The work was supported in part by funding from Alberta Livestock and Meat Agency and Natural Science and Research Council Discovery grant to S. D. Proctor.

Alle Verfahren an Versuchstieren in beschrieben sowohl die Video- und Manuskripts wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt und anschließend die von der Canadian Council of Animal Care Richtlinien. 1. Chirurgische Anästhesie und OP-Vorbereitung der Neugeborenen-Schweine <ol><li> In einem separaten Vorraum, premedicate 25 kg Schweine in der Nähe der Basis des Halses mit einer intramuskulären Beruhigungsmittel-Anästhetika Cocktail mit: Azaperon (0,3 mg / kg), Ketamin-Hydrochlorid (10 mg / kg), Dexmedetomidin (15 ug / kg). Hinweis: In Buprenorphin (0,005 bis 0,02 mg / kg) in der Pre-Anästhetika Cocktail für eine verbesserte intraoperative Schmerzkontrolle. </li><li> Anesthetize die Schweine mit inhalativen Isofluran Inhalationsgas (4-5% Isofluran in 500 ml-1000 ml / min O 2) eine Gesichtsmaske. Visualisieren Sie die Stimmbänder ein veterinär laryngeal Umfang mit (17-25 cm langen, geraden Klinge) und gelten topische 10% Lidocain Spay zum StimmSchnüre. Lassen Sie den Lidocain-Spray die Stimmbänder 30-60 sec vor der Intubation zu kontaktieren die Möglichkeit der Stimmbandkrampf und Obstruktion der Atemwege zu reduzieren. </li><li> Intubate die Schweine durch einen Endotrachealtubus mit Manschette vorbei (5,0-7,0 mm Innendurchmesser (ID)) zwischen den Stimmbändern und Aufrechterhaltung der Narkose mit Isofluran - Gas (0,5-2,0% Isofluran bei 1.000-2.000 ml / min O 2) mit einem geschlossenen Schaltung Rückatmungsnarkosesystem in der gesamten Operation. Beurteilen Sie das Niveau der Anästhesie durch Kiefer Ton, und beide Pedal und der Augenlidreflexantworten. Abgelaufene Narkosegas wird ausgespült und außerhalb des Operationssaals entlüftet. </li><li> Reinigen der Außenfläche des Ohres mit 2,0% Chlorhexidin chirurgischen Scheuerlösung durch eine 70% Isopropylalkohol gespült. Mit einem 20 G intravenösen Katheter, katheterisieren eine Ohrvene intravenöse Flüssigkeiten zu liefern (Ringer-Laktat-Lösung; 5-10 ml / kg / h) während der Operation. Sicherung ein Pulsoximeter an die Schleimhautoberfläche der Zunge mit medische Bandherzfrequenz und die Sättigung des peripheren Blutsauerstoffsättigung (SpO 2) zu überwachen. </li><li> Setzen Sie den narkotisierten Schwein in einer dorsalen liegenden Position und rasieren die ventrale Abdomen ab Mitte der Thorax kaudal ventral des Schambeins. Reinigen Sie diesen Bereich mit zwei 2,0% Chlorhexidin OP-Bekleidungen und steriles Wasser wäscht abwechseln. </li><li> Übertragen Sie die narkotisierten Schwein auf den OP-Bereich und wenden Sie die letzte chirurgische scheuern von 70% Isopropylalkohol spülen, trocknen lassen und dann drapieren das Tier. </li><li> Legen Sie eine rektale Temperatursonde ca. 2-4 cm in das Rektum Körpertemperatur zu überwachen. Legen Sie die Schweine auf einem Wasserkreislauf Heizkissen auf normale Körpertemperatur (38-40 ° C) während eines chirurgischen Verfahrens aufrechtzuerhalten. </li><li> Drapieren Sie das Schwein mit vier Handtücher drapiert in einer darüber liegenden Quadranten Muster um den Bauch gelegt. Legen Sie die erste drapieren über xiphisternum, die zweite drapieren entlang lateralen Seite des Bauches etwa 5 cm lateral der Bauchmittellinie. Platzieren des dritten Abdecktuch über das Ileum crest des Beckens und der vierten Abdecktuch, wie der zweite Abdecktuch (obwohl auf der gegenüberliegenden Seite) entlang der lateralen Seite des Abdomens angeordnet ist, etwa 5 cm an der Bauchmittellinie lateral. </li><li> Platzieren Sie einen großen Tisch drapieren, mit einem Schlitz-Öffnung für den Zugang zu der Operationsstelle, über die zugrunde liegenden Handtuch drapiert und decken das Schwein und das gesamte OP-Tisch. Der letzte Vorhang ist ein Einweg-Steri-Drape über den großen Tisch drapieren gelegt. </li></ol> 2. Bauchchirurgie und Katheterisierung der intestinalen lymphatischen Trunk <ol><li> Machen Sie eine 20 cm Hautschnitt mit einem Skalpell die zugrunde liegenden Bauchmuskeln zu belichten. Inzision der Bauchmuskelschichten mit monopolar Elektrokoagulation (20 Watt Einstellung), um das Peritoneum parietale zu belichten. Öffnen Sie ein 20 cm lineares Segment Peritoneum parietale mit Metzenbaum Schere, um die Bauchorgane und Lymphgefäße zuzugreifen. </li><li&gt; Stellen Sie einen Retraktor an der Schädel Aspekt der chirurgischen Einschnitt in die Bauchhöhle für die Dauer der Operation offen zu halten. </li><li> Benetzen alle Gewebe mit warmem (37 ° C) sterile Kochsalzlösung für das gesamte chirurgische Verfahren. Heben Sie vorsichtig ein großes Segment des Darms einschließlich des Dickdarms, Blinddarm, Ileum und Jejunum aus der Bauchhöhle und exteriorisieren es an der linken Flanke des Schweins den Oberbauch, Leber und Lymphgefäße zuzugreifen. Sichern Sie den exteriorisiert Darm in Position mit zusätzlichen Handtuch drapiert eine Schlinge zu bilden, vorsichtig den Darm zu unterstützen. </li><li> Suchen Sie das Lymphgefäßsystem, legt es etwa 4 cm kranial-medial des rechten Nierenvene, 6 cm kaudal-medial- ventralen der Kava ​​- Vorarbeiter und unterhalb des viszeralen Aspekt der rechten Leberlappen in der Nähe der Bauchspeicheldrüse 22,36,37. Identifizieren Sie die Lymphgefäße als durchscheinend Struktur nebeneinander auf der rechten ventralen Segment der Pfortader 36,37. </li><li> Trennen Sie das lymphatische vessel aus den umliegenden Faszie durch sanft das beiliegende Gewebe mit Q-Tip Applikatoren Hänselei weg. Sobald die seitlichen