Wir möchten die folgenden Institutionen danken für unsere AV-Loop-Forschung unterstützen: Staedtler-Stiftung, Dr. Fritz Erler-Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH, DFG, IZKF / ELAN / EFI / Amt für Gender und Diversity, die Forschungsstiftung Medizin , Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), AO-Stiftung, Manfred Roth Stiftung, Xue Hong, Hans Georg Geis-Stiftung, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Deutschland, und das Ministerium für Hochschulbildung und wissenschaftliche Forschung, der Irak. Wir möchten, dass Stefan Fleischer, Marina Milde, Katrin Köhn und Ilse Arnold-Herberth für ihre hervorragende technische Unterstützung danken.

The Animal Care Committee der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) und der Regierung von Mittelfranken, Deutschland, genehmigt alle Experimente. Für die Versuche männliche Lewis-Ratten mit einem Körpergewicht von 300-350 g verwendet wurden. 1. Die arteriovenöse Loop-Modell in der Ratte <ol><li> Implantationsverfahren (Figur 2) <ol><li> Zur Anästhesie eine spezielle Kunststoff - Box verwenden , die über ein Rohr mit dem Isofluran Verdampfer und geschlossen mit einem Deckel verbunden ist. Schalten Sie liefern Gas-und Durchflussmesser zwischen 0,8 bis 1,5 l / min. </li><li> Legen Sie die Ratte in der Plastikkasten Induktion und versiegeln die Spitze. Schalten Sie Isofluran Verdampfer bis 5%. </li><li> Beachten Sie sorgfältig die Ratte während der Einleitung der Narkose. Nach 3 bis 4 min, wird die Ratte narkotisiert. </li><li> Bestätigen Sie die richtige Anästhesie: Verlust von Aufrichtreflex, Verlust der Augenlidreflexe, Rückzugsreflex, positive Kornealreflex. </li><li> Entfernen Sie die Ratte aus der Box und überprüfen Sie dieGewicht für die Berechnung von Drogen. Bewerben Augensalbe Trockenheit zu verhindern, während der Narkose. </li><li> Verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (z. B. 7,5 mg / kg Enrofloxacin subkutan (sc), 12,5 mg / kg Tramadol und 100 mg / kg Metamizol sowohl intravenös (iv)). Administrieren gewichts angepasst Kristalloide während des Betriebs (z. B. 30 ml / kg sc). </li><li> Legen Sie die Ratte auf dem Rücken auf einer Wärmeplatte bei 37 ° C unter Anästhesie mit 1 bis 2% Isofluran Inhalation über Maske verabreicht. </li><li> Monitor-Narkose richtig und erhöhen Isofluran wenn Anästhesie Pegel zu niedrig ist (Bewegung der Ratte, als Reaktion auf Schmerz, Kiefer Ton, kein Verlust von Reflexen (siehe 1.1.4.), Herzfrequenz zu erhöhen). Seien Sie vorsichtig, nicht zu einer Überdosierung von Isofluran (Verlust der Corneareflexe, hohe Herzfrequenz, Abnahme der Sauerstoffsättigung). Verwenden eine spezielle Pulsoximetrie für kleine Tiere zur Kontrolle der Sauerstoffsättigung (95-100%) und Herzfrequenz (250 bis 450 / min) der Ratte. Während der operatiauf dem Monitor Temperatur der Ratte (36 - 40 ° C) und die Temperatur der Wärmeplatte bei Bedarf anpassen. </li><li> Shave die Innenseiten der Hinterbeine mit einem elektrischen Rasierer und desinfizieren Sie den Bereich mit Antiseptika. Verbreiten Sie die Hinterbeine und befestigen Sie sie mit Klebeband. </li><li> Legen Sie die Ratte unter einem Operationsmikroskop und decken die Ratte mit sterilen Abdeckung. Sicherzustellen, dass der gesamte Vorgang Verfahren wird unter sterilen Bedingungen durchgeführt. </li><li> Öffnen