We wish to thank Mr Wabbel for preparing the wires and Mr Tietsch for constructing the plugs and cages according to our plans. This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri holds a fellowship of the Interdisziplin&#228;re Zentrum f&#252;r Klinische Forschung (IZKF), University Clinics W&#252;rzburg, Germany.

Und durchgeführt gemäß den Empfehlungen für die Forschung in der experimentellen Schlaganfallstudien 17 und die aktuelle Tierforschung: Tierversuche wurden von der Universität Würzburg und der gesetzlichen staatlichen Behörden (54-2531.01-102 / 13 Unterfranken, Zulassungsnummer): zugelassene Meldung von In-vivo-Experimente Richtlinien (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines). 1. Anästhesie <ol><li> Überprüfen des Narkosesystems, um ausreichende Mengen von Versorgungsgas (Sauerstoff) und Isofluran für die Dauer des Verfahrens zu gewährleisten. Verbinden Sie den Nasenkonus mit der Schneideleiste des stereotaktischen Gerät und setzen Sie den Schneidebalken auf -3,3 mm. </li><li> Schalten Sie die Versorgungsgas (2 l / min). Legen Sie die Ratten in eine Kiste und Abdichtung der Oberseite. Schalten Sie die Isofluran-Verdampfer auf 3,5%. </li><li> Wenn die Ratte Liegerad, schalten Sie das System so, dass das Narkosegas strömt in die Vorsatzhaube, die auf die Schneideleiste befestigt ist. </li><li> Entfernen Sie die rat aus dem Feld Kammer und rasieren Sie den Bereich zwischen den Ohren und die Augen; mit einem Wattestäbchen mit Jodosept PVP getränkten Tupfer die rasierte Fläche, um alle losen Haare zu entfernen. </li><li> Positionieren Sie die Ratte in der Vorsatzhaube (Abbildung 1) und setzen Sie die Narkose mit Isofluran 2,5% O 2 (1 l / min). Prüfen Sie das Niveau der Anästhesie durch Kneifen der Interdigitalbereich. Wenn die Ratte ausreichend betäubt werden die Abwehrreflexe abgeschafft (dh Rücknahme des Fußes). </li><li> Überwachen der Atmung und Reaktion auf die Stimulation während des Verfahrens und stellen Sie den Verdampfer bei Bedarf. </li><li> Bewerben vet Salbe auf die Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Überwachen und Aufrechterhalten der Körpertemperatur auf 37 ± 0,5 ° C durch eine Rückkopplung gesteuert Heizsystem. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Halten Sie das OP-Feld sterile während der gesamten Operation. Sobald die Operateurs Hände sind steril und das Operationsfeld ist steril, bewegen sich nur carefully und erinnere mich nicht, um die Sterilität zu brechen. Dies umfasst auch einen sterilen Bereich (dh sterile wasserdichte Vorhänge), auf dem kann man Instrumente abgesetzt. </li><li> Spritzen Sie 0,2 ml Mepivacain subkutan in die Mitte des rasierten Bereich. Mepivacain ist ein Lokalanästhetikum, das eine Wirkungsdauer von bis zu 3 Stunden hat. Es ist ferner zu betäuben den OP-Bereich. </li><li> Mit einem Skalpell, stellen ein Mittellinienschnitt ausgehend zwischen den Ohren und sich in Richtung 2 cm. Stellen Sie sicher, dass die Knochenhaut (glänzende Membran unter die Haut) ist ebenfalls eingeschnitten. Setzen Sie den Schädel mit vier Klammern (Abbildung 2). </li><li> Mit einem Wattestäbchen, entfernen Sie vorsichtig die Knochenhaut, bis die koronalen und sagittalen Nähten ausgesetzt sind; danach, Zuverlässig das Blut mit Watte. </li><li> Bestimmen Sie die Koordinaten des Bregma mit einer Nadel an einem Sondenhalter fixiert und dann markieren