Aspekte des Schiffes aus dem umgebenden Gewebe getrennt sind, erstellen Sie einen &quot;Tunnel&quot; Öffnung unterhalb des Behälters mit feinen stumpfen Pinzette gekippt. </li><li> Pass drei 2-0 Seidenfäden unterhalb der Lymphgefäße mit einer feinen Pinzette. Ligieren der kaudalste Naht zuerst zu verschließen, aufzuweiten und das Gefäß mit Lymphe füllen. verlassen gezielt die Enden dieses Fadens relativ lange (4 cm), um den Katheter an dem Lymphgefäß zu sichern. Platzieren beiden anderen Fäden 1,0 cm voneinander getrennt und sind ungefähr 1,0-1,5 cm kranial der gesicherten caudal Naht. Lassen Sie diese zwei Nähte mit einem &quot;einzigen lose Ligatur tie&quot; für eine schnellere Sicherung des Katheters in das Gefäß zu ermöglichen. Hinweis: Das Segment des Lymphgefäß die sich zwischen der am weitesten kaudal Ligieren Naht und Mittelnaht (der beiden Schädelnähte) die Stelle zur Katheterisierung ist. In Bezug suture Material kann 2-0 Polyglactin Naht für 2-0 Seidenfäden ersetzen, falls erforderlich. </li><li> Schneiden Sie ein kleines Loch in das Gefäß mit Iris Schere und das Gefäß mit feinen stumpfen Pinzette aufzuweiten. Legen Sie ca. 1,0-1,5 cm spezieller Katheterschlauch (4,06 Außendurchmesser (OD) X 2,31 mm ID) mit einem abgeschrägten Ende in das Gefäß und binden die beiden Schädelnähte, den Katheter an Ort und Stelle zu sichern. Verwenden Sie die langen Fadenenden der Schwanz Naht um den Katheter in das Gefäß zu sichern. </li><li> Waschen Sie die exteriorisiert Darm mit reichlich warmen Kochsalzlösung und vorsichtig in die Bauchhöhle zurückkehren korrekte anatomische Positionierung des Darms zu gewährleisten. </li><li> Exteriorize den Katheter an der linken Mitte Flanke (5-10 cm ventral von der Hungergrube). Machen Sie einen Hautschnitt mit einem Skalpell und passieren einen Trokar aus der Bauchhöhle an der Hautoberfläche eine Öffnung für den Exteriorisation des Katheters zu schaffen. Verwenden Sie eine große Kelly Zange den Katheter aus der Bauch cav zu exteriorisierenkeit durch den Trokar Öffnung. </li><li> Schließen Sie das Peritoneum parietale mit einem einfachen fortlaufenden Naht Muster von 2-0 Polyglactin Naht mit einem runden (verjüngte) Nadel. Schließen Sie die Bauchmuskelschichten mit einem einfachen Knopfnaht Muster mit einer 2-0 Polyglactin Naht auf einer runden Nadel. </li><li> Schließen Sie die Haut in einem subkutikuläre Muster mit 2-0 Polyglactin Naht auf einem Schneide Nadel. Sichern Sie den exteriorisierten Katheter an der Haut mit einer Tabaksbeutelnaht Muster und einer 2-0 Nylonnaht auf einem Schneide Nadel. </li><li> Legen Sie eine spezielle Jacke auf dem Schwein, während immer noch betäubt seine Platzierung zu erleichtern und zur Verringerung der Belastung des Schweins während der Genesung. </li></ol> 3. Post-chirurgische Wiederherstellung und Lymph-Sammlung <ol><li> Etwa 10 Minuten vor der Beendigung der Inhalationsanästhesie, verabreichen bupenorphine (0,1 mg / kg) intramuskulär sofort nach der Operation Analgesie zu liefern. Weiterhin bupenorphine (0,1 mg / kg) alle 12 h für 24-48 Stunden zu haltenpostoperative Analgesie. </li><li> Überwachen Sie die Schweine, die für postoperative Komplikationen alle 8-12 Stunden für einen Zeitraum von 7 Tagen. </li><li> Sammeln Sie die Lymphe in 500 ml-Polypropylen-Waschflaschen, beschichtet mit Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), und mit Antibiotika ergänzt; Penicillin (6.000 IE), Streptomycin (6 mg) und Amphotericin B (3 mg) alle 12 Stunden für einen Zeitraum von 7 Tagen. </li></ol> 4. Quantifizierung von Lipoprotein ApoB48, Triglyceride, Cholesterin und Gesamtprotein aus Lymph Gesammelte <ol><li> Zentrifugieren Sie die Lymphe Probe bei 1800 × g für 5 Minuten bei 4 ° C. Sammeln Sie den Überstand und es für die Quantifizierung von Triglycerid, Cholesterin und Gesamtprotein. </li><li> Teilen Sie den Überstand in drei Proben: eine unverdünnte Probe, eine Probe 1:20 verdünnt destilliertem Wasser und eine letzte Probe 1: 100 verdünnt mit destilliertem Wasser. </li><li> Verwenden Sie den unverdünnten Überstand Cholesterinspiegel zu messen, mit einem im Handel erhältlichen Kits. </li><li> Verwenden Sie den 01.20 und 01.100 verdünnten Proben jeweils Triglycerid- und Gesamtproteinspiegel mit einem handelsüblichen Kit und dem Bicinchoninsäure-Gesamtprotein-Assay zu messen. </li></ol> 5. Quantifizierung von Lipoprotein ApoB48, Collected von Lymph 38 <ol><li> Bestimmen Sie die Konzentration von Lipoprotein ApoB48 mit einer angepassten Immun Western Blotting Verfahren 38. Separate Gesamt Lymphe mit 3-8% Tris-Acetat- Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE). </li><li> Übertragung der aufgetrennten Proteine ​​auf eine Polyvinylidenfluorid-Membran (0,45 um) und inkubieren sie mit einem polyklonalen Ziegen-Antikörper gegen ApoB (1: 4000), dann binden sie mit einem anti-Ziege sekundärem Antikörper. </li><li> Quantifizieren der Lipoprotein ApoB48 mit Chemilumineszenz einen linearen densitometrische Vergleich mit gereinigtem Nagetier ApoB48 Protein-Standard. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Darmlymphe Sammeln ist eine ausgezeichnete Methode Mechanismen der Lipid beteiligt zu untersuchen , 8-12 und 13-15 Droge Stoffwechsel, Krebsmetastasen 16,17, Zellhandel und Immunfunktion 18-26, in verschiedenen experimentellen Tiermodellen. Tatsächlich hat die Fähigkeit , große Mengen zu ernten entweder peripher (zuführenden) und Zentral (abführenden und großen Kofferraum Gefäße) Lymphe über einen längeren Zeitraum war besonders wichtig für zeitliche Veränderungen ...

