We thank E. Arzt for his support through INM. The research was in part supported by the Leibniz Competition 2014.

<ol>
	<li>Ring, E. A., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+system+for+transmission+electron+microscopy.">Microfluidic system for transmission electron microscopy.</a> Microsc. Microanal. 16, 622-629 (2010).</li><li>Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opportunities+and+challenges+in+liquid+cell+electron+microscopy.">Opportunities and challenges in liquid cell electron microscopy.</a> Science. 350, 9881-9889 (2015).</li><li>de Jonge, N., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscopy+of+specimens+in+liquid.">Electron microscopy of specimens in liquid.</a> Nat. Nanotechnol. 6, 695-704 (2011).</li><li>Zheng, H., Smith, R. K., Jun, Y. W., Kisielowski, C., Dahmen, U., Alivisatos, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+single+colloidal+platinum+nanocrystal+growth+trajectories.">Observation of single colloidal platinum nanocrystal growth trajectories.</a> Science. 324, 1309-1312 (2009).</li><li>Evans, J. E., Jungjohann, K. L., Browning, N. D., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+growth+of+nanoparticles+from+solution+with+in+situ+liquid+transmission+electron+microscopy.">Controlled growth of nanoparticles from solution with in situ liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 11, 2809-2813 (2011).</li><li>Alloyeau, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unravelling+kinetic+and+thermodynamic+effects+on+the+growth+of+gold+nanoplates+by+liquid+transmission+electron+microscopy.">Unravelling kinetic and thermodynamic effects on the growth of gold nanoplates by liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 15, 2574-2581 (2015).</li><li>Smeets, P. J., Cho, K. R., Kempen, R. G., Sommerdijk, N. A., De Yoreo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+carbonate+nucleation+driven+by+ion+binding+in+a+biomimetic+matrix+revealed+by+in+situ+electron+microscopy.">Calcium carbonate nucleation driven by ion binding in a biomimetic matrix revealed by in situ electron microscopy.</a> Nat. Mater. 14, 394-399 (2015).</li><li>Peckys, D. B., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid+Scanning+Transmission+Electron+Microscopy:+Imaging+Protein+Complexes+in+their+Native+Environment+in+Whole+Eukaryotic+Cells.">Liquid Scanning Transmission Electron Microscopy: Imaging Protein Complexes in their Native Environment in Whole Eukaryotic Cells.</a> Microsc. Microanal. 20, 346-365 (2014).</li><li>de Jonge, N., Peckys, D. B., Kremers, G. J., Piston, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscopy+of+whole+cells+in+liquid+with+nanometer+resolution.">Electron microscopy of whole cells in liquid with nanometer resolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 2159-2164 (2009).</li><li>Evans, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+macromolecular+complexes+with+in+situ+liquid+scanning+transmission+electron+microscopy.">Visualizing macromolecular complexes with in situ liquid scanning transmission electron microscopy.</a> Micron. 43, 1085-1090 (2012).</li><li>Dukes, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+microchip+design+and+application+for+in+situ+transmission+electron+microscopy+of+macromolecules.">Improved microchip design and application for in situ transmission electron microscopy of macromolecules.</a> Microsc. Microanal. 20, 338-345 (2014).</li><li>Ring, E. A., Peckys, D. B., Dukes, M. J., Baudoin, J. P., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Silicon+nitride+windows+for+electron+microscopy+of+whole+cells.">Silicon nitride windows for electron microscopy of whole cells.</a> J. Microsc. 243, 273-283 (2011).</li><li>de Jonge, N., Pfaff, M., Peckys, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Practical+aspects+of+transmission+electron+microscopy+in+liquid.">Practical aspects of transmission electron microscopy in liquid.</a> Adv. Imag. Electr. Phys. 186, 1-37 (2014).</li><li>Verch, A., Pfaff, M., De Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exceptionally+slow+movement+of+gold+nanoparticles+at+a+solid:liquid+interface+investigated+by+scanning+transmission+electron+microscopy.">Exceptionally slow movement of gold nanoparticles at a solid:liquid interface investigated by scanning transmission electron microscopy.</a> Langmuir. 31, 6956-6964 (2015).</li><li>Schneider, N. M., Norton, M. M., Mendel, B. J., Grogan, J. M., Ross, F. M., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron-water+interactions+and+implications+for+liquid+cell+electron+microscopy.">Electron-water interactions and implications for liquid cell electron microscopy.</a> J. Phys. Chem. C. 118, 22373-22382 (2014).</li><li>Hermannsdoerfer, J., de Jonge, N., Verch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+beam+induced+chemistry+of+gold+nanoparticles+in+saline+solution.">Electron beam induced chemistry of gold nanoparticles in saline solution.</a> Chem. Comm. 51, 16393-16396 (2015).</li><li>Schuh, T., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid+scanning+transmission+electron+microscopy:+Nanoscale+imaging+in+micrometers-thick+liquids.">Liquid scanning transmission electron microscopy: Nanoscale imaging in micrometers-thick liquids.</a> C. R. Phys. 15, 214-223 (2014).</li><li>Jensen, E., Burrows, A., Molhave, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+chip+system+with+a+microfluidic+channel+for+in+situ+electron+microscopy+of+liquids.">Monolithic chip system with a microfluidic channel for in situ electron microscopy of liquids.</a> Microsc. Microanal. 20, 445-451 (2014).</li><li>Creemer, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+MEMS+reactor+for+atomic-scale+microscopy+of+nanomaterials+under+industrially+relevant+conditions.">A MEMS reactor for atomic-scale microscopy of nanomaterials under industrially relevant conditions.</a> J. Microelectromech. Syst. 19, 254-264 (2010).</li><li>Williamson, M. J., Tromp, R. M., Vereecken, P. M., Hull, R., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+microscopy+of+nanoscale+cluster+growth+at+the+solid-liquid+interface.">Dynamic microscopy of nanoscale cluster growth at the solid-liquid interface.</a> Nat. Mater. 2, 532-536 (2003).