die Spitze der Nadel mit einem schwarzen Filzstift. Verwendung der anterior / posterior (AP), Mittellinie / lateral(ML) und dorsoventral (DV) Antriebsschrauben, positionieren Sie die Spitze der Nadel direkt über dem Bregma. </li><li> Nehmen Sie die AP und ML Nonius Messwerte: subtrahieren Sie 3,6 mm von der AP Lesen und 2,5 mm von der ML Lektüre für Elektrodenimplantation in die rechte STN, oder fügen Sie 2,5 mm für die Elektrodenimplantation in die linke STN. Diese Position wird durch den Farbstoff der Filzstift nach dem Absenken der Spitze der Nadel in die Oberfläche des Schädels markiert. </li><li> Klemmen Sie die Zahnbohrer auf die große Sondenhalter der stereotaktischen Instrument. Bewegen Sie den Dentalbohrer auf den berechneten Bereich - dh der markierten Stelle auf dem Schädel. Blick durch das Mikroskop, bohren Sie ein Loch (Durchmesser ca. 1 mm) durch den Schädel, bis die Dura sichtbar ist (der Schädel ist etwa 1 mm dick). Ziehen Sie die Dura mit Mikrodissektion Pinzette oder einer sterilen Nadel. Die Dura ist hart genug, um die Spitze der Elektrode zu zerstören. </li><li> Bohren Sie ein Loch mit dem Dentalbohrer in jeder Stirnbeinschuppe, und in der interparietal squama gegenüber dem Elektrodenloch. Trennen Sie das Sondenhalter von der stereotaktischen Instrument. Auf einem Schädel Naht Bohren Sie keine wie venösen Gefäße befolgen Sie die Nähte unter dem Schädel. </li><li> Schrauben Sie eine Knochenschraube in jede der fünf Löcher. Vermeiden Einfädeln der Schrauben zu tief. Für Edelstahl-Schrauben (M1.6), 2-3 Umdrehungen der Schraube wird die Schraube ausreichend zu halten, ohne Druck auf das Gehirn. Die Anzahl der Windungen auf der Steigung der Schraube ab. Klemmen Sie den Sondenhalter mit der Elektrode in den Mikromanipulator (Abbildung 3). </li><li> Unter Verwendung der AP, ML und DV Antriebsschrauben, bewegen Sie den Sondenhalter mit der Elektrode, bis die Spitze ist fast berühren die Bregma. Beachten Sie die AP, ML und DV Nonius Messwerte am Bregma. Wenn die Messwerte vorgenommen werden, erhöhen die Elektrode eine wenige Millimeter, um die Elektrode von Schaben der Schädel während der Bewegung zu verhindern. Zur Bestimmung der Koordinaten der Position, wo die Elektrode in eingefügtzu dem Loch, fügen Sie 3,6 mm an den AP Lesen und addiert (oder subtrahiert) 2,5 mm an den ML Lesen. </li><li> Unter Verwendung der AP und ML Antriebsschrauben, bewegen Sie die Elektrode an die berechnete Position. An diesem Punkt sollte die Elektrodenspitze direkt über dem gebohrten Elektrodenöffnung befinden. Dann, mit einem Blick durch das Mikroskop, senken Sie die Elektrode auf das Niveau der Dura (Abbildung 4). Diese Ebene dient als Nullniveau in der DV-Richtung. Danach schieben Sie die Spitze der Elektrode in das Gehirn, indem Sie durch das Mikroskop. </li><li> Schließen Sie das Elektrodenstift an den Anschluss des Aufzeichnungssystems. Setzen Sie einen Faraday-Käfig (oder ersetzen Sie es mit Aluminiumfolie) über die Ratte in der stereotaktischen Gerät an (Abbildung 5). Erden Sie den stereotaktischen Instrument mit dem Gegengewicht des Raumes, die in gearbeitet wird. </li><li> Starten Sie das Aufzeichnungssystem. Falls verfügbar, auch einen Lautsprecher zu verwenden, um ein akustisches Signal von Ableitungen / Salben einzelner Einheiten während advancin erhalteng die Elektrode. </li><li> Langsam die Elektrode in das Gehirn Einsatz