Das lymphatische System ist ein wenig erforschten Gebiet der Physiologie. Präklinische Modelle von Lymph - Katheterisierung treten bei verschiedenen Tierarten 1-8 und werden von der pharmazeutischen Industrie und Forschungseinrichtungen verwendet , um Mechanismen der Lipid beteiligt untersuchen 8-12 und Arzneimittelmetabolismus 13-15, Krebsmetastasen 16 mit experimentellen Behandlung 17 und Immunfunktion 18 -26. Diese Studie untersucht die Verwendung von Darmlymphe Stamm Katheterisierung in einem Hausschwein Modellkomponenten von Lipoproteinstoffwechsel zu messen. Lipoprotein-Metabolismus in der Produktion und Sekretion von Chylomikronen, sowie Änderungen in assoziierten Lipiden und Gesamtprotein beteiligt. Dies sind wichtige Überlegungen gibt es große Unterschiede in den Lipidstoffwechsel zwischen häufig verwendeten Tiermodellen und Menschen und als solche Schweinemodelle unter Verwendung von Darmlymphe sammeln konnten vergleichbare Informationen zur Verfügung stellen für die Untersuchung Lipid michwechsel in Menschen 27-31. Einen Schädelschulteransatz (dh Ductus Katheterisierung) 5, einen seitlichen oberen Flanke Ansatz 32-34 und einen ventralen Mittellinie oder para Ansatz 22,35: Mehrere chirurgische Techniken , um die Darmlymphe in großen Tierarten zu sammeln verwendet. Dieses Video beschreibt ausführlich den chirurgischen Eingriff bei Schweinen einen ventralen Mittellinie chirurgischen Ansatz für die Katheterisierung der Darmlymphe-Trunk. Sorgfältige chirurgische Technik ermöglicht diese Methode der lymphatischen Katheterisierung große Mengen von Lymphe und seiner Bestandteile über längere Zeiträume zu sammeln. Diese Technik eröffnet eine Vielzahl von Anwendungen auf vielen Disziplinen verschiedene physiologische Funktionen untersuchen. Mögliche Anwendungen umfassen, sind aber nicht beschränkt auf, den ganzen Körper Lipoprotein und den Fettstoffwechsel, Immunüberwachung, Tumorentstehung und Metastasierung, Darmfunktion und die Entw begrenztent und Progression von Darmentzündungserkrankungen.

