Die Autoren möchten Baden-Württemberg Stiftung danken für ihre finanzielle Unterstützung im Rahmen "Muskelmodelle Material Synthese" (BioMatS-14).

(1) Hydrogel-Vorbereitung
<ol>
	<li>Mischen Sie 200 mg von BSA mit 1 mL entionisiertem H2O um 20 % (w/V) BSA Lager (Stammlösung) zu erstellen.</li>
	<li>Mix-165 µL THPC Lösung (134 mg/mL) mit 4,835 mL entionisiertem Wasser erstelle ich THPC Lösung (Stammlösung B) auf Lager.</li>
	<li>Wiegen Sie 1 mg KCSSGKSRGDS (1,111.1 g/Mol) Peptid (oder eine gleichwertige Zelle-Klebstoff-Peptid) und verdünnen Sie es in 100 µL steriler H2O, 10 mg/mL Lösung (Stammlösung C) zu erhalten. Hinweis: Dieser Schritt ist optional und muss nur angegeben werden, wenn das Hydrogel für Zelle Kultur Anwendung gemeint ist.</li>
	<li>Entfernen Sie das Unterteil einer 96-Well-Platte und ersetzen Sie es mit abnehmbaren Plastikfolie. Hinweis: Bei den hier verwendeten Platten, kann unten leicht entfernt werden durch Druck auf der Unterseite jedes gut; der dünne Kunststoff-Unterseite fällt einfach heraus.</li>
	<li>Mix 100 µL der Stammlösung BSA (A) und 100 µL der THPC Lager Lösung (B) (optional: 4 µL der Stammlösung C für funktionalisierten, Zelle-Klebstoff Hydrogele) in 96-Well-Platte, 200 µL Hydrogel zu erhalten. Mischen Sie die Komponenten durch Pipettieren oben und unten mindestens 5 Mal um eine einheitliche Hydrogel nach der Polymerisation zu garantieren.</li>
	<li>Legen Sie die 96-Well-Platte bei Raumtemperatur (RT) für ca. 10 min, bis alle Hydrogele richtig polymerisiert werden.</li>
	<li>Vorsichtig und langsam entfernen Sie die Plastikfolie von der Unterseite der Platte.</li>
	<li>Drücken Sie die Hydrogele aus der 96-Well-Platte mit einer kleinen Stempel und übertragen Sie sie auf 1,5 mL Röhrchen mit sterilen PBS, pH 7.4. Hinweis: Die Hydrogele haben eine zylindrische Form mit einem Durchmesser von ca. 4 mm und einer Höhe von 8 mm.</li>
	<li>Speichern Sie die Hydrogele in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) bei 4 ° C für bis zu mehreren Monaten.</li>
</ol>
2. Gefriertrocknung die Hydrogele
<ol>
	<li>1,5 mL Röhrchen mit 500 µL steriler entionisiertem H2O füllen und die Kappe entfernen. Übertragen Sie die Hydrogele in die Reaktionsgefäße 1,5 mL mit einem Spatel.</li>
	<li>Wickeln Sie die 1,5 mL Röhrchen mit Paraffin Film in mindestens drei Schichten für jedes Fläschchen fest. Verwenden Sie eine Nadel, um kleine Löcher in dem Film ermöglichen Gas Release aus der Tube zu durchbohren.</li>
	<li>Gehen Sie an einen der folgenden Schritte aus:
	<ol>
		<li>Übertragen Sie das Fläschchen auf Flüssigstickstoff Lösung für 5 min zu gewährleisten, dass das Wasser und Hydrogel komplett einfrieren. Sofort nach der Entnahme aus dem flüssigen Stickstoff übertragen Sie die Fläschchen auf Gefriertrockner Auftauen des Materials zu verhindern. Hinweis: Dieses Verfahren führt zu Poren über 10-15 µm im Umkreis.</li>
		<li>Halten Sie die Fläschchen bei-20 ° C über Nacht langsam die Hydrogele einzufrieren. Sofort nach der Entnahme aus-20 ° C übertragen Sie die Fläschchen auf Gefriertrockner Auftauen des Materials zu verhindern. Hinweis: Dieses Verfahren führt zu Poren über 50-60 µm im Umkreis.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tauen Sie nach 24 h (und die vollständige Verdampfung des Wassers im und um das Hydrogel) das Material durch Herausnahme aus der Gefriertrocknungsanlage. Hinweis: Die Porengrößen können mit konfokale Laser-scanning-Mikroskopie (Schritt 5, "Hydrogel Visualisierung") analysiert werden.</li>
</ol>
(3) Partikel auswaschen
<ol>
	<li>Bereiten Sie das Hydrogel wie 1.1-1.5 beschrieben.</li>
	<li>Fügen Sie direkt nach dem Mischen der Komponenten hinzu, NaCl bis Sättigung eintritt (36 mg/mL). Fügen Sie Salz, bis ein Salzkristall in der Lösung als einen weißen Niederschlag angesehen werden kann.</li>
