Name: electrophysiology on isolated brainstem-spinal cord preparations from newborn rodents allows neural respiratory network output recording
Uploaded: 2015-11-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 28 s
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The authors sincerely thank the Canadian Institutes of Health Research MOP 130258 and the Star Foundation for Children&#8217;s Health Research, along with the Molly Towell Foundation, for the provision of the research facility and financial support. The authors also sincerely thank Dr. Kinkead Richard for manuscript proofreading and advice.

Diese Methode erforderte den Einsatz von Versuchstieren, die von der Universität Laval Tierethikkommission (Protokoll # 2012-170) erlaubt. 1. Aufbau und Vorbereitung <ol><li> Lösungen <ol><li> Bereiten aCSF Stammlösungen gemäß den folgenden Rezepturen 7,17. Weitere Rezepte mit Konzentrationsschwankungen sind in der Literatur. Shop-Stammlösungen bei 4 ° C für bis zu einem Monat. <ol><li> Salzlösung: add 75,39 g NaCl (129 mM final); 2,5 g KCl (3,35 mM final); 0,81 g NaH2PO4 (0,58 mM final); 2,33 g MgCl &amp; sub2; (1,15 mM final); 1,85 g CaCl2 (1,26 mM). Man löst in 800 ml destilliertem Wasser, dann mit 1 l mit destilliertem Wasser zu füllen. </li><li> Bicarbonat-Lösung: fügen 17,65 g NaHCO 3 (21 mM final). Man löst in 900 ml destilliertem Wasser, dann auf 1 Liter mit destilliertem Wasser zu füllen. Variationen der Bicarbonat-Konzentration wird im pH-Schwankungen führen. </li><li> Glucose-Lösung: fügen 54,06g Glucose (30 mM Endkonzentration). Man löst in 400 ml destilliertem Wasser und dann auf 500 ml mit destilliertem Wasser zu füllen. </li></ol></li><li> Vorbereitung aCSF durch Verdünnen mit 100 ml Salzlösung, 100 ml Natriumbicarbonat-Lösung und 50 ml Glukoselösung in 1 l destilliertem Wasser. Lagerung bei 4 ° C bis zur Verwendung. </li><li> Bereiten Sie eine Glaselektrode durch Erwärmen und Strecken einer Glasröhre, bis er bricht. Sand auf der Spitze vor dem Gebrauch. Die Elektrode kann viele Zeit wiederverwendet werden, solange es sauber bleibt. </li></ol></li><li> Versuchsaufbau Hinweis: Die Setup-Details sind in Abbildung 2 dargestellt. <ol><li> Einschalten des Verstärkers, Bewegen Mittelwertbildner, Datenerfassungssystem, einem Temperaturregler und der Pumpe. Sie können die Signalverstärkung (Verstärkung = 10.000), die Filtration (niedrige Schwelle, 10 Hz; hohe Schwelle, 5 kHz) und die Abtastrate des Analog-Digital-Umwandlung des Rohsignals (2,5 kHz). </li><li> Füllen Sie eine Flasche mit aCSF und blasen es mit Carbogen (95% O 2 </sub&gt;, 5% CO 2). Induzieren eine bubbled- und erwärmten aCSF Fluss in der Aufzeichnungskammer (Volumen 5 ml) bei 4 ml / min. Halten der Temperatur in dem Aufnahmeraum auf 26 (± 1) ° C. pH-Wert sollte 7,4 in diesen Standardbedingungen ist. </li><li> Halten Sie 50 ml RT und Carbogen blasigen aCSF in einem 50-ml-Spritze in der Nähe der Dissektion Kammer. </li><li> Schalten Sie den Computer und starten Sie die Aufnahme-Software. </li></ol></li></ol> 2. Dissection <ol><li> Wiegen und das Geschlecht des Tieres visuell zu bestimmen (Männer haben eine längere anogenitalen Abstand, während Frauen haben eine kurze anogenitalen