<table><tbody><tr><td>Miller laryngoscope blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68044</td><td>182 mm length</td></tr><tr><td>Surgivet advisor: Vital signs monitor</td><td>Surgivet</td><td>V9203</td><td></td></tr><tr><td>Rectal temperature probe</td><td>Surgivet</td><td>V3417</td><td></td></tr><tr><td>Mono-polar electrosurgery generator</td><td>Valley Lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors</td><td>Fine Science</td><td>14518-18</td><td></td></tr><tr><td>Tuffier retractor</td><td>Stevens</td><td>162-11-676</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-10</td><td></td></tr><tr><td>Kelly forceps-curved (14cm)</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Allis tissue forceps</td><td>Stevens</td><td>162-7-38</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-eye (10.2cm)</td><td>Stevens</td><td>162-18-780</td><td></td></tr><tr><td>Forceps dressing-Adison (12.1cm)</td><td>Stevens</td><td>162-17-2510</td><td></td></tr><tr><td>Needle Drivers</td><td>Stevens</td><td>162-V98-42</td><td></td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>Fine science</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Circulating water pump</td><td>Jorvet</td><td>J-783X</td><td></td></tr><tr><td>Maxitherm-Vinyl blanket</td><td>Jorvet</td><td>J-784C</td><td></td></tr><tr><td>Q tip applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-960</td><td></td></tr><tr><td>Catheterization&amp;nbsp; tubing (4.06 OD X 2.31 ID)</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>MRE-160</td><td>Micro-Renethane implantation tubing</td></tr><tr><td>2-0 silk suture</td><td>Ethicon</td><td>LA556</td><td></td></tr><tr><td>2-0 polyglactin suture</td><td>Ethicon</td><td>J443H</td><td>2-0 vicryl</td></tr><tr><td>Large animal jacket</td><td>Lomir Biomedical Inc.</td><td>SSJ2YC</td><td></td></tr><tr><td>Polypropylene wash bottles</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-409-22C</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D4333</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60-00-4</td><td></td></tr><tr><td>Amphotericin B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2411</td><td></td></tr><tr><td>Azaperone</td><td>Elanco Animal Health</td><td></td><td>Stresnil</td></tr><tr><td>Dexmedetomidine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>6295</td><td>Dexdomitor</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott Animal&amp;nbsp; Health</td><td>05260-5</td><td>IsoFlo</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride</td><td>Zoetis</td><td>2626</td><td>Ketaset</td></tr><tr><td>Bupenorphine hydrochloride</td><td>Champion Alstoe Animal Health</td><td></td><td>DIN:02347510</td></tr><tr><td>6 mm Endotracheal tube</td><td>Jorvet</td><td>J-165d</td><td></td></tr><tr><td>10% Lidocaine spray</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>DIN:02003767</td></tr><tr><td>4 % Chlorhexidine surgical scrub</td><td>Partnar Animal Health</td><td>PCH-011</td><td>Diluted: 2.0% solution</td></tr><tr><td>3M Surgical steri- drape</td><td>3M Health Care</td><td>1040</td><td></td></tr><tr><td>SDS page gel</td><td>Invitrogen</td><td>EA0375BOX</td><td>3-8 % tris acetate</td></tr><tr><td>Polyvinylidene fluoride membrane</td><td>Millipore</td><td>IPVH00010</td><td>0.45 &amp;mu;m pore size</td></tr><tr><td>ApoB antibody&amp;nbsp;</td><td>EMD Millipore</td><td>AB742</td><td>1:4000 dilution</td></tr><tr><td>Donkey anti-goat IgG-HRP</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>Sc-2304</td><td></td></tr><tr><td>ECL Prime Western Blotting Reagent</td><td>GE Healthcare LifeSciences</td><td>RPN2232&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Triglyceride Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>998-40391/994-40491</td><td></td></tr><tr><td>Total Cholesterol Kit</td><td>Wako Pure Chemicals</td><td>439-17501</td><td></td></tr><tr><td>Total Protein</td><td>&amp;nbsp;Pierce&amp;nbsp;</td><td>23225</td><td>Bicinchoninic Acid Assay</td></tr></tbody></table>