die Haut in der Mitte des linken Oberschenkels mit einem Längsschnitt von der oberen Knie bis zur Leiste unter Verwendung eines Skalpells (No. 10). </li><li> Schneiden Sie das subkutane Gewebe und Fascia in Schichten von etwa 3 cm Länge verwendet Dissektionsscheren und microforceps bis die femorale Gefäßbündel von der Beckenarterie in der Leiste an der Gabelung der Femoralarterie im Knie ausgesetzt ist. </li><li> Trennen Sie die Gefäße und entfernen Sie die Adventitia mit adventitia Schere und microforceps. </li><li> Gerinnen die Seite bRanches elektrische Koagulation verwendet wird. Decken Sie das Operationsfeld mit einem feuchten Kompresse. </li><li> Öffnen der Haut auf der rechten Seite, wie für die linke Seite beschrieben ist, 1.1.11 - 1.1.14. </li><li> Für den venösen Transplantats Ernte, ligieren die rechte femorale Vene von elektrischen Koagulation auf den proximalen und distalen Enden in einem Abstand von 1 bis 1,5 cm. </li><li> Entfernen Sie die venöse Transplantat mit microforceps und spülen Sie das venöse Transplantat mit einer Heparin-Lösung (50 IU / ml in 0,9% Natriumchloridlösung) unter Verwendung einer Spülkanüle und übertragen sie auf den linken Oberschenkel. Decken Sie das Operationsfeld auf der rechten Seite mit einem feuchten Kompresse. </li><li> Ligieren die Oberschenkelvene auf der linken Seite proximal am Leistenbereich mit einer microvessel Klemme. Koagulieren die Oberschenkelvene distal durch elektrische Koagulation, an dem oberen Knie vor in einem Abstand von etwa 2 cm Verzweigung. </li><li> Für Anastomose verbinden das proximale Ende des venösen Transplantat mit dem proximalen Ende der Vene durch End-to-End-Anastomose mit einem 11-0 Suture. Verwenden Sie ca. 8 unterbrochen Nähten. Beginnen Sie mit den ersten beiden Nähten an den 12 Uhr und 6 Uhr-Position platzieren. Dann wird zwischen diesen Punkten auf der Vorderseite in 2 bis 3 weitere Nähte vorbringen, und dann 2 bis 3 weitere Nähte in der Rückseite. </li><li> Ligieren der Femoralarterie in der gleichen Weise für die Oberschenkelvene beschrieben (1.1.18.). Stellen Sie sicher, dass die Schleife Gefäße nicht verdreht sind. Anastomosieren das distale Ende des venösen Transplantats mit dem proximalen Ende der Arterie wie die Oberschenkelvene beschrieben (Schritte 1.1.19.). </li><li> Verwalten 25 IE Heparin intravenös. Stellen Sie erneut sicher, dass die Schleife Gefäße nicht verdreht sind, entfernen Sie die Klemmen und auf Dichtigkeit prüfen und die Durchgängigkeit der Schleife für ca. 5 min. </li><li> Tröpfeln Papaverin (beispielsweise 4 mg / ml) auf die Gefäße Gefäßspasmen zu verhindern. Wenn es Durchgängigkeit wird, dehnt sich die Schlaufe und der Impuls der Arterie beobachtet werden. </li><li> Prefill der Implantationskammer mit der ersten Hälfte (etwa 500 &amp; mgr; l) der Matrix (zB &lt;/ Em&gt;, ein Hydrogel oder ein Knochenmatrix mit oder ohne Zellen). Einbetten der Schleife in die Implantationskammer. </li><li> Füllen Sie die Implantationskammer mit der zweiten Hälfte der Matrix auf ein Gesamtvolumen von 1000 ul. Verschließen Sie die Kammer mit dem Kammerdeckel. </li><li> Fixieren der Implantationskammer auf den Oberschenkel mit einem nicht resorbierbaren Nahtmaterial 6-0. Befestigen Sie den Kammerdeckel mit einem nicht resorbierbaren 6-0 Naht. Stoppen möglich Blutung mit elektrischer Koagulation. </li><li> Schließen Sie die Haut mit resorbierbaren 4-0 Nähten. Decken Sie die Wunde mit Aluminium-Spray. </li><li> Verabreichen Antibiotika und Analgetika (zB 7,5 mg / kg Enrofloxacin sc, Tramadol 12,5 mg / kg per os (po) (über das Trinkwasser) für 3 bis 5 Tage und danach in Abhängigkeit von dem Verhalten der Ratte). </li><li> Schalten Sie den Verdampfer aus und lassen Sie die Ratte Gaszufuhr zu atmen, bis es zu erwachen beginnt. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem Kasten mit thermischer Unterstützung und beobachten sie vorsichtig, bis sie vollständig erholt. </li><li> Sie nicht die Ratte un verlassenbesucht, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. </li><li> Sie nicht die Ratte in die Gesellschaft anderer Tiere zurückkehren, bis sie vollständig erholt. </li></ol></li><li> Explantation Verfahren <ol><li> Führen Sie die Explantation nach einer Kurzzeit- oder Langzeitimplantation (nach dem Studiendesign, für Beispiele siehe Referenzen 27-32). Anesthetize die Ratte nach den Schritten 1.1.1.-1.1.9. </li><li> Öffnen Sie die Haut des Bauches mit einem Skalpell (Nr 10) und den Darm zur Seite mit einer Kompresse bewegen. Setzen Sie die Bauchaorta und die Hohlvene caudalis mit Wattestäbchen. </li><li> Kanülieren die Bauchaorta (z. B. 24 Gauge Kunststoffkanüle) und schneiden Sie die Hohlvene caudalis mit Dissektionsscheren. </li><li> Spülen Sie die Bauchaorta mit 0,9% Natriumchloridlösung, die 100 IU / ml Heparin, bis das austretende Flüssigkeit klar ist. Perfuse die Aorta mit 30 ml Spüllösung (z. B. Kontrastmittel oder Indien ink). </li><li> Euthanize die Ratte durch Injektion einer letalen Dosis von Embutramid, Mebezonium Iodid, Tetracain-Hydrochlorid Injektionslösung (0,1 bis 0,2 ml / kg) in tiefer Narkose. </li><li> Ligieren der abdominalen Aorta und Vena cava caudalis mit einem nicht resorbierbaren Nahtmaterial 4-0. </li><li> Schließen Sie die offene Wunde Bereich mit 1 bis 2 Klemmen. Speichern die Ratten für 24 Stunden bei 4 ° C (Härtung der Perfusionslösung). </li><li> Legen Sie die Ratte auf dem Rücken. Verbreiten Sie die Hinterbeine und befestigen Sie sie mit Klebeband. </li><li> Öffnen der Haut oberhalb der Kammer mit einem Längsschnitt mit einem Skalpell (No. 10). </li><li> Entfernen Sie das Bindegewebe aus der Kammer und die Schleife Stiels mit Dissektionsscheren und microforceps. Schneiden Sie die Schleife Stiel in einem Abstand von 1 cm von der Kammeröffnung mit Dissektionsscheren und die Kammer zu entfernen. </li><li> Öffnen Sie den Deckel der Kammer und entfernen Sie vorsichtig das Konstrukt aus der Kammer mit einer Pinzette und fixieren Sie es in 4% gepuffertem Formalin-Lösung für 24 Stunden bei RaumTemperatur. Danach verwenden das Konstrukt für die 3D - Mikro-Computertomographie oder in Paraffin eingebettete für die histologische Analyse 30. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Seit mehr als einem Jahrzehnt haben wir erfolgreich die arteriovenöse (AV) Schleife für das Tissue Engineering Zwecke und das Studium der Angiogenese in vivo im Kleintiermodell verwendet. Wir konnten zeigen, dass dieses Modell für mikrochirurgisches Engineering verschiedenen Geweben sehr gut geeignet ist, und dass es auch für die Angiogenese oder Antiangiogenese-Studien verwendet werden. Bedeutung der Technik in Bezug auf bestehende / Alternativmethoden E...