</li><li>Thiberge, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scanning+electron+microscopy+of+cells+and+tissues+under+fully+hydrated+conditions.">Scanning electron microscopy of cells and tissues under fully hydrated conditions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 101, 3346 (2004).</li><li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+motion+of+DNA-Au+nanoconjugates+in+graphene+liquid+cell+electron+microscopy.">3D motion of DNA-Au nanoconjugates in graphene liquid cell electron microscopy.</a> Nano Lett. 13, 4556-4561 (2013).</li><li>Yuk, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+EM+of+colloidal+nanocrystal+growth+using+graphene+liquid+cells.">High-resolution EM of colloidal nanocrystal growth using graphene liquid cells.</a> Science. 336, 61-64 (2012).</li><li>Reimer, L., Kohl, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Transmission electron microscopy: physics of image formation. , (2008).</li><li>Abellan, P., Woehl, T. J., Parent, L. R., Browning, N. D., Evans, J. E., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+influencing+quantitative+liquid+(scanning)+transmission+electron+microscopy.">Factors influencing quantitative liquid (scanning) transmission electron microscopy.</a> Chem. Commun. 50, 4873-4880 (2014).</li><li>Woehl, T. J., Jungjohann, K. L., Evans, J. E., Arslan, I., Ristenpart, W. D., Browning, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+procedures+to+mitigate+electron+beam+induced+artifacts+during+in+situ+fluid+imaging+of+nanomaterials.">Experimental procedures to mitigate electron beam induced artifacts during in situ fluid imaging of nanomaterials.</a> Ultramicroscopy. 127, 53-63 (2013).</li><li>Hohmann-Marriott, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoscale+3D+cellular+imaging+by+axial+scanning+transmission+electron+tomography.">Nanoscale 3D cellular imaging by axial scanning transmission electron tomography.</a> Nat. Methods. 6, 729-731 (2009).</li><li>Unocic, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+electrochemical+measurements+using+in+situ+ec-S/TEM+devices.">Quantitative electrochemical measurements using in situ ec-S/TEM devices.</a> Microsc. Microanal. 20, 452-461 (2014).</li><li>Kourkoutis, L. F., Plitzko, J. M., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+Microscopy+of+Biological+Materials+at+the+Nanometer+Scale.">Electron Microscopy of Biological Materials at the Nanometer Scale.</a> Annu. Rev. Mater. Res. 42, 33-58 (2012).</li><li>Chao, W., Harteneck, B. D., Liddle, J. A., Anderson, E. H., Attwood, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+X-ray+microscopy+at+a+spatial+resolution+better+than+15+nm.">Soft X-ray microscopy at a spatial resolution better than 15 nm.</a> Nature. 435, 1210-1213 (2005).</li><li>Larabell, C. A., Nugent, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+cellular+architecture+with+X-rays.">Imaging cellular architecture with X-rays.</a> Curr Opin Struct Biol. 20, 623-631 (2010).</li><li>Muller, D. J., Helenius, J., Alsteens, D., Dufrene, Y. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Force+probing+surfaces+of+living+cells+to+molecular+resolution.">Force probing surfaces of living cells to molecular resolution.</a> Nat. Chem. Biol. 5, 383-390 (2009).</li><li>Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=atomic+force+microscopy+of+biological+samples.">atomic force microscopy of biological samples.</a> Wiley Interdiscip. Rev. Nanomed. Nanobiotechnol. 2, 618-634 (2010).</li><li>Fleming, A. J., Kenton, B. J., Leang, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bridging+the+gap+between+conventional+and+video-speed+scanning+probe+microscopes.">Bridging the gap between conventional and video-speed scanning probe microscopes.</a> Ultramicroscopy. 110, 1205-1214 (2010).</li><li>Sulchek, T., Hsieh, R., Adams, J. D., Minne, S. C., Quate, C. F., Adderton, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+atomic+force+microscopy+in+liquid.">High-speed atomic force microscopy in liquid.</a> Rev. Sci. Instr. 71, 2097-2099 (2000).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Das beschriebene Protokoll ermöglicht STEM von AuNPs in einer Flüssigkeit, einschließlich der Beobachtung dynamischer Prozesse. Der Zusammenbau des Halters ist ein leicht zu erlernende Technik. mehrere Aspekte müssen jedoch in Betracht gezogen werden, wenn sie mit dem Flüssigkeitsstrom TEM Halter arbeiten. Zum Beispiel gebrochene Kanten des Si-Mikrochip oder große Partikel auf den O-Ringen in Leckage der Flüssigzelle führen kann. Auf der anderen Seite, großen Teilchen (&gt; 200 nm, zB Staub oder Si Debris) auf der SiN - Membran in einer erhöhten Dicke der Flüssigkeitszelle führen kann, was zu einer geringen Abbildungskontrast oder einer niedrigen räumlichen Auflösung und kann sogar dazu führen , SiN Fenster zu brechen. Wichtig ist das Ergebnis beeinflussen der Versuche kann, Rückstände von Salz oder anderen Chemikalien in unerwünschter Weise. Daher ist es entscheidend, dass die verschiedenen Schritte der Probenvorbereitung und Halteranordnung werden sorgfältig und in einem sauberen und staubfreien Umgebung durchgeführt. Die Dicke der Flüssigkeit cell bestimmt die erreichbare Auflösung sowie den Kontrast der erhaltenen Bilder 17. Diese Dicke kann auf einer der beiden Si-Mikrochips angeordnet über Abstandshalter eingestellt werden. Je nach den Abmessungen der Probe, können unterschiedliche Dicken der Flüssigkeitszelle realisiert werden. Für die Untersuchung von AuNPs ist es möglich, kleine Abstandshalter (200-500 nm) zu verwenden, während die gesamte eukaryotischen Zellen benötigen größere Abstandshalter von bis zu 5 &amp; mgr; m. Die Dicke der Flüssigkristallzelle wird durch die Ausbauchung der von der Druckdifferenz zwischen der Flüssigkeitszelle und dem umgebenden Vakuum resultierende Membran Fenster SiN beeinflusst. Dieser Effekt wird mehr mit größeren SiN Membran Fenster ausgeprägt. Somit wird, um die Dicke der Flüssigkeitszelle zu minimieren, wird empfohlen, Fenster kleine SiN-Membran zu verwenden. In Fall ist es schwierig, eine Überlappung zwischen zwei kleinen Fenster zu finden, können sie in einer gekreuzten Konfiguration zusammengebaut werden, um eine andere Basismikrochip verwendet wird. Alternative Konfigurationen largely verhindern prall und bestehen aus einem monolithischen Mikrochip 18 oder Membran , die durch Säulen 19 abgestützt Fenster, aber