long-term catheterization of the intestinal lymph trunk and collection of lymph in neonatal pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

<html> Lymphatische Katheterisierung der intestinalen lymphatischen Stamm der Neugeborenen-Schweine ermöglicht Sammlung von etwa 1 l / 24 h zentrale Lymphe über einen Zeitraum von 7 Tagen. Die Lymphe in diesen Experimenten gesammelt enthaltenen Komponenten des Fettstoffwechsels, nämlich Gesamt Lymphe Protein, Lipoprotein ApoB48, Triglyceride, Gesamtprotein und Cholesterin. Tabelle 1 Highlights repräsentative Mengen dieser Lipidkomponenten aus gepoolten Lymphe Proben von drei Schweinen...

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Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Long-Term Katheterisierung der Darmlymphe Trunk und Sammlung von Lymphe in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

8.6K Aufrufe.  University of Alberta. We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Serie: Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Measurement of Cytosolic Ca2+ in Isolated Contractile Lymphatics

Lymphatic vessels comprise a multifunctional transport system that maintains fluid homeostasis, delivers lipids to the central circulation, and acts as a surveillance system for potentially harmful antigens, optimizing mucosal immunity and adaptive immune responses1. Lymph is formed from interstitial fluid that enters blind-ended initial lymphatics, and then is transported against a pressure gradient in larger collecting lymphatics. Each collecting lymphatic is made up of a series of segments called lymphangions, separated by bicuspid valves that prevent backflow. Each lymphangion possesses a contractile cycle that propels lymph against a pressure gradient toward the central circulation2. This phasic contractile pattern is analogous to the cardiac cycle, with systolic and diastolic phases, and with a lower contraction frequency4. In addition, lymphatic smooth muscle generates tone and displays myogenic constriction and dilation in response to increases and decreases in luminal pressure, respectively5. A hybrid of molecular mechanisms that support both the phasic and tonic contractility of lymphatics are thus proposed.
Contraction of smooth muscle is generally regulated by the cytosolic Ca2+ concentration ([Ca2+]i) plus sensitivity to Ca2+, of the contractile elements in response to changes in the environment surrounding the cell6. [Ca2+]i is determined by the combination of the movement of Ca2+ through plasma membrane ligand or voltage gated Ca2+ channels and the release and uptake of Ca2+ from internal stores. Cytosolic Ca2+ binds to calmodulin and activates enzymes such as myosin light chain (MLC) kinase (MLCK), which in turn phosphorylates MLC leading to actin-myosin-mediated contraction8. However, the sensitivity of this pathway to Ca2+ can be regulated by the MLC phosphatase (MLCP)9. MLCP activity is regulated by Rho kinase (ROCK) and the myosin phosphatase inhibitor protein CPI-17.
Here, we present a method to evaluate changes in [Ca2+]i over time in isolated, perfused lymphatics in order to study Ca2+-dependent and Ca2+-sensitizing mechanisms of lymphatic smooth muscle contraction. Using isolated rat mesenteric collecting lymphatics we studied stretch-induced changes in [Ca2+]i and contractile activity. The isolated lymphatic model offers the advantage that pressure, flow, and the chemical composition of the bath solution can be tightly controlled. [Ca2+]i was determined by loading lymphatics with the ratiometric, Ca2+-binding dye Fura-2. These studies will provide a new approach to the broader problem of studying the different molecular mechanisms that regulate phasic contractions versus tonic constriction in lymphatic smooth muscle.