Den meisten Geweben und Organen im menschlichen Körper sind abhängig von einem funktionellen Blutgefäßnetzwerk, das Nährstoffe, tauscht Gase und entfernt Abfallprodukte liefert. Störung dieses Systems verursacht durch lokale oder systemische vaskuläre Probleme können zu einer Vielzahl von schweren Krankheiten führen. Darüber hinaus wird in Forschungsbereichen wie Tissue Engineering oder der regenerativen Medizin, ein funktionelles Blutgefäßnetz innerhalb künstlich erzeugte Gewebe oder transplantierten Organen ist unverzichtbar für eine erfolgreiche klinische Anwendung. Seit Jahrzehnten Forscher untersuchen wurden die genauen Mechanismen im wachsenden Gefäß beteiligt tieferen Einblick in pathologischen Situationen, um neue therapeutische Interventionen zu finden, gewinnen und eine bessere Prävention von Gefäßerkrankungen bieten. In dem ersten Schritt grundlegende Prozesse wie Zell-Zell - Wechselwirkungen oder der Wirkung von Molekülen auf Zellen des vaskulären Systems werden gewöhnlich durch in vitro 2D- oder 3D suchtenExperimente. Herkömmlichen 2D-Modelle sind einfach durchzuführen, sind gut etabliert und haben stark zu einem besseren Verständnis dieser Verfahren beigetragen. Zum ersten Mal im Jahre 1980 Folkman et al. in vitro Angiogenese Animpfen von kapillaren Endothelzellen auf mit Gelatine beschichteten Platten 1 angegeben. Man erhielt sofort Weg zur Veröffentlichung einer Vielzahl weiterer Angiogenese 2D Experimenten an Endothelzellen tube formation Assay 2, Migrationstest 3 und der Co-Kultivierung verschiedener Zelltypen 4, sowie andere. Diese Tests werden heute noch verwendet und akzeptiert als Standard in vitro - Methoden. Allerdings ist diese Versuchsaufbau nicht immer geeignet für die Untersuchung von in vivo Zellverhalten , da die meisten Zelltypen eine 3D - Umgebung benötigen relevante physiologische Gewebestrukturen 5 zu bilden. Es konnte gezeigt werden, dass die Architektur der 3D-Matrix für die Kapillar morphogenesi entscheidend ists 6 und dass zellextrazellulären Matrix (ECM) Wechselwirkungen und 3D - Kulturbedingungen regulieren wichtige Faktoren , die bei der Tumorangiogenese 7. Die 3D-Matrix bietet komplexe mechanische Eingaben können Effektor-Proteine ​​binden und Gewebe-Skala solute Konzentrationsgradienten herzustellen. Darüber hinaus wird es als notwendig erachtet , um in vivo morphogenetic und Umbau Schritte in komplexen Geweben 5 nachzuahmen. In diesen Systemen sowohl Angiogenese und Vaskulogenese untersucht werden. Während der Angiogenese von der Sprießen von Kapillaren beschreibt Blutgefäße bereits existierenden 8, bezieht sich Vaskulogenese auf die De - novo - Bildung von Blutgefäßen durch Endothelzellen oder deren Vorläufern 9,10. Die Reifung der Schiffe wird in einem Prozess namens &quot;Arteriogenese&quot; über die Rekrutierung von glatten Muskelzellen 11 beschrieben. Ein typisches angiogenen in - vitro - Modell ist das Sprießen von Endothelzellen aus bestehenden einschichtigens ausgesät als Monoschicht auf Geloberflächen, auf der Oberfläche der Mikrokügelchen in einem Gel eingebettet oder durch den Bau von Endothelzellen Sphäroiden 12. In vaskulogener Modelle sind einzelne Endothelzellen in einem 3D-Gel eingeschlossen. Sie interagieren mit benachbarten Endothelzellen vaskulären Strukturen und Netzwerke de novo bilden, in der Regel in Kombination mit unterstützenden Zellen 12. Aber auch komplexe 3D in vitro Modelle können nicht in vivo nachahmen Einstellungen vollständig die Vielzahl von Zell-Zell und Zell-ECM - Wechselwirkungen 13 gegeben. Stoffe mit hoher Aktivität in vitro nicht automatisch die gleichen Effekte in vivo zeigen und umgekehrt 14. Für eine umfassende Analyse der Vaskularisation verarbeitet es dringend notwendig ist , in vivo - Modelle , die besser simulieren , um die Situation in den Körper zu entwickeln. Eine große Auswahl von in vivo - Angiogenese - Assays sind in der Literatur beschrieben, einschließlich derKüken Chorionallantoismembran Assay (CAM), der Zebrabärbling - Modell, das Hornhaut Angiogenese - Assay wird die dorsale Luftsack Modell, Kammer der Rückenhaut, die subkutanen Tumormodellen 14. Jedoch sind diese Tests oft mit Einschränkungen verbunden sind , wie eine schnelle morphologische Veränderungen, Probleme bei der Unterscheidung neuer Kapillaren aus schon bestehenden im CAM - Assay oder den begrenzten Raum in der Cornea - Angiogenese - Assay 15. Weiterhin Nichtsäugetiersystemen verwendet werden (z. B. der Zebrabärbling - Modell 16), die in der Xenotransplantation 17 zu Problemen führt. In der subkutanen Tumormodell, mit Ursprung Angiogenese nur vom Tumor selbst nicht analysiert werden kann, da stark das angrenzende Gewebe zu dem Vaskularisierung Prozess beiträgt. Darüber hinaus kann das umgebende Gewebe eine entscheidende Rolle , den Tumor - Mikroumgebung 18 zu gestalten. Nicht nur für die Untersuchung der Angiogenese oder Vaskulogenese gibt es eine starke need für eine standardisierte und in - vivo - Modell gut charakterisiert , sondern auch unterschiedliche Vaskularisierung Strategien im Tissue Engineering und der regenerativen Medizin zu studieren. Heute ist die Erzeugung komplexer künstliche Organe oder Gewebe ist möglich , sowohl in vitro als auch in vivo. 3D Bioprinting bietet eine On-Demand - Herstellungstechnik für 19 komplexe 3D - funktionellen Wohn Gewebe zu erzeugen. Weiterhin kann Bioreaktoren zum Erzeugen Gewebe 20 oder sogar den eigenen Körper verwendet werden kann , als Bioreaktor 21 verwendet werden. Jedoch ist das Haupthindernis für eine erfolgreiche Anwendung von künstlich erzeugten Geweben der Mangel an Vaskularisierung innerhalb der Konstrukte. Unmittelbaren