diese weisen Nachteile in Bezug auf Probenbeladung. Einer der schwierigsten Aspekte der gegenwärtigen Technologie ist die fehlende präzise Kontrolle über die Flüssigkeitsdicke. Oft wird die Flüssigkeit viel dicker als das, was von den Distanzmaße verwendet zu erwarten ist, wie es hier gezeigt ist. Mehrere Gruppen verwendet geschlossenen Flüssigkeitskammern 4, 20, 21, 22; Diese Systeme haben einige Vorteile in Bezug auf die räumliche Auflösung, da die Flüssigkeitsdicke durch Induzieren einer Blase in der Flüssigkeit reduziert werden kann. Alternativ können die SiN Fenster zum Einsturz gezwungen werden, zu einer dünneren Flüssigkeitsschicht führt. Drittens (Graphen zum Beispiel) das Gehäuse von anderen dünneren Fenstern besteht 23, auch in viel dünner Flüssigkeiten resultierendenals das, was mit dem System beschrieben, in diesem Protokoll möglich ist. Jedoch ist es unmöglich, Flüssigkeit in diesen Systemen zu fließen. Wie für jede hochauflösende Mikroskopie Technik, müssen eine Reihe von experimentellen Aspekte berücksichtigt werden. Der wichtigste Aspekt ist die Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit der Flüssigkeit oder der Probe. Zusätzlich zu Strahlenschäden, die die erreichbare räumliche Auflösung für viele feste Proben 24, die flüssigen Proben werden auch durch Elektronenstrahl-generierte Radiolyseprodukte 15, 25 beeinflusst begrenzt. Da diese Produkte das Experiment beeinflussen können, sorgfältige Interpretation der Daten und experimentellen Designs sind von wesentlicher Bedeutung 26. Die Mikroskop-Einstellungen sollten entsprechend den Zielen einer bestimmten Studie ausgewählt werden. ADF STEM ist leistungsfähiger für die Bildgebung Nanopartikel einer hohen Atomzahl (Z) in größeren Dicken der Flüssigkeitszelle, WHIle TEM ergibt einen besseren Kontrast auf Low-Z - Materialien und ist in der Regel schneller, erfordert aber dünner Flüssigkeitsschichten 3. Statt den ADF - Detektor verwendet wird , ist Hellfeld (BF) Detektor manchmal zu Bild , um die Flüssigkeit Zelle verwendet, da BF STEM zur Abbildung Low-Z Materialien in dicken Schichten 27 vorteilhaft ist. Mit zunehmender Dicke der Flüssigkeitszelle wird mehr Strom benötigt. Dies erhöht jedoch auch die Konzentrationen von Radiolyseprodukte und erhöht Strahlenschäden. Es sollte auch beachtet werden, dass eine Invertierung des Kontrastes in dem ADF-Detektor für sehr dicke Flüssigkeiten (&gt; 10 um für Wasser) beobachtet. Die flüssigen Bedingungen wurden zwischen unseren Experimenten verändert durch den Halter von dem Mikroskop zu entfernen und sowohl die Probe und die Flüssigkeit auszutauschen. Neben der Salzkonzentration zu ändern, ist es ohne weiteres möglich , andere Eigenschaften der Flüssigkeit zu ändern , indem in verschiedenen Flüssigkeiten fließen (beispielsweise kann manPufferlösungen verwenden , um einen bestimmten pH 16 eingestellt oder organischen Lösungen oder andere Additive einführen). Es ist auch möglich, die Flüssigkeit zu wechseln, während der Halter noch in das Mikroskop eingesetzt ist, indem Flüssigkeiten durch das Mikrofluidsystem fließt. Aber in diesem Fall ist es nicht bekannt, zu welchem ​​Zeitpunkt die Flüssigkeit an den Probenwechsel zeigen. Es ist auch bemerkenswert , dass Mikrochips Elektroden zur Verfügung stehen, so nanoskaligen Elektrochemie Experimente unterstützen kann 28 durchgeführt werden. Die Studienobjekte sind nicht auf AuNPs in Wasser beschränkt, sondern eine Vielzahl von Proben kann unter Verwendung des oben beschriebenen Protokoll untersucht werden, einschließlich Siliciumdioxid, Titanoxid und Polymeren. Wenn Bewegungen der Objekte zu schnell sind innerhalb des Erfassungs in einem Bild zu erfassen, kann die Viskosität durch eine Größenordnung unter Verwendung einer Mischung aus 50% Glycerin und 50% Wasser reduziert werden. Aus den oben genannten Punkte,eine Reihe von Vorteilen, Möglichkeiten und werden auch Nachteile offensichtlich. Wenn sie mit Flüssigphasen-STEM arbeiten, die wichtigsten Nachteile zu berücksichtigen sind, dass: 1) ein Experiment durch die dynamische Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit der gesamten Probe (das Objekt unter Beobachtung, die Flüssigkeit und die SiN-Membranen) beeinflusst wird; 2) Probenhandhabung ist mühsam, und es ist oft schwierig, eine dünne Flüssigkeitsschicht zu erreichen, weil die Probe oder die Mikrochips einige Mikrometer große Partikel enthalten; 3) die Flüssigkeitsdicke unterscheidet sich in der Regel weitgehend von der beabsichtigten Dicke durch den Abstandshalter festgelegt; und 4) die räumliche Auflösung und Kontrast hängt stark von der Flüssigkeit Dicke und der Differenz zwischen der Änderungsdichte des Beobachtungsobjekts und der Flüssigkeit. Gegenwärtig existieren reichlich Methoden für die Mikroskopie von Objekten in Flüssigkeit mit Nanometer-räumlicher Auflösung. Die Elektronenmikroskopie in amorphem Eis ist eine leistungsstarke Technik 29,aber die beteiligten experimentellen Verfahren sind empfindlich, nicht alle Experimente ermöglichen die Herstellung der Probe in Eis und zeitaufgelöste Experimente sind unmöglich. Röntgenmikroskopie 30, 31 könnte im Prinzip verwendet werden, aber es hat eine begrenzte räumliche Auflösung und ist nicht allgemein in Laboratorien zur Verfügung. Rasterkraftmikroskopie in Flüssigkeit wurde festgestellt , sondern ist eine Oberflächentechnik nur 32, 33, 34, 35. Die Lichtmikroskopie zeigt keine ausreichende räumliche Auflösung. In der Gegenwart Elektronenmikroskopie in Flüssigkeit scheint die leistungsfähige Technik für die direkte Mikroskopie von nanoskaligen Objekten und Prozessen in Flüssigkeit. Flüssigphasen-TEM und STEM sind noch nicht Routine analytische Techniken sind aber noch in der Entwicklung. Die Anzahl der Parameter zu berücksichtigen, ist beträchtlich, und es ist often schwierig experimentellen Ergebnisse zu reproduzieren. Darüber hinaus ist die quantitative Daten schwierig zu erhalten, da die Effekte zu untersuchende mit Prozessen als Folge des Elektronenstrahls auftretenden miteinander verflochten sind. Das hier beschriebene Protokoll zielt darauf ab, das experimentelle Protokoll zu standardisieren, damit für alle relevanten Basis Aspekte des Experiments ausmacht. Wir hoffen, dass dieses Protokoll zu einer besseren Reproduzierbarkeit der experimentellen Arbeit in diesem aufstrebenden Gebiet führen wird.