durch Aufzeichnung der elektrischen Aktivität während der Förderung der Elektrode. In einer Tiefe von zwischen 7,5 und 8,1 mm von der Dura, ist die spezifische elektrische Aktivität des STN normalerweise nachweisbar (Abbildung 6). Die typische Aktivität von Neuronen in der STN wird durch eine unregelmäßige Schlagmuster und eine hohe Feuerrate gekennzeichnet (mittlere Frequenz: 40,9 ± 12,9 Hz) 18. </li><li> Während der Aufzeichnung zu verringern Narkose möglichst viel (zum Beispiel um 0,8-1,0%); Low-narkotisierten Tiere zeigen ein klareres elektrische Aktivität des Gehirns. </li><li> Tupfer entfernt kein Blut oder Liquor, die an der Oberfläche des Schädels verschoben wurde beim Absenken der Elektrode. </li><li> Mischen Sie eine kleine Menge von Zahnzement und wenden es um die Elektrode und um vier der fünf Schrauben mit einem kleinen Spatel (Abbildung 7). Die fünfte Schraube wird verwendet, um das Erdungskabel des Steckers zu fixieren. </li><li> Trennen der Elektrodenanschlussstift von dem Elektrodenhalter und der Verbinder des Aufzeichnungssystems, wenn der Zahnzement fixiert. </li><li> Lösen Sie die Schraube, die nicht von Zahnzement fixiert wurde. Stecken Sie den Stecker auf der Elektrodenstift. Befestigen Sie das Erdungskabel des Steckers mit dem fünften Schraube (Abbildung 8). </li><li> Mix up Zahnzement und wenden es um den Stecker. Da die Zement verdickt, formen es um den Stecker, eine Kappe zu bilden. Vermeiden Sie scharfe Kanten der Zahnzement, die das Tier schädigen und beim Aushärten (9A und B) entfernen kann. </li><li> Debride Wundränder und zu schließen durch eine Naht an der Vorderseite und hinter der Kappe. Desinfizieren Sie die Wundränder. </li><li> Schließen Sie das Kopfstecker an den Draht, die auf einem Dreh befestigt ist. Entfernen Sie die Ratte von der stereotaktischen Instrument. </li><li> Gelten Tramadol (12,5 mg / kg, intraperitoneal) am Ende des Eingriffs und dann einmal täglich für 2-3 Tage. Legen Sie die Ratte in einem sauberen Käfig mit Thermal Unterstützung, fixieren den Dreh auf dieser Käfig (Bild 10), und überprüfen Sie es sorgfältig auf 1 Std. </li><li> Haben ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt, um Brustlage zu halten. Sie ein Tier, das der Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li></ol> 3. Stimulation <ol><li> Bestimmen den Widerstand des Tieres vor der Stimulation mit einem Impedanzmesser. </li><li> Verbinden Sie den Stecker des Dreh mit einem Draht und der Stecker am anderen Ende des Drahtes mit dem Stromausgang und dem Ausgang für das Massekabel des Stimulators. Verbinden Sie den Stimulator mit einem Computer, um den Stimulator programmieren. </li><li> Wählen Sie die Parameter der Stimulation im Programm; zum Beispiel sind die bei der Parkinson-Krankheit verwendet Parameter Pulslänge: 60 &amp; mgr; s; Frequenz: 130 Hz. Stimulieren die Ratte mit einer steigenden Stromamplitude, bis Dyskinesie werden erkannt. Reduzieren the elektrische Intensität um 10-20% unter der Intensität, die Dyskinesien hervorgerufen oder bis neurologische Symptome verschwinden und das Tier ist bequem. Einphasige Rechteckimpulse wurden in dieser Studie verwendet. </li><li> Nach Abschluss des Experiments, das Tier einschläfern mit Isofluran: Stellen Sie die isofurane Flussrate oder Konzentration bis 5% oder mehr. Weiter Isofluran Exposition bis 1 min nach dem Atemstillstand. </li></ol>