Anschluss an das Gefäßsystem des Host nach der Transplantation ist eine wesentliche Voraussetzung für das Überleben, insbesondere im Fall von großen künstlichen Geweben oder Organen. Verschiedene in vitro oder in vivo Prävaskularisation Strategien waren Entwickckelt eine funktionelle Mikrovaskulatur in Konstrukten der Implantation 22 vor herzustellen. Die Implantation eines Gerüsts mit in vitro vorgeformten engineered Kapillaren auf die Rückenhaut der Mäuse führte zu einer schnellen Anastomose der Mäuse Vaskulatur innerhalb eines Tages 23. Im Gegensatz dazu ist ein Sphäroid Kokultur bestehend aus humanen mesenchymalen Stammzellen und menschlichen Nabelschnurvenen - Endothelzellen in einem dreidimensionalen Netzwerk prevascular montiert Zellen entwickelt weiter nach in vivo - Implantation. Allerdings Anastomose mit dem Host - Gefäßen wurde 24 begrenzt. Vor allem in schlecht vaskularisierten Defekte wie nekrotischen oder bestrahlten Bereiche, diese so genannte extrinsische Vaskularisierung - das Einwachsen von Gefäßen aus der Umgebung in das Gerüst - oft nicht. Intrinsic Vaskularisation, auf der anderen Seite ist, auf der Grundlage einer Gefäßachse als Quelle neuer Kapillaren in das Gerüst Sprießen 25. Mit der axial Vaskularisierung AnsatzKann das technisch hergestellte Gewebe mit seiner Gefäßachse transplantiert werden und an die lokalen Gefäße an der Empfängerstelle verbunden. Unmittelbar nach der Transplantation wird das Gewebe ausreichend mit Sauerstoff und Nährstoffen unterstützt, die die Voraussetzungen für eine optimale Integration entsteht. Aufgrund der begrenzten Verfügbarkeit von Modellen für in vivo - Angiogenese und in Anerkennung der wachsenden Bedeutung der Untersuchung axial vaskularisierten Gewebe zu erzeugen, entwickelten wir die mikro Ansatz von Erol und Spira weitere 26 eine arteriovenöse (AV) Schleife im Tiermodell zu erzeugen. Die Verwendung einer vollständig geschlossenen Implantationskammer macht dieses Verfahren sehr gut geeignet , um die Blutgefäßbildung unter &quot;kontrollierten&quot;, gut charakterisiert in vivo - Bedingungen (Figur 1) zu studieren. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, sondern auch optimal für die axiale Vaskularisation von Gerüsten für Gewebe engin geeigneteering Zwecke.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="931">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">0.9% sodium chloride</td>
			<td style="width:251px;">Berlin-Chemie AG</td>
			<td style="width:203px;">34592508</td>
			<td style="width:124px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:23px;width:355px;">11-0 Ethilon / polyamide 6/6</td>
			<td style="width:251px;">Ethicon</td>
			<td>EH7438G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">4-0 Vicryl / polygalactin 910</td>
			<td style="width:251px;">Ethicon</td>
			<td>V392H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">6-0 Prolene / polypropylene</td>
			<td style="width:251px;">Ethicon</td>
			<td>8695H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">aluminium spray</td>
			<td style="width:251px;">Pharma Partner Vertriebs-GmbH</td>
			<td>1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">antiseptics&#160;</td>
			<td style="width:251px;">BODE Chemie GmbH&#160;</td>
			<td style="width:203px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">Catheter&#160;</td>
			<td style="width:251px;">B Braun Meslungen AG</td>
			<td>4251612-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:19px;width:355px;">contrast agent</td>
			<td style="width:251px;">Flowtech</td>
			<td>&#160;MV-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:355px;">embutramide, mebezonium iodide, tetracaine hydrochloride injectable solution&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Intervet International GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">encre de chine intense indian ink</td>
			<td style="width:251px;">Lefranc &#38; Bourgeois&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">Enrofloxacin&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Bayer AG</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">eye ointment&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Bayer AG</td>
			<td style="width:203px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:21px;width:355px;">Formalin 4 %&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Carl Roth GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>P087.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:21px;width:355px;">Heparin</td>
			<td style="width:251px;">Ratiopharm GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:21px;width:355px;">isoflurane&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Abbott Laboratories</td>
			<td>6055482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">Lewis rat, male</td>
			<td style="width:251px;">Charles River Laboratories</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">Metamizol-Natrium&#160;</td>
			<td style="width:251px;">Ratiopharm GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:21px;width:355px;">papaverine / Paveron N</td>
			<td style="width:251px;">Linden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH</td>
			<td style="width:203px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">tramadol / Tramal</td>
			<td style="width:251px;">Gr&#252;nenthal GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the arteriovenous (av) loop in a small animal model to study angiogenesis and vascularized tissue engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment. 
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient's needs.