Herkömmliche Scanning Transmission Electron Micros (STEM) wird durch den Bereich von Proben geeignet für die Analyse, insbesondere die trockenen und festen Proben geeignet für die Platzierung in einem Hochvakuum begrenzt. Allerdings betreffen viele wissenschaftliche und technologische Fragen nanoskaligen Materialien und Prozesse in flüssigen Umgebung. In flüssigen Proben können vollständig eingebettet nun mit STEM mit einem Konzept untersucht werden , die eine mikrofluidische Kammer in dem Probenhalter für die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und STEM 1 montiert beinhaltet. Dieses neu entwickelte Technik immer beliebter geworden, da sie neue Einblicke in wichtige Prozesse verschiedener Forschungsthemen, einschließlich dem Wachstum, Auflösung und Aggregationsprozesse von Nanopartikeln 2, 3, 4, 5, 6. Nicht nur Metalle, sondern auch biominerals 7 und biologische Systeme 8, 9, 10, 11 untersucht werden. Die Probenbeladung und Bildaufnahme für Flüssigphasen-STEM ist anders als bei STEM von trockenen Proben und beinhalten ein Protokoll, das spezielle Ausbildung erfordert. Das mikrofluidische System besteht aus zwei Silizium - Mikrochips Stütz Siliziumnitrid (SiN) Membranfenster transparent für den Elektronenstrahl bei 200 keV Energie 12 (siehe 1A). Details zu den Abmessungen und der Umgang mit diesen Mikrochips kann an anderer Stelle 12 gefunden werden, 13. Die Probe enthält in der Regel nanoskalige Objekte. In diesem Papier haben wir beobachtet, Gold-Nanopartikel (AuNPs). Die AuNPs werden oben Fenster (in Bezug auf eine nach unten fahrenden Elektronenstrahl) oder schweben in der liqu immobilisiertIch würde. Nanoskaliger Ortsauflösung in STEM wird durch Abtasten des Elektronenstrahls über die AuNPs und das Sammeln übertragen gestreuten Elektronen mit dem Ringförmige Dunkelfeld (ADF) Detektor 9 erhalten. Die beiden Mikrochips werden in einem kleinen Schlitz in der Spitze des Flüssigkeitsströmungs TEM Halter 1 (der Halter arbeitet sowohl STEM und TEM aber als TEM Halter bezeichnet) angeordnet. Einer der Mikrochips enthält, einen Abstandshalter, so daß ein Flüssigkeitsraum zwischen den Mikrochips geformt ist. O-Ringe an beiden Seiten der beiden Mikrochips bereitzustellen Vakuumieren des Flüssigkeitsraum 13 (siehe 1B). Das Ziel dieses Artikels ist es, die grundlegenden Schritte der Probenbeladung und die Datenerfassung zu zeigen, so dass interessierte Nutzer einen einfachen Zugang zu dieser aufstrebenden neuen Technik finden. Ein System, erhältlich von einem bestimmten Unternehmen verwendet wird, aber das Protokoll gilt auch für Systeme anderer Unternehmen. Die Technik istkomplexer als herkömmliche TEM und STEM, und eine Reihe von praktischen Aspekte müssen berücksichtigt werden , wenn es mit einem flüssigen Haltersystem 13 arbeiten. Am wichtigsten von allem ist, um sicherzustellen, dass der Flüssigkeitsraum richtig zusammengebaut ist, wodurch eine dünne Flüssigkeitsschicht und eine Vakuumdichtung bereitstellt. Daher ist es sehr wichtig, sauber zu arbeiten und die Staubbildung während der Herstellung und Montage des Flüssigkeitsströmungs TEM Halter zu verhindern. Insbesondere müssen die O-Ringe und die beiden Silizium-Mikrochips von Verunreinigungen frei zu sein. Selbst kleine Staubteilchen auf einem der Mikrochips kann stark die Dicke der zusammengebauten Zelle zu erhöhen, die das Erreichen einer nützlichen räumliche Auflösung zu verhindern. Eine Vakuumdichtung ist wichtig, so dass keine Verschmutzung oder Beschädigung wird im Elektronenmikroskop nach dem Versuch verbleiben. Dieses Protokoll beschreibt den Ladevorgang und mehrere notwendigen Tests. Der Betrieb des Elektronenmikroskops ist einfach, but es erfordert einige zusätzliche Schritte im Vergleich zu Mikroskopie von festen Proben. Mit zunehmender Flüssigkeitsdicken werden mehr Elektronen absorbiert und von der Flüssigkeit gestreut; eine Messung der Flüssigkeitsdicke ist wesentlich. Schließlich erklärt das Protokoll, wie Bilder aufgenommen und wie dynamische Prozesse untersucht werden können. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig1.jpg" /> Abbildung 1: Flüssigkeitsdurchflusszelle für Scanning Transmission Electron Micros (STEM). (A) Schematische Darstellung der zusammengesetzten Flüssigkeit Zelle. Zwei Siliziummikrochips mit Siliziumnitrid (SiN) -Membran Fenster sind zwischen zwei O-Ringen angeordnet. Die Flüssigkeit wird zwischen der SiN-Membran eingeschlossen und somit von dem Unterdruck in dem Elektronenmikroskop getrennt. Ein fokussierter Elektronenstrahl tastet die Probe. Der Kontrast wird von gestreuten Elektronen erhalten. Gold-Nanopartikel (AuNPs) an der SiN-Membran in der Flüssigkeit immobilisiert, kann aber auch in der BewegungFlüssigkeit. (B) Schematische Seitenansicht Querschnitt des Stapels von zwei Mikrochips mit O-Ringen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="800">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:408px;">Binocular light microscope</td>
			<td style="width:141px;">Leica</td>
			<td style="width:163px;">M60 CMO</td>
			<td style="width:88px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scanning transmission electron mircoscope with spherical aberration corrector</td>
			<td>JEOL</td>
			<td>ARM200F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Liquid flow TEM specimen holder</td>
			<td>DENS Solutions</td>
			<td>Ocean</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microfluidic syringe pump</td>
			<td>Harvard Scientific</td>
			<td>PicoPlus</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plasma cleaner</td>
			<td>Gatan</td>
			<td>Solarus950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Acetone, Rotisolv&#160; Plus for HPLC</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>7328.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Water, chromasolv Plus for HPLC</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>34877-2.5L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethanol, Rotisolv HPLC grade</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>P076.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gold colloid citrate stabilized, diameter 30 nm</td>
			<td>British-Biocell</td>
			<td>EM.GC20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Base silicon microchips with silicon nitride membranes of 50 nm thickness and dimensions of 20 &#181;m x 0.40 mm</td>
			<td>DENS Solutions</td>
			<td>for Ocean system</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Spacer silicon microchips with silicon nitride membranes of 50 nm thickness, dimensions of 20 &#181;m x 0.40 mm, and spacer thickness of 200 nm</td>
			<td>DENS Solutions</td>
			<td>for Ocean system</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microfluidic peek tubing</td>
			<td>Upchurch Scientific</td>
			<td>1570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic Replaceable tips Tweezers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:408px;">(Anti-Magnetic Anti-Acid Stainless Steel body with ESD PVDF (SV) tips)</td>
			<td>ideal-tek</td>
			<td>2ASVR.SA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Teflon coated bent steel tweezers (EMS SA with &#34;PTFE&#34; Coating)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>78322-7Te</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Teflon coated broad beak steel tweezers (EMS 2A &#34;PTFE&#34; Coating)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>78322-2ATe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hamilton syringe, 1 mL, gastight (Model 1001 TLLX SYR)</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>81323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clean room tissue Sontara Micropure AP (224x224mm)</td>
			<td>DuPont</td>
			<td>Sontara MicroPure</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