<ol>
	<li>Kumar, R., Lang, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+of+the+globus+pallidus+pars+interna+in+advanced+Parkinson&#8217;s+disease.">Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson&#8217;s disease.</a> Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).</li><li>Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -. J., Sturm, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+pallidal+or+subthalamic+nucleus+stimulation+in+advanced+PD.">Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD.</a> Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).</li><li>Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+results+of+bilateral+pallidal+stimulation+in+Parkinson&#8217;s+disease.">Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson&#8217;s disease.</a> Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).</li><li>Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subthalamic+nucleus+versus+globus+pallidus+bilateral+deep+brain+stimulation+for+advanced+Parkinson&#8217;s+disease+(NSTAPS+study):+a+randomised+controlled+trial.">Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson&#8217;s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial.</a> The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).</li><li>Benabid, A. L., Pollak, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+suppression+of+tremor+by+chronic+stimulation+of+the+ventral+intermediate+thalamic+nucleus.">Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus.</a> The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).</li><li>Volkmann, J., Wolters, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pallidal+deep+brain+stimulation+in+patients+with+primary+generalised+or+segmental+dystonia:+5-year+follow-up+of+a+randomised+trial.">Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial.</a> The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).</li><li>Nguyen, J. -. P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Invasive+brain+stimulation+for+the+treatment+of+neuropathic+pain.">Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain.</a> Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).</li><li>Kohl, S., Sch&#246;nherr, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+brain+stimulation+for+treatment-refractory+obsessive+compulsive+disorder:+a+systematic+review.">Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review.</a> BMC psychiatry. 14, 214 (2014).</li><li>Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., M&#228;dler, B., Coenen, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Effects+of+Deep+Brain+Stimulation+for+Treatment-Resistant+Major+Depression.">Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression.</a> Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).</li><li>Fisher, R., Salanova, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+of+the+anterior+nucleus+of+thalamus+for+treatment+of+refractory+epilepsy.">Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy.</a> Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).</li><li>DeGiorgio, C., Heck, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+for+epilepsy:+Randomized+comparison+of+three+stimulation+paradigms.">Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms.</a> Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).</li><li>Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation+for+the+Treatment+of+Resistant+Hypertension.">Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension.</a> Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).</li><li>Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Heart+Via+the+Brain:+A+Potential+New+Therapy+for+Orthostatic+Hypotension.+[Miscellaneous+Article].">Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article].</a> Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).</li><li>Chang, J. -. Y., Shi, L. -. H., Luo, F., Zhang, W. -. M., Woodward, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+of+the+neural+mechanisms+of+deep+brain+stimulation+in+rodent+models+of+Parkinson&#8217;s+disease.">Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson&#8217;s disease.</a> Neuroscience, &amp; Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).</li><li>Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+basal+ganglia+in+rats,+marmosets,+macaques,+baboons,+and+humans:+Volume+and+neuronal+number+for+the+output,+internal+relay,+and+striatal+modulating+nuclei.">Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei.</a> The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bench+to+bedside:+the+quest+for+quality+in+experimental+stroke+research.">Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research.</a> Journal of Cerebral Blood Flow, &amp; Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).</li><li>Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+hemiparkinsonian+rats:+neuroprotection+of+dopaminergic+neurons.">Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons.</a> Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).</li><li>Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+the+rat+subthalamic+nucleus+is+neuroprotective+following+significant+nigral+dopamine+neuron+loss.">Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss.</a> Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).</li><li>Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histopathologic+evaluation+of+prolonged+intracortical+electrical+stimulation.">Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation.</a> Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).</li><li>Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+electrode+material,+charge+density+and+stimulation+duration+on+the+safety+of+high-frequency+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+rats.">The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats.</a> Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).</li><li>Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+Challenges+for+Intracortical+Electrodes.">Physiological Challenges for Intracortical Electrodes.</a> Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).</li><li>Li, Q., Ke, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+Deep+Brain+Stimulation+in+Parkinsonian+Rats+Directly+Influences+Motor+Cortex.">Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex.</a> Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> Diese Studie stellt eine Schritt-für-Schritt-Satz von Anweisungen zum Implantieren einer monopolaren chronischen Elektrode in den STN von Ratten. Obwohl Wolframelektroden niederohmig werden häufig für DBS 18,19, einer monopolaren Elektrode aus Platin / Iridium (Pt / Ir) verwendet wird, das eine Impedanz von ungefähr 1 M &amp; OHgr gemacht hatte eingesetzt. Pt / Ir-Elektroden sind auch bei Patienten mit Parkinson-Krankheit aufgrund ihrer günstigen Eigenschaften verwendet: sie zeigen minimale Erosion...