Abstand; Männchen Genitalien sind oft dunkel, während weiblichen Genitalien sind rosa). </li><li> Betäuben die neugeborenen Nagern durch eine der folgenden Optionen: cryoanesthesia (das Tier im Eis vollständig einzutauchen für 4 - 5 min 18), Injektion (equitensine bei 4 ml / kg) 19 oder Einatmen von volatilen Anästhetika (Isofluran 20 oder Ether-21). Konfirm ein ausreichender Ebene Anästhesie durch das Fehlen einer Pfotenrückzugsreflex. </li><li> Legen Sie das Tier auf der Bank, Bauchseite nach unten. Abschnitt der rostralen Teil des Kopfes koronal mit einem Skalpell am Bregma Ebene (durch die Haut und Schädel sichtbar). Führen Sie diesen Schritt unmittelbar nach dem das Tier narkotisiert. </li><li> Abschnitt der Körper koronal mit einem Skalpell unter den vorderen Mitglieder. </li><li> Entfernen Sie Haut, Muskeln, Fettgewebe und Eingeweide mit chirurgischen und dünne Scheren und Zangen. Da die Knochen sind weich in diesem Alter, seien Sie vorsichtig, um das Nervensystem nicht beschädigen. Führen Sie diesen Schritt auf der Bank. </li><li> Legen Sie die Zubereitung in der Dissektion Kammer. Verwenden Sie die aCSF in der Spritze aufbewahrt, um die Herstellung mit Sauerstoff zu versorgen. Von diesem Punkt an das Ende der Aufzeichnung, mit einem Mikroskop. </li><li> Auf der Rückenseite der Vorbereitung, schneiden Sie den Schädel und Wirbel von der rostral zur Schwanzteil entlang der mittleren Achse mit einer chirurgischen und dünne Scheren und Zangen. Öffnen Sie die Schnitt Schädelund Wirbeln, um das Nervengewebe freizulegen. Verwenden Sie die aCSF in der Spritze strored, um die Herstellung mit Sauerstoff zu versorgen. </li><li> Mit der Zange, entfernen Sie die Arachnoidea, eine, die die Oberfläche des Nervengewebes dünne Gewebe. Bewahren Sie die Pia mater und der Blutgefäße gegenüber dem Nervengewebe. Verwenden Sie die aCSF in der Spritze aufbewahrt, um die Herstellung mit Sauerstoff zu versorgen. </li><li> Platzieren Sie das Präparat mit der Rückenseite nach unten, und sorgfältig bringen den Hirnstamm und Rückenmark, indem die Nerven und Bindegewebe mit der Schere, während Sie die Zubereitung vorhanden. Ein dorsalen Zugang ist ebenfalls möglich. Halten Sie die Wurzeln und Nerven so lange wie möglich. Entfernen Sie die Knochen, um den Hirnstamm und Rückenmark zu isolieren. Verwenden Sie die aCSF in der Spritze aufbewahrt, um die Herstellung mit Sauerstoff zu versorgen. </li><li> Entfernen Sie das Kleinhirn und Rest rostral Strukturen durch Schneiden sie mit dem Skalpell. Verwenden Sie die aCSF im Nadel gespeichert werden, um die Herstellung mit Sauerstoff zu versorgen. </li><li> Gegebenenfalls in Abhängigkeit experimental Design, entfernen Sie die Brücke mit dem Skalpell durch einen Frontalschnitt ventral des unteren Kleinhirnarterie 22. Beachten Sie, dass das Halten der gesamten Brücke wird den Rhythmus bei Ratten zu verlangsamen und vollständig zu hemmen sie in Mäusen. Präparate, die nur das Schwanzteil der Brücke sind zeigen eine Atem-ähnliche Aktivität mit einer stabilen Frequenz am C4 Wurzel. </li></ol> 3. Aufnahme <ol><li> Legen Sie die Zubereitung in der Aufnahme Kammer, Bauchseite nach oben. Befestigen Sie die Vorbereitung mit Stiften im untersten Teil des Rückenmarks