zu diesem Zeitpunkt entfernen Sie die DMEM-Medium mit 10% FBS aus den Petrischalen ergänzt, waschen Sie die Zellen mit 1x DPBS zweimal, und fügen Sie 100 ul der Nanopartikel-Suspension in 2 ml DMEM in die Petrischalen. </li><li> Nach 24 Stunden entfernen Sie das DMEM / Nanopartikel-Suspension aus den Petrischalen und waschen Sie die Zellen mit 1x DPBS 3 mal. Befestigen Sie dann die Zellen durch Inkubation mit 4% Paraformaldehyd für 10 min. Waschen zweimal mit DPBS. Färben die Zellen mit 300 nM DAPI durch Inkubation mit dem Farbstoff für 2 min. Waschen zweimal mit DPBS. Dann halten Sie die Zellen in DPBS für die Bildgebung. </li></ol></li><li> Detektion von ROS <ol><li> Kultur A549 und OVCAR3 Zelllinien in Petrischalen, 6 pro Zelllinie, wie in Abschnitt 3.1.1 erläutert. Beschriften Sie diePetrischalen, wie in der Tabelle 1 gezeigt. </li><li> 100 l der Nanopartikel-Suspension in 2 ml DMEM bis drei der Petrischalen, wie in der Tabelle 1 dargestellt und Inkubation für 24 Stunden. Für die Petrischalen, die Lichtdosen erhalten werden, waschen Sie die Zellen nach 24 Stunden, und die Zellen zu suspendieren in HBSS (Hanks Balanced Salt Solution) färben freien Medien. </li><li> Aufwärmen der Lampe des Sonnensimulators für 15 min. Stellen UV-Filter vor der Lampe herausfiltern UV-Licht. Kalibrieren der Lampe mit einer Referenzsolarzelle durch Einstellen der Lampenleistung auf 0,5 Sonne (50 mW / cm 2) Intensität an der Oberfläche der Petrischale erhalten. In diesem speziellen Aufbau wurde diese Bedingung mit 218 W Leistung an die Lampe geliefert erreicht. </li><li> Legen die Petrischalen unter der Lampe (Deckel offen) für 60 min, die in einer Lichtdosis von 180 J / cm 2, wie in den Berechnungen unten dargestellten Ergebnisse: 50 mW / cm 2 x 3.600 sec / 1.000 = 180 J / cm 2 </li><li> Entfernen HBSS und ohne Waschen weitere 2 ml DMEM-Medium mit 10% FBS zu den Petrischalen ergänzt hinzuzufügen. Inkubieren Sie die Zellen für weitere 2 Std. </li><li> Für die positive Kontrolle Inkubieren der Zellen mit 100 uM Wasserstoffperoxid (H 2 O 2) für 30 min. </li><li> Färben die Zellen in allen Petrischalen mit einer Endkonzentration von 5 &amp; mgr; M des ROS Nachweisreagens durch Inkubation der Zellen mit dem Farbstoff für 30 Minuten bei 37 ° C. </li><li> Befestigen Sie die Zellen durch Inkubation mit 4% Paraformaldehyd für 10 min. Waschen zweimal mit DPBS. Färben die Zellen mit 300 nM DAPI durch Inkubation mit dem Farbstoff für 2 min. Waschen zweimal mit DPBS. Dann halten Sie die Zellen in DPBS für die Bildgebung. </li></ol></li><li> Apoptose und Nekrose von PI und Annexin V FITC <ol><li> Kultur jede Zelllinie in 5 Petrischalen. Drei dieser Petrischalen werden für den Versuch, während die übrigen 2 Petrischalen werden Kontrollproben sein. Die 3 Petrischalen für Experiment mit Nanopartikeln als E inkubierenin Abschnitt 3.1.2 Xplained. Die Kontrollproben werden nicht mit Nanopartikeln inkubiert. </li><li> Nach 24 Stunden Inkubation folgen Sie den Schritt 3.2.3. </li><li> Legen Sie die 3 Versuchspetrischalen unter der Lampe (Deckel offen) und nehmen Sie ein zu 20 min, einer bei 40 min und eine bei 60 min. Dies ergibt drei Proben, die Lichtdosen von 60, 120 und 180 J / cm 2, bzw. (Berechnung in Abschnitt 3.2.4) ausgesetzt waren. Als nächstes zu