	<li>Übertragen der 96-Well-Platte in einen Shaker geben und schütteln bis Polymerisation stattfindet (ca. 10 min). Entfernen Sie die Hydrogele aus der Platte, wie 1,7-1,8 beschrieben.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Hydrogele für mindestens 24 h bei RT in sterilem Wasser auf einen Shaker (20 u/min), alle Salz aus der Hydrogel-Vorlage eluieren. Speichern Sie die Hydrogele bei 4 ° C mit PBS-Puffer für bis zu mehreren Monaten.</li>
</ol>
4. Kanal Bildung
<ol>
	<li>Bereiten Sie Hydrogele, wie in Schritt 1 beschrieben. Entfernen Sie ein Hydrogel aus Lösung mit Hilfe einer Zange, entfernen Sie das überschüssige Wasser mit sehr saugfähigem Papier und legen Sie sie auf einen Block von Trockeneis.</li>
	<li>Einfrieren der Hydrogel für 30 s und entfernen Sie es vorsichtig aus dem Block. Beschädigen Sie nicht das Hydrogel; vorsichtig mit einem Spatel es den Block abkratzen. Übertragen Sie das Hydrogel auf einen 1,5 mL-Tube und trocknen Sie es über Nacht bei 37 ° C.</li>
</ol>
5. Hydrogel Visualisierung
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine Stammlösung Rhodamin B 1 mg Rhodamin B in 10 mL PBS verdünnen. Bereiten Sie eine serielle Verdünnung von Rhodamin Vorratslösung in PBS verdünnen, bis eine Konzentration von 0,001 mg/mL erreicht ist (Verdünnungsfaktor: 100)</li>
	<li>Die Storage-Lösung (z. B. aus Schritt 2.4.) das Hydrogel entnehmen und auf ein 1,5 mL Röhrchen mit 1 mL 0,01 mg/mL Rhodamin B Lösung übertragen. Fleck das Hydrogel Übernachtung in Rhodamin B Lösung bei RT</li>
	<li>Übertragen Sie am nächsten Tag das Hydrogel, die bis 10 mL PBS (pH 7,4) und Wäsche für mindestens 3 h visualisiert werden.</li>
	<li>Übertragen Sie das Hydrogel auf eine µ-Folie 8 gut und bedecken Sie es mit PBS.</li>
	<li>Schneiden Sie kleine Scheiben aus Hydrogel (ca. 0,5 mm in der Höhe) mit einer Klinge.</li>
	<li>Mit einem konfokalen Laser-scanning-Mikroskop, visualisieren die Hydrogel bei einer Wellenlänge von 514 nm (Ziel: EC Plan-Neofluar 40 X / 1,30 Öl DIC M27, Flugzeug-Scan-Modus: 514 nm und Zoom: 1 X).</li>
</ol>
6. Zelle Kultur Machbarkeit
<ol>
	<li>Steril-Filter alle Lösungen (A, B und C) mit einem 0,45 µm-Filter auf Lager.</li>
	<li>Bereiten Sie das Hydrogel wie 1.1-1.4, einschließlich der Zelle-Klebstoff-Peptid vor Hydrogel Polymerisation beschrieben.</li>
	<li>Nach dem Mischen der Komponenten sofort pipette die Mischung in eine µ-Folie 8 gut, bis der Boden vollständig bedeckt ist. Hinweis: Dieser Schritt muss schnell und direkt ausgeführt werden nach dem Mischen der Komponenten wie Polymerisation innerhalb von Minuten in der Folie erfolgt.</li>
	<li>Adhäsion Zellkulturen und Passage, eine einzellige Suspension mit Standardzellen-Kultur-Techniken zu erhalten. Übertragen Sie die Zellen in vorgewärmte, sterile DMEM Zellkulturmedium ergänzt mit fetalen bovine Serum (FBS, 10 % (w/V)), Penicillin-Streptomycin (1 % (w/V)) und nicht benötigte Aminosäurelösung (MEM, 1 % (w/V)).</li>
	<li>Zählen Sie die Zellen mit einem Neubauer zählen Industrie- und sorgfältig Pipette 200 µL die gewünschte Anzahl von Zellen (2 x 105 Zellen/cm2) auf die Hydrogel-Oberfläche.</li>
	<li>Die µ-Folie 8 gut mit dem Deckel abdecken und in einen Inkubator (37 ° C, 5 % CO2) übertragen. Mindestens 4 h bei 37 ° c inkubieren</li>
	<li>Waschen Sie nach mindestens 4 h der zellulären Anlage die Zellen zweimal mit 200 µL steriler Zellkultur PBS.</li>
	<li>Befestigen Sie die Zellen mit 200 µL von 3,7 % (V/V) Formaldehyd für 10 min bei RT und zweimal mit PBS waschen (~ 200 µL). Hinweis: Tragen Sie geeigneten persönlichen Schutzausrüstung beim Umgang mit Formaldehyd.</li>
	<li>Permeabilize der Zellen mit 200 µL von 0,1 % Triton X 5 min. Waschen zweimal mit PBS.</li>
	<li>Färben Sie die Zellen mit Phalloidin-Rhodamin von 5 µL Methanollösung Lager mit 195 µL PBS zu mischen und hinzufügen zu den Zellen RT. Fleck für 20 min die Zellen im Dunkeln. Zweimal mit PBS waschen.</li>