Measurement of Cytosolic Ca2+ in Isolated Contractile Lymphatics

We introduce an approach to evaluate the cytosolic Ca2+ concentration in isolated lymphatics to study Ca2+-dependent and Ca2+-sensitizing mechanisms of lymphatic smooth muscle contraction.

Die Messung der cytosolischen Ca 2 + In Isolated Kontraktile Lymphgefäße

Lymphatic vessels comprise a multifunctional transport system that maintains fluid homeostasis, delivers lipids to the central circulation, and acts as a ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Catheterization of Intestinal Loops in Ruminants

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the outside world. As such, the intestine plays a pivotal role in immunosurveillance and protection from enteric pathogens. Investigating intestinal physiology and immunology commonly employs 'intestinal loops' as an experimental model. The majority of these loop models are non-recovery surgical procedures that study short-term (&lt;24 hr) changes in the intestine (1-3). We previously created a recovery intestinal loop model to specifically measure long-term (&lt;6 mo) immunological changes in the intestine of sheep following exposure to vaccines, adjuvants, and viruses (4). This procedure localized treatments to a specific 'loop', allowing us to sample this area of the intestine. A significant drawback of this method is the single window of opportunity to administer treatments (i.e. at the time of surgery). Furthermore, samples of both the intestinal mucosa and luminal contents can only be taken at the termination of the project. Other salient limitations of the above model are that the surgical manipulation and requisite post-operative measures (e.g. administration of antibiotics and analgesics) can directly affect the treatment itself and/or alter immune function, thereby confounding results. Therefore, we modified our intestinal loop model by inserting long-term catheters into the loops. Sheep recover fully from the procedure, and are unaffected by the exteriorized catheters. Notably, the establishment of catheters in loops allows us to introduce multiple treatments over an extended interval, following recovery from surgery and clearance of drugs administered during surgery and the post-operative period.

We describe a novel surgical method for catheterizing 'intestinal loops' within the ileum of sheep. Once animals have recovered from surgery and have cleared antibiotics and analgesics, multiple treatments can be deposited directly in loops via the catheters.

Katheterisierung der Darmschlingen bei Wiederkäuern

The intestine is a complex structure that is involved not only in absorption of nutrients, but also acts as a barrier between the individual and the ...

Biologie

The Mesenteric Lymph Duct Cannulated Rat Model: Application to the Assessment of Intestinal Lymphatic Drug Transport

The intestinal lymphatic system plays key roles in fluid transport, lipid absorption and immune function. Lymph flows directly from the small intestine via a series of lymphatic vessels and nodes that converge at the superior mesenteric lymph duct. Cannulation of the mesenteric lymph duct thus enables the collection of mesenteric lymph flowing from the intestine. Mesenteric lymph consists of a cellular fraction of immune cells (99% lymphocytes), aqueous fraction (fluid, peptides and proteins such as cytokines and gut hormones) and lipoprotein fraction (lipids, lipophilic molecules and apo-proteins). The mesenteric lymph duct cannulation model can therefore be used to measure the concentration and rate of transport of a range of factors from the intestine via the lymphatic system. Changes to these factors in response to different challenges (e.g., diets, antigens, drugs) and in disease (e.g., inflammatory bowel disease, HIV, diabetes) can also be determined. An area of expanding interest is the role of lymphatic transport in the absorption of orally administered lipophilic drugs and prodrugs that associate with intestinal lipid absorption pathways. Here we describe, in detail, a mesenteric lymph duct cannulated rat model which enables evaluation of the rate and extent of lipid and drug transport via the lymphatic system for several hours following intestinal delivery. The method is easily adaptable to the measurement of other parameters in lymph. We provide detailed descriptions of the difficulties that may be encountered when establishing this complex surgical method, as well as representative data from failed and successful experiments to provide instruction on how to confirm experimental success and interpret the data obtained.

Here we describe a technique to cannulate the mesenteric lymph duct in rats which enables quantification of lipid and drug transport via the lymphatic system following intestinal delivery. The technique can be adapted to assess mesenteric lymph concentrations and/or transport of fluid, immune cells, peptides, proteins and lipophilic molecules.

