This work was supported in part by the US National Institutes of Health (R01 HL 111600) and the American Heart Association (12SDG9010015).

Alle Verfahren, die Tiere wurden von der Animal Care und Verwenden Committee der University of California, Davis zugelassen und auf den Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durch die National Institutes of Health veröffentlicht geklebt. 1. Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie zwei konzentriert (25x) Aktien von modifizierten Tyrode-Lösung im Voraus und bei 4 ° C: (1) Auf I (in mM: NaCl 3205, CaCl 2 32,5, KCl 117,5, NaH 2 PO 4 29.75, MgCl 2 26.25) und (2) Stock II (in mM: NaHCO 3 500). <ol><li> Frisch herzustellen 2 l Tyrode-Lösung der folgenden Zusammensetzung (in mM): NaCl 128,2, CaCl 2 1,3, KCl 4,7, MgCl 2 1.05, NaH 2 PO 4 1,19, NaHCO 3 20 und Glucose 11,1 durch Kombination von 1840 ml entionisiertem (DI) Wasser, 80 ml Lizenz I, 80 ml Lizenz II und 4 g Glucose. Nicht direkt Mischung Stock I und Vektor II; hinzufügenm bis 1.840 ml DI, um die Ausfällung zu vermeiden. </li></ol></li><li> Bereiten Stammlösung der Erregung und Kontraktion Entkoppler blebbistatin bei 10 mg / ml in wasserfreien Di-Dimethylsulfoxid (DMSO) im Voraus und lagern Sie die Stammlösung bei 4 ° C. </li><li> Stammlösungen von fluoreszierenden Farbstoffen: (1) spannungsempfindlichen Farbstoff RH237 (1 mg / ml in DMSO) und (2) von geringer Affinität Calciumindikator Fluo-5N AM (2 mg / ml in DMSO) gemäß den Empfehlungen des Herstellers. Mit den Vorbereitungen sofort zur Zersetzung mit anschließendem Verlust von Ladekapazität zu vermeiden. </li><li> Prime das Rezirkulieren Langendorff-Perfusionssystem mit oxygeniertem (95% O 2, 5% CO 2) Tyrodelösung. Einstellen der Strömung von O 2 / CO 2, um den pH-Wert der Tyrodelösung bei 7,4 ± 0,05 zu halten. Verwenden Sie eine in-line Nylon gewebt Nettofilter (Porengröße: 11 &amp; mgr; m), um kontinuierlich filtern das Perfusat. <ol><li> Prime das Perfusionssystem bei RT, wie nachfolgende loading Fluo-5N Uhr bei RT durchgeführt. Für Fluo-5N AM Beladung mit einem kleinen Kreislaufvolumen Perfusat (~ 150 ml). Nach der Farbstoffbeladung, verwenden Sie ein größeres Volumen an Perfusat (1 - 2 L, siehe Abbildung 1C). </li></ol></li><li> Schalten Sie Datenerfassungssystem und die Vorbereitungen für die kontinuierliche Überwachung von EKG und Perfusionsdruck. Bereiten Druck-Überwachungssystem: Verbinden Sie einen Druckwandler, um die Perfusion Linie und der Perfusionsdruck mit einem Transbridge Verstärker zu überwachen. Können die Grundlinien Perfusionsdruck auf 0 mmHg, wenn das Herz nicht in das Perfusionssystem angebracht ist. </li><li> Richten Sie die optische Abbildungskameras, um räumliche Ausrichtung zwischen dem V m und SR Ca 2+ Signale zu gewährleisten. <ol><li> Zunächst konzentrieren sich die Kameras, indem Sie ein Lineal oder ein Objekt mit Text in die Perfusion Gericht. Drehen Sie die Mapping-Kameras in eine Live View-Modus, und stellen Sie den Fokus, bis der Text ist scharf und klar. Erwerben Sie einen einzelnen Frame Bild von jeder Kamera. </li><li> OverlayDiese Bilder und die Transparenz anzupassen des oberen Bildes, so dass die beiden Bilder sichtbar sind. Der Text in den Bildern sollte genau überlappen. Wenn nicht perfekt ausgerichtet sind, kann der Winkel des dichroitischen Spiegels oder der Position jeder Kamera einzustellen, bis die beiden Bilder ausgerichtet sind. </li></ol></li></ol> 2. Ernten, Perfusion und Farbstoffbeladung von Kaninchen-Herz <ol><li> Sichern Sie das Kaninchen in einem zugelassenen Rückhalte Kaninchen. Tief anästhesiert über eine intravenöse Injektion (marginale Ohrvene) von Natriumpentobarbital (50 mg / kg) und Heparin (1000 IU). <ol><li> Als die Kaninchen Displays fehlt der nozizeptiven Reflexen, stellen Sie eine Mittellinie Hautschnitt, um den Brustbein und Rippen freizulegen. Schnitt durch das Brustbein