	<li>Untersuchen Sie die Zelle Haftungseigenschaften mit einem konfokalen Mikroskop bei 514 nm (Ziel: EC Plan-Neofluar 40 X / 1,30 Öl DIC M27, Flugzeug-Scan-Modus: 514 nm und Zoom: 1 X). Die Bilder, die mittels geeigneter Software zu analysieren (siehe die Tabelle der Materialien).</li>
</ol>
(7) Hydrogel-Eigenschaften
<ol>
	<li>Schwellung-Verhältnis.
	<ol>
		<li>Trocknen Sie vollständig die Hydrogele bei 37 ° C für mindestens einen Tag.</li>
		<li>Wiegen Sie jedes Hydrogel und beachten Sie das exakte Gewicht.</li>
		<li>1,5 mL PBS eine 2 mL Reaktionsgefäß einfüllen.</li>
		<li>Das Hydrogel in diese 2 mL Reaktionsgefäß übertragen und komplett mit PBS-Puffer zu halten.</li>
		<li>Lassen Sie das Hydrogel für mindestens zwei Tage in PBS bei RT, Gleichgewicht mit der PBS zu erreichen.</li>
		<li>Entfernen Sie nach drei Tagen das Hydrogel aus der Projektmappe und trocknen Sie sie mit einem Papiertaschentuch, überschüssiges Wasser aus der Hydrogel-Oberfläche zu entfernen.</li>
		<li>Wiegen Sie das Hydrogel.</li>
		<li>Berechnen Sie die Schwellung Verhältnis mit folgender Formel: 
		<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/55813/55813eq1.jpg"> wo ist Wd das Gewicht des getrockneten Gels (Schritt 7.1.2.) und Ws das Gewicht des nassen Gels (Schritt 7.1.7). Multipliziert mit 100, um die Schwellung Verhältnis Prozent erhalten.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>pH-Wert und Temperatur-Stabilität.
	<ol>
		<li>Übertragen Sie 5 mL PBS auf eine 15 mL Reaktionsgefäß.</li>
		<li>Passen Sie die Lösung für den entsprechenden pH-Wert (z.B., pH 2, 7 oder 10) mit NaOH und HCl. bringen die Lösung auf die entsprechende Temperatur (z.B. RT, 37 ° C oder 80 ° C).</li>
		<li>Übertragen Sie das Hydrogel, das für seine Stabilität in die entsprechende Lösung untersucht werden soll. Nachjustieren des pH-Werts. Hinweis: Alle Hydrogele sollte komplett an dieser Stelle (siehe die Schwellung Ratio) geschwollen sein um die falsche Auslegung des Gewichts durch die Schwellung des Materials zu verhindern.</li>
		<li>Entfernen Sie nach bestimmten Zeitintervallen Hydrogel aus der Projektmappe (z. B. jede Stunde für bis zu 2 Tage), trocknen Sie ihn mit sehr saugfähigem Zellstoff um überschüssiges Wasser zu entfernen, und wiegen es.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Enzymatischen Abbau.
	<ol>
		<li>Bereiten Sie ein Lager Enzymlösung von 300 U Trypsin und Pepsin, gemäß den Anweisungen des Herstellers.</li>
		<li>Übertragen Sie das Hydrogel (z. B. aus Schritt 1,8) auf die passende Lösung. Hinweis: Alle Hydrogele sollte komplett an dieser Stelle geschwollen sein um die falsche Auslegung des Gewichts zu verhindern.</li>
		<li>Entfernen Sie nach bestimmten Zeitintervallen Hydrogel aus der Projektmappe (z. B. stündlich), trocknen Sie ihn mit sehr saugfähigem Zellstoff um überschüssiges Wasser zu entfernen, und wiegen es.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Athrombogenic+hydrogel+coatings+for+medical+devices--Examination+of+biological+properties.">Athrombogenic hydrogel coatings for medical devices--Examination of biological properties.</a> Colloid Surface B. 130, 192-198 (2015).</li><li>L&#252;, S., Li, B., Ni, B., Sun, Z., Liu, M., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermoresponsive+injectable+hydrogel+for+three-dimensional+cell+culture:+chondroitin+sulfate+bioconjugated+with+poly(N-isopropylacrylamide)+synthesized+by+RAFT+polymerization.">Thermoresponsive injectable hydrogel for three-dimensional cell culture: chondroitin sulfate bioconjugated with poly(N-isopropylacrylamide) synthesized by RAFT polymerization.</a> Soft Matter. 7 (22), 10763 (2011).</li><li>Ruoslahti, E., Pierschbacher, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+perspectives+in+cell+adhesion:+RGD+and+integrins.">New perspectives in cell adhesion: RGD and integrins.</a> Science. 238 (4826), 491-497 (1987).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