und rostral-größten Teil des Hirnstamms. </li><li> Unter Verwendung einer Spritze zu der Elektrode durch die Nadel verbunden ist, induzieren eine Vertiefung in der Elektrode (Glas Spitze einen Durchmesser von 150 bis 225 um) durch Herausziehen des Spritzenkolbens, um die Elektrode teilweise zu füllen mit aCSF. </li><li> Mit einem Mikromanipulator, vorsichtig die Elektrode in der Nähe von einer der vierten Vorderwurzeln. Andere ventralen Wurzeln könnte auch präsentieren eine Atem-ähnliche Aktivität (z.g., XII Hirnnerv, C1 ventralen Wurzel). </li><li> Induzieren eine Vertiefung in der Elektrodentank über der Spritze durch Herausziehen des Kolbens, um sanft saugen Sie den Nerven rootlet. Dann vorsichtig die Elektrode zu bewegen, um es gegen das Rückenmark an. Anmerkung: Idealerweise wird die Größe des rootlet passt die Größe der Elektrodenöffnung und schafft so eine Dichtung zwischen den inneren und äußeren Kammern der Elektrode. Da Differenzverstärker werden üblicherweise für solche Aufzeichnungen verwendet, jede Öffnung zwischen der Innenseite der Elektrode und dem Aufzeichnungsraum reduziert die Qualität des Signals und macht es schwierig, Hintergrundrauschen zu beseitigen. </li><li> Starten Sie die Aufnahme. </li><li> Aufzeichnung der durch die Herstellung unter normoxischen Bedingungen hergestellt Rhythmus (dh geperlt aCSF mit Carbogen: 95% O 2 und 5% CO 2) für mindestens 20 min, um die Basislinienparameter der Zubereitung bestimmen. </li><li> Schalten Sie die Perfusion von Carbogen blasigen aCSF zuaCSF Stimulus (dh mit 95% N 2 und 5% CO 2 für Hypoxie Stimulus perlt) für 15 min. Alter Expositionsdauer in Abhängigkeit der Versuchsprotokoll. Notieren Sie sich die Expositionsdauer auf das Aufzeichnungs und Tier Datenblatt. Verwenden Edelstahlrohre zwischen aCSF Flasche und der Kammer, wenn möglich, Gasdiffusion zu der Außenseite des Rohres zu vermeiden. </li><li> Schalten Sie die Durchblutung wieder in Standard Carbogen blasigen aCSF für mindestens 15 Minuten auf eine Erholung Aufnahme. Nehmen Sie diese auf dem Aufzeichnungs und Tier Datenblatt. </li><li> Beenden Sie die Aufnahme. </li></ol> 4. Statistische Analyse <ol><li> Aus dem integrierten Signal, die Berechnung der Frequenz wie die Anzahl der Bursts pro Minute (in Bursts / min ausgedrückt wird), die Amplitude der Differenz zwischen dem Ausgangswert und der Spitze des Bursts (in mV), die Burstdauer als die Dauer von Anfang bis zum Ende des Bursts (ausgedrückt in s), die Burst-Fläche wie die Fläche unter der curve des Bursts auf dem integrierten Signal (in mV · s) (Abbildung 3). </li><li> Berechnen Sie die Frequenz, Amplitude, Burstdauer und Burst-Bereich unter normoxischen (Baseline), hypoxische (Stimulus) und Post-hypoxischen (post-Stimulus) Erholung Bedingungen wie der Durchschnitt der letzten 5 Minuten der Aufnahmen für jede Bedingung. Analyse nicht den ersten Abschnitt einer jeden Zustand, da es eine Verzögerung zwischen dem Einschalten der Perfusion und aCSF Homogenisierung im Aufnahmeraum. </li><li> Express dann Stimulus (dh Hypoxie) und Post-Stimulus (dh post-hypoxischen) Recovery-Werte als Prozentsatz der Baseline-Werte für die entsprechende Aufnahme. Die Ergebnisse sind als Mittelwert ± SD </li></ol>