verwalten eine 180 J / cm 2 Lichtdosis zu einer der Kontrollpetrischalen. Dies ist die Steuerung mit Lichtdosis in Abwesenheit von Nanopartikeln angewandt. Sie Lichtdosis zu der verbleibenden Kontrollprobe (keine Nanopartikel und kein Licht Dosis angewendet) gelten nicht. </li><li> Ersetzen Sie die HBSS mit DMEM-Medium mit 10% FBS ergänzt und halten Sie die Petrischalen in den Inkubator für 4 Stunden. </li><li> Färben die Zellen in der experimentellen und der Kontrollpetrischalen mit 20 ul Annexin V FITC durch Inkubation der Zellen mit dem Farbstoff für 15 min. Waschen zweimal mit DPBS. Flecken auf der cEllen mit 300 nM DAPI, sowie 300 nm PI (Propidiumiodid) durch Inkubation mit den Farbstoffen für 2 min. Waschen zweimal mit DPBS. Dann halten Sie die Zellen in DPBS für die Bildgebung. </li></ol></li></ol> 4. Eigen Zytotoxizität von Nanoteilchen <ol><li> Zählen der Zellen und Kultivierung in 96-Well-Platten <ol><li> Ernte der Zellen aus Kulturflaschen durch Entfernen von Medien und Waschen der Zellen zweimal mit DPBS, gefolgt von der Inkubation der Zellen mit 0,05% Trypsin für 10 min. 2 ml DMEM-Medium mit 10% FBS zu dem resultierenden Zelllösung ergänzt. Mischen Sie die Lösung richtig an Zellclustern in Singuletts zu trennen. </li><li> Nehmen Sie 100 ul der Zellsuspension und fügen Sie 900 ul DMEM-Medium mit 10% FBS ergänzt. Gut mischen. Zeigen 10 ul dieser Suspension auf einem Hämocytometer. Zähle die Zellen unter Verwendung der Zählkammer und Einstellen der Konzentration der Zellsuspension in 4.1.1 bis 5 x 10 4 Zellen / ml. </li><li> Take 5 Platten mit 96 Vertiefungen als 0 h, 24 h markiertr, 48 h, 72 h und 96 h. Dann werden 50 ul der 5 × 10 4 Zellen / ml Zelllösungen (TE 71 und A549) in die Vertiefungen, wie in Tabelle 2 gezeigt, wodurch der Aussaat 2500 Zellen / Well. Machen Sie dasselbe Verfahren für OVCAR3 und MDA-MB-231 Zelllinien. </li><li> Nach 24 Stunden Waschen der Vertiefungen mit 1x DPBS und 50 ul von steigenden Konzentrationen von Nanopartikeln in die Vertiefungen, wie in Tabelle 2 gezeigt. Bereiten verschiedenen Nanopartikelkonzentrationen durch Zugabe von 20, 100 und 180 ul der Nanopartikel-Suspension aus 2.4.2 DMEM erhalten ein Endvolumen von 2 ml, die Nanopartikelkonzentration von 0,4 × 10 -4 mg / ml ergibt, 2,0 × 10 -4 mg / ml und 3,6 × 10 -4 mg / ml. Jede Zelllinie Triplikaten für jede Konzentration der Nanopartikel. </li></ol></li><li> Messung der Zelllebensfähigkeit in dunklen <ol><li> In 10 ul MTT zu der 0 h Platte unmittelbar nach der Zugabe von Nanopartikeln. Die Platte 4 Stunden für Formazan crystals zu bilden. In 50 ul Solubilisierungslösung in die Vertiefungen. Die Platte 6 Stunden, um die Formazan Kristalle aufzulösen. </li><li> Messen Sie die Lebensfähigkeit der Zellen der 0 h Platte durch Aufzeichnen der Extinktion bei 570 nm mit Mikroplatten-Reader. </li><li> 24 h Platte, waschen Sie die Zellen mit 1x DPBS und fügen Sie 50 ul Medium in jeder Vertiefung nach 24 Stunden Inkubation mit Nanopartikeln. In MTT und lesen Sie das, wie in den Abschnitten 4.2.1 und 4.2.2 erläutert Platte. </li><li> 48 h, 72 h und 96 h Platten, waschen Sie die Zellen mit 1x DPBS und fügen Sie 50 ul Medium in die Vertiefungen nach 24 Stunden Inkubation mit Nanopartikeln. Inkubieren der Zellen für die restlichen Zeitperioden. </li><li> 