The production of macroporous matrices can be beneficial to many different fields. It has high technical and economic potential due to the defined structure of the hydrogel and the ability to control and tune specific material properties. However, the introduction of supramolecular structural elements, such as pores or channels, to a 3D template might influence the overall properties of a material, such as the swelling ratio or the stiffness. This can result in the undesired decomposition, degradation, or breakdown of th...

Hydrogele sind Materialien, die bilden unlösliche 3D Netzwerke in der Lage, große Mengen an Wasser zu binden. Solche Materialien bieten hervorragende Bedingungen für lebende Zellen. Derzeit, steigt es Interesse bei der Erzeugung von dreidimensionalen Hydrogel Strukturen und der Entwicklung von Prozessen, deren chemischen und physikalischen Eigenschaften anzupassen. Sobald dies erreicht ist, kann eine Vorlage für das Wachstum von Zellen und die Manipulation von zellulären Verhalten generierte1,2,3,4. Diese 3D Strukturen schaffen nicht nur eine natürlichere und realistische Umgebung als herkömmlichen zweidimensionalen Ansätze, aber sie auch zeigen neue Möglichkeiten für das Wachstum von Stammzellen oder Tumor Modelle5. Unterschiedliche Materialien besitzen eine Reihe von Eigenschaften, die vor allem von der Porengröße des Gel6abhängen. Die Poren spielen eine entscheidende Rolle in Zelle Kultur Anwendungen, Gewebe-Engineering und das gerichtete Wachstum von Stammzellen. Beispielsweise mit Sauerstoff und Nährstoffen durch die Matrix diffundieren und ausreichende Mengen müssen möglicherweise die Zellen7zu erreichen. Auf der anderen Seite schädliche Stoffwechselprodukte müssen so schnell wie möglich entfernt werden, und ausreichend Platz für das Zellwachstum muss7verfügbar sein. Daher beeinflussen die Eigenschaften des Materials und somit die Porengröße stark nutzen und mögliche Einsatzmöglichkeiten der Matrix. Abhängig von den Eigenschaften des Materials, können verschiedene Zellwachstum Prozesse in 3D Zellkultur, einschließlich der Bildung von neuronalen Strukturen auftreten; das Wachstum und die Differenzierung von Zellen der Haut oder Knochen; und das gerichtete Wachstum der spezielle Zelllinien, wie Hepatozyten oder Fibroblasten2,3,8,9,10,11. Ein weiterer entscheidender Punkt Einfluss auf die mögliche Anwendung eines Materials ist seine Stabilität gegen äußere Reize12. Zum Beispiel muss das Hydrogel seine mechanische Integrität in Zellkulturmedien oder den menschlichen Körper pflegen.
In den letzten Jahren auf 3D Zelle Kultur Hydrogele intensiviert Forschung und zahlreiche Studien wurden durchgeführt, um die 3D Architekturen der Systeme13zu beheben. Hydrogele bestehend aus chemisch synthetisierten Komponenten sind am häufigsten untersucht, weil sie leicht synthetisiert und chemisch modifiziert werden können und sie hohen Stabilität weisen (siehe Zhu Et Al., 2011 eine Überprüfung)5. Proteine haben jedoch viele positive Eigenschaften: als so genannte "Präzision Polymere," sie sind biokompatible; Sie haben eine definierte Länge; Sie sind relativ leicht zu ändern; und sie haben eine große Anzahl von Ziel-Websites14,15. In diesem Zusammenhang können hochspezifische, innovative Strukturen für den Einsatz in vielen Bereichen generiert werden. In dieser Studie wurde ein Protein-basierten Hydrogel-16 verwendet, zu zeigen, die Fähigkeit der etablierten Methoden 3D-Architektur des Materials zu beeinflussen. Darüber hinaus wurde die Fähigkeit und die Anwendbarkeit zu Pore Generation auch untersucht.
Viele verschiedene Techniken stehen zur Verfügung, 3D Strukturen, einschließlich einfache Methoden und anspruchsvolle, hochspezialisierte Techniken aus verschiedenen Bereichen der materiellen Wissenschaft zu ändern. Eine weit verbreitete Technik ist die Verwendung von Elektrospinnen, klar definierte Strukturen17zu generieren. Geladene Fasern werden aus einer Lösung durch ein elektrisches Feld gezogen und dann nach Einwirkung von Sauerstoff zu festigen. Auf diese Weise können Fasern im Bereich von einigen Nanometern bis zu mehreren Mikrometern hergestellt werden. Zusätzliche Techniken, um die Größe, Struktur und Verteilung der Poren innerhalb der Matrix zu optimieren sind weiche Lithographie, Photolithographie, hydrodynamische Fokussierung, Elektro-Spritzen und Bio-Druck18,19,20. Ein erheblicher Nachteil dieser Techniken ist ihre Abhängigkeit von bestimmten, teure Ausrüstung und spezielle Chemikalien oder Materialien. Darüber hinaus Erfahrung mit diesen Techniken ist oft nicht direkt übertragbar auf Protein-basierten Materialien, und viele der Chemikalien und Methoden sind nicht kompatibel.
Auf der anderen Seite verlassen viele Techniken sich nicht auf spezielle Ausrüstung, so dass sie einfacher und billiger zu bewerben und zu reproduzieren. Eine weit verbreitete Methode zur Struktur Manipulation ist solvent Casting21,22,23. Partikel werden vor der Polymerisationsreaktion hinzugefügt und sind homogen verteilt, um die Lösung zu sättigen. Nach der Polymerisation führt eine Änderung der Bedingungen, wie eine Verdünnung oder eine pH-Wert-Änderung zu der Solvatation der Teilchen, während die Poren im Material bleiben. Die in diesen Techniken, wie Salz, Zucker, Paraffin, Gelatine und Kreide, verwendeten Chemikalien sind billig und überall verfügbar. Gefriertrocknung, sind geschwollene Hydrogele eingefroren. Die nachfolgenden Sublimierung der flüssigen Phasen unter Vakuum wird dann23,24,25durchgeführt. Wasser Sublimation aus dem Netzwerk ist sanft genug, um die spezifische 3D Strukturen des Materials beibehalten. Im Gas Schäumen ist eine Lösung mit einem Gas strömte, während die Polymerisation erfolgt, Poren im Gel21verlassen. Umfang und Verteilung der Poren können je nach dem Gasstrom eingestellt werden.
Um die Protein-Hydrogel zu bilden, wird BSA mit Tetrakis (Hydroxymethyl) Phosphonium-Chlorid (THPC) in einer Mannich-Typ-Reaktion ermöglicht die Bildung von kovalenten Bindungen zwischen primären Aminen und die Hydroxygruppen der vierarmigen Linker Molekül26reagiert. Mögliche schädliche Zwischenprodukte werden durch übermäßiges Waschen des Materials entfernt, nachdem die Reaktion auftritt.
Diese Studie zeigt die Möglichkeit der Behandlung von einem BSA-basierte Material mit verschiedenen Techniken zu manipulieren und passen Sie die Größe der Poren. Jede der Techniken kann verwendet werden in jedem Labor weltweit, da keine besondere Ausrüstung notwendig ist. Darüber hinaus respektieren wie Schwellung Verhältnis, enzymatische Abbaubarkeit, pH-Stabilität und Temperaturempfindlichkeit, wurden untersucht und im Vergleich zu anderen, verschiedene Parameter, vor allem auf den Einfluss der verschiedenen Techniken auf die Erzeugung von 3D-Architekturen. Zu guter Letzt wurden die Materialien mit Zelle-Klebstoff Peptide zu untersuchen, die mögliche Anwendung der Materialien auf Zellkultur funktionalisiert. Zwei verschiedene Modell-Zell-Linien wurden verwendet: A549 und MCF7.