mit stumpfen Spitze chirurgische Scheren aus dem Schwertfortsatz, um den Hammergriff. Achten Sie darauf, das Herz schädigen beim Öffnen des Brustbeins. Verbreiten Sie die Rippen, um das Herz freizulegen. </li><li> Schnell auszuschneiden das gesamte Herz-Lungen-Block durch schnelles Schneiden aller Gefäße und Bindegewebe. Immediadig legen Sie die Herz-Lungen-Block in Lösung eiskalten Tyrodes. </li></ol></li><li> Suchen Sie die Aorta für die retrograde Perfusion. Schneiden Sie den aufsteigenden Aorta proximal der drei Zweige des Aortenbogens. Kanülieren die Aorta in eine 8 G Kanüle in das Perfusionssystem verbunden. Verwenden Sie ein Stück USP 0 Seidenfaden, um die Aorta auf die Kanüle zu sichern. </li><li> Sorgfältig sezieren die Luftröhre, Lunge und epikardialen Fett aus dem Herzen. Mit einem scharfen Pinzette und Schere Dissektion, suchen Sie die Mitralklappe und sorgfältig beschädigen oder entfernen Sie eine Broschüre zur Lösung Staus in der linken Herzkammer zu verhindern. </li><li> Tauchen Sie die Herzen in der Glasmantel Perfusionskammer horizontal mit der anterioren Oberfläche des Herzens nach oben für die Bildgebung. Sichern die Kanüle in einem Stück Sylgard mit U-förmigen Stifte auf dem Silizium Boden der Schale, um die Bewegung des Herzens während der Zuordnung (Figur 1D) zu verhindern. Falls gewünscht, legen Sie ein kleines Insekt Stift an der Spitze des Herzens für stasierung. </li><li> Position Elektrokardiogramm (EKG) Elektroden, die in dem Bad an der rechten und linken Seite des Herzens. Vollständig versenken die Elektroden im Bad und sicherzustellen, dass sie nicht in Kontakt mit der Herzoberfläche, um ein Volumen-EKG durchgeführt analog zu einem Lead I Konfiguration bereitzustellen. Stellen Sie sicher, eine normale Ableitung I EKG-Morphologie. Einstellen der Strömung (25 - 35 ml / min), um sicherzustellen, dass der Aortendruck wird bei 60 gehalten - 70 mmHg. </li><li> Schalten Sie die Raumbeleuchtung und fügen Sie 0,3 bis 0,6 ml blebbistatin Stammlösung (Schritt 1.2) zum Perfusat (Endkonzentration 10 - 20 &amp; mgr; M). <ol><li> Schalten Sie die Raumbeleuchtung zu Photoinaktivierung blebbistatin vermeiden. Falls erforderlich, kann ein kleines Spotlight oder Stirnlampe verwendet werden, um Arbeitsplatzbeleuchtung bereitzustellen. Hinweis: blebbistatin ist ein Myosin-ATPase-Inhibitor und eine Erregung und Kontraktion Entkoppler. Weil Fluo-5N Lade erweiterten (60 min) RT (Hypothermie) Bedingungen erfordert (siehe Schritte 2,8-2,10), Herz-Energieproduktion beeinträchtigt sein kann. Therefore, Zugabe von blebbistatin in das Perfusat vor dem Laden Farbstoff kann den Energiebedarf 16 Verringerung und Beseitigung von Bewegungsartefakten bei der nachfolgenden optischen Aufnahmen 17. </li></ol></li><li> Bei Kontraktion des Herzens aufgehört hat (10 bis 15 min, auf der Aortendruck Aufzeichnung überprüft), um kleinvolumigen rezirkulierenden Perfusion (siehe Schritt 1.4.1) wechseln. </li><li> Bereiten Sie und laden Fluo-5N AM Beladungslösung: In 0,25 ml Fluo-5N AM-Stammlösung (Schritt 1.3) zu 0,25 ml warmem 20% Pluronic F127. 0,5 ml warmem Tyrodelösung zu der Mischung, gut mischen, und fügen Sie der kleinvolumigen Umlauf Perfusionssystem. </li><li> Kontinuierlich Perfusionsdruck und EKG-Überwachung und den Fluss ggf. einstellen. Farbstoffbeladung dauert ca. 1 h bei RT. 45 Minuten nach dem Laden begonnen hat, schalten Sie den zirkulierenden Wasserbad Erwärmung der Perfusionssystem und Perfusat auf 37 ° C zu beginnen. </li><li> Nach 60 min Fluo-5N AM Laden, switch die Perfusion des größeren Volumens Umlauf Perfusionssystem (siehe Schritt 1.4). </li><li> Verdünnte 50 ul spannungsempfindlichen Farbstoff RH237 Stammlösung (Stufe 1.3) in 1 ml warmem Tyrodelösung und langsam (über ~ 5 min) in eine Injektionsöffnung proximal der Kanüle. </li></ol> 3. Optische Mapping <ol><li> Während der letzten Momente der