studying dynamic processes of nano-sized objects in liquid using scanning transmission electron microscopy

Die Proben vollständig in Flüssigkeit eingebettet sind, bei einer nanoskaliger Ortsauflösung mit Scanning Transmission Electron Micros (STEM) unter Verwendung einer mikrofluidischen Kammer in dem Probenhalter für die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und STEM montiert sucht werden. Das mikrofluidische System besteht aus zwei Silizium-Mikrochips dünne Siliziumnitrid (SiN) Membranfenster unterstützen. Dieser Artikel beschreibt die grundlegenden Schritte der Probenbeladung und Datenerfassung. Am wichtigsten von allem ist, um sicherzustellen, dass der Flüssigkeitsraum richtig zusammengebaut ist, wodurch eine dünne Flüssigkeitsschicht und eine Vakuumdichtung bereitstellt. Dieses Protokoll umfasst auch eine Anzahl von Tests erforderlich während der Probenladedurchzuführen, um eine korrekte Montage zu gewährleisten. Sobald die Probe in das Elektronenmikroskop eingelegt ist, muss die Flüssigkeitsdicke gemessen werden. Fehlerhafte Montage in einer zu dicken Flüssigkeit führen kann, während eine zu dünne Flüssigkeit die Abwesenheit von Flüssigkeit, beispielsweise wenn eine Blase gebildet hinweisen. Schließlich wird das Protokollerklärt, wie Bilder gemacht und wie dynamische Prozesse untersucht werden können. Eine Probe AuNPs enthält, wird sowohl in reinem Wasser und in Kochsalzlösung abgebildet.

Der Flüssigkeitsstrom TEM Halter wurde verwendet, um das Verhalten von AuNPs in Flüssigkeit zu studieren. AuNPs wurden auf der SiN - Membran in reinem Wasser stabil immobilisiert und mit nanoskaliger Auflösung unter Verwendung von Flüssigphasen - STEM (Abbildung 6) abgebildet. Ausgezeichnete Kontrast wurde auf der stark streu Gold erhalten. Die Stromdichte auf dem Leuchtstoffschirm für eine trockene Testprobe gemessen wurde, betrug 20 pA / cm², während es bis 8 pA / cm² mit dem Flüssigkeitsstrom TEM Halter eingeführt betrug. Unter Verwendung von Gleichung 1, t Wasser = 2,4 ± 0,5 &amp; mgr; m, viel größer als das, was auf der Basis der Abstandshalterdicke von 200 nm zu erwarten war. Nichtsdestoweniger ist die Dicke nicht zu groß für die Abbildung der AuNPs mit Nanometer räumlicher Auflösung. Die Flüssigkeit Dicke war dicker als die nm 200 durch den Abstandshalter festgelegt aufgrund der SiN-Membranen, Unebenheit der Mikrochips zu prall und Schmutz auf den Mikrochips befinden. 16, obwohl reaktive Radiolyseprodukte (e - aq, H •, H +, OH •) , die aus der Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit Wasser kann einzelne Goldatome, was zu einer Änderung der Form des 15 AuNPs oxidieren. Wenn jedoch das Flüssigkeitsströmungssystem wurde verwendet, Chloridionen in einem zweiten Experiment einzuführen, die Stabilität der AuNPs verändert. Chloridionen in der Lage sind oxidiert Goldatome in Form von tetrachloroaureat Stabilisierung AuCl 4 -. 7 zeigt , dass die AuNPs langsam während einer STEM - Bildgebung Zeitraffer-Serie gelöst, ähnlich zu den Ergebnissen 16 bereits berichtet. Für die verwendeten Elektronendosisleistung, es dauerte ~ 300 s die 30 nm großen AuNPs aufzulösen. Die Bewegungen von AuNPs in wate<html> r wurden in einem dritten Experiment (Figur 8) untersucht. Vor dem Experiment wurde der Flüssigkeitsstrom TEM Halter wurde, um jegliche Spuren von Salz zu entfernen gereinigt. Abweichend von dem ersten Experiment eine alternative Probe wurde Vorbereitungs Ansatz 14 eine schwächere Bindung der AuNPs auf die SiN - Membran zu erreichen. In diesem Experiment wurde die AuNP Lösung auf dem Silizium-Mikrochip angeordnet und in den Flüssigkeitsstrom TEM Halter zusammengebaut, ohne die Lösung trocknen gelassen. Auf diese Weise verwendet die AuNPs leicht aus der SiN-Membran bei der Bildgebung bei der Dosisrate abgelöst. Einige der AuNPs wegbewegt von dem Sichtfeld in die bulk-Lösungen, während die übrigen AuNPs innerhalb des Sichtfeldes in der Nähe des SiN Fenster blieb. Die Bewegungen dieser AuNPs wurden beobachtet, und schließlich sie agglomeriert. Nach einer Weile auch diese Agglomerate aus der SiN-Membran abgelöst und zog aus dem Blickfeld und in die Lösung. ntent &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig6.jpg" /> Abbildung 6: Scanning Transmission Electron Micros (STEM) Mikroskopische Aufnahme von AuNPs 30 nm im Durchmesser an der Spitze einer reinen Wasserschicht. Das gezeigte Bild ist ein ausgewählter Bereich des Originalbildes. Die Bildgröße 1.024 x 1.024 Pixel war, die Pixelverweilzeit betrug 19 &amp; mgr; s betrug die Pixelgröße 0,73 nm, und die Vergrßerung war 400,000X. Die Elektronendosis betrug somit 7,1 x 10 4 e - / nm². Die Stromdichte auf dem Leuchtstoffschirm gemessen betrug 8 pA / cm 2, so dass die Flüssigkeitsdicke berechnet wurde auf 2,4 &amp; mgr; m betragen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig6large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="7" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig7.jpg" /> Abbildung 7: Zeitraffer-Serievon STEM Mikroskopische Aufnahmen von AuNPs in Saline. (AD) Bilder von der Zeitraffer-Serie von MINT - Bilder in 30 s Intervallen extrahiert. Die AuNPs lösen sich allmählich in Flüssigkeit als Folge der Anwesenheit von Chloridionen. Die Pixelverweilzeit betrug 2 &amp; mgr; s, die Rahmenzeit des Zeitserien wurde 1,75 s betrug die Pixelgröße 0,44 nm, und die Vergrßerung war 500,000X. Die Elektronendosis pro Bild betrug 1,2 x 10 4 e - / nm². Die Flüssigkeitsdicke betrug 2,4 &amp; mgr; m. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig7large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig8.jpg" /> Abbildung 8: STEM Mikroskopische Aufnahme von AuNPs in reines Wasser bewegen. (A) SiN - Membran mit AuNPs, von denen mehrere mit Pfeilen markiert sind. (B) Bewegungsspurender ausgewählten AuNPs (siehe A). Einige AuNPs bewegen aus dem Sichtfeld während der Zeit der Bildgebung entfernt. Die übrigen AuNPs bewegen seitlich entlang der SiN-Membran und starten Agglomerations. Nach einer kritischen Clustergröße zu erreichen, versenden Sie sie von der Membran und weg von dem Gebiet der view.The Pixelverweilzeit wurde 1 &amp; mgr; s, war die Rahmenzeit 0,52 s, war die Pixelgröße 1,8 nm und die Vergrößerung war 120,000X. Die Elektronendosis pro Bild betrug 3,5 x 10 2 e - / nm² und die Flüssigkeitsdicke betrug 2,4 um. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig8large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Studying Dynamic Processes of Nano-sized Objects in Liquid using Scanning Transmission Electron Microscopy at JoVE.com