Die Mesenteriallymphknoten Duct Cannulated Rattenmodell: Anwendung auf die Bewertung der Darm Lymphatische Drug Transport

The intestinal lymphatic system plays key roles in fluid transport, lipid absorption and immune function. Lymph flows directly from the small intestine ...

Microscopic Observation of Lymphocyte Dynamics in Rat Peyer's Patches

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important phenomenon in the gut immunity. The stroma of secondary lymphoid organs, such as Peyer&#8217;s patches (PPs) or mesenteric lymph nodes, are where na&#239;ve lymphocytes sense antigens. Na&#239;ve lymphocytes circulate through the bloodstream to reach high endothelial venules, the portal of entry into PPs. Some immunomodulators are estimated to influence lymphocyte migration, but the precise evaluation of microcirculation dynamics is very difficult, and establishing a method to observe lymphocyte migration in vivo can contribute to the clarification of the precise mechanisms. We refined the method of collecting lymphocytes from the lymph duct and observing the detailed dynamics of gut-tropic lymphocytes in rat PPs. We chose confocal laser scanning microscopy to observe rat PPs in vivo and recorded it using time-lapse photography. We can now obtain clear images that can contribute to the analysis of lymphocyte dynamics.

Here, we describe a precise method for collecting thoracic duct lymphocytes and observing the migration of gut-tropic lymphocytes in rat Peyer&#8217;s patches for 3 hours using time-lapse photography. This technique can clarify how the dynamics of lymphocytes are affected under inflammatory conditions.

Mikroskopische Beobachtung der Lymphozytendynamik in Rat Peyers Patches

Na&#239;ve lymphocytes recirculate from the blood to the lymphoid tissues under physiological condition and it is commonly recognized as an important ...

Medizin

Intubation, Central Venous Catheter, and Arterial Line Placement in Swine for Translational Research in Abdominal Transplantation Surgery

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries does not solely rely on the research team's surgical skills; perioperative care and management procedures, like intubation, central venous line, and arterial line placement, are necessary and of the utmost importance for favorable experiment results. As it is uncommon for research teams to have anesthesiologists or any other staff other than the surgical team, the surgical team involved in translational research must acquire and/or develop the skills to perform the perioperative care. The purpose of this paper is to show the techniques of intubation, central venous catheter, and arterial line placement used and perfected at the Toronto Organ Preservation Laboratory over the last 10 years, to be used as a reference for future researchers joining either this team or any other lab performing translational research protocols in swine and/or abdominal transplantation.

To obtain the best possible results, surgeons performing translational research experiments should be proficient at intubation and vascular line placement. This paper describes the techniques used by the Toronto Organ Preservation Laboratory to perform these procedures.

Translational surgical research models in swine are crucial for developing safe preclinical protocols. However, the success of the experimental surgeries ...

Hickman-Katheter für den langfristigen Gefäßzugang bei Schweinen

Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood monitoring and reliable intravenous fluid and drug administration. Specifically, the tunneled multi-lumen Hickman catheter (HC) is commonly used in swine models due to its lower extrication and complication rates. Despite fewer complications relative to other CVCs, HC-related morbidity presents a significant challenge, as it can significantly delay or otherwise negatively impact ongoing studies. The proper insertion and maintenance of HCs is paramount in preventing these complications, but there is no consensus on best practices. The purpose of this protocol is to comprehensively describe an approach for the insertion and maintenance of a tunneled HC in swine that mitigates HC-related complications and morbidity. The use of these techniques in &gt;100 swine has resulted in complication-free patent lines up to 8 months and no catheter-related mortality or infection of the ventral surgical site. This protocol offers a method to optimize the lifespan of the HC and guidance for approaching issues during use.

Autor im Rampenlicht: Verwendung von Hickman-Kathetern für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell  

A reliable and reproducible approach for the insertion and maintenance of a tunneled Hickman catheter for long-term vascular access in swine is described. Placement of a central venous catheter allows for convenient daily sampling of whole blood from awake animals and intravenous administration of medication and fluids.

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell

Central venous catheters (CVCs) are invaluable devices in large animal research as they facilitate a wide range of medical applications, including blood ...

Surgical Technique for Lumbar Spinal Catheter Insertion in Pigs Enabling Continuous Access to the Thecal Sac in a Terminal Setup

Pigs are increasingly used as a large animal model for pharmacologic CNS research due to the anatomical and physiological similarities between the porcine and human central nervous systems (CNS). However, accessing the cerebrospinal fluid (CSF) in larger pig breeds by conventional lumbar puncture techniques can be challenging due to an oblique orientation of the spinal spinous processes and a limited interlaminar space. Accordingly, an open surgical procedure for inserting a lumbar spinal catheter for continuous CSF sampling at the L4/L5 level in pigs is thoroughly described in this work. After positioning the pig and identifying the anatomical landmarks, a dorsal midline surgical incision is made to expose the spinous processes. By advancing the introducer needle, the spinal catheter is inserted inside the thecal sac of the spinal canal while leaving the bone structures of the spine intact. This method allows continuous infusion into or sampling from the porcine thecal sac with minimal bleeding or CSF leakage. The procedure is simple, time-efficient, and reproducible across different experimental setups, offering significant potential for various pre-clinical studies, including pharmacokinetic research, surgical training, and spinal cord injury models.