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Genaue Quantifizierung der Atmungsaktivität kann eine Herausforderung sein. In der Tat ist die Atmung eine Funktion, die automatische und freiwillig sein kann, und das ist entsprechend der Umgebung, die Bedürfnisse des Körpers, den emotionalen Zustand und das Verhalten moduliert. Der Vorteil dieser Technik ist die Isolierung von den neuronalen Elementen zur Erzeugung des Atembefehl verantwortlich. Somit elektrophysiologische Aufzeichnungen von Hirnstamm-Rückenmarkspräparaten und Plethysmographie komplementäre Tech...

Die Atmung ist eine komplexe und Lebenstätigkeit vom Gehirn gesteuert, so dass Disauerstoff (O 2) Aufnahme und Kohlendioxid (CO 2) Beseitigung. Der zentraler Atemantrieb wird durch ein komplexes Netzwerk im Hirnstamm sowohl in Säugetieren als 1 liegt, Amphibien 2, Reptilien 3, 4 Vögel und Fische 5 generiert. Auch wenn die Untersuchung der Atmung kann in vivo verarbeitet werden, präzise mechanistische Untersuchungen erfordern einen direkten Zugang zu dem Atemsteuerungsnetz. Hierzu Adrian und Buytendijk entwickelt eine reduzierte Goldfischzubereitung, bei dem Elektroden auf der Hirnoberfläche aktenkundig den erzeugten Rhythmuskiemen Belüftung 5 verbunden. Dieser Ansatz wurde später von Suzue 1984 6 zur Verwendung bei neugeborenen Nagern angepasst. Das Aufkommen dieser Zubereitung zu erheblichen Fortschritten in der Atem Neurobiologie geführt. Da es relativ einfach ist, hat die Technik here zugänglich ist eine breite Palette von Grundlagenuntersuchungen der rhythmische motorische Verhaltensweisen und ihren Ursprung in der neugeborenen Nagern. Das allgemeine Ziel dieser Methode ist es, das neuronale Korrelat inspiratorischen Aktivität aufzuzeichnen, eine Atemwegsartigen Rhythmus genannte fiktive Atmung, ausgelöst durch den Atem Netzwerk hergestellt. Dieses Verfahren kann in einem breiten Spektrum von Forschungsziele eingesetzt werden, Targeting Inspirations antwortet Atemschwankungen oder Pharmakologie in beiden Wildtyp 7 und 8 transgenen Tieren. Da die Versuche werden bei einer niedrigen Temperatur durchgeführt wird, ohne afferenten Neuronen, und unter Bedingungen, bei denen die Konzentrationen von Glucose und O 2 in der aCSF hoch sind Fragen aufgeworfen über die physiologische Bedeutung des aufgezeichneten Signals. Zwar gibt es deutliche Unterschiede zwischen den in-vivo- und in-vitro-Bedingungen (z. B. die Frequenz des inspiratorischen Bursts) bleibt die Tatsache, dass das Vorhandensein vondie Kernelemente der Atemnetz 6 ist es möglich, eine robuste Rhythmus zu einer lebenswichtigen homöostatischen Funktion 9,10 assoziiert zu studieren. Das Grundprinzip hinter der Entwicklung und der Einsatz dieser Technik ist es, einen direkten Zugang zum Hirnstamm Elemente des Atem Netzwerk, das in vivo schwer zugänglich sind, insbesondere bei Neugeborenen zu erleichtern. Der Hirnstamm unter streng kontrollierten Bedingungen ausgesetzt: das aufgezeichnete Rhythmus nicht von peripheren afferenten Inputs der Lunge oder der Halsschlagkörpern moduliert, so dass die Untersuchung auf den zentralen Atemantrieb selbst 11 konzentrieren. Somit ist dieser Zugang genutzt, um Reize gelten und notieren Sie die Ausgangssignal. Im Gegensatz zu Aufzeichnungen Plethysmographie wird der Atemrhythmus durch alle ihre Komponenten im ganzen Körper moduliert (z. B. Lungendehnung, periphere Chemosensoren) und macht es schwierig, eine genaue Stimuli anzuwenden. In einem (newborn Ratte, das Protokoll aus der Aufzeichnung der vierten ventralen Wurzel Signal auf einem isolierten Hirnstamm und ein verkürztes Rückenmark, in künstlichen Cerebrospinalflüssigkeit (aCSF) gehalten. Die von Hirnstamm-Rückenmarkspräparationen erzeugten Rhythmus der einzelnen langsamen Bursts, die auf der Inspirationssignal 9 verknüpft sind. Isolated Hirnstamm-Rückenmarkspräparationen sind leicht bei Ratten bespielbar von postnatalen Tag 0-4 (P0 - P4) 7. Dieser Ansatz wird häufig verwendet, um die hypoxische Reaktion der Atem Netzwerk und auch die Antwort auf Hyperkapnie, Azidose oder Arzneimittel zu bewerten. Eine akute Hypoxie Protokoll wird hier vorgestellt. Diese Stimulation wird durch Entnahme von O 2 in der aCSF erhalten; Dieser Ansatz wird häufig verwendet, um die Toleranz und Ansprechbarkeit auf hypoxische Beleidigungen beurteilen. Das Protokoll verursacht eine Rhythmus Vertiefung von der ersten Minute, bis zum Ende der Belichtung Hypoxie (1) 12. Diese Vertiefung wird umgekehrtwährend der post-hypoxischen Recovery 12. Bezüglich der Versuchsanordnung ist es wichtig, zu bemerken, daß die Brücke, an der rostralen Teil der Hirnstamm, eine hemmende Wirkung auf den Rhythmusgenerator 8. So Zubereitungen der volle Hirnstamm und Rückenmark rostral zeigen eine geringere Rhythmus. Einbeziehung der Brücke in der isolierten Probe auf die Aufzeichnung wird entsprechend dem Ziel des Experiments 13 bestimmt wird; das Studium der pontine Einfluss auf das verlängerte Mark Netz erfordern würde Aufnahmen mit und ohne die Brücke, um die Ergebnisse 14 zu vergleichen. Außerdem ist einer der Vorteile dieser Technik die Möglichkeit einer Ausdehnung des rostralen Teil der Vorbereitung auf Mesencephalon-und / oder Zwischenhirnregionen 15,16 umfassen, die es ermöglicht, die Wirkung dieser Regionen auf dem ponto-medullären Atemnetz bewerten.