Studying Dynamic Processes of Nano-sized Objects in Liquid using Scanning Transmission Electron Microscopy

Dieses Protokoll beschreibt den Betrieb eines Flüssigkeitshalteströmungs Probe zum Abtasten Transmissionselektronenmikroskopie von AuNPs in Wasser, wie für die Beobachtung von nanoskaligen dynamischen Prozessen.

Studium dynamischer Prozesse von Nano-Größe Objekte in Liquid Scanning Transmission Electron Micros mit

Samples fully embedded in liquid can be studied at a nanoscale spatial resolution with Scanning Transmission Electron Microscopy (STEM) using a ...

studying-dynamic-processes-nano-sized-objects-liquid-using-scanning

Research

JoVE Journal

Engineering

12.6K Aufrufe.  INM-Leibniz Institute for New Materials.  Dieses Protokoll beschreibt den Betrieb eines Flüssigkeitshalteströmungs Probe zum Abtasten Transmissionselektronenmikroskopie von AuNPs in Wasser, wie für die Beobachtung von nanoskaligen dynamischen Prozessen. 

Serie: Studying Dynamic Processes of Nano-sized Objects in Liquid using Scanning Transmission Electron Microscopy

Revealing Dynamic Processes of Materials in Liquids Using Liquid Cell Transmission Electron Microscopy

The recent development for in situ transmission electron microscopy, which allows imaging through liquids with high spatial resolution, has attracted significant interests across the research fields of materials science, physics, chemistry and biology. The key enabling technology is a liquid cell. We fabricate liquid cells with thin viewing windows through a sequential microfabrication process, including silicon nitride membrane deposition, photolithographic patterning, wafer etching, cell bonding, etc. A liquid cell with the dimensions of a regular TEM grid can fit in any standard TEM sample holder. About 100 nanoliters reaction solution is loaded into the reservoirs and about 30 picoliters liquid is drawn into the viewing windows by capillary force. Subsequently, the cell is sealed and loaded into a microscope for in situ imaging. Inside the TEM, the electron beam goes through the thin liquid layer sandwiched between two silicon nitride membranes. Dynamic processes of nanoparticles in liquids, such as nucleation and growth of nanocrystals, diffusion and assembly of nanoparticles, etc., have been imaged in real time with sub-nanometer resolution. We have also applied this method to other research areas, e.g., imaging proteins in water. Liquid cell TEM is poised to play a major role in revealing dynamic processes of materials in their working environments. It may also bring high impact in the study of biological processes in their native environment.

We have developed a self-contained liquid cell, which allows imaging through liquids using a transmission electron microscope. Dynamic processes of nanoparticles in liquids can be revealed in real time with sub-nanometer resolution.

Verräterische dynamischen Prozesse der Materialwirtschaft in Flüssigkeiten mit Hilfe von flüssigen Zelle Transmission Electron Microscopy

The recent development for in situ transmission electron microscopy, which allows imaging through liquids with high spatial resolution, has attracted ...

Forschung

Ingenieurwesen

Scanning-probe Single-electron Capacitance Spectroscopy

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the electronic quantum structure of small systems - including individual atomic dopants in semiconductors. Here we present a capacitance-based method, known as Subsurface Charge Accumulation (SCA) imaging, which is capable of resolving single-electron charging while achieving sufficient spatial resolution to image individual atomic dopants. The use of a capacitance technique enables observation of subsurface features, such as dopants buried many nanometers beneath the surface of a semiconductor material1,2,3. In principle, this technique can be applied to any system to resolve electron motion below an insulating surface.
As in other electric-field-sensitive scanned-probe techniques4, the lateral spatial resolution of the measurement depends in part on the radius of curvature of the probe tip. Using tips with a small radius of curvature can enable spatial resolution of a few tens of nanometers. This fine spatial resolution allows investigations of small numbers (down to one) of subsurface dopants1,2. The charge resolution depends greatly on the sensitivity of the charge detection circuitry; using high electron mobility transistors (HEMT) in such circuits at cryogenic temperatures enables a sensitivity of approximately 0.01 electrons/Hz&frac12; at 0.3 K 5.