<table><tbody><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s modified Eagle&amp;rsquo;s medium (high glucose)</td><td>Life Technologies / Thermo Fisher&amp;nbsp;</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Life Technologies / Thermo Fisher&amp;nbsp;</td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Life Technologies / Thermo Fisher&amp;nbsp;</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>MEM Nonessential Amino Acid Solution</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7145-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin EDTA 0.05% Phenol Red</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25300062</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 99.8%, verg&amp;auml;llt</td><td>&amp;Ouml;lfabrik Schmidt</td><td>2133</td><td></td></tr><tr><td>NaCl&amp;nbsp;</td><td>Carl Roth&amp;nbsp;</td><td>9265.1</td><td></td></tr><tr><td>Albumin Fraction V</td><td>Carl Roth&amp;nbsp;</td><td>3854.2</td><td></td></tr><tr><td>THPC</td><td>Sigma Aldrich</td><td>404861-100ML</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>0.1% Triton X-100</td><td>Sigma Aldrich</td><td>X100-100ML</td><td>Slightly toxic</td></tr><tr><td>Phalloidin-rhodamine&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies / Thermo Fisher&amp;nbsp;</td><td>R415</td><td></td></tr><tr><td>3.7% Formaldehyde&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies / Thermo Fisher&amp;nbsp;</td><td>F8775-25ML</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Rhodamine B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>81-88-9</td><td></td></tr><tr><td>Filtropur S 0.2&amp;nbsp;</td><td>Sarsted Ag und Co.</td><td>2 83.1826.001&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>&amp;micro; slide 8 well</td><td>Ibidi GmbH</td><td>80826</td><td></td></tr><tr><td>KCSSGKSRGDS peptide</td><td>UPEP Ulm</td><td>Custom sysnthesis</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 99.8%, verg&amp;auml;llt</td><td>Carl Roth&amp;nbsp;</td><td>K928.5</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 5 ml Polysterene Round-Bottom Tube&amp;nbsp;</td><td>Sarsted Ag und Co.</td><td>62.547.254&amp;nbsp; &amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Tubes 50 ml&amp;nbsp;</td><td>Sarsted Ag und Co.</td><td>62.547.254&amp;nbsp; &amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Tubes 1.5 ml&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Sarsted Ag und Co.</td><td>72,690,001</td><td></td></tr><tr><td>Tubes 2 ml&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Sarsted Ag und Co.</td><td>72,691</td><td></td></tr><tr><td>CELL CULTURE MICROPLATE, 96 WELL, PS, F-BOTTOM</td><td>Greiner</td><td>655073</td><td></td></tr><tr><td>FreezeDryer Epsilon 1-6D,&amp;nbsp;</td><td>Christ, Osterode am Harz, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Confocal Laser Scanning Microscope&amp;nbsp;</td><td>Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zen Software Version 2012 Sp1, black edition, 407 version 8,1,0,484</td><td>Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GSA Imaga Analyzer Software, GSA Image Analyzer, GSA, Version 419 3.8.7</td><td>GSA GmbH</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

easy manipulation of architectures in protein-based hydrogels for cell culture applications

Hydrogele sind anerkannte vielversprechende Materialien für Zelle Kultur Anwendungen aufgrund ihrer Fähigkeit, stark hydratisiert Zelle Umgebungen bereitzustellen. Bereich der 3D Vorlagen steigt wegen der möglichen Ähnlichkeit dieser Materialien, die natürliche extrazelluläre Matrix. Protein-basierte Hydrogele sind besonders Erfolg versprechend, weil sie leicht funktionalisiert können und definierte Strukturen mit einstellbaren physikalisch-chemischen Eigenschaften erreichen können. Allerdings ist die Produktion von makroporösen 3D Vorlagen für die Zelle Kultur Anwendungen mit natürlichen Materialien oft durch ihre schwächeren mechanische Eigenschaften im Vergleich zu synthetischen Materialien begrenzt. Hier wurden verschiedene Methoden ausgewertet, um makroporöse Rinderserumalbumin (BSA) produzieren-basierte Hydrogel-Systeme mit einstellbare Porengrößen im Bereich von 10 bis 70 µm im Umkreis. Darüber hinaus wurde eine Methode zur Erzeugung Kanäle in diesem Protein-basierten Material, das mehrere hundert Mikrometer lang sind. Die verschiedenen Methoden, Poren, sowie den Einfluss der Porengröße auf Materialeigenschaften wie Schwellungen, Verhältnis, pH-Wert, Temperaturstabilität und enzymatischen Abbau Verhalten, produzieren wurden analysiert. Porengrößen wurden im native, geschwollene Bundesstaat die Hydrogele mit konfokale Laser-scanning-Mikroskopie untersucht. Die Machbarkeit für Zelle Kultur Anwendungen wurde eine Zelle-Klebstoff RGD Peptid Modifikation des Systems der Protein und zwei Modell-Zelllinien bewertet: menschlichen Brustkrebszellen (A549) und adenocarcinomic menschlichen alveoläre basalen Epithelzellen (MCF7).

Hydrogel development has become one of the most prominent fields in material research-related biological studies, with thousands of entries indexed in scientific research archives. Although the behavior of many systems is well studied, the manipulation of 3D networks, especially of sensitive protein-based materials, is often a major issue in material science. Another commonly underestimated challenge is the correct measurement of the native structure of a material using cryo electron micr...

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Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications

Verschiedene Methoden zu manipulieren, dreidimensionalen Architektur in Protein-basierte Hydrogele werden hier in Bezug auf die Materialeigenschaften ausgewertet. Die makroporöse Netze sind mit einer Zelle-Klebstoff-Peptid funktionalisiert und deren Umsetzbarkeit in der Zellkultur wird ausgewertet, mit zwei verschiedenen Modell-Zelllinien.

Einfache Handhabung von Architekturen in Protein-basierte Hydrogele für Zelle Kultur Anwendungen

Hydrogels are recognized as promising materials for cell culture applications due to their ability to provide highly hydrated cell environments. The field ...

easy-manipulation-architectures-protein-based-hydrogels-for-cell

Research

JoVE Journal

Biochemistry

6.7K Aufrufe.  Ulm University. Verschiedene Methoden zu manipulieren, dreidimensionalen Architektur in Protein-basierte Hydrogele werden hier in Bezug auf die Materialeigenschaften ausgewertet. Die makroporöse Netze sind mit einer Zelle-Klebstoff-Peptid funktionalisiert und deren Umsetzbarkeit in der Zellkultur wird ausgewertet, mit zwei verschiedenen Modell-Zelllinien.