<table><tbody><tr><td>Sylgard</td><td>Sigma Aldrich</td><td>761036-5EA</td><td>Use under hood</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Bioshop</td><td>SOD002</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Bioshop</td><td>POC888</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Bioshop</td><td>CCL444</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Bioshop</td><td>MAG510</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Bioshop</td><td>SOB999</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Bioshop</td><td>SPM306</td><td></td></tr><tr><td>D-glucose</td><td>Bioshop</td><td>GLU501</td><td></td></tr><tr><td>Carbogen</td><td>Linde</td><td>343-02-0006&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Temperature Controller</td><td>Warner Instruments, Hamden, CT, USA</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>Suction electrode</td><td>A-M Systems, Everett, WA, USA</td><td>model 573000</td><td></td></tr><tr><td>Differential AC amplifier</td><td>A-M Systems, Everett, WA, USA</td><td>model 1700</td><td></td></tr><tr><td>Moving averager</td><td>CWE, Ardmore, PA, USA</td><td>model MA-821</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition system</td><td>Dataq Instruments, Akron, OH, USA</td><td>model DI-720</td><td></td></tr><tr><td>LabChart software</td><td>ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prism sofware</td><td>Graphpad, La Jolla, CA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissection chamber</td><td>Plastic box (e.g. petri box) will do</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Recording chamber</td><td>Home made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Base</td><td>Kanetec, Bensenville, IL, USA</td><td>MB</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>World Precision Instrument Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>KITE-R</td><td></td></tr><tr><td>Base</td><td>Kanetec, Bensenville, IL, USA</td><td>MB</td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Gilson, Middleton, WI, USA</td><td>MINIPULS 3</td><td></td></tr><tr><td>Faraday Cage</td><td>Home made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

electrophysiology on isolated brainstem-spinal cord preparations from newborn rodents allows neural respiratory network output recording