4.2.5) Messen Sie die Lebensfähigkeit der Zellen an den jeweiligen Zeitpunkten, wie in den Abschnitten 4.2.1 und 4.2.2 beschrieben. </li><li> Wiederholen Sie das vollständige Experiment für 3-mal (n = 3) </li></ol></li></ol> 5. Messzelle Lebensfähigkeit nach PDT <ol><li> Zählen der Zellen und Kultivierung in 96-Well-Platten. <ol><li> Beschriften Sie eine Reihe von 96-Well-Platten, wie in Tabelle 3 gezeigt ist, sowohl für die TE 71 + A549 Platten und OVCAR3 + MDA-MB-231-Platten. Die Anordnung der Platten wird die gleiche sein, wie in 4.1.3 gezeigt. </li><li> Samen der 96-Well-Platten, wie in Abschnitt 4.1 mit dem gleichen Layout erläutert, wie in Tabelle 2 in Abschnitt 4.1.2 dargestellt. </li><li> Nach 24 Stunden Nanopartikel in den Platten, wie in 4.1.4 beschrieben. </li><li> 24 Stunden nach der Zugabe von Nanopartikeln waschen Sie die Zellen mit 1x DPBS und fügen Sie 50 ul HBSS in jede Vertiefung. </li><li> Bestrahlen der Platten mit den jeweiligen Lichtdosen, wie in 3.2.3 beschrieben. </li><li> Ersetzen Sie die HBSS mit 50 ul DMEM-Medium mit 10% FBS ergänzt und Inkubation der Platten für die jeweiligen Zeiträume nach PDT. </li><li> Nach jeder Zeitperiode zu messen, die die Lebensfähigkeit der Zellen, wie in den Abschnitten 4.2.1 und 4.2.2 beschrieben. </li></ol></li></ol> 6. Fluoreszenzmikroskopie <ol><li> Aufnahme von Nanopartikeln <ol><li> Schalten Sie die Lampen des Mikroskops einnd der Laser 30 Minuten vor der Bilderzeugung. Setzen die Petrischale mit der fixierten Zellen auf dem Objekttisch des Mikroskops (wie in Abschnitt 3.1 beschrieben). </li><li> Sammeln Sie die Fluoreszenz von Nanopartikeln und DAPI mit Hilfe von Filtern, wie in Tabelle 4 gezeigt. Überlagern der Phasenkontrast, Nanopartikel und DAPI Bilder in ImageJ Software. </li></ol></li><li> Detektion von ROS <ol><li> Schalten die Lampen des Mikroskops 30 Minuten vor der Bilderzeugung. Legen Sie die Petrischale mit der Zellen auf der Bühne des Mikroskops (wie in Abschnitt 3.2 beschrieben). </li><li> Sammeln der Fluoreszenz von Nanopartikeln, DAPI und den ROS Nachweisreagenz mit Hilfe von Filtern, wie in Tabelle 4 gezeigt. Überlagern des Phasenkontrastes, Nanopartikel, DAPI und ROS Nachweisreagenz Bilder in ImageJ Software. </li></ol></li><li> Apoptose und Nekrose von PI und Annexin V FITC <ol><li> Schalten die Lampen des Mikroskops 30 Minuten vor der Bilderzeugung. Legen Sie die Petrischale mit den Zellen (wie unterAbschnitt 3.3) auf dem Tisch des Mikroskops. </li><li> Sammeln der Fluoreszenz von Nanopartikeln, DAPI, PI und Annexin V FITC unter Verwendung von Filtern, wie in Tabelle 4 gezeigt. Überlagern des Phasenkontrastes, Nanopartikel, DAPI, PI und Annexin V FITC Bilder in ImageJ Software. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Um Nanopartikel-Aufnahme zu erreichen war es notwendig, einige kritische Maßnahmen aufrechtzuerhalten, während der Herstellung der Nanopartikel. A 10 -6 M MEH-PPV-Lösung in THF (50 Gew% gemischt PCBM) hergestellt, in DI-Wasser zu injizieren, wie es beobachtet wurde, dass die Konzentration der Lösung spielt eine wichtige Rolle bei der Bestimmung der Größe von Nanopartikeln gebildet wird. Konzentration wurde durch UV-vis-Spektroskopie überprüft. Man beachte, dass in Schritt 2.1.3 Protokoll war es notwen...