Tissue Engineering Für technische Zwecke Knochengewebe, eine Reihe von verschiedenen Knochenersatzmaterialien wurden in der Kleintier Ratte AV Schleife Modell 27,28,33,34 implantiert. Vaskularisierung könnte perfekt von 3D - Mikrocomputertomographie (Mikro-CT) (3A) gezeigt werden. Vaskularisierung eines verarbeiteten Rinder spongiösen Knochens (PBCB) Matrix war signifikant höher in der Schleife Gruppe im Vergleich zur Gruppe ohne Va...

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The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

12.5K Aufrufe.  University Hospital of Erlangen, Friedrich-Alexander University of Erlangen-Nürnberg (FAU).  Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet. 

Serie: The Arteriovenous AV Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic valve leaflets are composed of interstitial cells suspended within an extracellular matrix (ECM) and are lined with an endothelial cell monolayer. The valve withstands a harsh, dynamic environment and is constantly exposed to shear, flexion, tension, and compression. Research has shown calcific lesions in diseased valves occur in areas of high mechanical stress as a result of endothelial disruption or interstitial matrix damage1-3. Hence, it is not surprising that epidemiological studies have shown high blood pressure to be a leading risk factor in the onset of aortic valve disease4. 
The only treatment option currently available for valve disease is surgical replacement of the diseased valve with a bioprosthetic or mechanical valve5. Improved understanding of valve biology in response to physical stresses would help elucidate the mechanisms of valve pathogenesis. In turn, this could help in the development of non-invasive therapies such as pharmaceutical intervention or prevention. Several bioreactors have been previously developed to study the mechanobiology of native or engineered heart valves6-9. Pulsatile bioreactors have also been developed to study a range of tissues including cartilage10, bone11 and bladder12. The aim of this work was to develop a cyclic pressure system that could be used to elucidate the biological response of aortic valve leaflets to increased pressure loads. 
The system consisted of an acrylic chamber in which to place samples and produce cyclic pressure, viton diaphragm solenoid valves to control the timing of the pressure cycle, and a computer to control electrical devices. The pressure was monitored using a pressure transducer, and the signal was conditioned using a load cell conditioner. A LabVIEW program regulated the pressure using an analog device to pump compressed air into the system at the appropriate rate. The system mimicked the dynamic transvalvular pressure levels associated with the aortic valve; a saw tooth wave produced a gradual increase in pressure, typical of the transvalvular pressure gradient that is present across the valve during diastole, followed by a sharp pressure drop depicting valve opening in systole. The LabVIEW program allowed users to control the magnitude and frequency of cyclic pressure. The system was able to subject tissue samples to physiological and pathological pressure conditions. This device can be used to increase our understanding of how heart valves respond to changes in the local mechanical environment.