Tiefen Hirnstimulation (DBS) ist eine Behandlung auf der Grundlage der Abgabe von elektrischen Impulsen über implantierte Elektroden um bestimmte Hirnstrukturen, wie dem inneren Globus pallidus 1, Nucleus subthalamicus (STN) 2-4 oder ventralen Zwischen Thalamus 5. In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich diese Behandlung als leistungsfähiges therapeutisches Werkzeug für die Parkinson-Krankheit 1 etabliert - 4, Dystonie 6 und Tremor 7 und wird auch verwendet, um chronische Schmerzen 7, psychiatrische Störungen (modulieren, dh Zwangsstörungen 8, Hauptdepression 9) oder schwer behandelbarer Epilepsie 10,11. Außerdem DBS könnte, in der Zukunft, zu einem Behandlungsoption für feuerfeste arterieller Hypertonie 12 oder orthostatische Hypotonie 13. Die physiologischen Mechanismen, die die Auswirkungender DBS bleiben weitgehend unverstanden. Studien an narkotisierten Nagetieren haben Einblick in neuronale Reaktionen auf Hochfrequenz-Stimulation, die klinisch angewendet nachahmen DBS 14 vorgesehen. Allerdings sind diese Studien fehlen nicht nur Verhaltens Bestätigung der DBS-Effekt, sondern auch führen zu erheblichen Schwankungen in Abhängigkeit von den Stimulationsparameter angewendet 14. Um mehr prägnant die Auswirkungen auf das Verhalten und die zugrunde liegenden Mechanismen der DBS in bewusste Nagetieren zu untersuchen, wird ein Stimulationsaufbau benötigt, die bestimmte Anforderungen erfüllt. DBS wird überwiegend als Langzeittherapie verwendet (beispielsweise Parkinson-Krankheit, chronischem Schmerz). Somit sollte die Stimulation Aufbau in Nagetieren entwickelt werden, damit die Einheit besteht aus einer Elektrode mit einem Stecker sowie eine Leitung von der Klemme mit einer externen Stimulator; und das Gerät sollte leicht, aber unzerbrechlich sein, wenn auf den Totenkopf fixiert. Darüber hinaus ist die Freizügigkeit der Ratten während stimula unverzichtbartion über einen längeren Zeitraum. Die Zielstrukturen von DBS sind klein; beispielsweise der STN bei Ratten hat eine Länge von 1,2 mm und einem Volumen von 0,8 mm 3,15. Daher müssen Elektroden ausgebildet sein, daß der Kern während des Einführens nicht läsionierten und Targeting Bedürfnissen genau zu sein. Da die meisten DBS an Nagetieren durchgeführt wurden, Wahrzeichen basierend stereo Einführen der Elektrode in die Zielstruktur verwendet werden, kann die Fehlerrate relativ hoch sein kann, auch wenn unter Verwendung der Koordinaten gemß Paxinos und Watson 16. Dies resultiert in einer größeren Anzahl von Tieren benötigt, um eine statistisch sinnvolles Ergebnis zu erreichen. In der vorliegenden Studie eine Elektrodenimplantationstechnik eingeführt wird, dass die STN mit hoher Genauigkeit Ziele mit Hilfe eines Mikroaufzeichnung System beim Vorschieben der Elektrode. Darüber hinaus wird ein Stimulationssystem vorgestellt, das nicht nur ermöglicht ein hohes Maß an Mobilität für die stimulierte Tier sondern garantiert auch kontinuierliche stimulatiauf über eine sichere Fixierung der Stimulationsdraht auf den Kopf der Ratte (die durch eine Edelstahlfeder geschützt ist).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pt/Ir electrode</td>
			<td>FHC Inc.</td>
			<td>UE</td>
			<td>Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plugs</td>
			<td>GT Labortechnik (Arnstein/Germany)</td>
			<td></td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pin header</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-324</td>
			<td>single-row, 90&#176; 1x3 datamate, Type M80-8420342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Socket</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-621</td>
			<td>single-row,straight 2 mm pole no.1x3 datamate, Type M80-8400342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel spring</td>
			<td>Plastics ONE</td>
			<td>SS0102</td>
			<td>Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0&#160; Spring OD (mm): 4.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707938</td>
			<td>Liquid, 500 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707954</td>
			<td>Powder, rose, 500g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Head screw</td>
			<td>Hummer &#38; Reiss</td>
			<td>V2ADIN84 M1.6x3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jodosept PVP</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td></td>
			<td>435678/E04</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mepivacain 1%</td>
			<td>AstraZeneca</td>
			<td></td>
			<td>PZN03338515</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epinephrine</td>
			<td>Sanofi-Aventis</td>
			<td></td>
			<td>PZN00176118</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tramadolhydrochloride</td>
			<td>Rotexmedica</td>
			<td></td>
			<td>38449.00.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation

Tiefen Hirnstimulation (DBS) ist eine weit verbreitete und effektive Therapie für einige neurologische Störungen, wie idiopathische Parkinson-Krankheit, Dystonie oder Tremor. DBS wird auf der Abgabe elektrischer Impulse an bestimmte tiefen anatomischen Strukturen des zentralen Nervensystems. Die Mechanismen der Wirkung von DBS Basiswert bleiben rätselhaft. Dies hat zu einem Interesse an der Untersuchung der Auswirkungen der DBS in Tiermodellen, insbesondere bei Ratten führte. Wie DBS ist eine Langzeittherapie sollte die Forschung auf molekulargenetischer Veränderungen der neuronalen Schaltkreise, die nach DBS einige Wochen auftreten, fokussiert werden. Langfristige DBS bei Ratten ist schwierig, weil die Ratten bewegen sich in ihrem Käfig, was zu Problemen führt im Einklang anstelle des Drahtes, der von dem Kopf des Tieres an den Stimulator. Weiterhin sind Zielstrukturen für die Stimulation im Gehirn der Ratte klein und daher Elektroden nicht leicht auf die richtige Position gebracht werden. Somit wird ein Set-up für langanhaltende stimulation von Ratten mit Platin / Iridium-Elektroden mit einer Impedanz von ungefähr 1 M &amp; OHgr; wurde für diese Untersuchung entwickelt. Eine Elektrode mit diesen Spezifikationen ermöglicht nicht nur eine angemessene Stimulation, sondern auch die Aufnahme von tiefen Hirnstrukturen, um den Zielbereich für DBS zu identifizieren. In unserer Einrichtung wurde eine Elektrode mit einem Stecker für den Draht in Dentalzement mit vier Verankerungsschrauben auf den Schädel befestigt eingebettet. Die Leitung von der Klemme an den Stimulator wurde von einem Edelstahlfeder geschützt. Ein Schwenk wurde an die Leitung angeschlossen, um den Draht verheddert verhindern. Insgesamt bietet diese Stimulation Set-up eine hohe freie Beweglichkeit für die Ratte und ermöglicht die Kopfstecker sowie der Drahtverbindung zwischen dem Stecker und dem Stimulator, um lang anhaltende Stärke zu halten.