Scanning-probe single-electron capacitance spectroscopy facilitates the study of single-electron motion in localized subsurface regions. A sensitive charge-detection circuit is incorporated into a cryogenic scanning probe microscope to investigate small systems of dopant atoms beneath the surface of semiconductor samples.

Scanning-Probe-Einzel-Elektronen-Spektroskopie Kapazität

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the ...

Dynamic Pore-scale Reservoir-condition Imaging of Reaction in Carbonates Using Synchrotron Fast Tomography

Underground storage permanence is a major concern for carbon capture and storage. Pumping CO2 into carbonate reservoirs has the potential to dissolve geologic seals and allow CO2 to escape. However, the dissolution processes at reservoir conditions are poorly understood. Thus, time-resolved experiments are needed to observe and predict the nature and rate of dissolution at the pore scale. Synchrotron fast tomography is a method of taking high-resolution time-resolved images of complex pore structures much more quickly than traditional &#181;-CT. The Diamond Lightsource Pink Beam was used to dynamically image dissolution of limestone in the presence of CO2-saturated brine at reservoir conditions. 100 scans were taken at a 6.1 &#181;m resolution over a period of 2 hours. The images were segmented and the porosity and permeability were measured using image analysis and network extraction. Porosity increased uniformly along the length of the sample; however, the rate of increase of both porosity and permeability slowed at later times.

Synchrotron fast tomography was used to dynamically image dissolution of limestone in the presence of CO2-saturated brine at reservoir conditions. 100 scans were taken at a 6.1 &#181;m resolution over a period of 2 h.

Dynamische Pore-Skala Reservoir-Zustand Abbildung von Reaktions in Karbonate mit Synchrotronstrahlung Schnelle Tomography

Underground storage permanence is a major concern for carbon capture and storage. Pumping CO2 into carbonate reservoirs has the potential to dissolve ...

In Depth Analyses of LEDs by a Combination of X-ray Computed Tomography (CT) and Light Microscopy (LM) Correlated with Scanning Electron Microscopy (SEM)

In failure analysis, device characterization and reverse engineering of light emitting diodes (LEDs), and similar electronic components of micro-characterization, plays an important role. Commonly, different techniques like X-ray computed tomography (CT), light microscopy (LM) and scanning electron microscopy (SEM) are used separately. Similarly, the results have to be treated for each technique independently. Here a comprehensive study is shown which demonstrates the potentials leveraged by linking CT, LM and SEM. In depth characterization is performed on a white emitting LED, which can be operated throughout all characterization steps. Major advantages are: planned preparation of defined cross sections, correlation of optical properties to structural and compositional information, as well as reliable identification of different functional regions. This results from the breadth of information available from identical regions of interest (ROIs): polarization contrast, bright and dark-field LM images, as well as optical images of the LED cross section in operation. This is supplemented by SEM imaging techniques and micro-analysis using energy dispersive X-ray spectroscopy.

In Depth Analyses of LEDs by a Combination of X-ray Computed Tomography CT and Light Microscopy LM Correlated with Scanning Electron Microscopy SEM

A workflow for comprehensive micro-characterization of active optical devices is outlined. It contains structural as well as functional investigations by means of CT, LM and SEM. The method is demonstrated for a white LED which can be still be operated during characterization.

In Tiefenanalysen der LEDs durch eine Kombination von Röntgen Computertomographie (CT) und Lichtmikroskopie (LM) korrelierte mit Rasterelektronenmikroskopie (SEM)

In failure analysis, device characterization and reverse engineering of light emitting diodes (LEDs), and similar electronic components of ...

Comprehensive Characterization of Extended Defects in Semiconductor Materials by a Scanning Electron Microscope

Extended defects such as dislocations and grain boundaries have a strong influence on the performance of microelectronic devices and on other applications of semiconductor materials. However, it is still under debate how the defect structure determines the band structure, and therefore, the recombination behavior of electron-hole pairs responsible for the optical and electrical properties of the extended defects. The present paper is a survey of procedures for the spatially resolved investigation of structural and of physical properties of extended defects in semiconductor materials with a scanning electron microscope (SEM). Representative examples are given for crystalline silicon. The luminescence behavior of extended defects can be investigated by cathodoluminescence (CL) measurements. They are particularly valuable because spectrally and spatially resolved information can be obtained simultaneously. For silicon, with an indirect electronic band structure, CL measurements should be carried out at low temperatures down to 5 K due to the low fraction of radiative recombination processes in comparison to non-radiative transitions at room temperature. For the study of the electrical properties of extended defects, the electron beam induced current (EBIC) technique can be applied. The EBIC image reflects the local distribution of defects due to the increased charge-carrier recombination in their vicinity. The procedure for EBIC investigations is described for measurements at room temperature and at low temperatures. Internal strain fields arising from extended defects can be determined quantitatively by cross-correlation electron backscatter diffraction (ccEBSD). This method is challenging because of the necessary preparation of the sample surface and because of the quality of the diffraction patterns which are recorded during the mapping of the sample. The spatial resolution of the three experimental techniques is compared.

The optical, electrical, and structural properties of dislocations and of grain boundaries in semiconductor materials can be determined by experiments performed in a scanning electron microscope. Electron microscopy has been used to investigate cathodoluminescence, electron beam induced current, and diffraction of backscattered electrons.

Umfassende Charakterisierung von ausgedehnten Defekten in Halbleitermaterialien durch ein Rasterelektronenmikroskop

Extended defects such as dislocations and grain boundaries have a strong influence on the performance of microelectronic devices and on other applications ...

Precision Milling of Carbon Nanotube Forests Using Low Pressure Scanning Electron Microscopy

A nanoscale fabrication technique appropriate for milling carbon nanotube (CNT) forests is described. The technique utilizes an environmental scanning electron microscope (ESEM) operating with a low pressure water vapor ambient. In this technique, a portion of the electron beam interacts with the water vapor in the vicinity of the CNT sample, dissociating the water molecules into hydroxyl radicals and other species by radiolysis. The remainder of the electron beam interacts with the CNT forest sample, making it susceptible to oxidation from the chemical products of radiolysis. This technique may be used to trim a selected region of an individual CNT, or it may be used to remove hundreds of cubic microns of material by adjusting ESEM parameters. The machining resolution is similar to the imaging resolution of the ESEM itself. The technique produces only small quantities of carbon residue along the boundaries of the cutting zone, with minimal effect on the native structural morphology of the CNT forest.

Low pressure scanning electron microscopy in a water vapor ambient is used to machine nanoscale to microscale features in carbon nanotube forests.