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

A cyclic pressure bioreactor capable of subjecting heart valve tissue to physiological and pathological pressure conditions has been designed. A LabVIEW program allows users to control pressure magnitude, amplitude and frequency. This device can be used to study the mechanobiology of heart valve tissue or isolated cells.

Entwurf eines zyklischen Druck Bioreaktor für die Ex Vivo Studium der Aorten-Herzklappen

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

Forschung

Biotechnik

Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to preoperative weights within 40 days.1 In humans, massive small bowel resection can result in short bowel syndrome, a functional malabsorptive state that confers significant morbidity, mortality, and healthcare costs including parenteral nutrition dependence, liver failure and cirrhosis, and the need for multivisceral organ transplantation.2 In this paper, we describe and document our protocol for creating tissue-engineered intestine in a mouse model with a multicellular organoid units-on-scaffold approach. Organoid units are multicellular aggregates derived from the intestine that contain both mucosal and mesenchymal elements,3 the relationship between which preserves the intestinal stem cell niche.4 In ongoing and future research, the transition of our technique into the mouse will allow for investigation of the processes involved during TESI formation by utilizing the transgenic tools available in this species.5The availability of immunocompromised mouse strains will also permit us to apply the technique to human intestinal tissue and optimize the formation of human TESI as a mouse xenograft before its transition into humans. Our method employs good manufacturing practice (GMP) reagents and materials that have already been approved for use in human patients, and therefore offers a significant advantage over approaches that rely upon decellularized animal tissues. The ultimate goal of this method is its translation to humans as a regenerative medicine therapeutic strategy for short bowel syndrome.

This article and the accompanying video present our protocol for generating tissue-engineered intestine in the mouse, using an organoid units-on-scaffold approach.

Tissue Engineering des Darms in einem Mausmodell

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to ...

Design of a Biaxial Mechanical Loading Bioreactor for Tissue Engineering

We designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for transplantation. While the device primarily functions as a bioreactor that mimics the native mechanical strains, it is also outfitted with a load cell for providing force feedback or mechanical testing of the constructs. The device subjects engineered cartilage constructs to biaxial mechanical loading with great precision of loading dose (amplitude and frequency) and is compact enough to fit inside a standard tissue culture incubator. It loads samples directly in a tissue culture plate, and multiple plate sizes are compatible with the system. The device has been designed using components manufactured for precision-guided laser applications. Bi-axial loading is accomplished by two orthogonal stages. The stages have a 50 mm travel range and are driven independently by stepper motor actuators, controlled by a closed-loop stepper motor driver that features micro-stepping capabilities, enabling step sizes of less than 50 nm. A polysulfone loading platen is coupled to the bi-axial moving platform. Movements of the stages are controlled by Thor-labs Advanced Positioning Technology (APT) software. The stepper motor driver is used with the software to adjust load parameters of frequency and amplitude of both shear and compression independently and simultaneously. Positional feedback is provided by linear optical encoders that have a bidirectional repeatability of 0.1 &mu;m and a resolution of 20 nm, translating to a positional accuracy of less than 3 &mu;m over the full 50 mm of travel. These encoders provide the necessary position feedback to the drive electronics to ensure true nanopositioning capabilities. In order to provide the force feedback to detect contact and evaluate loading responses, a precision miniature load cell is positioned between the loading platen and the moving platform. The load cell has high accuracies of 0.15% to 0.25% full scale.