In Photodynamische Therapie (PDT) Photosensitizer verabreicht, um Zielgewebe und bei der Belichtung, um den Photosensibilisator Licht erzeugt reaktive Sauerstoffspezies (ROS). ROS Spezies wie Singulett-Sauerstoff und Superoxid oxidativen Stress und nachfolgende strukturelle Schäden an Zellen und Gewebe 1-4 induzieren. Aufgrund seiner Einfachheit der Anwendung dieser Methode hat sich aktiv untersucht und klinische Studien haben statt 5,6 gemacht. Jedoch erhebliche Probleme wie Dunkeltoxizität der Sensibilisatoren, Patientenlichtempfindlichkeit (aufgrund nicht-selektiven Verteilung des Sensibilisators) und Hydrophobie der Sensibilisatoren (was zu einer verminderten Bioverfügbarkeit und potentielle akute Toxizität führt) bleibt. Hier berichten wir ein Verfahren für die Herstellung und in-vitro-Bewertung aus leitendem Polymer-Nanopartikel mit Fulleren gemischt als die nächste Generation Photosensibilisatoren für die PDT. Die Nanopartikel durch Selbstaggregation gebildetdas halbleitende Polymer MEH-PPV (Poly [2-methoxy-5- (2-ethylhexyloxy) -1,4-phenylenvinylen]) mit dem Fulleren PCBM (Phenyl-C 61 -buttersäuremethylester), wenn diese Materialien in einem kompatiblen gelösten Lösungsmittel rasch in einem nicht kompatiblen Lösungsmittel (1A) injiziert. Die Wahl der MEH-PPV als Wirtspolymer durch seine hohe Extinktionskoeffizienten, die hohe Triplettbildung führt motiviert und effizient und ultra Ladungs- und Energieübertragung auf das Fulleren PCBM 7. Diese Eigenschaften sind ideal für die Sensibilisierung von Singulett-Sauerstoff und Bildung von Superoxid in PDT. Fullerene hat in der Tat in der PDT sowohl in molekularen und Nanopartikel-Form 13.08 angewandt. Allerdings hat schwere Zytotoxizität Weiterentwicklung 12 behindert. Hier zeigen wir, dass das Einkapseln der Fulleren in einer Host-Matrix von MEH-PPV, um zusammengesetzte MEH-PPV / PCBM-Nanopartikel zu einer PDT sensibilisierende Material zu ergeben, dass ichs nicht eigen zytotoxische, zeigt Spezifität gegenüber Krebszellen aufgrund von Nanopartikelgröße und Oberflächenladung, und die Renditen sehr effektive PDT-Behandlung bei niedriger Lichtdosen aufgrund der genannten photophysikalischen Eigenschaften.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Poly[2-methoxy-5-(2-ethylhexyloxy)-1,4-phenylenevinylene] (MEH-PPV)</td>
			<td>Sigma Aidrich</td>
			<td>536512-1G</td>
			<td>average Mn&#160;150,000-250,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>[6,6]-Phenyl C61&#160;butyric acid methyl ester (PCBM)</td>
			<td>Sigma Aidrich</td>
			<td>684449-500MG</td>
			<td>&#62; 99.5%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetrahydrofuran (THF)</td>
			<td>EMD</td>
			<td>TX0284-6</td>
			<td>Drisolv</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>National Scientific Company</td>
			<td>37510-1</td>
			<td>For filtration of MEH-PPV solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28145-495</td>
			<td>25 mm, 0.2 &#181;m, PTFE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>81320</td>
			<td>For injection of MEH-PPV solution into water to make nanoparticles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modification of Eagle&#39;s Medium/Ham&#39;s F-12 50/50 Mix (DMEM)</td>
			<td>Corning (VWR)</td>
			<td>45000-350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without phenol red (HBSS)</td>
			<td>Quality Biological (VWR)</td>
			<td>10128-740</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate-Buffered Saline, 1X without calcium and magnesium (DPBS)</td>
			<td>Corning (VWR)</td>
			<td>45000-436</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, Regular (Heat Inactivated) (FBS)</td>
			<td>Corning (VWR)</td>
			<td>45000-736</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin EDTA 1X 0.25%</td>
			<td>Corning (VWR)</td>
			<td>45000-664</td>
			<td>Trypsin/2.21 mM EDTA in HBSS without sodium bicarbonate, calcium and magnesium Porcine Parvovirus Tested</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16% Paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences&#160;</td>
			<td>15710</td>
			<td>16% paraformaldehyde is diluted to 4% by adding PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>&#160;Biotium VWR</td>
			<td>89139-054</td>
			<td>Nuclear stain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml pipettes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75 cm2 culture flask</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-856</td>
			<td>for culturing cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well plates</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-771</td>
			<td>for MTT assays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Culture Dishes with Vents</td>
			<td>Greiner Bio-One (VWR)</td>
			<td>82050-538</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propidium iodide</td>
			<td>Molecular probes</td>
			<td>P3566</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Annexin V FITC</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A13199</td>
			<td>dye for apoptosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celltiter 96 non-R 1000 assays</td>
			<td>Promega (VWR)</td>
			<td><a href="https://www.vwrsp.com/catalog/product/index.cgi?catalog_number=PAG4000">PAG4000</a></td>
			<td>MTT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CellROX Green Reagent, for oxidative stress detection</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C10444</td>
			<td>For ROS detection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV-vis spectrometer</td>
			<td>Agilent 8453</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence spectrometer</td>
			<td>NanoLog HoribaJobin Yvon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dynamic light scattering</td>
			<td>PD2000DLS, Precision detector</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>NuAir DH Autoflow</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Zeiss Axioskop2</td>
			<td></td>
			<td>63X oil immersion objective lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epiluminescence microscope</td>
			<td>Olympus IX71</td>
			<td></td>
			<td>60X water immersion objective lens, Andor Zyla sCMOS camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solar Simulator</td>
			<td>Newport 67005 Oriel Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reference solar cell</td>
			<td>Oriel&#160;</td>
			<td></td>
			<td>VLSI Standards Incorporated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>BioTek Ex808</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>Hausser Scientific Partnership</td>
			<td>3200</td>
			<td>For counting cells</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