Serie: Easy Manipulation of Architectures in Protein-based Hydrogels for Cell Culture Applications

Microfabricated Platforms for Mechanically Dynamic Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or fundamental cell biology studies is limited by current bioreactor technologies, which cannot simultaneously apply a variety of mechanical stimuli to cultured cells. In order to address this issue, we have developed a series of microfabricated platforms designed to screen for the effects of mechanical stimuli in a high-throughput format. In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and further demonstrate how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

Mikrofabrizierten Plattformen für Mechanisch Dynamische Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or ...

Forschung

Biotechnik

Fabrication of Micropatterned Hydrogels for Neural Culture Systems using Dynamic Mask Projection Photolithography

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the need for 3D environments to represent in vitro experiments which better mimic in vivo qualities 1-3. Studies in fields such as cancer research 4, neural engineering 5, cardiac physiology 6, and cell-matrix interaction7,8have shown cell behavior differs substantially between traditional monolayer cultures and 3D constructs.
Hydrogels are used as 3D environments because of their variety, versatility and ability to tailor molecular composition through functionalization 9-12. Numerous techniques exist for creation of constructs as cell-supportive matrices, including electrospinning13, elastomer stamps14, inkjet printing15, additive photopatterning16, static photomask projection-lithography17, and dynamic mask microstereolithography18. Unfortunately, these methods involve multiple production steps and/or equipment not readily adaptable to conventional cell and tissue culture methods. The technique employed in this protocol adapts the latter two methods, using a digital micromirror device (DMD) to create dynamic photomasks for crosslinking geometrically specific poly-(ethylene glycol) (PEG) hydrogels, induced through UV initiated free radical polymerization. The resulting "2.5D" structures provide a constrained 3D environment for neural growth. We employ a dual-hydrogel approach, where PEG serves as a cell-restrictive region supplying structure to an otherwise shapeless but cell-permissive self-assembling gel made from either Puramatrix or agarose. The process is a quick simple one step fabrication which is highly reproducible and easily adapted for use with conventional cell culture methods and substrates.
Whole tissue explants, such as embryonic dorsal root ganglia (DRG), can be incorporated into the dual hydrogel constructs for experimental assays such as neurite outgrowth. Additionally, dissociated cells can be encapsulated in the photocrosslinkable or self polymerizing hydrogel, or selectively adhered to the permeable support membrane using cell-restrictive photopatterning. Using the DMD, we created hydrogel constructs up to ~1mm thick, but thin film (&lt;200 &mu;m) PEG structures were limited by oxygen quenching of the free radical polymerization reaction. We subsequently developed a technique utilizing a layer of oil above the polymerization liquid which allowed thin PEG structure polymerization.
In this protocol, we describe the expeditious creation of 3D hydrogel systems for production of microfabricated neural cell and tissue cultures. The dual hydrogel constructs demonstrated herein represent versatile in vitro models that may prove useful for studies in neuroscience involving cell survival, migration, and/or neurite growth and guidance. Moreover, as the protocol can work for many types of hydrogels and cells, the potential applications are both varied and vast.

Simple techniques are described for the rapid production of microfabricated neural culture systems using a digital micromirror device for dynamic mask projection lithography on regular cell culture substrates. These culture systems may be more representative of natural biological architecture, and the techniques described could be adapted for numerous applications.

Herstellung von mikrostrukturierten Hydrogele für Neural Kultur-Systeme mit Dynamic Mask Projektion Photolithographie

Increasingly, patterned cell culture environments are becoming a relevant technique to study cellular characteristics, and many researchers believe in the ...

Preparation of Hydroxy-PAAm Hydrogels for Decoupling the Effects of Mechanotransduction Cues

It is now well established that many cellular functions are regulated by interactions of cells with physicochemical and mechanical cues of their extracellular matrix (ECM) environment. Eukaryotic cells constantly sense their local microenvironment through surface mechanosensors to transduce physical changes of ECM into biochemical signals, and integrate these signals to achieve specific changes in gene expression. Interestingly, physicochemical and mechanical parameters of the ECM can couple with each other to regulate cell fate. Therefore, a key to understanding mechanotransduction is to decouple the relative contribution of ECM cues on cellular functions.
Here we present a detailed experimental protocol to rapidly and easily generate biologically relevant hydrogels for the independent tuning of mechanotransduction cues in vitro. We chemically modified polyacrylamide hydrogels (PAAm) to surmount their intrinsically non-adhesive properties by incorporating hydroxyl-functionalized acrylamide monomers during the polymerization. We obtained a novel PAAm hydrogel, called hydroxy-PAAm, which permits immobilization of any desired nature of ECM proteins. The combination of hydroxy-PAAm hydrogels with microcontact printing allows to independently control the morphology of single-cells, the matrix stiffness, the nature and the density of ECM proteins. We provide a simple and rapid method that can be set up in every biology lab to study in vitro cell mechanotransduction processes. We validate this novel two-dimensional platform by conducting experiments on endothelial cells that demonstrate a mechanical coupling between ECM stiffness and the nucleus.

We present a new polyacrylamide hydrogel, called hydroxy-PAAm, that allows a direct binding of ECM proteins with minimal cost or expertise. The combination of hydroxy-PAAm hydrogels with microcontact printing facilitates independent control of many cues of the natural cell microenvironment for studying cellular mechanostransduction.

Herstellung von Hydroxy-PAAm Hydrogele zur Entkopplung der Auswirkungen von Mechanotransduction Cues

It is now well established that many cellular functions are regulated by interactions of cells with physicochemical and mechanical cues of their ...