Farbstoffbeladung, positionieren Sie den Herzen und konzentrieren sich die optischen Abbildungskameras, um die entsprechende Sichtfeld für das Experiment zu gewährleisten. </li><li> Falls gewünscht, eine bipolare Schrittmacherelektrode an der epikardialen Oberfläche des Herzens zur Stimulierung. </li><li> Legen Sie eine Kunststoff- oder Glasdeckglas auf der Oberfläche der Perfusionskammer, um Bewegungsartefakte auf der Flüssigkeitsoberfläche, die vorhanden sein können, aufgrund von Rückführung des Perfusat zu reduzieren. Hinweis: Als Alternative zu einem Deckglas mit einem sauberen Plastik 50 mm Petrischale Cover. </li><li> Fokus der Lichtleiter gleichmäßig die Oberfläche des Herzens mit e beleuchtenxcitation Licht. Verwenden blauen Leuchtdiode (LED) Lichtquellen und das Licht weiter zu filtern mit einem 475-495 nm Bandpassfilter (Abbildung 1A). </li><li> Sammeln emittiert Fluoreszenz mit einer Makroskops und zwei komplementären Metall-Oxid-Halbleiter (CMOS) optische Abbildungskameras. Teilen Sie das emittierte Licht mit einer dichroitischen Spiegel bei 545 nm. <ol><li> Langpaßfilter langwelligeren Gruppierung, enthaltend die V m Signal bei 700 nm. Bandpassfilter die kürzeren Wellenlängen-Einheit, mit dem SR Ca 2+ Signal, 502 bis 534 nm (Abbildung 1A). Stellen Sie die Frequenz des optischen Datenerfassung, um 0,5 bis 1 kHz. </li></ol></li><li> Für jeden optischen Aufzeichnungs zunächst initiieren die gewünschte Stimulationsprotokoll, schalten Sie das Anregungslicht, und sammeln 1-4 sec von Daten. Falls gewünscht, synchronisieren die Stimulationsprotokolle und Datenerfassung. Anmerkung: Es ist nicht möglich, wieder laden, Fluo-5N AM, also das Signal-Rausch-Verhältnis (SNR) wird decrease während des Versuchs infolge einer Leckage aus dem SR färben. Begrenzen experimentelle Protokoll auf 1 - 2 h, hohe SNR-Werte zu gewährleisten. </li><li> Nach dem Versuch, wäscht den Perfusionssystem in der Sequenz von DI-Wasser, 70% Reagensalkohol und nochmals mit DI-Wasser. </li><li> Filtern jedes Datensatzes mit einer Orts Gaußfilter (Radius 3 Pixel) unter Verwendung von im Handel erhältlichen Software-Paketen gemäß dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Falls erforderlich, räumlich ausrichten V m und SR Ca 2+ Datensätze. Wie in Schritt 1.6, Overlay-Bilder von jeder Kamera, und überprüfen Sie, dass die anatomischen Strukturen des Herzens (dh., Koronargefäße, Kanten der Atrien oder Ventrikel) oder andere Gegenstände in das Blickfeld (dh Kanüle, Schrittmacherelektrode) genau, überlappen. Falls nicht, wird räumliche Ausrichtung der Datensätze notwendig. </li><li> Schieben Sie die Top-transparentes Bild in der x- und y-Richtung, bis genaue Überdeckung erreicht wird, unter Nennung der Anzahl der Pixelmuss das Bild in jeder Richtung verschoben werden. Die gesamte Datenmenge entsprechend dem oberen Bild (entweder m oder V SR Ca 2+) ist dann bestimmt durch die Anzahl von Pixeln in jeder Richtung verschoben werden, um eine genaue Ausrichtung zwischen dem V m und SR Ca 2+ Datensätze zu gewährleisten. </li></ol>

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Luminal+Ca(2+)+content+regulates+intracellular+Ca(2+)+release+in+subepicardial+myocytes+of+intact+beating+mouse+hearts:+effect+of+exogenous+buffers.">Luminal Ca(2+) content regulates intracellular Ca(2+) release in subepicardial myocytes of intact beating mouse hearts: effect of exogenous buffers.</a> American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 298, H2138-H2153 (2010).</li><li>Picht, E., DeSantiago, J., Blatter, L. A., Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+alternans+do+not+rely+on+diastolic+sarcoplasmic+reticulum+calcium+content+fluctuations.">Cardiac alternans do not rely on diastolic sarcoplasmic reticulum calcium content fluctuations.</a> Circulation research. 99, 740-748 (2006).</li><li>Shkryl, V. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++ATPase+2a+gene+delivery+to+restore+electrical+stability+in+the+failing+heart.">Targeted sarcoplasmic reticulum Ca2+ ATPase 2a gene delivery to restore electrical stability in the failing heart.</a> Circulation. 126, 2095-2104 (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Die Schlüssel zur erfolgreichen Fluo-5N Farbstoffbeladung sind der kleinvolumige rezirkulierenden Perfusion Einrichtung, die für eine hohe Fluo-5N-Konzentration ermöglicht, ohne die Notwendigkeit für große Mengen an Farbstoff, der Länge der Ladezeit (1 h) und Ausführen des Lade bei RT. Wenn das Laden bei physiologischen Temperaturen, zellulären Enzymaktivität schnell spaltet die -AM-Tag, wenn der Farbstoff kreuzt die Zellmembran, Einfangen der Farbstoffmoleküle in das Cytosol und nicht so dass sie die Membran ...

Dual optical mapping of intracellular Ca2+ and transmembrane potential (Vm) in the intact Langendorff-perfused heart has become a mainstay of investigations in cardiac electrophysiology, including mechanisms of arrhythmia and excitation-contraction coupling1-4. This approach has provided unprecedented knowledge into normal and abnormal electrophysiology and, importantly, into the bidirectional relationship between Vm and intracellular Ca2+. However, optical mapping of intracellular Ca2+ with high-affinity fluorescent indicators (such as Rhod-2 and Fluo-4) only reports on bulk changes in intracellular Ca2+ and is unable to distinguish whether these changes are due to transmembrane Ca2+ flux, release and reuptake into intracellular stores, or in most instances, some combination of both. Furthermore, high-affinity Ca2+ indicators have slow on-off kinetics and may not accurately report rapid changes in Ca2+ concentration5.
Each action potential triggers a rise in intracellular Ca2+, known as the intracellular Ca2+ transient (CaT). In the mammalian heart, approximately 70 &#8211; 90% of the total CaT is due to release of Ca2+ from the sarcoplasmic reticulum (SR) via opening of ryanodine receptors (RyRs)6. Within the SR, approximately half of the total Ca2+ is bound to calsequestrin (CSQ) and other intra-SR buffers7, which play an important role in SR Ca2+ homeostasis8,9. The amount of free SR Ca2+ dictates the driving force for SR Ca2+ release as well as gating of RyR, and therefore has a significant impact on the intracellular CaT. Furthermore, alterations in SR Ca2+ release or reuptake can, in turn, impact Vm via the electrogenic Na+-Ca2+ exchange, which may have arrhythmogenic consequences. Therefore, in addition to the CaT, monitoring of free SR Ca2+ can provide important insights into contractile and electrophysiological dysfunction.
Over the past several years, investigators have made significant advances in the monitoring of SR Ca2+ in isolated cardiac myocytes and from a single location on the intact heart. One such method requires rapid pulses of caffeine to open RyRs and the SR Ca2+ content is then inferred or calculated from the immediate rise in intracellular Ca2+10. Another intriguing approach uses low-affinity Ca2+ indicators, such as Fluo-5N11 or Mag-Fluo412, which bind to free SR Ca2+. These indicators have dissociation constants (Kd) in the range of 10 &#8211; 400 &#956;M and therefore exhibit minimal fluorescence in the cytosol compared to the SR lumen, where the Ca2+ concentration ([Ca2+]SR) is in the millimolar range. Using low-affinity Ca2+ indicators, several aspects of SR Ca2+ cycling have been investigated at the level of the isolated myocyte, including fractional SR Ca2+ release and the mechanisms of Ca2+ alternans13,14. However, in order to fully understand the heterogeneous nature of SR Ca2+ cycling in the intact heart and the role of SR Ca2+ in spatially distinct arrhythmic phenomena, methods for imaging SR Ca2+ across the epicardial surface of the intact heart are required15.