While it is well known that the central respiratory drive is located in the brainstem, several aspects of its basic function, development, and response to stimuli remain to be fully understood. To overcome the difficulty of accessing the brainstem in the whole animal, isolation of the brainstem and part of the spinal cord is performed. This preparation is maintained in artificial cerebro-spinal fluid where gases, concentrations, and temperature are controlled and monitored. The output signal from the respiratory network is recorded by a suction electrode placed on the fourth ventral root. In this manner, stimuli can be directly applied onto the brainstem, and the effect can be recorded directly. The signal recorded is linked to the inspiratory signal sent to the diaphragm via the phrenic nerve, and can be described as bursts (around 8 bursts per minute). Analysis of these bursts (frequency, amplitude, length, and area under the curve) allows precise characterization of the stimulus effect on the respiratory network. The main limitation of this method is the viability of the preparation beyond the early post-natal stages. Thus, this method greatly focuses on the study of the whole network without the peripheral inputs in the newborn rat.

Wie in der Einleitung erwähnt, ist einer der wichtigsten Vorteile dieser Technik die direkten Zugang zum Hirnstamm verschiedene Stimuli anzuwenden. Als Beispiel wurde hier Hypoxie aufgetragen. Abbildung 1. AB zeigt eine vollständige Protokollaufzeichnung, mit beiden normoxischen und hypoxischen Bedingungen. Abbildung 1.CE zeigt den Rhythmus in normoxischen Bedingungen (dh aufgezeichnet, sprudelte aCSF mit 95% O 2 und 5% CO 2 bei 26 ° C). Wie zuvor in diesem genaue...

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Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording

The central respiratory drive is located in the brainstem. Spontaneous respiratory motor output from an isolated brainstem-spinal cord is recorded by placing an electrode on the fourth ventral root. This experimental approach is valuable for pharmacological investigations or the assessment of respiratory challenges and genetic manipulations on rhythmic motor behavior.

Elektrophysiologie auf isolierte Hirnstamm-Rückenmarks Zubereitungen aus Newborn Nagetiere Ermöglicht Neural Atem Netzwerk Output Recording

While it is well known that the central respiratory drive is located in the brainstem, several aspects of its basic function, development, and response to ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.5K Aufrufe.  Laval University. The central respiratory drive is located in the brainstem. Spontaneous respiratory motor output from an isolated brainstem-spinal cord is recorded by placing an electrode on the fourth ventral root. This experimental approach is valuable for pharmacological investigations or the assessment of respiratory challenges and genetic manipulations on rhythmic motor behavior.

Serie: Electrophysiology on Isolated Brainstem-spinal Cord Preparations from Newborn Rodents Allows Neural Respiratory Network Output Recording

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

Spinal Cord Elektrophysiologie II: Extrazelluläre Saugelektrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Forschung

Neurowissenschaften

Spinal Cord Electrophysiology

The neonatal mouse spinal cord is a model for studying the development of neural circuitries and locomotor movement. We demonstrate the spinal cord dissection and preparation of recording bath artificial cerebrospinal fluid used for locomotor studies. Once dissected, the spinal cord ventral nerve roots can be attached to a recording electrode to record the electrophysiologic signals of the central pattern generating circuitry within the lumbar cord.

A demonstration of the isolation of neonatal mouse spinal cord for electrophysiologic studies.

Spinal Cord Elektrophysiologie

The neonatal mouse spinal cord is a model for studying the development of neural circuitries and locomotor movement. We demonstrate the spinal cord ...

Biologie

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In particular, endogenously-generated network activity, which strongly varies as a function of the state of vigilance, significantly modulates neuronal computation. To investigate how different spontaneous cerebral dynamics impact single neurons&#39; integrative properties, we developed a new experimental strategy in the rat consisting in suppressing in vivo all cerebral activity by means of a systemic injection of a high dose of sodium pentobarbital. Cortical activities, continuously monitored by combined electrocorticogram (ECoG) and intracellular recordings are progressively slowed down, leading to a steady isoelectric profile. This extreme brain state, putting the rat into a deep comatose, was carefully monitored by measuring the physiological constants of the animal throughout the experiments. Intracellular recordings allowed us to characterize and compare the integrative properties of the same neuron embedded into physiologically relevant cortical dynamics, such as those encountered in the sleep-wake cycle, and when the brain was fully silent.