photodynamic therapy with blended conducting polymer/fullerene nanoparticle photosensitizers

In this article a method for the fabrication and reproducible in-vitro evaluation of conducting polymer nanoparticles blended with fullerene as the next generation photosensitizers for Photodynamic Therapy (PDT) is reported. The nanoparticles are formed by hydrophobic interaction of the semiconducting polymer MEH-PPV (poly[2-methoxy-5-(2-ethylhexyloxy)-1,4-phenylenevinylene]) with the fullerene PCBM (phenyl-C61-butyric acid methyl ester) in the presence of a non-compatible solvent. MEH-PPV has a high extinction coefficient that leads to high rates of triplet formation, and efficient charge and energy transfer to the fullerene PCBM. The latter processes enhance the efficiency of the PDT system through fullerene assisted triplet and radical formation, and ultrafast deactivation of MEH-PPV excited stated. The results reported here show that this nanoparticle PDT sensitizing system is highly effective and shows unexpected specificity to cancer cell lines.

Aufnahme und intrinsische Zytotoxizität von Nanoteilchen Die 50 Gew% blended MEH-PPV / PCBM-Nanopartikel wurden mit TE-71 inkubiert, MDA-MB-231, A549 und OVCAR3 Zelllinien. Die PCBM Mischstufe wurde als 50 Gew% PCBM, das gezeigt worden ist, um ideale Ladung und Energie Übertragungseigenschaften zwischen konjugierten Polymeren und Fullerenen 14 bereitzustellen entschieden. Fluoreszenzbilder der Funktion gestört werden in 1B gezeigt. Die Zellen wurden 24 Stunden ...

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Photodynamic Therapy with Blended Conducting Polymer/Fullerene Nanoparticle Photosensitizers

This protocol describes a method for the fabrication of conducting polymer nanoparticles blended with fullerene. These nanoparticles were investigated for their potential use as a next generation photosensitizers for Photodynamic Therapy (PDT).

Photodynamische Therapie mit Blended leitendes Polymer / Fullerene Nanopartikel Photosensibilisatoren

In this article a method for the fabrication and reproducible in-vitro evaluation of conducting polymer nanoparticles blended with fullerene as the next ...

photodynamic-therapy-with-blended-conducting-polymerfullerene

Research

JoVE Journal

Chemistry

8.4K Aufrufe.  University of Central Florida. This protocol describes a method for the fabrication of conducting polymer nanoparticles blended with fullerene. These nanoparticles were investigated for their potential use as a next generation photosensitizers for Photodynamic Therapy (PDT). 

Serie: Photodynamic Therapy with Blended Conducting Polymer/Fullerene Nanoparticle Photosensitizers

Conducting Miller-Urey Experiments

In 1953, Stanley Miller reported the production of biomolecules from simple gaseous starting materials, using an apparatus constructed to simulate the primordial Earth&#39;s atmosphere-ocean system. Miller introduced 200 ml of water, 100 mmHg of H2, 200 mmHg of CH4, and 200 mmHg of NH3 into the apparatus, then subjected this mixture, under reflux, to an electric discharge for a week, while the water was simultaneously heated. The purpose of this manuscript is to provide the reader with a general experimental protocol that can be used to conduct a Miller-Urey type spark discharge experiment, using a simplified 3 L reaction flask. Since the experiment involves exposing inflammable gases to a high voltage electric discharge, it is worth highlighting important steps that reduce the risk of explosion. The general procedures described in this work can be extrapolated to design and conduct a wide variety of electric discharge experiments simulating primitive planetary environments.

The Miller-Urey experiment was a pioneering study regarding the abiotic synthesis of organic compounds with possible relevance to the origins of life. Simple gases were introduced into a glass apparatus and subjected to an electric discharge, simulating the effects of lightning in the primordial Earth&#8217;s atmosphere-ocean system. The experiment was conducted for one week, after which, the samples collected from it were analyzed for the chemical building blocks of life.

Miller-Urey Durchführung von Experimenten

In 1953, Stanley Miller reported the production of biomolecules from simple gaseous starting materials, using an apparatus constructed to simulate the ...