Construction of Modular Hydrogel Sheets for Micropatterned Macro-scaled 3D Cellular Architecture

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue geometry. The resulting 3D hydrogel-based cellular constructs have been introduced as an alternative to animal experiments for advanced biological studies, pharmacological assays and organ transplant applications. Although hydrogel-based particles and fibers can be easily fabricated, it is difficult to manipulate them for tissue reconstruction. In this video, we describe a fabrication method for micropatterned alginate hydrogel sheets, together with their assembly to form a macro-scale 3D cell culture system with a controlled cellular microenvironment. Using a mist form of the calcium gelling agent, thin hydrogel sheets are easily generated with a thickness in the range of 100 - 200 &#181;m, and with precise micropatterns. Cells can then be cultured with the geometric guidance of the hydrogel sheets in freestanding conditions. Furthermore, the hydrogel sheets can be readily manipulated using a micropipette with an end-cut tip, and can be assembled into multi-layered structures by stacking them using a patterned polydimethylsiloxane (PDMS) frame. These modular hydrogel sheets, which can be fabricated using a facile process, have potential applications of in vitro drug assays and biological studies, including functional studies of micro- and macrostructure and tissue reconstruction.

We describe the fabrication of micropatterned hydrogel sheets using a simple process, which can be assembled and manipulated in a freestanding form. Using these modular hydrogel sheets, a simple macro-scaled 3D cell culture system can be generated with a controlled cellular microenvironment.

Bau von Modular Hydrogel Blätter für mikrostrukturierten Makro skaliert 3D Cellular Architektur

Hydrogels can be patterned at the micro-scale using microfluidic or micropatterning technologies to provide an in vivo-like three-dimensional (3D) tissue ...

Light-mediated Formation and Patterning of Hydrogels for Cell Culture Applications

Click chemistries have been investigated for use in numerous biomaterials applications, including drug delivery, tissue engineering, and cell culture. In particular, light-mediated click reactions, such as photoinitiated thiol&#8722;ene and thiol&#8722;yne reactions, afford spatiotemporal control over material properties and allow the design of systems with a high degree of user-directed property control. Fabrication and modification of hydrogel-based biomaterials using the precision afforded by light and the versatility offered by these thiol&#8722;X photoclick chemistries are of growing interest, particularly for the culture of cells within well-defined, biomimetic microenvironments. Here, we describe methods for the photoencapsulation of cells and subsequent photopatterning of biochemical cues within hydrogel matrices using versatile and modular building blocks polymerized by a thiol&#8722;ene photoclick reaction. Specifically, an approach is presented for constructing hydrogels from allyloxycarbonyl (Alloc)-functionalized peptide crosslinks and pendant peptide moieties and thiol-functionalized poly(ethylene glycol) (PEG) that rapidly polymerize in the presence of lithium acylphosphinate photoinitiator and cytocompatible doses of long wavelength ultraviolet (UV) light. Facile techniques to visualize photopatterning and quantify the concentration of peptides added are described. Additionally, methods are established for encapsulating cells, specifically human mesenchymal stem cells, and determining their viability and activity. While the formation and initial patterning of thiol-alloc hydrogels are shown here, these techniques broadly may be applied to a number of other light and radical-initiated material systems (e.g., thiol-norbornene, thiol-acrylate) to generate patterned substrates.

We describe a sequential process for light-mediated formation and subsequent biochemical patterning of synthetic hydrogel matrices for three-dimensional cell culture applications. The construction and modification of hydrogels with cytocompatible photoclick chemistry is demonstrated. Additionally, facile techniques to quantify and observe patterns and determine cell viability within these hydrogels are presented.

Licht-vermittelte Bildung und Musterung von Hydrogelen für Zellkulturanwendungen

Click chemistries have been investigated for use in numerous biomaterials applications, including drug delivery, tissue engineering, and cell culture. In ...

Tunable Hydrogels from Pulmonary Extracellular Matrix for 3D Cell Culture

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung tissue from porcine, rat, or mouse, the tissue is perfused and submerged in subsequent chemical detergents to remove the cellular debris. Histological comparison of the tissue before and after processing confirms removal of over 95% of double stranded DNA and alpha galactosidase staining suggests the majority of cellular debris is removed. After decellularization, the tissue is lyophilized and then cryomilled into a powder. The matrix powder is digested for 48 hr in an acidic pepsin digestion solution and then neutralized to form the pregel solution. Gelation of the pregel solution can be induced by incubation at 37 &#176;C and can be used immediately following neutralization or stored at 4 &#176;C for up to two weeks. Coatings can be formed using the pregel solution on a non-treated plate for cell attachment. Cells can be suspended in the pregel prior to self-assembly to achieve a 3D culture, plated on the surface of a formed gel from which the cells can migrate through the scaffold, or plated on the coatings. Alterations to the strategy presented can impact gelation temperature, strength, or protein fragment sizes. Beyond hydrogel formation, the hydrogel stiffness may be increased using genipin.

This is a method to create a 3-dimensional cell culture scaffold from pulmonary extracellular matrix. Intact lung is processed into hydrogels that can support the growth of cells in three-dimensions.

Tunable Hydrogele aus Pulmonary Extrazellulärmatrix für 3D-Zellkultur

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung ...

Patterning Bioactive Proteins or Peptides on Hydrogel Using Photochemistry for Biological Applications

There are many biological stimuli that can influence cell behavior and stem cell differentiation. General cell culture approaches rely on soluble factors within the medium to control cell behavior. However, soluble additions cannot mimic certain signaling motifs, such as matrix-bound growth factors, cell-cell signaling, and spatial biochemical cues, which are common influences on cells. Furthermore, biophysical properties of the matrix, such as substrate stiffness, play important roles in cell fate, which is not easily manipulated using conventional cell culturing practices. In this method, we describe a straightforward protocol to provide patterned bioactive proteins on synthetic polyethylene glycol (PEG) hydrogels using photochemistry. This platform allows for the independent control of substrate stiffness and spatial biochemical cues. These hydrogels can achieve a large range of physiologically relevant stiffness values. Additionally, the surfaces of these hydrogels can be photopatterned with bioactive peptides or proteins via thiol-ene click chemistry reactions. These methods have been optimized to retain protein function after surface immobilization. This is a versatile protocol that can be applied to any protein or peptide of interest to create a variety of patterns. Finally, cells seeded onto the surfaces of these bioactive hydrogels can be monitored over time as they respond to spatially specific signals.