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

This procedure performs long-lasting in vivo intracellular recordings from single neurons during physiologically relevant cerebral states and after complete abolition of ongoing electrical activities, resulting in an isoelectric brain state. The physiological constants of the animal are carefully monitored during the transition to the artificial comatose condition.

Induktion einer Isoelektrischer Gehirn Staat die Auswirkungen der Endogene synaptische Aktivität auf neuronaler Erregbarkeit zur Untersuchung<em&gt; In Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Aufzeichnung von EEG in frei bewegten neonatalen Ratten mit einer neuartigen Methode

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Preparation of Rhythmically-active In Vitro Neonatal Rodent Brainstem-spinal Cord and Thin Slice

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a signal driving the rhythmic contraction of inspiratory muscles. Rhythmic neural activity generated in the pBC and carried to other neuronal pools to drive the musculature of breathing may be studied using various approaches, including en bloc nerve recordings and transverse slice recordings. However, previously published methods have not extensively described the brainstem-spinal cord dissection process in a transparent and reproducible manner for future studies. Here, we present a comprehensive overview of a method used to reproducibly cut rhythmically-active brainstem slices containing the necessary and sufficient neuronal circuitry for generating and transmitting inspiratory drive. This work builds upon previous brainstem-spinal cord electrophysiology protocols to enhance the likelihood of reliably obtaining viable and rhythmically-active slices for recording neuronal output from the pBC, hypoglossal premotor neurons (XII pMN), and hypoglossal motor neurons (XII MN). The work presented expands upon previous published methods by providing detailed, step-by-step illustrations of the dissection, from whole rat pup, to in vitro slice containing the XII rootlets.

This protocol both visually communicates the brainstem-spinal cord preparation and clarifies the preparation of brainstem transverse slices in a comprehensive step-by-step manner. It was designed to increase reproducibility and enhance the likelihood of obtaining viable, long lasting, rhythmically-active slices for recording neural output from the respiratory regions of the brainstem.

Vorbereitung von rhythmisch-Active In Vitro neonatale Nagetier Hirnstamm-Rückenmark und dünne Scheibe

Mammalian inspiratory rhythm is generated from a neuronal network in a region of the medulla called the preB&#246;tzinger complex (pBC), which produces a ...

Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as visually evoked potentials (VEPs) or somatosensory evoked potentials (SEPs), the auditory evoked potentials (AEPs) are triggered by the repetitive presentation of identical stimuli, the electroencephalographic (EEG) response of which is subsequently averaged resulting in distinct positive (p) and negative (n) deflections. In humans, both the amplitude and the latency of individual peaks can be used to characterize alterations in synchronization and conduction velocity in the underlying neuronal circuitries. Importantly, AEPs are also applied in basic and preclinical science to identify and characterize the auditory function in pharmacological and genetic animal models. Even more, animal models in combination with pharmacological testing are utilized to investigate for potential benefits in the treatment of sensorineural hearing loss (e.g., age- or noise-induced hearing deficits). Here we provide a detailed and integrative description of how to record auditory brainstem-evoked responses (ABRs) in mice using click and tone-burst application. A specific focus of this protocol is on pre-experimental animal housing, anesthesia, ABR recording, ABR filtering processes, automated wavelet-based amplitude growth function analysis, and latency detection.

Brainstem evoked response audiometry is an important tool in clinical neurophysiology. Nowadays, brainstem evoked response audiometry is also applied in the basic science and preclinical studies involving both pharmacological and genetic animal models. Here we provide a detailed description of how auditory brainstem responses can be successfully recorded and analyzed in mice.

Datenerfassung und -analyse in Brainstem Evokierte Reaktion Audiometrie bei Mäusen

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as ...