We present a technique for inserting a lumbar spinal catheter at the L4-L5 level in a 3-month-old Danish Landrace pig as part of a terminal research protocol, enabling continuous infusion or CSF sampling from the thecal sac.

Operationstechnik für das Einführen eines lumbalen Spinalkatheters bei Schweinen, die einen kontinuierlichen Zugang zum thekalen Sack in einem terminalen Setup ermöglichen

Pigs are increasingly used as a large animal model for pharmacologic CNS research due to the anatomical and physiological similarities between the porcine ...

Neurowissenschaften

The Isolation of Flowing Mesenteric Lymph in Mice to Quantify In Vivo Kinetics of Dietary Lipid Absorption and Chylomicron Secretion

Intestinal lipoproteins, especially triglyceride-rich chylomicrons, are a major driver of metabolism, inflammation, and cardiovascular diseases. However, isolating intestinal lipoproteins is very difficult in vivo because they are first secreted from the small intestine into the mesenteric lymphatics. Chylomicron-containing lymph then empties into the subclavian vein from the thoracic duct to deliver components of the meal to the heart, lungs, and, ultimately, whole-body circulation. Isolating na&#239;ve chylomicrons is impossible from blood since chylomicron triglyceride undergoes hydrolysis immediately upon interaction with lipoprotein lipase and other lipoprotein receptors in circulation. Therefore, the original 2-day lymph fistula procedure, described by Bollman et al. in rats, has historically been used to isolate fresh mesenteric lymph before its entry into the thoracic vein. That protocol has been improved upon and professionalized by the laboratory of Patrick Tso for the last 45 years, allowing for the analysis of these critical lipoproteins and secretions from the gut. The Tso lymph fistula procedure has now been updated and is presented here visually for the first time. This revised procedure is a single-day surgical technique for installing a duodenal feeding tube, cannulating the mesenteric lymph duct, and collecting lymph after a meal in conscious mice. The major benefits of these new techniques include the ability to reproducibly collect lymph from mice (which harnesses the power of genetic mouse models); the reduced anesthesia time for mice during the implantation of the duodenal infusion tube and the lymph cannula; the ability to continuously sample lymph throughout the feeding and post-prandial period; the ability to quantitatively measure hormones and cytokines before their dilution and enzymatic hydrolysis in blood; and the ability to collect large quantities of lymph for isolating intestinal lipoproteins. This technique is a powerful tool for directly and quantitatively measuring dietary nutrient absorption, intestinal lipoprotein synthesis, and chylomicron secretion.

The Isolation of Flowing Mesenteric Lymph in Mice to Quantify In Vivo Kinetics of Dietary Lipid Absorption and Chylomicron Secretion

The present protocol describes a detailed surgical protocol for isolating flowing intestinal lymph in response to intraduodenal nutrient infusions in mice. This allows for the physiological determination of total intestinal lipid absorption and chylomicron synthesis and secretion in response to various experimental nutrients.

Die Isolierung von fließender mesenterialer Lymphe in Mäusen zur Quantifizierung der in vivo Kinetik der diätetischen Lipidabsorption und Chylomikron-Sekretion

Intestinal lipoproteins, especially triglyceride-rich chylomicrons, are a major driver of metabolism, inflammation, and cardiovascular diseases. However, ...

Long-Term Katheterisierung der Darmlymphe Trunk und Sammlung von Lymphe in Neonatal Pigs

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Katheterisierung der Darmschlingen bei Wiederkäuern

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Mikroskopische Beobachtung der Lymphozytendynamik in Rat Peyers Patches

Intubation, Central Venous Catheter, and Arterial Line Placement in Swine for Translational Research in Abdominal Transplantation Surgery

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell

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Operationstechnik für das Einführen eines lumbalen Spinalkatheters bei Schweinen, die einen kontinuierlichen Zugang zum thekalen Sack in einem terminalen Setup ermöglichen

Die Isolierung von fließender mesenterialer Lymphe in Mäusen zur Quantifizierung der in vivo Kinetik der diätetischen Lipidabsorption und Chylomikron-Sekretion