This article describes methodology for dual optical mapping of free SR Ca2+ and Vm in the intact Langendorff-perfused rabbit heart with the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="956">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaCl</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S271-1</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">CaCl2 (2H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">C79-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">KCl</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S217-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">MgCl2 (6H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">M33-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaH2PO4 (H2O)</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S369-500</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">NaHCO3</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">S233-3</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">D-Glucose</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:151px;">D16-1</td>
			<td style="width:423px;">Component of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">95% O2 5% CO2</td>
			<td style="width:167px;">AirGas</td>
			<td style="width:151px;">carbogen</td>
			<td style="width:423px;">For oxygenation and pH of Tyrode&#39;s solution</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Blebbistatin</td>
			<td style="width:167px;">Tocris Bioscience</td>
			<td style="width:151px;">1760</td>
			<td style="width:423px;">Excitation-contraction uncoupler</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">RH237</td>
			<td style="width:167px;">Biotium</td>
			<td style="width:151px;">61018</td>
			<td style="width:423px;">Voltage-sensitive dye</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Fluo-5N AM</td>
			<td style="width:167px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:151px;">F-26915</td>
			<td style="width:423px;">Low-affinity Ca2+ indicator; Alternative: Invitrogen F-14204; Loading must be performed at room temperature</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Pluronic F127</td>
			<td style="width:167px;">Biotium</td>
			<td style="width:151px;">59004</td>
			<td style="width:423px;">For Ca2+ indicator loading; Warm until the solutiion is clear before use</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Dimethyl sulphoxide (DMSO)</td>
			<td style="width:167px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:151px;">D2650</td>
			<td style="width:423px;">For dissolving blebbistatin and dyes</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Filter</td>
			<td style="width:167px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:151px;">NY1104700</td>
			<td style="width:423px;">11um in-line filter</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Pressure Transducer</td>
			<td style="width:167px;">WPI</td>
			<td style="width:151px;">BLPR2</td>
			<td style="width:423px;">For measuring perfusion pressure</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Transbridge Transducer Amplifier</td>
			<td style="width:167px;">WPI</td>
			<td style="width:151px;">SYS-TBM4M</td>
			<td style="width:423px;">For transducing/amplifing pressure signal; PowerLab may also be used with appropriate BioAmp</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">PowerLab 26T</td>
			<td style="width:167px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">For continuous recording of pressure and ECG signals</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">THT Macroscope</td>
			<td style="width:167px;">SciMedia</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">Macroscopic optical setup. Details: 0.63x objective (NA=0.31), 2x condensing objective, resultant field of view = 3.1x3.1 cm, depth of focus = ~1.5mm</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">MiCam Ultima-L CMOS</td>
			<td style="width:167px;">SciMedia</td>
			<td style="width:151px;"></td>
			<td style="width:423px;">Optical mapping cameras</td>
		</tr>
		<tr height="57">
			<td height="57" style="height:57px;width:216px;">Precision LED Spot Light</td>
			<td style="width:167px;">Mightex</td>
			<td style="width:151px;">PLS-0470-030-15-S</td>
			<td style="width:423px;">LED light source</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optical mapping of intra-sarcoplasmic reticulum ca2+ and transmembrane potential in the langendorff-perfused rabbit heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

1A zeigt eine schematische Darstellung der optischen Anordnung für Dual V m und SR Ca 2+ Kartierung. Mit diesem Setup, gibt es komplette spektrale Trennung der V m und SR Ca 2+ Signale (Abbildung 1B). Ein Diagramm des Dual-Schleifen Perfusionssystem für Fluo-5N Farbstoffbeladung verwendet wird, in Figur 1C veranschaulicht. Figur 1D zeigt die horizontale Ausrichtung des Herzens in das Perfusionssystem Schale....

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Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Dieser Artikel beschreibt das detaillierte Protokoll und Anlagen für die duale optische Abbildung von Transmembranpotential (V m) und freie inner Retikulum (SR) notwendig Ca 2+ in der Langendorff-perfundierten Kaninchenherzen. Dieses Verfahren ermöglicht die direkte Beobachtung und Quantifizierung von V m und SR Ca 2+ Dynamik im intakten Herzens.

Optische Kartierung der Intra-Retikulum Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Und Transmembranpotential in der Langendorff-perfundierten Kaninchen Herz

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

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