We designed a novel mechanical loading bioreactor that can apply uniaxial or biaxial mechanical strain to a cartilage biocomposite prior to transplantation into an articular cartilage defect.

Entwurf eines Biaxiale Mechanische Belastung Bioreaktor für Tissue Engineering

We  designed a loading device that is capable of applying uniaxial or biaxial  mechanical strain to a tissue engineered biocomposites fabricated for  ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

Tissue Engineering eines Menschen 3D<em&gt; In-vitro-</em&gt; Tumor-Testsystem

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Tissue Engineering of Tumor Stromal Microenvironment with Application to Cancer Cell Invasion

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and invasion. Rat tail type I collagen and/or matrix derived from Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells have been traditionally employed as the substrates to model the matrix or stromal microenvironment into which mesenchymal cells (usually fibroblasts) are populated. Although experiments using such matrices are very informative, it can be argued that due to an overriding presence of a single protein (such as in type I Collagen) or a high content of basement membrane components and growth factors (such as in matrix derived from mouse sarcoma cells), these substrates do not best reflect the contribution to matrix composition made by the stromal cells themselves. To study native matrices produced by primary dermal fibroblasts isolated from patients with a tumor prone, genetic blistering disorder (recessive dystrophic epidermolysis bullosa), we have adapted an existing native matrix protocol to study tumor cell invasion. Fibroblasts are induced to produce their own matrix over a prolonged period in culture. This native matrix is then detached from the culture dish and epithelial cells are seeded onto it before the entire coculture is raised to the air-liquid interface. Cellular differentiation and/or invasion can then be assessed over time. This technique provides the ability to assess epithelial-mesenchymal cell interactions in a 3D setting without the need for a synthetic or foreign matrix with the only disadvantage being the prolonged period of time required to produce the native matrix. Here we describe the application of this technique to assess the ability of a single molecule expressed by fibroblasts, type VII collagen, to inhibit tumor cell invasion.

Tissue engineered fibroblast-derived native matrix is an emerging tool to generate a stromal substrate which supports epithelial cell proliferation and differentiation. Here a protocol applying this methodology to assess the impact of different stromal cell types on tumor cell biology is presented.

Tissue Engineering von Tumor-Stroma-Mikromilieu mit Anwendung auf die Invasion von Krebszellen

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Erzeugung eines dreidimensionalen Vollhaut Equivalent und automatisierte Verwundung

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Engineering 3D cellularized Kollagengele für Gefäßgeweberegeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

Sandwichartigen Mikroumgebungen zu nutzen Handy / Material-Interaktionen

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Use of a Rat Model to Study Ventral Abdominal Hernia Repair

Ventral abdominal hernia is a relatively common clinical condition that sometimes requires herniorraphy (surgical repair). The repair of ventral abdominal hernia typically requires implantation of a material to serve as a mechanical bridge across the defect in the abdominal wall. Biomaterials, such as porcine small intestinal submucosa (SIS), also serve as a lattice for cell growth into the implant and can naturally incorporate into the host tissue. Development of such repair materials benefits from use of animal models in which experimental abdominal wall defects are easily created and are amenable to repair in a reproducible fashion. The method offered here describes surgical creation and repair of ventral abdominal hernia in a rat model. When SIS is used to repair an experimental ventral abdominal hernia in this model, it is rapidly incorporated into host tissue within 28 days of implantation. Histologically, incorporation of their implanted material into host tissue is characterized by a robust fibrovascular response. Future refinements and applications of the rat abdominal hernia model may likely involve diabetic and/or obese animals as a means to more closely mimic common co-morbidities of man.

This manuscript describes methods associated with creation and repair of a ventral abdominal wall defect (hernia). This model can be used to study repair strategies such as those that use implanted materials. In this manuscript, repair of the experimental hernia with porcine small intestinal submucosa is presented as an example.

Verwendung von einem Rattenmodell ventralen abdominale Hernien zu studieren

Ventral abdominal hernia is a relatively common clinical condition that sometimes requires herniorraphy (surgical repair). The repair of ventral abdominal ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Tissue Engineering von Intrinsic Vaskularisation in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

Zusammenfassung

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