In this method, we use photopolymerization and click chemistry techniques to create protein or peptide patterns on the surface of polyethylene glycol (PEG) hydrogels, providing immobilized bioactive signals for the study of cellular responses in vitro.

Musterung bioaktive Proteine oder Peptide auf Hydrogel mit Photochemie für biologische Anwendungen

There are many biological stimuli that can influence cell behavior and stem cell differentiation. General cell culture approaches rely on soluble factors ...

Production of Elastin-like Protein Hydrogels for Encapsulation and Immunostaining of Cells in 3D

Two-dimensional (2D) tissue culture techniques have been essential for our understanding of fundamental cell biology. However, traditional 2D tissue culture systems lack a three-dimensional (3D) matrix, resulting in a significant disconnect between results collected in vitro and in vivo. To address this limitation, researchers have engineered 3D hydrogel tissue culture platforms that can mimic the biochemical and biophysical properties of the in vivo cell microenvironment. This research has motivated the need to develop material platforms that support 3D cell encapsulation and downstream biochemical assays. Recombinant protein engineering offers a unique toolset for 3D hydrogel material design and development by allowing for the specific control of protein sequence and therefore, by extension, the potential mechanical and biochemical properties of the resultant matrix. Here, we present a protocol for the expression of recombinantly-derived elastin-like protein (ELP), which can be used to form hydrogels with independently tunable mechanical properties and cell-adhesive ligand concentration. We further present a methodology for cell encapsulation within ELP hydrogels and subsequent immunofluorescent staining of embedded cells for downstream analysis and quantification.

Recombinant protein-engineered hydrogels are advantageous for 3D cell culture as they allow for complete tunability of the polymer backbone and therefore, the cell microenvironment. Here, we describe the process of recombinant elastin-like protein purification and its application in 3D hydrogel cell encapsulation.

Produktion von Elastin-Like Protein Hydrogele für Kapselung und Immunostaining Zellen in 3D

Two-dimensional (2D) tissue culture techniques have been essential for our understanding of fundamental cell biology. However, traditional 2D tissue ...

Measuring Global Cellular Matrix Metalloproteinase and Metabolic Activity in 3D Hydrogels

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) culture systems. However, measurement of cell function in 3D culture is often more challenging. Many biological assays require retrieval of cellular material which can be difficult in 3D cultures. One way to address this challenge is to develop new materials that enable measurement of cell function within the material. Here, a method is presented for measurement of cellular matrix metalloproteinase (MMP) activity in 3D hydrogels in a 96-well format. In this system, a poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogel is functionalized with a fluorogenic MMP cleavable sensor. Cellular MMP activity is proportional to fluorescence intensity and can be measured with a standard microplate reader. Miniaturization of this assay to a 96-well format reduced the time required for experimental set up by 50% and reagent usage by 80% per condition as compared to the previous 24-well version of the assay. This assay is also compatible with other measurements of cellular function. For example, a metabolic activity assay is demonstrated here, which can be conducted simultaneously with MMP activity measurements within the same hydrogel. The assay is demonstrated with human melanoma cells encapsulated across a range of cell seeding densities to determine the appropriate encapsulation density for the working range of the assay. After 24 h of cell encapsulation, MMP and metabolic activity readouts were proportional to cell seeding density. While the assay is demonstrated here with one fluorogenic degradable substrate, the assay and methodology could be adapted for a wide variety of hydrogel systems and other fluorescent sensors. Such an assay provides a practical, efficient and easily accessible 3D culturing platform for a wide variety of applications.

Here, a protocol is presented for encapsulating and culturing cells in poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogels functionalized with a fluorogenic matrix metalloproteinase (MMP)-degradable peptide. Cellular MMP and metabolic activity are measured directly from the hydrogel cultures using a standard microplate reader.

Messung der globalen zellulären Matrix Metalloproteinase und metabolische Aktivität in 3D Hydrogele

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) ...

Controlled Strain of 3D Hydrogels under Live Microscopy Imaging

External forces are an important factor in tissue formation, development, and maintenance. The effects of these forces are often studied using specialized in vitro stretching methods. Various available systems use 2D substrate-based stretchers, while the accessibility of 3D techniques to strain soft hydrogels, is more restricted. Here, we describe a method that allows external stretching of soft hydrogels from their circumference, using an elastic silicone strip as the sample carrier. The stretching system utilized in this protocol is constructed from 3D-printed parts and low-cost electronics, making it simple and easy to replicate in other labs. The experimental process begins with polymerizing thick (&#62;100 &#956;m) soft fibrin hydrogels (Elastic Modulus of ~100 Pa) in a cut-out at the center of a silicone strip. Silicone-gel constructs are then attached to the printed-stretching device and placed on the confocal microscope stage. Under live microscopy the stretching device is activated, and the gels are imaged at various stretch magnitudes. Image processing is then used to quantify the resulting gel deformations, demonstrating relatively homogenous strains and fiber alignment throughout the gel&#8217;s 3D thickness (Z-axis). Advantages of this method include the ability to strain extremely soft hydrogels in 3D while executing in situ microscopy, and the freedom to manipulate the geometry and size of the sample according to the user&#8217;s needs. Additionally, with proper adaptation, this method can be used to stretch other types of hydrogels (e.g., collagen, polyacrylamide or polyethylene glycol) and can allow for analysis of cells and tissue response to external forces under more biomimetic 3D conditions.

The presented method involves uniaxial stretching of 3D soft hydrogels embedded in silicone rubber while allowing live confocal microscopy. Characterization of the external and internal hydrogel strains as well as fiber alignment are demonstrated. The device and protocol developed can assess the response of cells to various strain regimes.

Kontrollierte Dehnung von 3D-Hydrogelen unter Live-Mikroskopie-Bildgebung

External forces are an important factor in tissue formation, development, and maintenance. The effects of these forces are often studied using specialized ...