Forschung

Chemie

A Technique to Functionalize and Self-assemble Macroscopic Nanoparticle-ligand Monolayer Films onto Template-free Substrates

This protocol describes a self-assembly technique to create macroscopic monolayer films composed of ligand-coated nanoparticles1,2. The simple, robust and scalable technique efficiently functionalizes metallic nanoparticles with thiol-ligands in a miscible water/organic solvent mixture allowing for rapid grafting of thiol groups onto the gold nanoparticle surface. The hydrophobic ligands on the nanoparticles then quickly phase separate the nanoparticles from the aqueous based suspension and confine them to the air-fluid interface. This drives the ligand-capped nanoparticles to form monolayer domains at the air-fluid interface.&#160; The use of water-miscible organic solvents is important as it enables the transport of the nanoparticles from the interface onto template-free substrates.&#160; The flow is mediated by a surface tension gradient3,4 and creates macroscopic, high-density, monolayer nanoparticle-ligand films.&#160; This self-assembly technique may be generalized to include the use of particles of different compositions, size, and shape and may lead to an efficient assembly method to produce low-cost, macroscopic, high-density, monolayer nanoparticle films for wide-spread applications.

A simple, robust and scalable technique to functionalize and self-assemble macroscopic nanoparticle-ligand monolayer films onto template-free substrates is described in this protocol.

Eine Technik, um auf Vorlage freie Substrate zu funktionalisieren und Selbstorganisation makroskopische Nanopartikel-Liganden-Monolayer Films

This protocol describes a self-assembly technique to create macroscopic monolayer films composed of ligand-coated nanoparticles1,2. The simple, robust and ...

Synthesis and Testing of Supported Pt-Cu Solid Solution Nanoparticle Catalysts for Propane Dehydrogenation

A convenient method for the synthesis of bimetallic Pt-Cu catalysts and performance tests for propane dehydrogenation and characterization are demonstrated here. The catalyst forms a substitutional solid solution structure, with a small and uniform particle size around 2 nm. This is realized by careful control over the impregnation, calcination, and reduction steps during catalyst preparation and is identified by advanced in situ synchrotron techniques. The catalyst propane dehydrogenation performance continuously improves with increasing Cu:Pt atomic ratio.

A convenient method for the synthesis of 2 nm supported bimetallic nanoparticle Pt-Cu catalysts for propane dehydrogenation is reported here. In situ synchrotron X-ray techniques allow for the determination of the catalyst structure, which is typically unobtainable using laboratory instruments.

Synthese und Test von unterstützten Pt-Cu-Feststofflösungen Nanopartikelkatalysatoren für die Propan-Dehydrierung

A convenient method for the synthesis of bimetallic Pt-Cu catalysts and performance tests for propane dehydrogenation and characterization are ...

Liquid-cell Transmission Electron Microscopy for Tracking Self-assembly of Nanoparticles

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully understood. We have traced the trajectories of individual nanoparticles using liquid-cell transmission electron microscopy (TEM) to investigate the mechanism of the assembly process. Herein, we present the protocols used for liquid-cell TEM studies of the self-assembly mechanism. First, we introduce the detailed synthetic protocols used to produce uniformly sized platinum and lead selenide nanoparticles. Next, we present the microfabrication processes used to produce liquid cells with silicon nitride or silicon windows and then describe the loading and imaging procedures of the liquid-cell TEM technique. Several notes are included to provide helpful tips for the entire process, including how to manage the fragile cell windows. The individual motions of nanoparticles tracked by liquid-cell TEM revealed that changes in the solvent boundaries caused by evaporation affected the self-assembly process of nanoparticles. The solvent boundaries drove nanoparticles to primarily form amorphous aggregates, followed by flattening of the aggregates to produce a 2-dimensional (2D) self-assembled structure. These behaviors are also observed for different nanoparticle types and different liquid-cell compositions.

Here we introduce experimental protocols for the real-time observation of a self-assembly process using liquid-cell transmission electron microscopy.

Flüssigkeit-Cell Transmissions-Elektronenmikroskopie zur Nachverfolgung Selbstmontage von Nanopartikeln

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully ...

Rapid Nanoprobe Signal Enhancement by In Situ Gold Nanoparticle Synthesis

The use of nanoprobes such as gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles as detection reagents in bioanalytical assays can enable high sensitivity and convenient colorimetric readout. However, high densities of nanoparticles are typically needed for detection. The available synthesis-based enhancement protocols are either limited to gold and silver nanoparticles or rely on precise enzymatic control and optimization. Here, we present a protocol to enhance the colorimetric readout of gold, silver, silica, and iron oxide nanoprobes. It was observed that the colorimetric signal can be improved by up to a 10000-fold factor. The basis for such signal enhancement strategies is the chemical reduction of Au3+ to Au0. There are several chemical reactions that enable the reduction of Au3+ to Au0. In the protocol, Good&#39;s buffers and H2O2 are used and it is possible to favor the deposition of Au0 onto the surface of existing nanoprobes, in detriment of the formation of new gold nanoparticles. The protocol consists of the incubation of the microarray with a solution consisting of chloroauric acid and H2O2 in 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid pH 6 buffer following the nanoprobe-based detection assay. The enhancement solution can be applied to paper and glass-based sensors. Moreover, it can be used in commercially available immunoassays as demonstrated by the application of the method to a commercial allergen microarray. The signal development requires less than 5 min of incubation with the enhancement solution and the readout can be assessed by naked eye or low-end image acquisition devices such as a table-top scanner or a digital camera.