Implantieren einer Elektrode in die STN einer Ratte unter Verwendung eines Aufzeichnungssystems - wie hier dargestellt - ist ein wirksames und genaues Verfahren für DBS, die etwa 1 Stunde pro Tier erfolgt. Dieses Modell ist ein ziemlich kleiner Eingriff: von 10 Ratten, die Operation unterzogen, überlebt die ganze Intervention. Vierundzwanzig Stunden nach dem Eingriff wurde der Zustand jeder Ratte überwacht und kein Tier erreicht mehr als 1 um 3 Punkte nach dem Schweregrad. Während der Zeit der kontinuierliche Stimul...

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Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

microelectrode-guided-implantation-electrodes-into-subthalamic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.4K Aufrufe.  University Hospital Wuerzburg. A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Serie: Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Mit dem Theta-Burst-Protokoll zu Mechasnism der Plastizität in Individuen sich mit Fragile X-Syndrom und Autismus

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

Forschung

Neurowissenschaften

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Die Neurostar TMS Device: Die Durchführung der FDA genehmigten Protokoll für die Behandlung von Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Eine polierte und verstärkte ausgedünnten Schädel Fenster für Langzeit-Imaging im Gehirn der Maus

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

LWL-Implantation für chronische optogenetische Stimulation des Hirngewebes

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

Deep Brain Stimulation mit gleichzeitiger fMRT in Nagetiere

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective treatment for several movement disorders that have failed to respond to medication. Recent progress in the field of DBS surgery has begun to extend the application of this surgical technique to other conditions as diverse as morbid obesity, depression and obsessive compulsive disorder. Despite these expanding indications, little is known about the underlying physiological mechanisms that facilitate the beneficial effects of DBS surgery. One approach to this question is to perform gene expression analysis in neurons that receive the electrical stimulation. Previous studies have shown that neurogenesis in the rat dentate gyrus is elicited in DBS targeting of the anterior nucleus of the thalamus1. DBS surgery targeting the ATN is used widely for treatment refractory epilepsy. It is thus of much interest for us to explore the transcriptional changes induced by electrically stimulating the ATN. In this manuscript, we describe our methodologies for stereotactically-guided DBS surgery targeting the ATN in adult male Wistar rats. We also discuss the subsequent steps for tissue dissection, RNA isolation, cDNA preparation and quantitative RT-PCR for measuring gene expression changes. This method could be applied and modified for stimulating the basal ganglia and other regions of the brain commonly clinically targeted. The gene expression study described here assumes a candidate target gene approach for discovering molecular players that could be directing the mechanism for DBS.

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Die Analyse der Genexpression Veränderungen im Hippocampus Ratte nach Tiefenhirnstimulation des Anterior Thalamuskern

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to the skull or the brain parenchyma. In anesthetized rodents, the exposure of the dura mater by blunt dissection of the neck muscles allows the insertion of a cannula into the cisterna magna (CM). The cannula, composed either by a fine beveled needle or borosilicate capillary, is attached via a polyethylene (PE) tube to a syringe. Using a syringe pump, molecules can then be injected at controlled rates directly into the CM, which is continuous with the subarachnoid space. From the subarachnoid space, we can trace CSF fluxes by convective flow into the perivascular space around penetrating arterioles, where solute exchange with the interstitial fluid (ISF) occurs. CMc can be performed for acute injections immediately following the surgery, or for chronic implantation, with later injection in anesthetized or awake, freely moving rodents. Quantitation of tracer distribution in the brain parenchyma can be performed by epifluorescence, 2-photon microscopy, and magnetic resonance imaging (MRI), depending on the physico-chemical properties of the injected molecules. Thus, CMc in conjunction with various imaging techniques offers a powerful tool for assessment of the glymphatic system and CSF dynamics and function. Furthermore, CMc can be utilized as a conduit for fast, brain-wide delivery of signaling molecules and metabolic substrates that could not otherwise cross the blood brain barrier (BBB).

Here we describe a protocol to perform cisterna magna cannulation (CMc), a minimally invasive way to deliver tracers, substrates and signaling molecules into the cerebrospinal fluid (CSF). Combined with different imaging modalities, CMc enables glymphatic system and CSF dynamics assessment, as well as brain-wide delivery of various compounds.

Kanüle Implantation in die Cisterna Magna von Nagetieren

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Chronische Implantation des gesamten kortikalen Electrocorticographic Arrays in der Weißbüschelaffe

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Bewertung der Langzeit-Depressionsinduktion bei erwachsenen Cerebellarscheiben

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...

Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. Several recent studies have demonstrated the effectiveness of chronic VNS in enhancing central nervous system plasticity to improve motor rehabilitation, extinction learning, and sensory discrimination. Construction of chronically implantable devices for use in such studies is challenging due to rats&#8217; small size, and typical protocols require extensive training of personnel and time-consuming microfabrication methods. Alternatively, commercially available implantable cuff electrodes can be purchased at a significantly higher cost. In this protocol, we present a simple, low-cost method for construction of small, chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in rats. We validate the short and long-term reliability of our cuff electrodes by demonstrating that VNS in ketamine/xylazine anesthetized rats produces decreases in breathing rate consistent with activation of the Hering-Breuer reflex, both at the time of implantation and up to 10 weeks after device implantation. We further demonstrate the suitability of the cuff electrodes for use in chronic stimulation studies by pairing VNS with skilled lever press performance to induce motor cortical map plasticity.

Existing approaches for constructing chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in small rodents often require specialized equipment and/or highly trained personnel. In this protocol we demonstrate a simple, low-cost approach for fabricating chronically implantable cuff electrodes, and demonstrate their effectiveness for vagus nerve stimulation (VNS) in rats.

Vorbereitung von peripheren Nervenstimulationselektroden für die chronische Implantation bei Ratten

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. ...