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological characteristics in the intact spinal network and holds significant advantages relative to classical in vitro or extracellular recording techniques. An advantage of in vivo intracellular recordings is that this method can be performed on adult animals with a fully mature nervous system, and therefore many observed physiological mechanisms can be translated to practical applications. In this methodological paper, we describe this procedure combined with externally applied constant current stimulation, which mimics polarization processes occurring within spinal neuronal networks. Trans-spinal direct current stimulation (tsDCS) is an innovative method increasingly used as a neuromodulatory intervention in rehabilitation after various neurological injuries as well as in sports. The influence of tsDCS on the nervous system remains poorly understood and the physiological mechanisms behind its actions are largely unknown. The application of the tsDCS simultaneously with intracellular recordings enables us to directly observe changes of motoneuron membrane properties and characteristics of rhythmic firing in response to the polarization of the spinal neuronal network, which is crucial for the understanding of tsDCS actions. Moreover, when the presented protocol includes the identification of the motoneuron with respect to an innervated muscle and its function (flexor versus extensor) as well as the physiological type (fast versus slow) it provides an opportunity to selectively investigate the influence of tsDCS on identified components of spinal circuitry, which seem to be differently affected by polarization. The presented procedure focuses on surgical preparation for intracellular recordings and stimulation with an emphasis on the steps which are necessary to achieve preparation stability and reproducibility of results. The details of the methodology of the anodal or cathodal tsDCS application are discussed while paying attention to practical and safety issues.

This protocol describes in vivo intracellular recording of rat lumbar motoneurons with simultaneous trans-spinal direct current stimulation. The method enables us to measure membrane properties and to record rhythmic firing of motoneurons before, during and after anodal or cathodal polarization of the spinal cord.

In Vivo intrazelluläre Aufzeichnung von typidentifizierten Ratten-Spinal-Motoneuronen während der Trans-Spinal-Gleichstromstimulation

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological ...

<meta charset="utf8"></head><body>Abgewinkelte Silizium-Multielektroden-Aufzeichnungen für tiefe Hirnstammstrukturen bei Mäusen

Acute Single-Unit Multi-Electrode Recordings from the Brainstem of Head-Fixed Mice

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many brain regions. However, recording neuronal activity from deep caudal structures like the brainstem using multi-channel probes remains challenging. A significant concern is finding a trajectory for probe insertion that avoids large blood vessels, such as the superior sagittal venous sinus and the transverse venous sinus. Injuring these large veins can cause extensive bleeding, damage to the underlying brain tissue, and potentially death. This approach describes targeting brainstem structures by coupling anterior coordinates with an angled approach, allowing the recording probe to penetrate the brain below high-risk vascular structures. Compared to a strictly vertical approach, the angled approach maximizes the number of brain regions that can be targeted. Using this strategy, the ventrolateral periaqueductal gray (vlPAG), a brainstem region associated with REM sleep, can be reproducibly and reliably accessed to obtain single-unit, multi-electrode recordings in head-fixed mice before and during sevoflurane anesthesia. The ability to record neuronal activity in the vlPAG and surrounding nuclei with high temporal resolution is a step forward in advancing the understanding of the relationship between REM sleep and anesthesia.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Untersuchung anästhesieinduzierter Schlafwege und neuronaler Erregbarkeit bei Mäusen

This protocol describes a method to obtain in vivo, high-density single-neuron recordings from the brainstem of head-fixed mice. This approach is deployed to measure the action potential firing of neurons in the ventrolateral periaqueductal gray - a brainstem region inactive during Rapid Eye Movement (REM) sleep - before and during general anesthesia.

Akute Einzel-Multi-Elektroden-Ableitungen aus dem Hirnstamm von Mäusen mit fixiertem Kopf

Silicon multielectrode-based recordings are increasingly popular for studying neuronal activity at the temporal resolution of action potentials in many ...

Elektrophysiologie auf isolierte Hirnstamm-Rückenmarks Zubereitungen aus Newborn Nagetiere Ermöglicht Neural Atem Netzwerk Output Recording

Zusammenfassung

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