Rapid Nanoprobe Signal Enhancement by In Situ Gold Nanoparticle Synthesis

In this work, a protocol for signal enhancement of nanoprobe-based biosensing is presented. The protocol is based on the reduction of chloroauric acid onto the surface of existing nanoprobes that consist of gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles.

Schnelle Nanoprobe Signal-Verbesserung durch In Situ -Gold-Nanopartikel-Synthese

The use of nanoprobes such as gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles as detection reagents in bioanalytical assays can enable high sensitivity ...

Methionine Functionalized Biocompatible Block Copolymers for Targeted Plasmid DNA Delivery

Reversible addition-fragmentation chain transfer (RAFT) polymerization integrates the advantages of radical polymerization and living polymerization. This work presents the preparation of methionine functionalized biocompatible block copolymers via RAFT polymerization. Firstly, N,N-bis(2-hydroxyethyl)methacrylamide-b-N-(3-aminopropyl)methacrylamide (BNHEMA-b-APMA, BA) was synthesized via RAFT polymerization using 4,4&#8217;-azobis(4-cyanovaleric acid) (ACVA) as an initiating agent and 4-cyanopentanoic acid dithiobenzoate (CTP) as the chain transfer agent. Subsequently, N,N-bis(2-hydroxyethyl)methacrylamide-b-N-(3-guanidinopropyl)methacrylamide (methionine grafted BNHEMA-b-GPMA, mBG) was prepared by modifying amine groups in APMA with methionine and guanidine groups. Three kinds of block polymers, mBG1, mBG2, and mBG3, were synthesized for comparison. A ninhydrin reaction was used to quantify the APMA content; mBG1, mBG2, and mBG3 had 21%, 37%, and 52% of APMA, respectively. Gel permeation chromatography (GPC) results showed that BA copolymers possess molecular weights of 16,200 (BA1), 20,900(BA2), and 27,200(BA3) g/mol. The plasmid DNA (pDNA) complexing ability of the obtained block copolymer gene carriers was also investigated. The charge ratios (N/P) were 8, 16, and 4 when pDNA was complexed completely with mBG1, mBG2, mBG3, respectively. When the N/P ratio of mBG/pDNA polyplexes was higher than 1, the Zeta potential of mBG was positive. At an N/P ratio between 16 and 32, the average particle size of mBG/pDNA polyplexes was between 100-200 nm. Overall, this work illustrates a simple and convenient protocol for the block copolymer carrier synthesis.

This work presents the preparation of methionine functionalized biocompatible block copolymers (mBG) via the reversible addition-fragmentation chain transfer (RAFT) method. The plasmid DNA complexing ability of the obtained mBG and their transfection efficiency were also investigated. The RAFT method is very beneficial for polymerizing monomers containing special functional groups.

Methionin funktionalisierte biokompatible Blockcopolymere für gezielte Plasmid-DNA-Lieferung

Reversible addition-fragmentation chain transfer (RAFT) polymerization integrates the advantages of radical polymerization and living polymerization. This ...

Gene-therapy Inspired Polycation Coating for Protection of DNA Origami Nanostructures

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in physiological fluids induce denaturation and degradation of self-assembled DNA nanostructures. In non-viral gene delivery, enzymatic degradation of DNA is overcome by the encapsulation of the negatively charged DNA in a cationic shell. Herein, inspired by gene delivery advancements, a simple, one-step and robust methodology is presented for the stabilization of DNA origami nanostructures by coating them with chitosan and linear polyethyleneimine. The polycation coating efficiently protects DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media. This method also preserves the full addressability of enzyme- and aptamer-based functionalization of DNA nanostructures.

Here, a protocol for the protection of DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media using natural cationic polysaccharide chitosan and synthetic linear polyethyleneimine (LPEI) coatings is presented.

Gentherapie inspiriert Polykation Beschichtung zum Schutz der DNA Origami Nanostrukturen

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in ...