Präzisionsfräsen von Carbon Nanotube Wälder Verwendung von Niederdruck-Rasterelektronenmikroskopie

A nanoscale fabrication technique appropriate for milling carbon nanotube (CNT) forests is described. The technique utilizes an environmental scanning ...

Characterization of Ultra-fine Grained and Nanocrystalline Materials Using Transmission Kikuchi Diffraction

One of the challenges in microstructure analysis nowadays resides in the reliable and accurate characterization of ultra-fine grained (UFG) and nanocrystalline materials. The traditional techniques associated with scanning electron microscopy (SEM), such as electron backscatter diffraction (EBSD), do not possess the required spatial resolution due to the large interaction volume between the electrons from the beam and the atoms of the material. Transmission electron microscopy (TEM) has the required spatial resolution. However, due to a lack of automation in the analysis system, the rate of data acquisition is slow which limits the area of the specimen that can be characterized. This paper presents a new characterization technique, Transmission Kikuchi Diffraction (TKD), which enables the analysis of the microstructure of UFG and nanocrystalline materials using an SEM equipped with a standard EBSD system. The spatial resolution of this technique can reach 2 nm. This technique can be applied to a large range of materials that would be difficult to analyze using traditional EBSD. After presenting the experimental set up and describing the different steps necessary to realize a TKD analysis, examples of its use on metal alloys and minerals are shown to illustrate the resolution of the technique and its flexibility in term of material to be characterized.

This paper provides a detailed method to characterize the microstructure of ultra-fine grained and nanocrystalline materials using a scanning electron microscope equipped with a standard electron backscatter diffraction system. Metal alloys and minerals presenting refined microstructures are analyzed using this technique, showing the diversity of its possible applications.

Charakterisierung von ultrafeinkörnig und Nanokristalline Materialien mit Übertragung Kikuchi Diffraction

One of the challenges in microstructure analysis nowadays resides in the reliable and accurate characterization of ultra-fine grained (UFG) and ...

A Method for Obtaining Serial Ultrathin Sections of Microorganisms in Transmission Electron Microscopy

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin sections of the specimen. Although preparing serial ultrathin sections is considered to be very difficult, it is rather easy if the proper method is used. In this paper, we show a step-by-step procedure for safely obtaining serial ultrathin sections of microorganisms. The key points of this method are: 1) to use the large part of the specimen and adjust the specimen surface and knife edge so that they are parallel to each other; 2) to cut serial sections in groups and avoid difficulty in separating sections using a pair of hair strands when retrieving a group of serial sections onto the slit grids; 3) to use a 'Section-holding loop' and avoid mixing up the order of the section groups; 4) to use a 'Water-surface-raising loop' and make sure the sections are positioned on the apex of the water and that they touch the grid first, in order to place them in the desired position on the grids; 5) to use the support film on an aluminum rack and make it easier to recover the sections on the grids and to avoid wrinkling of the support film; and 6) to use a staining tube and avoid accidentally breaking the support films with tweezers. This new method enables obtaining serial ultrathin sections without difficulty. The method makes it possible to analyze cell structures of microorganisms at high resolution in 3D, which cannot be achieved by using the automatic tape-collecting ultramicrotome method and serial block-face or focused ion beam scanning electron microscopy.

This study presents reliable and easy procedures for obtaining serial ultrathin sections of a microorganism without expensive equipment in transmission electron microscopy.

Eine Methode für den Erhalt der ultradünnen Serienschnitte von Mikroorganismen im Transmissions-Elektronenmikroskopie

Observing cells and cell components in three dimensions at high magnification in transmission electron microscopy requires preparing serial ultrathin ...

Single-Digit Nanometer Electron-Beam Lithography with an Aberration-Corrected Scanning Transmission Electron Microscope

We demonstrate extension of electron-beam lithography using conventional resists and pattern transfer processes to single-digit nanometer dimensions by employing an aberration-corrected scanning transmission electron microscope as the exposure tool. Here, we present results of single-digit nanometer patterning of two widely used electron-beam resists: poly (methyl methacrylate) and hydrogen silsesquioxane. The method achieves sub-5 nanometer features in poly (methyl methacrylate) and sub-10 nanometer resolution in hydrogen silsesquioxane. High-fidelity transfer of these patterns into target materials of choice can be performed using metal lift-off, plasma etch, and resist infiltration with organometallics.

We use an aberration-corrected scanning transmission electron microscope to define single-digit nanometer patterns in two widely-used electron-beam resists: poly (methyl methacrylate) and hydrogen silsesquioxane. Resist patterns can be replicated in target materials of choice with single-digit nanometer fidelity using liftoff, plasma etching, and resist infiltration by organometallics.

Einstelligen Nanometer Elektronenstrahl Lithographie mit einem Aberration korrigiert Scan Transmissions-Elektronenmikroskop

We demonstrate extension of electron-beam lithography using conventional resists and pattern transfer processes to single-digit nanometer dimensions by ...

In Situ Transmission Electron Microscopy with Biasing and Fabrication of Asymmetric Crossbars Based on Mixed-Phased a-VOx

Resistive switching crossbar architecture is highly desired in the field of digital memories due to low cost and high-density benefits. Different materials show variability in resistive switching properties due to the intrinsic nature of the material used, leading to discrepancies in the field because of underlying operation mechanisms. This highlights a need for a reliable technique to understand mechanisms using nanostructural observations. This protocol explains a detailed process and methodology of in&#160;situ nanostructural analysis as a result of electrical biasing using transmission electron microscopy (TEM). It provides visual and reliable evidence of underlying nanostructural changes in real time memory operations. Also included is the methodology of fabrication and electrical characterizations for asymmetric crossbar structures incorporating amorphous vanadium oxide. The protocol explained here for vanadium oxide films can be easily extended to any other materials in a metal-dielectric-metal sandwiched structure. Resistive switching crossbars are predicted to serve the programmable logic and neuromorphic circuits for next-generation memory devices, given the understanding of the operation mechanisms. This protocol reveals the switching mechanism in a reliable, timely, and cost-effective way in any type of resistive switching materials, and thereby predicts the device&#39;s applicability.

In Situ Transmission Electron Microscopy with Biasing and Fabrication of Asymmetric Crossbars Based on Mixed-Phased a-VOx

Presented here is a protocol for analyzing nanostructural changes during in&#160;situ biasing with transmission electron microscopy (TEM) for a stacked metal-insulator-metal structure. It has significant applications in resistive switching crossbars for the next generation of programmable logic circuits and neuromimicking hardware, to reveal their underlying operation mechanisms and practical applicability.

In Situ Transmission Electron Microscopy with Biasing and Fabrication of Asymmetric Crossbars Basierend auf Mixed-Phased a-VOx