Gold Nanoparticle Modified Carbon Fiber Microelectrodes for Enhanced Neurochemical Detection

For over 30 years, carbon-fiber microelectrodes (CFMEs) have been the standard for neurotransmitter detection. Generally, carbon fibers are aspirated into glass capillaries, pulled to a fine taper, and then sealed using an epoxy to create electrode materials that are used for fast scan cyclic voltammetry testing. The use of bare CFMEs has several limitations, though. First and foremost, the carbon fiber contains mostly basal plane carbon, which has a relatively low surface area and yields lower sensitivities than other nanomaterials. Furthermore, the graphitic carbon is limited by its temporal resolution, and its relatively low conductivity. Lastly, neurochemicals and macromolecules have been known to foul at the surface of carbon electrodes where they form non-conductive polymers that block further neurotransmitter adsorption. For this study, we modify CFMEs with gold nanoparticles to enhance neurochemical testing with fast scan cyclic voltammetry. Au3+ was electrodeposited or dipcoated from a colloidal solution onto the surface of CFMEs. Since gold is a stable and relatively inert metal, it is an ideal electrode material for analytical measurements of neurochemicals. Gold nanoparticle modified (AuNP-CFMEs) had a stability to dopamine response for over 4 h. Moreover, AuNP-CFMEs exhibit an increased sensitivity (higher peak oxidative current of the cyclic voltammograms) and faster electron transfer kinetics (lower &#916;EP or peak separation) than bare unmodified CFMEs. The development of AuNP-CFMEs provides the creation of novel electrochemical sensors for detecting fast changes in dopamine concentration and other neurochemicals at lower limits of detection. This work has vast applications for the enhancement of neurochemical measurements. The generation of gold nanoparticle modified CFMEs will be vitally important for the development of novel electrode sensors to detect neurotransmitters in vivo in rodent and other models to study neurochemical effects of drug abuse, depression, stroke, ischemia, and other behavioral and disease states.

In this study, we modify carbon-fiber microelectrodes with gold nanoparticles to enhance the sensitivity of neurotransmitter detection.

Gold Nanopartikel Modifizierte Kohlenstofffaser-Mikroelektroden für verbesserte neurochemische Detektion

For over 30 years, carbon-fiber microelectrodes (CFMEs) have been the standard for neurotransmitter detection. Generally, carbon fibers are aspirated into ...

Nanoparticle Tracking Analysis of Gold Nanoparticles in Aqueous Media through an Inter-Laboratory Comparison

In the field of nanotechnology, analytical characterization plays a vital role in understanding the behavior and toxicity of nanomaterials (NMs). Characterization needs to be thorough and the technique chosen should be well-suited to the property to be determined, the material being analyzed and the medium in which it is present. Furthermore, the instrument operation and methodology need to be well-developed and clearly understood by the user to avoid data collection errors. Any discrepancies in the applied method or procedure can lead to differences and poor reproducibility of obtained data. This paper aims to clarify the method to measure the hydrodynamic diameter of gold nanoparticles by means of Nanoparticle Tracking Analysis (NTA). This study was carried out as an inter-laboratory comparison (ILC) amongst seven different laboratories to validate the standard operating procedure&#8217;s performance and reproducibility. The results obtained from this ILC study reveal the importance and benefits of detailed standard operating procedures (SOPs), best practice updates, user knowledge, and measurement automation.

The protocol described here aims to measure the hydrodynamic diameter of spherical nanoparticles, more specifically gold nanoparticles, in aqueous media by means of Nanoparticle Tracking Analysis (NTA). The latter involves tracking the movement of particles due to Brownian motion and implementing the Stokes-Einstein equation to obtain the hydrodynamic diameter.

Nanopartikel-Tracking-Analyse von Gold-Nanopartikeln in wässrigen Medien durch einen interlaborativen Vergleich

In the field of nanotechnology, analytical characterization plays a vital role in understanding the behavior and toxicity of nanomaterials (NMs). ...

Gold Nanoparticle Synthesis

Gold nanoparticles (Au nanoparticles) that are ~12 nm in diameter were synthesized by rapidly injecting a solution of 150 mg (0.15 mmol) of tetrachloroauric acid in 3.0 g (3.7 mmol, 3.6 mL) of oleylamine (technical grade) and 3.0 mL of toluene into a boiling solution of 5.1 g (6.4 mmol, 8.7 mL) of oleylamine in 147 mL of toluene. While boiling and mixing the reaction solution for 2 hours, the color of the reaction mixture changed from clear, to light yellow, to light pink, and then slowly to dark red. The heat was then turned off, and the solution was allowed to gradually cool down to room temperature for 1 hour. The gold nanoparticles were then collected and separated from the solution using a centrifuge and washed three times; by vortexing and dispersing the gold nanoparticles in 10 mL portions of toluene, and then precipitating the gold nanoparticles by adding 40 mL portions of methanol and spinning them in a centrifuge. The solution was then decanted to remove any remaining byproducts and unreacted starting materials. Drying the gold nanoparticles in a vacuum environment produced a solid black pellet; which could be stored for long periods of time (up to one year) for later use, and then redissolved in organic solvents such as toluene.

A protocol for synthesizing ~12 nm diameter gold nanoparticles (Au nanoparticles) in an organic solvent is presented. The gold nanoparticles are capped with oleylamine ligands to prevent agglomeration. The gold nanoparticles are soluble in organic solvents such as toluene.